Die Finanzierung für die Komposition und Veröffentlichung dieses Papiers wurde durch mehrere Finanzhilfen und Aufträge an die Chironomidae Research Group (LC Ferrington, Jr., PI) in der Abteilung Entomologie an der Universität von Minnesota, um Nathan Roberts für den Austausch von Feldarbeit Fotografien als Zahlen verwendet wird. Dank in dem Video mit dieser Handschrift verbunden.

1. Vorbereitung der Feld Sammlung Supplies <ol><li> Bestimmen die Anzahl der Proben, die SFPE bezogen auf das Studiendesign gesammelt werden sollen, und erwerben eine Probengefäß (beispielsweise 60 ml) für jede Probe. </li><li> Bereiten Sie zwei Datum und Ort Etiketten für jede Probe jar. Legen Sie eine auf der Innenseite und bringen die anderen an der Außenseite des Glases. Stellen Sie sicher, dass jedes Datum und Ort Etikett enthält die folgenden Informationen: Staat, Land, Landkreis, Stadt, Wasserkörper, GPS-Koordinaten, Datum und Name der Person (en) das Sammeln der Probe. </li><li> Sammeln Sie anderen speziellen Materialien und Geräte (siehe Tabelle spezifischer Materialien / Ausrüstung). </li></ol> 2. Feld Sammlung <ol><li> Halten Sie ein Larvenschale in einer Hand und ein Sieb in der anderen. Tauchen Sie den Larvenschale ins Wasser, wo SFPE sammeln (zB Schaum Ansammlungen, Baumstümpfe, Auftauchende Vegetation, Schutt, wieder Wirbel, und entlang bank Kanten) (2A), ermöglichen watäh, exuviae, und Schutt, um die Larvenschale geben, und dieses Material durch das Sieb gießen. Wenn Probenahme in einem lotic System, beginnen am unteren Ende der Probe zu erreichen und arbeiten stromaufwärts (2B). Wenn Probenahme in einem lentic System, beginnen an der Windrichtung Küstenlinie. <ol><li> Wiederholen Sie Schritt 2.1 für 10 Minuten (oder zu einem anderen für einen bestimmten Probenahmeverfahren definiert) innerhalb jeder vordefinierten Proben Reichweite (in der Regel 100 bis 200 m für Proben von Ströme gesammelt, aber abhängig von der Gesamtfläche der Wassermessstelle); bewegen sich zwischen SFPE Akkumulation Bereichen nach Bedarf. </li></ol></li><li> Konzentrieren Ablagerungen in einem Bereich des Siebes mit Spritzflasche mit Wasser aus der Probe Seite gefüllt und sorgfältig über SFPE Probe vor, eine markierte Probe jar mit Hilfe einer Pinzette und einem Strom von Ethanol aus einer Spritzflasche. Füllen Probenglas mit Ethanol. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.1 und 2.2 für alle Proben. </li></ol> 3. Probe Picking HINWEIS: Der Rest dieses Protokoll bezieht sich auf ein 300 SFPE Teilprobe und müssen möglicherweise für andere Teilprobe Größen verändert werden. Siehe Bouchard und Ferrington die 9 Unterabtastung und Abtastfrequenz Richtlinien für Schneiderei SFPE Methoden zu studieren spezifische Ziele und Ressourcen zu treffen. <ol><li> Vergeben Sie einen 1-Dram-Fläschchen für jeden SFPE Probe; bereiten ein Datum und Ort Etikett im Inneren jedes Fläschchen legen und füllen Sie das Fläschchen ¾ mit Ethanol. </li><li> Entfernen Sie den Deckel von der entsprechenden Probengefäß und überprüfen Sie die beigefügten Puppen exuviae. Inhalte aus dem Deckel sanft ausspülen auf eine Petrischale mit Spritzflasche mit Ethanol gefüllt. Suchen und entfernen Sie Etikett von der Innenseite des Probenglas mit einer Pinzette und sanft spülen Inhalte aus dem Etikett auf der Petrischale. Set-Label zur Seite. </li><li> Den Inhalt des Probenglas in eine Larvenschale, Spülen mit Ethanol, um sicherzustellen, keine SFPE verbleiben im Probengefäß. Bringen Sie einen Teil des Puppen exuviae, resiGrund und Ethanol aus dem Fach an die Petrischale. Sicherzustellen, dass die Probe in Ethanol bedeckt. </li><li> Legen Sie die Petrischale unter einem Stereomikroskop. Systematisch scannen den Inhalt der Petrischale für Puppen exuviae. Wählen Sie alle Puppen exuviae aus der Schale mit einer Pinzette und Ort in das Fläschchen. Proben, die defekt sind Wählen Sie nicht (dh, die nicht über mindestens die Hälfte der Cephalothorax und Bauch), getrocknet, oder komprimiert werden, um spätere Identifikationsprobleme zu vermeiden. HINWEIS: Identifizierung von Arten häufig erforderlich, dass die gesamte Probe ist vorhanden, wenn auch in einigen Fällen Gattung Ebene Identifizierung möglich mit Teilproben sein. <ol><li> Swirl Gericht und scannen für zusätzliche Puppen exuviae auch etwaige auf Seiten der Schüssel stecken könnte, sowie, alle kleinen und scheinenden Proben, die zunächst nicht erkannt haben kann. Wiederholen, bis zwei aufeinanderfolgende Scans zeigen keine zusätzlichen Puppen exuviae. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.3 und3.4 bis alle oder 300 Puppen exuviae wurden abgeholt. Wenn 300 Puppen exuviae wurden abgeholt, geben Sie den Rückstand aus der Petrischale auf die Larvenschale und spülen Sie die Petrischale mit Ethanol. Dann überweisen Sie den Rückstand aus der Larvenschale auf den leeren Probenglas, fügen Sie das Datum und die Ortschaft Etikett, und setzen Sie den Deckel auf den Topf. Behalten oder abgeben Rückstand nach projektspezifischen Protokollen. </li></ol> 4. Proben Sortierung <ol><li> Gießen Sie alle abgeholt Puppen exuviae von dem markierten Fläschchen in eine Petrischale mit ausreichend Ethanol zu decken nur Proben gefüllt. </li><li> Unter einem Stereomikroskop, separate Proben in verschiedene morphologische Gruppen (dh morphotaxa) und ordnen Sie morphotaxon in separat eine markierte Ampullen gefüllt 3/4 th voll mit Ethanol. <ol><li> Nutzen Sie externe morphologischen Eigenschaften zu Zuck morphotaxa trennen. Beispielsweise aus Cephalothorax verwenden Unterschiede in Gegenwart, der Größe, der Form undFärbung der Kopf Tuberkel frontal Warzen, frontal Seten und Brusthorn. Aus dem Bauch, benutzen Sie Stacheln, hookrows, shagreen, Seten und Ausläufer der Abdominalsegmente, zusätzlich zu den anal Lappen für morphotaxa Trennung (4A). Siehe Ferrington, et al. 5, Sæther 26. Pinder und Reiss 27 zusätzliche Beschreibungen und Abbildungen der morphologischen Eigenschaften. </li><li> Verwenden Sie zusätzliche Ethanol, wenn Proben zu trocknen beginnen. </li></ol></li></ol> 5. Schieben Montage <ol><li> Füllen einer Vertiefung einer Multi-Well-Platte für jede morphotaxon mit 95% Ethanol. <ol><li> Platzieren Sie mehrere Darstellungen (zB 25% der Gesamt) jedes morphotaxon zu Rutsche in die einzelnen Vertiefungen der Platte montiert werden. Erlauben Proben gut sitzen in für mindestens 10 min, ausreichend zu entwässern. </li></ol></li><li> Etikettenträger mit geeigneten Ort, Sammlung und Identifizierung informatiauf (Abbildung 3). </li><li> Den Objektträger auf dem Stereomikroskop. HINWEIS: Eine Vorlage des Schlittens auf die Bühne mit Klebeband ist für die konsequente Platzierung. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Euparal auf der Folie; verbreiten Euparal so daß er die Größe des Deck annähert. Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal. Hinweis: Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal. </li><li> Betten Sie einen Vertreter aus der ersten in die morphotaxon Euparal mit einer Pinzette. HINWEIS: Um überschüssige Ethanol von der Probe ungültig, mit einer Pinzette, leicht auf Probe auf Laborwischtücher vor der Einbettung in Euparal. </li><li> Trennen Sie die Cephalothorax aus dem Bauch mit spitzen Pinzette und / oder Dissektion Sonden (4A). <ol><li> Teilen Sie die Cephalothorax entlang der Naht ecdysial (4B) und öffnen Sie die Cephalothorax so dass die Nahtkanten auf gegenüberliegenden Seiten (4C). </li><li> Richten Sie die cephalothorax so dass die Bauchseite nach oben zeigt (4C). </li><li> Positionieren Sie den Bauch Rückenseite nach oben; unmittelbar unterhalb der cephalothorax (4C). </li></ol></li><li> Legen Sie ein Deckglas auf die Probe. Halten Sie Deckglas in einem Winkel, mit einer Kante berühren Sie die Folie, und dann langsam tiefer und Drop das Deckglas der Luftblasenbildung zu reduzieren. Drücken Sie leicht auf das Deckglas der Probe zu glätten. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.3 bis 5.7 für alle Proben dehydriert. </li></ol> 6. Genus Identification <ol><li> Bestimmen Sie, Gattung der Objektträger angebrachten Proben unter Verwendung eines zusammengesetzten Mikroskop. Identifizieren Sie Proben zur Gattung mit den Tasten und Diagnosen in Wiederholm 28 und Ferrington, et al. 5. Bei Bedarf bestätigen familien Ebene Identifikation mittels Ferrington, et al. 5. HINWEIS: Es gibt zahlreiche allgemeine Beschreibungen und Revisionen seit Wiederholm 28 und Ferrington,et al. 5 sind daher diese Tasten und Diagnosen unvollständig und müssen mit Primärliteratur ergänzt werden. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Die wichtigsten Schritte für eine erfolgreiche SFPE Probensammlung, Kommissionierung, Sortierung, Schienenführung und Identifikation sind: (1) Lokalisieren Gebieten mit hohem SFPE Akkumulation im Untersuchungsgebiet während der Feldsammlung (2A); (2) langsames Abtasten der Inhalt der Petrischale für die Detektion aller SFPE während der Probensammeln; (3) Entwicklung der erforderlichen manuellen Geschicklichkeit, um die Cephalothorax aus dem Bauch während der Schienenführung (4A) ...

Biomonitoring-Programme, die lebende Organismen zu verwenden, um Umwelt und Gesundheit zu bewerten, werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu beurteilen oder Erfolg der Wiederherstellung der Ökosysteme Programme überwachen. Schnelle bioassessment Protokolle (RBP) mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen waren unter den Zustand der Wasserressourcen Agenturen beliebt seit 1989 1. Traditionelle Methoden der Probenahme Makrozoobenthos für RBPs, wie die DIP-net, Surber Sampler, und Hess-Sampler 2, können zeit- aufwendig, teuer und kann nur messen Assemblagen von einem bestimmten Mikrohabitat 3. Eine effiziente, alternative RBP zur Erzeugung biologischer Informationen zu einem bestimmten Wasserkörper beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE) 3. Die Chironomidae (Insecta: Diptera), allgemein bekannt als Zuckmücken genannt, sind holometabolous Fliegen, die in der Regel in der aquatischen Umwelt auftreten, bevor Schwellen als Erwachsene<html> 60; auf der Oberfläche des Wassers. Die Zuck Familie ist artenreich, mit rund 5.000 weltweit beschriebenen Arten; sind jedoch so viele wie 20.000 Arten schätzungsweise 4 existiert. Chironomiden sind nützlich bei der Dokumentation von Wasser und Lebensraumqualität in vielen aquatischen Ökosystemen aufgrund ihrer hohen Vielfalt und variable Verschmutzung Toleranzen 5. Außerdem sind sie oft die reichlich vorhanden und weit verbreitet Makrozoobenthos in Wassersystemen, in der Regel, die 50% oder mehr der Spezies in der Gemeinschaft 5,6. Nach Entstehung der terrestrischen Erwachsenen, die Puppen exuviae (Gusspuppenhaut) bleibt schwimmt auf der Wasseroberfläche (Abbildung 1). Puppen exuviae akkumulieren entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Einwirkung von Wind oder Wasser Strom und kann einfach und schnell gesammelt, um eine umfassende Stichprobe von Zuckmücken-Arten, die in der vorangegangenen 24-48 hr 7 entstanden sind zu geben. ntent &quot;&gt; Die relative Häufigkeit und taxonomische Zusammensetzung der gesammelten SFPE spiegelt die Wasserqualität, wenn man bedenkt, dass einige Arten sind sehr tolerant Verschmutzung, während andere sehr empfindlich 5 Die SFPE Verfahren hat viele Vorteile gegenüber herkömmlichen Larvenzuckstichprobenverfahren, einschließlich:. (1) minimal , falls vorhanden, tritt Lebensraum Störung bei einer Stichprobenraum, (2) Proben nicht auf das Sammeln von lebenden Organismen zu konzentrieren, sondern die nicht-lebenden Haut, so dass die Flugbahn des Gemeinschaftsdynamik nicht beeinträchtigt wird, (3) die Identifizierung an Gattung und oft Spezies ist relativ leicht entsprechenden Tasten und Beschreibungen 3 gegeben, (4) der Erhebung, Verarbeitung und Identifizieren Proben ist effizient und wirtschaftlich im Vergleich zu herkömmlichen Methoden zur Probenahme 3,8,9, (5) angesammelt exuviae stellen Taxa, die von ihren Ursprung haben eine breite Palette von Mikrohabitaten 10, (6) das Verfahren ist in fast allen aquatischen Umwelt, einschließlich Bächen und Flüssen, Flussmündungen, lakes, Teichen, Felsen-Pools, und Feuchtgebieten; und (7) SFPE vielleicht ein empfindlicher Indikator für die Gesundheit Ökosystem, da sie Personen, die alle unreifen Stadien abgeschlossen haben und erfolgreich wie Erwachsene 11 entstanden darstellen. Die SFPE Methode ist nicht ein neuer Ansatz für die Sammlung von Informationen über Zuck Gemeinden. Die Nutzung SFPE wurde zuerst von Thienemann 12 in den frühen 1900er Jahren vorgeschlagen. Eine Vielzahl von Studien haben SFPE für taxonomische Studien (zB 13-15), die biologische Vielfalt und ökologische Studien (zB 7,16-19), und biologische Assessments (zB 20-22). Darüber hinaus haben einige Studien verschiedene Aspekte der Stichprobenplan, Stichprobengröße und Anzahl der Proben Veranstaltungen für das Erreichen verschiedener Erfassungsebenen von Arten oder Gattungen (zB 8,9,23) erforderlich gerichtet. Diese Studien zeigen, dass relativ hohe Prozentsätze der Art oder Gattung kann mit moderaten effor nachgewiesen werdent oder Kosten mit Probenverarbeitung verbunden. B. Anderson und Ferrington 8 bestimmt, dass auf der Grundlage einer 100-count Teilprobe, 1/3 weniger Zeit erforderlich war, um SFPE Proben im Vergleich zu Proben-net tauchen holen. Eine andere Studie festgestellt, dass 3-4 SFPE Proben konnten sortiert und für jede dip-net Probe und dass SFPE Proben waren effizienter als Dip-net Proben bei Erkennen Arten als Artenzahl um 3 identifiziert werden. Beispielsweise an Standorten mit Artenreichtum Werte 15-16 Arten, war die durchschnittliche Tauchnettowirkungsgrad von 45,7%, während SFPE Proben waren 97,8% effiziente 3. Wichtig ist, dass die SFPE Verfahren in der Europäischen Union 24 genormt (bekannt als Zuck pupal exuviae Technik (CPET)) und Nordamerika 25 zum ökologischen Bewertung, aber das Verfahren ist nicht im Detail beschrieben worden. Eine Anwendung der SFPE Methodik wurde von Ferrington, et al. <sup&gt; 3; jedoch war der Schwerpunkt dieser Studie, um die Effizienz, Wirksamkeit und Wirtschaftlichkeit des SFPE Verfahren zu bewerten. Das Ziel dieser Arbeit ist es, alle Schritte des SFPE Verfahren im Detail zu beschreiben, einschließlich Probenahme, Laborverarbeitung, Schienenführung und Gattung Identifikation. Die Zielgruppe umfasst Studenten, Forscher und Fachkräfte in den Ausbau der traditionellen Überwachung der Wasserqualität Bemühungen in ihren Studien.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S25309B&#160;</td>
			<td>70-95%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic wash bottles</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0340923B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sample jar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333510B</td>
			<td>Glass or plastic, 60-mL recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Testing sieve</td>
			<td>Advantech</td>
			<td>120SS12F</td>
			<td>125-micron mesh size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larval tray</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>5524</td>
			<td>White</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass shell vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333926B</td>
			<td>1-dram size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dropper</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1371110</td>
			<td>30 to 35 drops/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4524</td>
			<td>#5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>741158</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-well plate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td align="right">144530</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microslides</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3010002</td>
			<td>3 x 1 in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass cover slips</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>12-519-21G</td>
			<td>Circular or square</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euparal mounting medium&#160;</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>6372B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigma pen</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1154F</td>
			<td>Black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Probe</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly-Clark Professional&#8482;</td>
			<td align="right">34120</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of chironomidae (diptera) surface-floating pupal exuviae as a rapid bioassessment protocol for water bodies

Schnelle bioassessment Protokolle mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen wurden erfolgreich verwendet, um menschliche Auswirkungen auf die Wasserqualität zu beurteilen. Leider traditionellen benthischen Larvenprobenahmeverfahren, wie beispielsweise die Tauch net, kann zeitaufwendig und teuer sein. Eine alternative Protokoll beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE). Chironomidae ist eine artenreiche Familie der Fliegen (Diptera), deren unreifen Stadien in der Regel in der aquatischen Lebensräume auftreten. Erwachsene Chironomiden ergeben sich aus dem Wasser, so dass ihre Puppen Skins, oder exuviae, schwimmt auf der Wasseroberfläche. Exuviae akkumulieren oft entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Wirkung des Wind- oder Wasserstrom, wo sie gesammelt, um Zuck Vielfalt und den Reichtum zu bewerten. Chironomiden können als wichtige biologische Indikatoren verwendet werden, da einige Arten sind toleranter Verschmutzung als andere. Daher ist die relative Häufigkeit und Artenzusammensetzung der gesammelten SFPE reflektierenVeränderungen der Wasserqualität. Hier werden Verfahren mit Felderhebung, Laborverarbeitung, Schienenführung und Identifizierung von Zuck SFPE assoziiert im Detail beschrieben. Vorteile der Methode sind SFPE minimaler Störung an einer Probefläche, effiziente und wirtschaftliche Probenentnahme und Labor Verarbeitung, leicht zu identifizieren, die Anwendbarkeit in fast allen aquatischen Umwelt und eine potenziell empfindlicher Maß Ökosystem Stress. Einschränkungen gehören die Unfähigkeit, Larvenmikrohabitatnutzung und die Unfähigkeit zu bestimmen, die Puppen exuviae um Arten zu identifizieren, wenn sie nicht mit erwachsenen Männern in Verbindung gebracht.

Abbildung 1 zeigt die Zucklebenszyklus; unreifen Stadien (Ei, Larve, Puppe) nehmen in der Regel in oder eng mit, einer aquatischen Umwelt. Nach Abschluss der Larvenlebensphase, erstellt die Larve einen schlauchartigen Unterstand und heftet sich mit seidenen Sekret an das umgebende Substrat und Verpuppung erfolgt. Sobald die Entwicklung von Erwachsenen ist gereift, befreit die Puppe selbst und schwimmt auf der Wasseroberfläche, wo die Erwachsenen aus dem Puppen exuviae entstehen. Die exuviae mit Luft f?...

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Use of Chironomidae Diptera Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

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Research

JoVE Journal

Environment

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

11.6K Aufrufe.  University of Minnesota. Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

Serie: Use of Chironomidae Diptera Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) loading from lake sediments can account for a substantial portion of the total P load in eutrophic, and some mesotrophic, lakes. Laboratory determination of P release rates from sediment cores is one approach for determining the role of internal P loading and guiding management decisions. Two principal alternatives to experimental determination of sediment P release exist for estimating internal load: in situ measurements of changes in hypolimnetic P over time and P mass balance. The experimental approach using laboratory-based sediment incubations to quantify internal P load is a direct method, making it a valuable tool for lake management and restoration.
Laboratory incubations of sediment cores can help determine the relative importance of internal vs. external P loads, as well as be used to answer a variety of lake management and research questions. We illustrate the use of sediment core incubations to assess the effectiveness of an aluminum sulfate (alum) treatment for reducing sediment P release. Other research questions that can be investigated using this approach include the effects of sediment resuspension and bioturbation on P release.
The approach also has limitations. Assumptions must be made with respect to: extrapolating results from sediment cores to the entire lake; deciding over what time periods to measure nutrient release; and addressing possible core tube artifacts. A comprehensive dissolved oxygen monitoring strategy to assess temporal and spatial redox status in the lake provides greater confidence in annual P loads estimated from sediment core incubations.

Lake eutrophication is a water quality issue worldwide, making the need to identify and control nutrient sources critical. Laboratory determination of phosphorus release rates from sediment cores is a valuable approach for determining the role of internal phosphorus loading and guiding management decisions.

Labor-Phosphor bestimmt Flux von Seesedimenten als Maß der internen Phosphorbelastung

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) ...

Forschung

Umwelt

The Use of an Automated System (GreenFeed) to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during storage. These processes are the major sources of greenhouse gas (GHG) emissions from animal production systems. Techniques for measuring enteric CH4 vary from direct measurements (respiration chambers, which are highly accurate, but with limited applicability) to various indirect methods (sniffers, laser technology, which are practical, but with variable accuracy). The sulfur hexafluoride (SF6)&#160;tracer gas method is commonly used to measure enteric CH4 production by animal scientists and more recently, application of an Automated Head-Chamber System (AHCS) (GreenFeed, C-Lock, Inc., Rapid City, SD), which is the focus of this experiment, has been growing. AHCS is an automated system to monitor CH4 and carbon dioxide (CO2) mass fluxes from the breath of ruminant animals. In a typical AHCS operation, small quantities of baiting feed are dispensed to individual animals to lure them to AHCS multiple times daily. As the animal visits AHCS, a fan system pulls air past the animal&#8217;s muzzle into an intake manifold, and through an air collection pipe where continuous airflow rates are measured. A sub-sample of air is pumped out of the pipe into non-dispersive infra-red sensors for continuous measurement of CH4 and CO2 concentrations. Field comparisons of AHCS to respiration chambers or SF6 have demonstrated that AHCS produces repeatable and accurate CH4 emission results, provided that animal visits to AHCS are sufficient so emission estimates are representative of the diurnal rhythm of rumen gas production. Here, we demonstrate the use of AHCS to measure CO2 and CH4 fluxes from dairy cows given a control diet or a diet supplemented with technical-grade cashew nut shell liquid.

The Use of an Automated System GreenFeed to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Accuracy and precision of the techniques used to measure methane emissions from ruminant animals are critically important for the success of greenhouse gas mitigation efforts. This manuscript describes the principles and operation of an automated system to monitor methane and carbon dioxide mass fluxes from the breath of ruminant animals.

Die Verwendung eines automatisierten Systems (GreenFeed) bis Enteric Methan und der Kohlendioxidemissionen von Wiederkäuern Überwachen

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during ...

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most experiments examine only two or a few levels of CA concentration and a single soil type, but if CA can be varied as a gradient from subambient to superambient concentrations on multiple soils, we can discern whether past ecosystem responses may continue linearly in the future and whether responses may vary across the landscape. The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility applies a 250 to 500 &#181;l L-1 CA gradient to Blackland prairie plant communities established on lysimeters containing clay, silty clay, and sandy soils. The gradient is created as photosynthesis by vegetation enclosed in in temperature-controlled chambers progressively depletes carbon dioxide from air flowing directionally through the chambers. Maintaining proper air flow rate, adequate photosynthetic capacity, and temperature control are critical to overcome the main limitations of the system, which are declining photosynthetic rates and increased water stress during summer. The facility is an economical alternative to other techniques of CA enrichment, successfully discerns the shape of ecosystem responses to subambient to superambient CA enrichment, and can be adapted to test for interactions of carbon dioxide with other greenhouse gases such as methane or ozone.

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility creates a 250 to 500 &#181;l L-1 linear carbon dioxide gradient in temperature-controlled chambers housing grassland plant communities on clay, silty clay, and sandy soil monoliths. The facility is used to determine how past and future carbon dioxide levels affect grassland carbon cycling.

Ein CO<sub&gt; 2</sub&gt; Konzentration Gradient Facility for Testing CO<sub&gt; 2</sub&gt; Enrichment und Boden Auswirkungen auf Grünland-Ökosystemen Funktion

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most ...

Preparation and Testing of Impedance-based Fluidic Biochips with RTgill-W1 Cells for Rapid Evaluation of Drinking Water Samples for Toxicity

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity sensor. A monolayer of RTgill-W1 cells forms on the sensing electrodes enclosed within the biochips. The biochips are then used for testing in a field portable electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) device designed for rapid toxicity testing of drinking water. The manuscript further describes how to run a toxicity test using the prepared biochips. A control water sample and the test water sample are mixed with pre-measured powdered media and injected into separate channels of the biochip. Impedance readings from the sensing electrodes in each of the biochip channels are measured and compared by an automated statistical software program. The screen on the ECIS instrument will indicate either "Contamination Detected" or "No Contamination Detected" within an hour of sample injection. Advantages are ease of use and rapid response to a broad spectrum of inorganic and organic chemicals at concentrations that are relevant to human health concerns, as well as the long-term stability of stored biochips in a ready state for testing. Limitations are the requirement for cold storage of the biochips and limited sensitivity to cholinesterase-inhibiting pesticides. Applications for this toxicity detector are for rapid field-portable testing of drinking water supplies by Army Preventative Medicine personnel or for use at municipal water treatment facilities.

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial cells for use in a field portable electric cell-substrate impedance sensor. The protocol for running a rapid drinking water toxicity test with the sensor is also described.

Herstellung und Prüfung von impedanzbasierten Fluidic Biochips mit RTgill-W1 Zellen für die schnelle Auswertung von Trinkwasserproben für Toxizität

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity ...

Protocol for Measuring the Thermal Properties of a Supercooled Synthetic Sand-water-gas-methane Hydrate Sample

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future energy resources and energy storage media. To develop a method for gas production from natural MH-bearing sediments and hydrate-based technologies, it is imperative to understand the thermal properties of gas hydrates.
The thermal properties' measurements of samples comprising sand, water, methane, and MH are difficult because the melting heat of MH may affect the measurements. To solve this problem, we performed thermal properties' measurements at supercooled conditions during MH formation. The measurement protocol, calculation method of the saturation change, and tips for thermal constants' analysis of the sample using transient plane source techniques are described here.
The effect of the formation heat of MH on measurement is very small because the gas hydrate formation rate is very slow. This measurement method can be applied to the thermal properties of the gas hydrate-water-guest gas system, which contains hydrogen, CO2, and ozone hydrates, because the characteristic low formation rate of gas hydrate is not unique to MH. The key point of this method is the low rate of phase transition of the target material. Hence, this method may be applied to other materials having low phase-transition rates.

We present a protocol for measuring the thermal properties of synthetic hydrate-bearing sediment samples comprising sand, water, methane, and methane hydrate.

Protokoll zur Messung der thermischen Eigenschaften einer unterkühlten Synthetic Sand-Wasser-Gas-Methanhydrat Probe

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future ...

Soil Lysimeter Excavation for Coupled Hydrological, Geochemical, and Microbiological Investigations

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled Earth-system processes. Such knowledge is imperative in improving predictions of hydro-biogeochemical cycles, especially under climate change scenarios. We present an experimental method, designed to capture sub-surface heterogeneity of an initially homogeneous soil system. This method is based on destructive sampling of a soil lysimeter designed to simulate a small-scale hillslope. A weighing lysimeter of one cubic meter capacity was divided into sections (voxels) and was excavated layer-by-layer, with sub samples being collected from each voxel. The excavation procedure was aimed at detecting the incipient heterogeneity of the system by focusing on the spatial assessment of hydrological, geochemical, and microbiological properties of the soil. Representative results of a few physicochemical variables tested show the development of heterogeneity. Additional work to test interactions between hydrological, geochemical, and microbiological signatures is planned to interpret the observed patterns. Our study also demonstrates the possibility of carrying out similar excavations in order to observe and quantify different aspects of soil-development under varying environmental conditions and scale.

This study presents an excavation method for investigating subsurface hydrological, geochemical, and microbiological heterogeneity of a soil lysimeter. The lysimeter simulates an artificial hillslope which was initially under homogeneous condition and had been subjected to approximately 5,000 mm of water over eight cycles of irrigation in an 18-month period.

Boden Lysimeter Ausgrabung Gekoppelte hydrologische, geochemische und mikrobiologische Untersuchungen

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Die Verwendung einer Filterpatrone für die Filtration von Wasserproben und Extraktion von Umwelt-DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

Protocol for Microplastics Sampling on the Sea Surface and Sample Analysis

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of scientific publications address microplastic pollution of the sea surface. The protocol below describes the methodology for sampling, sample preparation, separation and chemical identification of microplastic particles. A manta net fixed on an &#187;A frame&#171; attached to the side of the vessel was used for sampling. Microplastic particles caught in the cod end of the net were separated from samples by visual identification and use of stereomicroscopes. Particles were analyzed for their size using an image analysis program and for their chemical structure using ATR-FTIR and micro FTIR spectroscopy. The described protocol is in line with recommendations for microplastics monitoring published by the Marine Strategy Framework Directive (MSFD) Technical Subgroup on Marine Litter. This written protocol with video guide will support the work of researchers that deal with microplastics monitoring all over the world.

The protocol below describes the methodology for: microplastics sampling on the sea surface, separation of microplastic and chemical identification of particles. This protocol is in line with the recommendations for microplastics monitoring published by the MSFD Technical Subgroup on Marine Litter.

Protokoll für die Mikroplastik Probenahme auf der Meeresoberfläche und Probenanalyse

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of ...

Measuring and Mapping Patterns of Soil Erosion and Deposition Related to Soil Carbonate Concentrations Under Agricultural Management

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonate (CaCO3) profiles. The objective is to describe a simple conceptual model and detailed protocol for repeatable field and laboratory measurements of these quantities. Here, accurate elevation is measured using a ground-based differential global positioning system (GPS); other data acquisition methods could be applied to the same basic method. Soil samples are collected from prescribed depth intervals and analyzed in the lab using an efficient and precise modified pressure-calcimeter method for quantitative analysis of inorganic carbon concentration. Standard statistical methods are applied to point data, and representative results show significant correlations between changes in soil surface layer CaCO3 and changes in elevation consistent with the conceptual model; CaCO3 generally decreased in depositional areas and increased in erosional areas. Maps are derived from point measurements of elevation and soil CaCO3 to aid analyses. A map of erosional and depositional patterns at the study site, a rain-fed winter wheat field cropped in alternating wheat-fallow strips, shows the interacting effects of water and wind erosion affected by management and topography. Alternative sampling methods and depth intervals are discussed and recommended for future work relating soil erosion and deposition to soil CaCO3.

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonates. Repeatable methods for field and laboratory measurements of these quantities and data analysis methods are described here.

Messung und Mapping-Muster von Erosion und Ablagerung im Zusammenhang mit Boden-Karbonat-Konzentrationen unter Landbewirtschaftung

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes ...

A Simple Planting Technique for Re-establishing Trees Where Frequent Inundation Occurs

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with herbaceous plants. This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique needed for restoring degraded Everglade tree islands. The design is patterned after a natural Everglades process that creates floating peat islands, which allows tree survival and growth in flooded conditions and often leads to the development of tree islands. Commercially available peat bags were used as the medium for the growth and establishment of potted native tree saplings. The pop-up configuration floated initially and provided additional elevation to minimize inundation, with a single native tree species sapling and a single tree fertilizer spike. During a 3 year study involving 105 pop-ups, most plants survived (80%) and many thrived. Determining whether this technique can establish trees on a degraded tree island will require longer studies and extensive field tests.

This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique for restoring degraded Everglades tree islands that experience inundation. The design creates an island (pop-up) which floats initially and adds elevation to promote tree survival and growth under flooded conditions.

Eine einfache Bepflanzung Technik für Wiederherstellung des Bäume wo tritt häufig Überschwemmung

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with ...