Name: chronic constriction injury of the rat's infraorbital nerve (ion-cci) to study trigeminal neuropathic pain
Uploaded: 2015-09-21T15:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain at JoVE.com

The authors acknowledge the work that was done by the first author of the IoN-CCI model, Bart Vos&#8224;.

Ethics Statement: Die Tiere werden behandelt und gepflegt nach den Richtlinien des Ausschusses für Forschung und ethische Fragen der IASP 11. Das Protokoll wird von der institutionellen Ethikkommission genehmigt. 1. Themen <ol><li> Verwenden männlichen Sprague-Dawley-Ratten (250-300 g bei der Ankunft). </li><li> Haus Ratten in Käfige mit festem Boden in einer Kolonie Raum mit einer Luftfeuchtigkeit von 40-60% und einer RT von 21 ± 1 ° C. </li><li> Machen Sie Wasser und Nahrung an libitum. </li><li> Halten Ratten unter einer umgekehrten 00.12 h hell / dunkel-Zyklus (Licht an um 20 h). </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Pro Ratte, lange Vorbereitung zwei Stücke von Chrom gut Ligatur (5-0) von ca. 6 cm und legen Sie sie in steriler Kochsalzlösung, um das Trocknen und steif und spröde zu vermeiden. </li><li> Betäuben die Tiere mit Pentobarbital (60 mg / kg, ip) und behandle mit Atropin (0,1 mg / kg, ip). Überwachen Sie die Narkosetiefe durch die Erweiterung ein Bein und pinching das Netz der Haut zwischen den Zehen mit dem Fingernagel, um eine ausreichende Druck ausgeübt wird. Sicherzustellen, dass das Tier nicht seine Schenkel zu biegen. Falls erforderlich, zu verwalten zusätzlichen Pentobarbital. </li><li> Rasieren Sie den Kopf der Ratte, so dass eine Mittellinie der Kopfhaut Schnitt kann von ca. 25 mm mit gleichen Abständen vor und hinter der Mitte der Augen gestellt werden. </li><li> Befestigen Sie den Kopf der Ratte in einem stereotaktischen Rahmen oder den Kopf der Ratte anderweitig zu fixieren. Legen Sie die Ratte auf einem Heizkissen auf Körpertemperatur zu halten. </li><li> Bewerben Augensalbe auf beiden Augen, um Schäden durch Austrocknen zu verhindern. </li><li> Scrub die rasierten Kopf-Bereich mit Alkohol, dann Betadin. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Kopfhauteinschnitt, Belichten Schädel und Nasenbein. </li><li> Verwenden Sie ein Operationsmikroskop, Schritte zu 2,16 durchzuführen 2.9. </li><li> Präparieren Sie die Kante der Bahn frei, durch den Oberkiefer, frontal, Tränen- und Jochbeine gebildet wird, mit einem Wattestäbchen und ein Paar von Dumont Pinzetten. Verwenden Sie den Tupfer, um soak bis Blut aus möglichen Blutungen. </li><li> Um den Zugriff auf die Ionen geben, sanft lenken die Orbitalinhalt mit einer Genauigkeit Wattestäbchen, kümmert sich nicht um die vorderen N. ethmoidalis, die überlegene, um den Ionen kreuzt überfordern. Sezieren die Ionen frei von der umgebenden Bindegewebes, unter Verwendung eines Präzisions Wattestäbchen und ein Paar von Dumont Pinzetten mit einem Streu Bewegung. Verwenden Sie den Tupfer, um vor möglichen Blutungen tanken Blut. </li><li> Um eine Ligation durchzuführen, schieben Sie ein Ende eines einzigen Stück Chrom gut nach unten entlang der Stirnbein, medial der Ionen- und voran wenige Millimeter parallel und unterlegen, um den Ionen. Die Ligatur wird nun zwischen dem Ion und dem Stirnbein gehalten. </li><li> Gleiten Sie mit der Spitze eines 45-Grad abgewinkelten Dumont Pinzetten unter dem Ionen um es in unmittelbarer Nähe zu der Ligatur zu platzieren. Vorsichtig zurückziehen der Ionen seitlich, um das Blattschraube und Spitze der Zange zu offenbaren. Grip die Ligatur mit der Zange und lateral zurückzuziehen die Zange unter dem Ion. </li&gt; <li> Ziehen Sie die Unterbindung von der Augenhöhle, bis beide Enden der Ligatur sind mehr oder weniger gleich weit entfernt von der Ionen. </li><li> Machen Sie einen &quot;Laufknoten&quot; von den beiden Enden der Ligatur die perfekte Kontrolle über den Grad der Verengung zu ermöglichen, und schieben Sie den Knoten vor dem Ion. Schieben Sie den Knoten weiter, um den Ionen verengen, so dass der Durchmesser des Nervs wird durch einen eben merklichen Betrag reduziert. Einen normalen Knoten am Anfang der Laufknoten, so dass die Höhe der Verengung konstant bleibt (dh, um den Schlitz Knoten Verrutschen zu verhindern). </li><li> Schneiden Sie die Ligaturen um ca. 2 mm der freien Enden von dem Knoten zu verlassen. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang (Schritte 2,11-2,15), um einen zweiten Ligation 2 mm von der ersten zu machen. </li><li> Für Scheinoperation, führen Sie die Schritte 2,2 bis 2,10. </li><li> Schließen Sie den Kopfhauteinschnitt mit Polyesterfäden (4-0) und lassen Sie die Ratte auf einem Heizkissen erholen. Stellen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis es ausreichend Nachteile wiederciousness um Brustlage zu erhalten und nicht das Tier an die Firma von anderen Tieren zurück, bis er vollständig wiederhergestellt wird. </li><li> Das Bezugsschmerzstillende Wirkung auf die Entwicklung von neuropathischen Schmerzen zu vermeiden, nicht zu verwalten Analgesie bei postoperativen Schmerzen. </li></ol> 3. Verhaltenstestverfahren <ol><li> Lassen Sie Ratten, die für mindestens 8 Tage zu den Haltungsbedingungen vor präoperativen Test akklimatisieren. </li><li> Habituate Ratten der Testvorschrift wurden mindestens einmal täglich für drei Tage vor der präoperativen Tests. </li><li> Verhaltenstests in einem abgedunkelten Raum mit Licht von einer 60 W rote Glühbirne vorgesehen suspendiert 1 m über der Mitte der Testfläche Beleuchtung des Zentrums, aber verlassen Sie den Umfang dim und der Rest des Raumes dunkel. </li><li> Achten Sie darauf, genügend Hintergrundgeräusche, Störungen von plötzlichen Gehörstimulation zu verringern. Falls erforderlich, liefern weißes Rauschen. </li><li> Beobachtung Gesicht Putzverhalten <ol><li> Transport eine einzelne Ratte aus der Kolonie, um den Testraum in eine überdachte Kunststoffkäfig, ohne Bettwäsche. Hinweis: Idealerweise sollte dieser eine kurze Fahrt mit minimalen äußeren Reize sein. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem überdachten, durchsichtigen Kunststoffkäfig, ohne Bettzeug (LxBxH: 24 cm x 14 cm x 17 cm) mit einem wieder vor einer Videokamera gespiegelt. </li><li> Machen Sie eine 10 min Aufzeichnung das Verhalten des Tieres. Während der Aufnahme sicher, dass der Experimentator nicht in den Testraum vorhanden ist. </li><li> Reinigen Sie die Beobachtungskabine, bevor Sie das nächste Tier. </li><li> Sicherstellen, dass die aufgezeichneten Verhalten wird durch ein Experimentator, blind für die experimentellen Bedingungen der Ratte untersucht. </li><li> Notieren Sie sich jede Fläche grooming Folge während der 10 Minuten Aufnahme. Hinweis: Gesicht Pflege wird als Bewegungsmuster, bei dem die Vorderpfoten sind in Kontakt mit Gesichtsbereiche gebracht definiert. </li><li> Unterscheiden zwischen zwei Arten von Gesichtsputzverhalten. Wenn eine Sequenz weder voran noch gefolgt vonKörperpflege (dh Pflege eines Körpergebiets außer dem Gesicht), kategorisieren die Episode als isoliert Gesicht Pflege. Wenn Körper Pflege wird unmittelbar vor oder nach dem Gesicht Pflege durchgeführt wird, kategorisieren die Episode als Gesicht Pflege während der Körper Pflege. </li><li> Bestimmen Sie die Anzahl der offenen Pflege Episoden. <ol><li> Kategorisieren Sie eine Zeitspanne zwischen Gesicht Pflege Aktionen, die 4 Sekunden als inner Folge Raum nicht überschreitet (dh eine Pause zwischen den Gesichtspflegemaßnahmen in einer einzigen Folge). </li><li> Kategorisieren Sie eine Zeitspanne zwischen Gesicht Pflege Aktionen, die 4 Sekunden als inter Folge Raum (dh eine vollständige Unterbrechung der Gesichtspflegemaßnahmen zwischen zwei Folgen) überschreitet. </li></ol></li></ol></li><li> Mechanische Stimulation Tests <ol><li> Transport Ratten in Gruppen von bis zu 6 Tieren aus der Kolonie, um den Testraum in einem bedeckten Käfig mit Bettwäsche. Stellen Sie sicher, dass es sich um eine kurze Fahrt mit minimalen äußeren Reizen. </li><li> Legen Sie dieRatten einzeln in durchsichtige Kunststoffkäfige mit Betten (lxwxh: 24 cm x 14 cm x 17 cm) mit einem angelenkten Deckel, so daß er leicht geöffnet und geschlossen werden. </li><li> Verwenden Sie eine abgestufte Serie von fünf von Frey Haaren. Hinweis: Die erforderliche, um die Haare zu biegen ist 0.015 g, 0.127 g, 0.217 g, 0.745 g und 2.150 g. </li><li> Gewöhnen die Ratten zum Beobachtungskäfig und Greifbewegungen für 10 min. Alle 30 Sekunden, den Deckel öffnen und sanft berühren die Wand des Käfigs mit einem Kunststoffstab. </li><li> Wenn das Tier in einem Sniffing / ohne Bewegungszustand (dh mit vier Pfoten auf dem Boden platziert, weder bewegliche noch eiskalt, aber ausstellenden Schnüffelverhalten), gelten die ersten von Frey Haare innerhalb der Ionen Gebiet in der Nähe der Mitte des vibrissal Pad , auf der behaarten Haut um die mystacial Tasthaare. </li><li> Note die Reaktion des Tieres auf die Stimulation auf eine der folgenden Antwortkategorien 4 gehören. <ol><li> Kategorisieren Sie einen völligen Mangel an Antwort alsScore 0. </li><li> Kategorisieren Sie einen Stimulus Erkennung (dh die Ratte dreht den Kopf in Richtung der anregenden Objekts und die Anregung Objekt wird dann untersucht), wie stand es 1. </li><li> Kategorisieren Sie eine Auszahlung Reaktion (dh., Die Ratte dreht den Kopf langsam oder zieht es zügig nach hinten, wenn die Stimulation angewendet wird, manchmal ein einziges Gesicht zu wischen ipsilateral zur stimulierten Bereich auftritt), wie stand es 2. </li><li> Kategorisieren Sie eine Flucht / Angriff Reaktion (dh., Vermeidet die Ratte weiteren Kontakt mit dem Stimulus-Objekt, entweder passiv, indem sein Körper von der anregenden Aufgabe, eine kauernde Stellung gegen die Käfigwand übernehmen, oder aktiv durch Angriffe auf die Stimulus-Objekts, indem Beißen und packte Bewegungen) als Partitur 3. </li><li> Kategorisieren asymmetrische Gesicht Pflege (dh, zeigt der Ratte eine ununterbrochene Reihe von mindestens drei Gesichtswasch Striche zu der stimulierten Gesichtsbereich gerichtet ist) als Partitur 4. </li><li> Innerhalb jedes Tier, gelten stimuli in aufsteigender Reihenfolge der Intensität. Nachdem ein Stimulusintensität an einer Seite aufgebracht worden ist, es auf der anderen Seite, bevor sie zu dem nächsten Stimulusintensität. Zufälliger Reihenfolge, in welcher die ipsilateralen und kontralateralen Seiten stimuliert werden. Beachten Sie, dass das Tier muss in einem Sniffing / ohne Bewegungszustand vor jeder Stimulation. </li></ol></li></ol></li></ol>

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	<li>Jensen, T. S., Gottrup, H., Sindrup, S. H., Bach, F. 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The authors have nothing to disclose.

Der interessanteste Aspekt des Ionen CCI-Modell ist, dass es ein einzigartiges Maß für spontane, nicht-evozierte (neuropathischer) Schmerzen. Die meisten Tierstudien von neuropathischen Schmerzen, mit Spinalnerven Modellen, die ausschließlich Adresse nozifensiven Verhaltensweisen (z. B. Lautäußerungen und Entzug Reaktionen), was auf Überempfindlichkeit gegen mechanische oder thermische Reize 12. , Ist der Chef der klinischen Beschwerden bei Patienten jedoch andauernden Schmerz, nicht Hyperalges...

Schäden an somatosensorischen Nerven führt häufig zu Verlust der Empfindung. Es ist nicht gut verstanden, warum und wie in einigen Fällen führt die periphere Nervenschädigungen, chronische Schmerzen. Als Ergebnis bleibt schmerzhafte Neuropathien eine schwierige Bedingung zu behandeln 1 und führen zu erheblichen Verringerungen der Lebensqualität 2-3 Patienten. Tiermodelle sind ein wichtiges Werkzeug, um die Wirksamkeit von bestehenden und neuen Medikamenten zu prüfen und die pathophysiologischen Mechanismen der Entwicklung und Aufrechterhaltung von neuropathischen Schmerzen beteiligt sind. Zu den wichtigsten Herausforderungen für die translationale Schmerzforschung ist die Identifikation und Messung von spontanen Schmerzen bei Tieren (dh physiologische, Verhaltens- oder andere Erscheinungsformen, die das Vorhandensein von Schmerzen bei Tieren, wobei nicht mit Sondierungs Stimulationen, die akut von der Person basalen Zustand überlagert sind herausgefordert werden zeigen, ). Das Gesamtziel dieses Verfahrens ist es, eine chirurgisch herbeiinfraNervenVerletzung in einem Ratten, die zur Entwicklung von sowohl spontane führt und evozierte nozifensiven Verhalten, das verwendet werden kann, um die Mechanismen in trigeminal neuropathischen Schmerzen und ihre Behandlung beteiligt studieren. Regie, isoliert Gesicht Pflege ist ein einzigartiges Maß der spontanen neuropathische Schmerzen bei Ratten. Im Anschluss an chronische Verengung Verletzungen (CCI) des N. infraorbitalis (Ion), Ratten zeigen Veränderungen in der Spontanverhalten und in Reaktion auf taktile Stimulation, die indikativ für anhaltende Schmerzen und mechanischer Allodynie 4 sind. Nach der Ionen CCI, Ratten zeigen eine erhöhte und asymmetrische Gesicht Pflege Aktivität, dh mit Gesicht zu waschen Striche vor allem auf die Nerven verletzt IoN Gebiet ausgerichtet. Im Gegensatz zu den schädlichen Stimulation des Gesichts (zB Formalin-Injektion) 5, nicht schmerzhafte sensorische Störungen (dh einseitige vibrissae Clipping, Narkose N. infraorbitalis Blockade Anwendung von Mineralöl auf VIBRISSAE) nicht oder nur sehr kurz (dh die ersten Minuten nach dem Beginn) induzieren eine signifikante Veränderung der Gesichtspflegeverhalten 6. Daraus wurde geschlossen, dass dieses abnorme Körperpflege nach dem Ionen CCI ist eine Verhaltens Manifestation der spontanen, stark aversive Empfindungen im verletzten Nervengebiet. Dieses Verhalten in Ionen CCI-Ratten trägt starke Ähnlichkeit mit bei Patienten beobachtet, die spontane Schmerzen. Weitere Studien haben einen wichtigen Unterschied zwischen Gesicht Pflege Verhalten, das Teil eines allgemeineren Körperpflegeverhalten identifiziert (dh &quot;Gesicht Pflege während der Körper Grooming&quot;), die durch Ionen CCI weitgehend unberührt bleibt, und nozifensiven Gesicht Pflege, dass weder voran noch gefolgt von Körperpflege (dh &quot;isoliert Gesicht Grooming&quot;), die nach dem Ionen CCI 7-9 deutlich erhöht wird. Pharmakologisch, gesicht grooming während Körper Pflege bildet eine ausgezeichnete Kontrollmessung für nicht-spezifische Arzneimittelwirkungen ( <em&gt; zB Sedierung), die Motorfunktion beeinträchtigen können. Bewegungen der Vorderbeine in den zwei Arten von Gesichts Grooming genau gleich sind. Nach der Ionen CCI, Ratten auch Veränderungen aufweisen als Reaktion auf taktile Stimulation, die indikativ für mechanischer Allodynie 4, 10 sind. In der ersten Woche (n) nach dem Ionen CCI, Ratten nicht mehr zu leichten oder mittelschweren taktile (dh von Frey antworten ) Reize. Diese hyporesponsive wird dann abrupt durch eine extreme Überempfindlichkeit, wodurch auch sehr schwache Reizstärken provozieren nozifensiven Verhalten ersetzt. Der Beginn der Überempfindlichkeit kann zwischen Ratten variieren, aber die meisten Ratten haben sich nach drei bis vier Wochen nach der Operation hyper.

<table><tbody><tr><td>Chromic catgut</td><td>Dynek&amp;nbsp;</td><td>CG504</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal&amp;nbsp; (pentobarbital)</td><td>Pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clippers for small animals - Favorita II</td><td>Aesculap</td><td>GT104</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic instrument</td><td>Stoelting</td><td>51600</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment (Liposic)</td><td>Pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Homeothermic monitor system</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY8 50-7221-F</td><td></td></tr><tr><td>Cotton applicator</td><td>Pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Precision cotton swab</td><td>Qosina</td><td>10225</td><td></td></tr><tr><td>Operation microscope</td><td>Kaps</td><td>SOM 62</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont forceps - Micro-blunted tips (#5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>Scissors - blunt tips</td><td>Fine Science Tools</td><td>14574-09</td><td></td></tr><tr><td>Polyester sutures - Mersilene (4-0)</td><td>Ethicon</td><td>R871H</td><td></td></tr><tr><td>Digital video camera</td><td>Sony</td><td>HDR-CX330E</td><td></td></tr><tr><td>Semmes-Weinstein Von Frey Aesthesiometer kit</td><td>Stoelting</td><td>58011</td><td></td></tr></tbody></table>

chronic constriction injury of the rat's infraorbital nerve (ion-cci) to study trigeminal neuropathic pain

Tiermodelle sind wichtige Instrumente, um die Pathophysiologie und Pharmakologie von neuropathischen Schmerzen zu studieren. Dieses Manuskript beschreibt die chirurgische und Verhaltens Verfahren Trigeminus neuropathischen Schmerzen bei Ratten untersucht werden. Um die Spezifität der Trigeminus neuropathischen Schmerzsyndromen gerecht zu werden, wird der N. infraorbitalis (Ion) zu einer chronischen Verengung Verletzungen (CCI) von lose Ligation des Nervenunterzogen. Eine innerOrbital Ansatz wird hier vorgestellt zu entlarven und zu ligieren des Ions in der Augenhöhle. Nach der Ionenbindung, Ratten zeigen spontane Verhaltensveränderungen und in Reaktion auf von Frey Haare Stimulation, die indikativ für chronische Schmerzen und mechanische Allodynie ist. Zwei Phasen in der Entwicklung der Verhaltensänderungen definiert werden. Während der ersten Woche nach Ionen CCI (Phase 1), Ratten zeigen eine erhöhte und asymmetrische Gesicht Pflege Aktivität, dh mit Gesicht zu waschen Striche vor allem auf die Nerven verletzt IoN Gebiet ausgerichtet. Es wird unterschieden zwischen Gesicht gr gemachtooming Verhalten, das Teil eines allgemeineren Körperpflegeverhalten, das durch Ionen CCI weitgehend unberührt bleibt, ist, und Gesicht Pflege, dass weder vorausgeht noch gefolgt von Körper Pflege, die nach Ionen CCI deutlich erhöht wird. Während dieser Zeit wird die Reaktions auf mechanische Stimulation des Ionen Gebiet reduziert. Diese hyporesponsive abrupt durch eine extreme Überempfindlichkeit, wodurch auch sehr schwache Reizstärken provozieren nozifensiven Verhalten (Phase 2) ersetzt. Die phänomenologische Ähnlichkeiten zwischen diesen Verhaltensänderungen und berichteten Anzeichen von Gesichtsschmerzen (dh Reaktionen auf schädliche Stimulation des Gesichts) deuten auf das Vorhandensein Dysästhesie / Parästhesie und mechanischer Allodynie im ligiert IoN Territorium.

Ionen CCI-Ratten zeigen eine starke postoperative Zunahme der Menge an Zeit auf isolierte Gesicht Pflege (Abbildung 1) verbracht. Die Zunahme Spitzen am Ende der ersten postoperativen Woche und dann sinkt in den folgenden Wochen. Neueste Studien haben Gesicht Pflege wesentlich für bis zu drei Wochen erhöht werden gefunden. Gesichtspflegeverhalten in scheinoperierten Ratten ist mehr oder weniger unberührt. Ionen CCI-Ratten zeigen auch, eine fast vollständige Mangel an Rea...

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Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat&#8217;s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia.

Chronische Verengung Verletzung des Ratten N. infraorbitalis (Ionen CCI) zu Trigeminal Neuropathischer Schmerz Studieren

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

chronic-constriction-injury-rat-s-infraorbital-nerve-ion-cci-to-study

Research

JoVE Journal

Medicine

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

19.5K Aufrufe.  University of Antwerp. This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat’s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia. 

Serie: Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

Chronische Verengung des Ischiasnerv und Schmerzen Überempfindlichkeit Testing in Ratten

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Breathing-gesteuerte elektrische Stimulation (BreEStim) für die Verwaltung von neuropathischen Schmerzen und Spastik

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Chronic Post-Ischemia Pain Model for Complex Regional Pain Syndrome Type-I in Rats

Complex regional pain syndrome type-I (CRPS-I) is a neurological disease that causes severe pain among patients and remains an unresolved medical condition. However, the underlying mechanisms of CRPS-I have yet to be revealed. It is known that ischemia/reperfusion is one of the leading factors that causes CRPS-I. By means of prolonged ischemia and reperfusion of the hind limb, the rat chronic post-ischemia pain (CPIP) model has been established to mimic CRPS-I. The CPIP model has become a well-recognized animal model for studying the mechanisms of CRPS-I. This protocol describes the detailed procedures involved in the establishment of the rat model of CPIP, including anesthesia, followed by ischemia/reperfusion of the hind limb. Characteristics of the rat CPIP model are further evaluated by measuring the mechanical and thermal hypersensitivities of the hind limb as well as the nocifensive responses to acute capsaicin injection. The rat CPIP model exhibits several CRPS-I-like manifestations, including hind limb edema and hyperemia in the early stage after establishment, persistent thermal and mechanical hypersensitivities, and increased nocifensive responses to acute capsaicin injection. These characteristics render it a suitable animal model for further investigation of the mechanisms involved in CRPS-I.

Provided here is a protocol that details steps to establish an animal model of chronic post-ischemia pain (CPIP). This is a well-recognized model mimicking human complex regional pain syndrome type-I. Mechanical and thermal hypersensitivities are further evaluated, as well as capsaicin-induced nocifensive behaviors observed in the CPIP rat model.

Chronisches Post-Ischemia Schmerzmodell für komplexes regionales Schmerzsyndrom Typ-I bei Ratten

Complex regional pain syndrome type-I (CRPS-I) is a neurological disease that causes severe pain among patients and remains an unresolved medical ...

Verhalten

Assessment of Nerve Injury-Induced Mechanical Hypersensitivity in Rats Using an Orofacial Operant Pain Assay

Pain has sensory and affective components. Unlike traditional, reflex-based pain assays, operant pain assays can produce more clinically relevant results by addressing the cognitive and motivational aspects of pain in rodents. This paper presents a protocol for assessing mechanical hypersensitivity following chronic constriction injury of the infraorbital nerves (CCI-ION) in rats using an orofacial operant pain system. Before CCI-ION surgery, rats were trained in an orofacial pain assessment device (OPAD) to drink sweetened condensed milk while making facial contact with the metal spiked bars and lick-tube.
In this assay, rats can choose between receiving milk as a positive reinforcer or escaping an aversive mechanical stimulus that is produced by a vertical row of small pyramid-shaped spikes on each side of the reward access hole. Following 2 weeks of training in the OPAD and before the CCI-ION surgery, baseline mechanical sensitivity data were recorded for 5 days for each rat during a 10 min testing session. During a session, the operant system automatically records the number of reward bottle activations (licks) and facial contacts, contact duration, and latency to the first lick, among other measures.
Following baseline measurements, rats underwent either CCI-ION or sham surgery. In this protocol, mechanical hypersensitivity was quantified by measuring the number of licks, latency to the first lick, the number of contacts, and the ratio of licks to facial contacts (L/F). The data showed that CCI-ION resulted in a significant decrease in the number of licks and the L/F ratio and an increase in the latency to the first lick, indicating mechanical hypersensitivity. These data support the use of operant-based pain assays to assess mechanical pain sensitivity in preclinical pain research.

This protocol describes the assessment of mechanical hypersensitivity in a rat model of neuropathic orofacial pain using an operant-based orofacial pain assessment device.

Beurteilung der durch Nervenverletzungen induzierten mechanischen Überempfindlichkeit bei Ratten mit einem orofazialen operanten Schmerztest

Pain has sensory and affective components. Unlike traditional, reflex-based pain assays, operant pain assays can produce more clinically relevant results ...

In vivo Visualisierung des Trigeminusganglion der Ratte mit Calciumindikatoren

In-Vivo Calcium Imaging of Sensory Neurons in the Rat Trigeminal Ganglion

Genetically encoded calcium indicators (GECIs) enable imaging techniques to monitor changes in intracellular calcium in targeted cell populations. Their large signal-to-noise ratio makes GECIs a powerful tool for detecting stimulus-evoked activity in sensory neurons. GECIs facilitate population-level analysis of stimulus encoding with the number of neurons that can be studied simultaneously. This population encoding is most appropriately done in vivo. Dorsal root ganglia (DRG), which house the soma of sensory neurons innervating somatic and visceral structures below the neck, are used most extensively for in vivo imaging because these structures are accessed relatively easily. More recently, this technique was used in mice to study sensory neurons in the trigeminal ganglion (TG) that innervate oral and craniofacial structures. There are many reasons to study TG in addition to DRG, including the long list of pain syndromes specific to oral and craniofacial structures that appear to reflect changes in sensory neuron activity, such as trigeminal neuralgia. Mice are used most extensively in the study of DRG and TG neurons because of the availability of genetic tools. However, with differences in size, ease of handling, and potentially important species differences, there are reasons to study rat rather than mouse TG neurons. Thus, we developed an approach for imaging rat TG neurons in vivo. We injected neonatal pups (p2) intraperitoneally with an AAV encoding GCaMP6s, resulting in &gt;90% infection of both TG and DRG neurons. TG was visualized in the adult following craniotomy and decortication, and changes in GCaMP6s fluorescence were monitored in TG neurons following stimulation of mandibular and maxillary regions of the face. We confirmed that increases in fluorescence were stimulus-evoked with peripheral nerve block. While this approach has many potential uses, we are using it to characterize the subpopulation(s) of TG neurons changed following peripheral nerve injury.

Autor im Rampenlicht: Erforschung peripherer Mechanismen neuropathischer Schmerzen bei Verletzungen des Trigeminusnervs 

Genetically encoded calcium indicators (GECI) enable a robust, population-level analysis of sensory neuron signaling. Here, we have developed a novel approach that allows for in vivo GECI visualization of rat trigeminal ganglia neuron activity.

In-vivo Kalzium-Bildgebung von sensorischen Neuronen im Trigeminusganglion der Ratte

Genetically encoded calcium indicators (GECIs) enable imaging techniques to monitor changes in intracellular calcium in targeted cell populations. Their ...

Neurowissenschaften

<meta charset="utf8"></head><body>Etablierung des Mausmodells für trigeminale neuropathische Schmerzen

Chronic Constriction Injury of the Distal Infraorbital Nerve (DIoN-CCI) in Mice to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Animal models remain necessary tools to study neuropathic pain. This manuscript describes the distal infraorbital nerve chronic constriction injury (DIoN-CCI) model to study trigeminal neuropathic pain in mice. This includes the surgical procedures to perform the chronic constriction injury and the postoperative behavioral tests to evaluate the changes in spontaneous and evoked behavior that are signs of ongoing pain and mechanical allodynia. The methods and behavioral readouts are similar to the infraorbital nerve chronic constriction injury (IoN-CCI) model in rats. However, important changes are necessary for the adaptation of the IoN-CCI model to mice. First, the intra-orbital approach is replaced by a more rostral approach with an incision between the eye and the whisker pad. The IoN is thus ligated distally outside the orbital cavity. Secondly, due to the higher locomotor activity in mice, allowing rats to move freely in small cages is replaced by placing mice in custom-designed and constructed restraining devices. After DIoN ligation, mice exhibit changes in spontaneous behavior and in response to von Frey hair stimulation that are similar to those in IoN-CCI rats, i.e., increased directed face grooming and hyperresponsiveness to von Frey hair stimulation of the IoN territory.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Verwendung der infraorbitalen Nervenligatur bei Mäusen zur Untersuchung von trigeminalen neuropathischen Schmerzen und Behandlungsstrategien<

Chronic constriction injury of the distal infraorbital nerve in mice induces changes in spontaneous behavior (increased face grooming activity) and nocifensive behavior in response to tactile stimulation (hyperresponsiveness to von Frey hair stimulation) that are signs of ongoing pain and allodynia and serves as a model for trigeminal neuropathic pain.

Chronische Einschnürungsverletzung des distalen Nervus infraorbitalis (DIoN-CCI) bei Mäusen zur Untersuchung von trigeminalen neuropathischen Schmerzen

Animal models remain necessary tools to study neuropathic pain. This manuscript describes the distal infraorbital nerve chronic constriction injury ...

Chronische Verengung Verletzung des Ratten N. infraorbitalis (Ionen CCI) zu Trigeminal Neuropathischer Schmerz Studieren

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Chronische Verengung des Ischiasnerv und Schmerzen Überempfindlichkeit Testing in Ratten

Breathing-gesteuerte elektrische Stimulation (BreEStim) für die Verwaltung von neuropathischen Schmerzen und Spastik

Chronisches Post-Ischemia Schmerzmodell für komplexes regionales Schmerzsyndrom Typ-I bei Ratten

Beurteilung der durch Nervenverletzungen induzierten mechanischen Überempfindlichkeit bei Ratten mit einem orofazialen operanten Schmerztest

In-vivo Kalzium-Bildgebung von sensorischen Neuronen im Trigeminusganglion der Ratte

In-vivo Kalzium-Bildgebung von sensorischen Neuronen im Trigeminusganglion der Ratte

In-vivo Kalzium-Bildgebung von sensorischen Neuronen im Trigeminusganglion der Ratte

Chronische Einschnürungsverletzung des distalen Nervus infraorbitalis (DIoN-CCI) bei Mäusen zur Untersuchung von trigeminalen neuropathischen Schmerzen