Das orofaziale Schmerzbewertungsgerät (OPAD) ist ein wertvolles Werkzeug für die präklinische Schmerzforschung, da es ein operantes Belohnungskonfliktparadigma verwendet. Dies umfasst Nozizeption, Lernen und Motivation, die für die menschliche Schmerzerfahrung und eine verbesserte translationale Validität wichtig sind. Ein wesentlicher Vorteil des OPAD gegenüber herkömmlichen reflexbasierten Assays besteht darin, dass es vollständig automatisiert ist, wodurch die Notwendigkeit entfällt, Tiere zurückzuhalten, um damit verbundene Stresseffekte zu vermeiden, und es reduziert auch die Verzerrung der Experimentatoren.
Darrice Montgomery, ein Labortechniker aus meinem Labor, wird die CCI-Operation des infraorbitalen Nervs demonstrieren. Beginnen Sie mit der Einrichtung des orofazialen Schmerzbeurteilungsgeräts (OPAD), indem Sie die Milchtropfschalen, Plexiglaskäfige und Metallbodenroste platzieren. Befestigen Sie Kabel an den Käfigen und schieben Sie den Flaschenhalter auf die Metallstange auf der Rückseite des Geräts.
Stellen Sie dann die Belohnungsmilchflaschen so auf den Flaschenhalter, dass der Auslauf für das Tier erreicht werden kann. Ziehen Sie den linken Knopf des Halters fest, um die Flasche an Ort und Stelle zu befestigen. Schalten Sie dann die Frontplatte ein und schalten Sie die Käfige ein.
Um das Protokoll einzurichten, öffnen Sie die Software, geben Sie das Kennwort ein und klicken Sie auf Abmelden oder drücken Sie die Eingabetaste. Klicken Sie auf Neues leeres Experiment und das Menü Protokoll. Klicken Sie unter Gerät auf Unbenanntes Protokoll und wählen Sie den Modus aus, den dieses Protokoll verwenden soll.
Wählen Sie unter Gerätespezifische Modi die Option OPAD Mechanical Cage Mode und benennen Sie das Protokoll. Nachdem Sie sichergestellt haben, dass alle Käfige eingeschaltet sind, fügen Sie die OPAD-Käfige hinzu, indem Sie oben im Protokollbereich auf Gerät und Element hinzufügen klicken und anschließend Neuer OPAD-Käfig und Alle verbundenen OPAD-Käfige hinzufügen auswählen. Um die Testphasen des Experiments hinzuzufügen, wechseln Sie zur Registerkarte Test, um die Phasen auszuwählen, und zu den Registerkarten Erste Phase, und benennen Sie dann die Phase.
Fügen Sie 10 Minuten als Testdauer hinzu. Fügen Sie weitere Phasen hinzu, indem Sie auf Registerkarte hinzufügen und dann auf Neue Stufe klicken. Als nächstes weisen Sie die Gruppen zu, indem Sie auf Zusätzliche Informationen und Behandlungsgruppen klicken.
Aktivieren Sie Verwendete Behandlungsgruppen und wählen Sie anschließend die Option Der Benutzer ordnet die Tiere manuell ihren Gruppen zu. Weisen Sie Tierkennzeichnungen zu, indem Sie auf das Menü Protokoll klicken. Klicken Sie unter Zusätzliche Informationen auf Tier-ID und aktivieren Sie die Option Meine IDs verwenden, um auf Tiere zu verweisen.
Legen Sie den Test fest, indem Sie den Testtitel eingeben, bevor Sie auf Behandlungen anzeigen klicken und die Behandlungsnamen eingeben. Fügen Sie Tiere hinzu und weisen Sie die Behandlungen und Tier-IDs zu, indem Sie auf Tiere anzeigen und Tiere hinzufügen klicken. Geben Sie die Anzahl der zu testenden Tiere ein, gefolgt von Okay.
Sobald die Tierliste angezeigt wird, fügen Sie die Tier-ID und die Behandlung für jede Ratte hinzu. Speichern Sie das Protokoll, indem Sie auf das Menü Protokoll und anschließend auf Protokoll speichern klicken. Geben Sie den Dateinamen und das Softwarekennwort ein und klicken Sie auf Speichern.
Speichern Sie dann die Testdatei, indem Sie auf die Datei klicken, dann auf Speichern, das Softwarekennwort eingeben und auf die Registerkarte Speichern klicken. Achten Sie nach dem Einschalten der Käfige auf das grüne Licht am Käfig, das anzeigt, dass der Käfig testbereit ist. Öffnen Sie die gespeicherte Experimentdatei mit einem Doppelklick.
Geben Sie das Kennwort ein, klicken Sie auf Abmelden oder drücken Sie die Eingabetaste. Notieren Sie auf der linken Seite des Bildschirms die Anzahl der Tiere und den entsprechenden Käfig, die an diesem Tag laufende Etappe und den Teststatus. Beachten Sie die ID des Versuchstieres auf dem Bildschirm des Käfigs.
Setzen Sie die Ratte in den Käfig und drücken Sie den Knopf am entsprechenden Käfig. Beachten Sie, dass das grüne Licht zu einem orangefarbenen Licht wird, sobald der Test beginnt. Stellen Sie sicher, dass das Tier Zugang zur Belohnungsflasche hat, während es ausreichend Kontakt mit den mechanischen Stacheln hat.
Beobachten Sie auf der rechten Seite des Bildschirms die Tabelle jedes Tieres, die die Anzahl der Lecks und Kontakte anzeigt. Ein Warnton ertönt, wenn die Testsitzung beendet ist. Legen Sie die betäubte Ratte auf eine chirurgische Werkbank und halten Sie sie zurück.
Halten Sie die Körpertemperatur mit einem Heizkissen bei 37 Grad Celsius. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Verwenden Sie die Skalpellklinge 15, um einen kleinen Schnitt zwischen Rückenzahnfleisch und Lippe zu machen.
Entfernen Sie das Weichgewebe mit der Skalpellklinge und legen Sie den Ast der infraorbitalen Nerven oder ION frei. Legen Sie mit Hilfe einer stumpf gebogenen Spritzennadel zwei 5-O-Chrom-Darmligaturen um das ION und schließen Sie die Wunde mit Gewebekleber. Die Kontaktversuche und Leckdaten einer einzelnen CCI ION und Sham operierten Ratte während der standardmäßigen 10-minütigen Testsitzung zu Studienbeginn und zwei Wochen, vier Wochen und sechs Wochen nach der Operation werden hier vorgestellt.
Das Modell zeigte, dass Ratten während der nicht schädlichen Perioden lange Trinksitzungen haben. Nach der Verletzung kann das Tier den Gesichtskontakt mit den Stachelstäben nicht über einen längeren Zeitraum aufrechterhalten, was zu einer verminderten Leckzahl führt. In der Scheingruppe wurden keine signifikanten Veränderungen für die Trinkperiode beobachtet.
Die mittlere Anzahl der Lecks zwischen CCI ION und Sham operierten Ratten zu Studienbeginn zeigte keine signifikanten Unterschiede. CCI ION reduzierte jedoch signifikant die Leckzahlen bis vier Wochen nach der Operation und erhöhte die Latenz für das erste Lecken während der postoperativen Woche und eine Woche nach einer Nervenverletzung, was auf eine mechanische Hyperalgesie hinweist. Es gab keine signifikante Veränderung bei Scheinratten.
Optimieren Sie bei der Verwendung des OPAD den Abstand der Milchflasche und die Breite der Spikes. Es ist wichtig, dies konsistent zu halten, um Fehler bei der Datenerfassung zu reduzieren.
