The work was supported by the intramural research program of the NIH, National Institute on Aging, and by a Priority Research Centers Program grant from the National Research Foundation (NRF-2009-0093812) funded by the Ministry of Science, Information and Communication Technology, &amp; Future Planning, the Republic of Korea (H.T.). We thank Dr. Han-sol Park for putting "material" part together for the manuscript.

HINWEIS: Die Verwendung von Ratten-Ballonverletzung Modell und die damit verbundenen Verfahren einschließlich der Injektion von rekombinanten sRAGE und Ultraschall sonographische Untersuchungen wurden von der Animal Care und Use Committee (ACUC) des National Institute on Aging, NIH genehmigt. 1. Pre-Chirurgie Vorbereitungen <ol><li> Instrument, OP-Plattform, und persönliche Schutzausrüstung. <ol><li> Siehe Materialien und Geräte der Tabelle für alle chirurgischen Instrumente und Reagenzien , die in diesem Verfahren verwendet. Autoklav alle chirurgischen Instrumente vor dem chirurgischen Eingriff. HINWEIS: Für mehrere Operationen am selben Tag durchgeführt, mit einem vorgeheizten Glasperle Sterilisator die Instrumente zwischen Operationen zu sterilisieren. </li><li> Sterilisieren Sie die Oberfläche von Betriebssystem-Plattform mit 70% Alkohol. Setzen Sie auf OP-Kittel, Haarabdeckung, chirurgische Maske, Schutzbrille und Handschuhe. Lassen Sie eine Schachtel mit sterilisierten Handschuhe in der Nähe der chirurgischen Plattform für zusätzliche unse. </li></ol></li><li> Vorbereitung des Ballonkatheters. <ol><li> Füllen Sie 1 ml Spritze mit sterilem Wasser und befestigen Sie die Spritze in ein steriles Wasser gefüllten Zweiwegehahn. Drücken Sie vorsichtig den Hahn das Wasser durch den Luer-Lock-Teil des Ballonkatheters zu füllen, und Luftblasen aus der Öffnung des Katheters zu entfernen. </li><li> Test-Ballon Inflation des Ballons, um sicherzustellen, können von 0,02 ml Wasser aufgepumpt werden. Speichern die Spitze des Ballons in einen Behälter mit sterilem Wasser vor der Operation Desikkation und Verunreinigung zu vermeiden. </li></ol></li><li> Anästhesie und Vorbereitung der Tiere. <ol><li> Wiegen männliche Wistar-Ratten (400-450 g) und überprüfen Sie die Ohrmarke die ID zu bestätigen. Legen Sie die Ratte in einer Induktionskammer, dann schalten Sie den Verdampfer und stellen Sie die Isofluran-Ebene auf 3,5-4,0% und der Sauerstoffgehalt auf 1,5-2,0 L. Überprüfen Sie die Tiefe der Sedierung durch Pedalrückzugreflex Überprüfung wie Kneifen der Zehe oder Schwanz des Tieres. </li><li> Nach der Anästhesie zu erreichen ( <em&gt; dh das Tier Pedal Rückzugsreflex) fehlt, das Tier auf die chirurgische Plattform übertragen und die Ratte mit einem Nasenkegel Haken, der mit einem Anästhesie Verdampfer verbindet. Stellen Sie Isofluran-Konzentration auf 1,5 bis 2,0 und Sauerstoff zu 0,6-1,0 L. in regelmäßigen Abständen die Tiefe der Sedierung überprüfen, indem Sie die Zehe oder Schwanz des Tieres kneifen, um sicherzustellen, dass die Ratte völlig entspannt und unbeweglich ist. </li><li> die chirurgische Ebene der Anästhesie, rasieren die ventrale Halsbereich vom Kinn bis zu knapp über dem Brustbein mit Tierhaarschneidemaschinen und Tupfer die rasierte Haut mit wechselnden 1:10 Verdünnung von PVP-Jod und 70% Ethanol 3 mal Nach Erreichen. </li><li> Platzieren Sie ophthalmische Lösung auf den offenen Augen des Tieres mit einem Wattestäbchen zu verhindern, dass sie vor dem Austrocknen. Befeuchten Sie die Zunge und dem Mund des Tieres mit Trinkwasser Trocknen während des Betriebs zu vermeiden. </li><li> Decken Sie die Ratte mit einem sterilen OP-Blatt und schneiden Sie das Blatt, um den Halsbereich aus. Legen Sie das Tier in Rückenlage ona Heizkissen auf der chirurgischen Plattform mit dem Kopf in Richtung des Chirurgen. Befestigen Sie die Gliedmaßen des Tieres auf die chirurgische Plattform mit Klebeband. </li></ol></li></ol> 2. Chirurgische Verfahren <ol><li> Dissection und Isolierung der linken Arteria carotis <ol><li> Verwenden Sie ein Skalpell einen geraden Schnitt unter dem Kinn zu machen in einer Richtung auf den Schwanz den ganzen Weg an die Spitze des Brustbeins direkt über dem Brustkorb. Verwenden Sie eine 7S Zange unverblümt die Speicheldrüsengewebe unter der Haut sezieren die Muskelschicht zu belichten. Separate Muskeln Zugang zu Carotis Gefäßen und den Vagusnerv im Halsbereich zu gewinnen. </li><li> Unverblümt Gewebe sezieren die Arteria carotis umgibt, und trennen sorgfältig die Vagusnerv und Gefäß Faszie, um Schäden zu vermeiden. Kontinuierlich bis zur Bifurkation Arteria carotis sezieren die inneren und äußeren Zweige und die Arteria carotis communis bis zum Brustbein zu belichten. </li></ol></li><li> Herstellung von Arteriotomy <ol><li> Zum Einfahren und Hämostase, legen Sie eine Ligatur am meisten proximalen Stelle auf der linken Arteria carotis communis, und eine andere Ligatur an der Stelle sofort distal der Bifurkation. </li><li> Legen Sie eine 4.0 Seidennaht an der Arteria carotis externa so weit von der Bifurkation wie möglich die Arterie in Richtung auf den Kopf zurückzuziehen. Dauerhaft abzubinden kleinen Arterien 4,0 Seidensuturen entlang der A. carotis externa einschließlich der aufsteigende pharyngeal verwenden, Hinterhaupts und der überlegenen Schilddrüse arteriellen Leck zu vermeiden. </li><li> Legen Sie eine 4.0-Seidennaht um die Arteria carotis interna einen signifikanten Rückblutverlust zu vermeiden. Üblicherweise wird die zur Verfügung stehende Länge des internen Zweig ist minimal. Um die Arteria carotis interna sichtbar zu machen, setzen die Arteria carotis interna so viel wie möglich, indem Sie vorsichtig die darüber liegende Arteria carotis nach rechts zurückgezogen wird. </li></ol></li><li> Einführung des Ballonkatheters <ol><li> Ziehen Sie die proximale Naht auf der A. carotis communis einrtery und legen eine arterielle Klammer auf dem Gefäß vorübergehend den Blutfluss zu stoppen. Bilden einen kleinen (1/3 bis 1/4 des Umfangs der Arterie) Schnitt an der Arteria carotis externa an einer Stelle als distal der Naht wie möglich. </li><li> einen nicht aufgeblasenen Ballonkatheter in den Einschnitt und dann voraus, um den Katheter in das Lumen nahe der arteriellen Klemme an der Arteria carotis communis vorsichtig einsetzen. Entfernen Sie die Klemme, und weiter voran den Ballonkatheter auf den Aortenbogen, etwa 35-40 aus dem Einschnitt mm. </li></ol></li><li> Ballon-Verletzung <ol><li> aufzublasen manuell den Katheter zu einem Volumen von 0,02 ml über die Spritze befestigt und dann sperren den Hahn zwischen der Spritze und dem Katheter. zurückziehen langsam den Katheter mit Drehungen. Wenn der Katheter in die arteriotomic Einschnitt nahe ist, abzulassen, den Ballon. Schieben Sie den Katheter zurück zum ursprünglichen Speicherort. </li><li> Wiederholen Sie 2.4.1 für insgesamt 3 mal. Entfernen Sie vorsichtig den Katheter von der Arterie Lumen. </li></ol></li><li> Close Up der Operationswunde <ol><li> Schließen Sie die Arteriotomiestelle mit Nähten. Lassen Sie die A. carotis interna, um den Blutfluss wiederherzustellen. Überprüfen Sie für die arterielle Blutungen oder Leck. Wenn die Blutung auftritt, mit ein wenig Druck ein Stück Gaze anwenden, die Blutung zu stoppen. </li><li> Entfernen Sie den Rest von Nähten und Klammern für das Verfahren verwendet. Schließen Sie das Drüsengewebe mit 6,0 Nähten. Schließen Sie die Haut mit Hautnähte oder Wundklammern. Schalten Sie Isofluran und lassen Sie das Tier mit reinem Sauerstoff für ein paar Minuten. </li></ol></li></ol> 3. Die Verabreichung von Therapeutika, Analgetika, Post-Chirurgie Pflege und Euthanasie <ol><li> Die Verabreichung von Therapeutika und Analgetika. <ol><li> Nach der Operation injiziert intramuskulär Buprenorphin (0,03 mg / kg). Spritzen 5 ml vorgewärmt steriler Kochsalzlösung subkutan den Blutverlust während der Operation zu kompensieren. Injizieren sRAGE (0,5 ng / g) (Therapie) in das Peritoneum. </li><li> Befeuchten Sie die Augen wieder mit ophthalmic Salbe. Legen Sie die Ratte auf dem Heizkissen und überwachen das Tier, bis es vollständig das Bewusstsein wiedererlangt Brustlage zu halten. </li><li> Bringen Sie die Ratte auf einem Käfig mit sauberen Betten und bringen Sie den Käfig zurück in das Vivarium. Legen Sie eine spezielle Beobachtungskarte auf dem Käfig die anwesenden Tierärzte und Pfleger zu alarmieren. </li></ol></li><li> Post-Chirurgie Cleanup <ol><li> Setzen Sie gebrauchte chirurgisches Material einschließlich Pads, Tupfer, Nadeln et al entweder in den Müll oder einem speziellen Abfallbehälter einbringen. Desinfizieren Sie die Operation Plattform und reinigen Sie die chirurgischen Instrumenten. </li></ol></li><li> Post-Chirurgie Pflege <ol><li> Verabreichen Buprenorphin (0,03 mg / kg) zweimal täglich (BID) während der 48 Stunden nach der Operation Zeitraum. Überwachen Sie das Tier genau während der 48 Stunden nach der Operation Zeitraum für die gemeinsamen Anzeichen von Leiden wie Immobilität, die Unfähigkeit zu ernähren, hutched Haltung, gekräuselte Fell und Grimasse. Überwachen Wund Bedingungen für Rötung, Schwellung, Aufspringen, und Infektionen. HINWEIS:Zusätzliche Behandlungen können nach behandelnde Tierarzt Empfehlung vorgeschrieben werden. </li><li> Entfernen Sie die Naht oder Wundklammern nach behandelnde Tierarzt Empfehlung. </li></ol></li><li> Euthanasie <ol><li> Zwei Wochen nach der Operation, einschläfern die Ratten die Arteria carotis für post-mortem histo-morphologischen zu isolieren , analysiert 22. Legen Sie die Ratte in einer Kammer mit 5-20% Isofluran Luft gesättigt für mindestens 2 min bis zur vollständigen Einstellung der Atmung. Überprüfen Sie den Tod vor der Präparation der Organe und Gewebe. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Es wurden zwei Methoden verwendet worden, um den Ballon, um aufzublasen die Schädigung zu erzeugen, die die Wand Endothel in der Arteria carotis Lumen entfernt. Eine davon ist die beigefügten Spritze mit Flüssigkeit 20 zu füllen, und der andere Luftdruck 21 zu verwenden. Wir bevorzugen es mit Flüssigkeit gefüllte Spritze zu verwenden, da die genaue Flüssigkeitsvolumen (0,02 ml) wird für jedes Verfahren verwendet werden. Dies macht eine genaue und reproduzierbare Aufblasen des Ballons, auf ein ähnliches Niveau von Verletzungen bei jedem Tier führt das Verfahren. Flüssigkeit in der Spritze erfordert tatsächlich Entfernen von Luftblasen in der Flüssigkeit. Dies kann durch Drücken der Blasen aus der Öffnung des Katheters erreicht werden. Nach dem Entfernen einer Mehrheit von Luftblasen, alle restlichen, winzige Luftblasen in 1-2 Stunden zu zerstreuen. Wir schlagen vor, dass die Forscher vor der Operation Materialien bereit 1-2 Stunden vor dem Eingriff, und prüfen Sie den Grad der Balloninflation vor jeder einzelnen Operation, um die entspre, um sicherzustellen,falls die Inflation. Für die Operation der Chirurg und sein / ihr Assistent (en) müssen alle notwendigen Schutz Getriebe einschließlich Gesichtsmasken, sterile Handschuhe tragen und OP-Kittel sowohl Tiere als auch Forscher vor einer Infektion zu schützen. Es ist wichtig , voll ausgewachsen, männliche Ratten mit ähnlichen Körpergewichte (zB zwischen 380-450 g) verwenden , um die richtige Größe der Arteria carotis für die Einführung von Standard - 2F Fogarty Ballon Embolektomiekatheters für dieses Verfahren verwendet , um sicherzustellen. Vor der Operation, überprüfen Sie die Ebene von Isofluran im Verdampfer ausreichende Menge des Anästhetikums, um sicherzustellen, dass die gesamte Operation abdeckt, und füllen Sie den Verdampfer bei Bedarf vor jeder Operation beginnt. Überprüfen Sie den Druckmesser des Sauerstofftank ausreichend Sauerstoff für die Operation zu gewährleisten. Auf eine geeignete Narkosetiefe gewährleistet ist, erreicht, kann man auch die Atemfrequenz der Ratte überwachen. Eine normale Ratte hat eine Atemfrequenz von ~ 85 Atemzug / min; eine Zunahme der Atmungstiefe und erneuteeckiger Rhythmus, und eine Abnahme der Atemfrequenz bedeutet chirurgische Anästhesie. Während der Operation muss, Anästhesie kontinuierlich überwacht und durch Prüfen der Atmung, pedal reflex gehalten, und die Reaktion des Tieres auf dem chirurgischen Reizes. Zu beachten ist, sollte der Chirurg Handschuhe wechseln, wenn seine / ihre Hände während der Operation wie etwa die Überprüfung Pedal Reflex unsterile Teile des Tieres berühren mögliche Kontamination und Infektion zu verhindern. Darüber hinaus sollte der Operateur und der Assistent auch sorgfältig die Vitalfunktionen des Tieres während des Betriebs überwachen Betäubungsmittel Überdosierung zu verhindern und eine schnelle Korrekturmaßnahmen, um die Situation zu verhindern, wenn sie die Isofluran durch Abschalten auftritt und Sauerstoffgehalt auf 100% zu erhöhen. Die Zeichen der Narkose Überdosierung sind langsame und flache Atmung, und schwach und unregelmäßiger Puls. Wir schlagen vor, auch eine gute Vorbereitung von Arteriotomiestelle vor der Ballonverletzung einschließlich einer vollständigen Trennung von Carotis artery Abschnitte von ihren benachbarten Geweben. Dies wird helfen, unerwartete Blutungen während der Operation zu vermeiden. Das Tier unter Narkose während der postoperativen Erholungsphase einschließlich sollten nie unbeaufsichtigt gelassen werden. Als Alternative zu der regulären Buprenorphin (0,03 mg / kg bid) während der 48 Stunden nach der Operation Zeit, mit verzögerter Freisetzung Buprenorphin (Buprenorphin SR) können ebenfalls verwendet werden. Die Injektion von Buprenorphin SR (1,0-1,2 mg / kg) unmittelbar nach der Operation wird sich auf die postoperativen Zeitraum von bis zu 72 Stunden. Im allgemeinen sind postoperative Komplikationen nicht zu erwarten; aber eine sorgfältige monitory Praxis sorgt für das Wohlbefinden der Tiere und ist eine Politik, durch die institutionelle ACUC. Denn es ist sehr wichtig, das gleiche Niveau der Ballonverletzung in der Studie Gruppe von Tieren (8-15), eine angemessene chirurgische Fertigkeiten und Vertrautheit mit dem Verfahren zu reproduzieren sind sehr zu empfehlen. Für neue Forscher zu diesem Verfahren, schlagen wir vorzuerst das gesamte Verfahren einschließlich der Vorbereitung der Arteriotomie, der Ballon-Verletzung und der Wundverschluss auf Rattenkadaver zu üben, die in dem institutionellen Tieranlage verfügbar. Ausführen der chirurgischen Prozedur mit Veterinäre oder Forscher vertraut mit dem Verfahren gewährleistet auch, reproduzierbare und konsistente Ballonverletzung Ergebnisse zu erhalten. Aus unserer Sicht, Drogen und / oder Therapeutika, die neointimale Wachstum zunichte machen werden am besten sofort nach der Ballonverletzung verabreicht, um die Entzündung in einem frühen Stadium zu kompensieren. Einige Reagenzien benötigen während der nachfolgenden Tagen Erholung kontinuierlich verabreicht werden, um den Effekt zu erzielen. Eine frühe Intervention hilft , den anschließenden vaskuläre Remodeling 13,22,24 zu blockieren oder zu reduzieren.

Angioplastie ist ein endovaskulären Verfahren verwendet, um die verengt oder verstopft Arterien wie Atherosklerose ergeb von pathologischen Zuständen zu erweitern. Eine häufige Komplikation der Angioplastie ist die postoperative Neointimalhyperplasie oder Restenose, die auf chirurgische Verletzungen und die anschließende Entzündung induzierte vaskuläre Remodeling tritt wegen. Diese Bedingungen führen zu einer Proliferation der glatten Gefäßzellen und mehrere pathophysiologische Konsequenzen 1-3. Neointimalhyperplasie Wieder dickt das Schiff und tritt in bis zu 60% Post-Angioplastie-Patienten innerhalb des ersten Jahres. Daher ist die Restenose ein schwerer Rückschlag der weit verbreiteten Angioplastie - Verfahren 4. Obwohl die Implantation des medikamenten Elution Stent - Restenose zu verhindern , kann helfen, können nur ausgewählte Bewerber dieses kostspieliges Verfahren 5 unterziehen. Sowohl Tier- und klinische Studien haben gezeigt, dass die chronische Entzündung, die durch Vascular Verletzungen und / oder Operationswunde dient als Hauptreiz für die Post-Angioplastie neointimale Wachstum 2,4. Die Ratten - Karotis - Verletzungsmodell Ballon ahmt die klinische Situation und dient daher als ein wertvolles Modell System zellulären Faktoren zu identifizieren , die 6-9 in dem vaskulären Remodelling und Gefäßzellproliferation beteiligt. Dieses Modellsystem ist auch ein sehr nützliches Instrument zur Bewertung und / oder Bildschirm für Arzneimittel und therapeutische Reagenzien , die neointimale Wachstum in der präklinischen translationale Studien 10-14 unterdrücken. Im Vergleich zu dem murinen carotis Drahtverletzungsmodell 15 und der murine Femoralarterie Drahtverletzungsmodell 16, die Ratte carotis Ballon - Verletzungsmodell hat die Vorteile der in der Größe ausreichend groß ist für die Leichtigkeit des chirurgischen Eingriffs , die Reproduzierbarkeit der zugefügten Verletzungen erleichtert. Es kann eine größere Anzahl von primären Zellen bereitzustellen (zB vaskulären Glattmuskelzellen, Endothelzellen) zur additional in - vitro - Studien , den molekularen Mechanismus regeln vaskuläre Remodeling zu beschreiben. Wichtig ist , dass im Vergleich zu Mäusen, Ratten sind auch 17 ein besseres Modell zu sein für physiologische und toxikologische Studien bekannt. Obwohl ein Nachteil oder Begrenzung des Rattenmodell der Mangel an genetisch veränderte und Gen-Knockout-Modelle ist, kann dieser Nachteil durch die Verfügbarkeit der Ratte genomischen Sequenz und die jüngste Entwicklung von leistungsfähigen genomischen Editing-Tools wie CRISPR-CAS-Technologie überwunden werden, die macht mögliche Manipulation von weiten Bereichen von genomischen Sequenzen in verschiedenen Modellsystemen 18,19. Obwohl die Ratte Ballonverletzung Modell durch mehrere Labore und verschiedene umfassende Protokolle verwendet wurde , 20,21 veröffentlicht wurden, zielt darauf ab , dieses Protokoll an mehr Details zu Vorchirurgischer Vorbereitungen bietet und neue Forscher zu diesem Verfahren führen können diese chirurgischen Praxis einzurichten. Wir betonen auch die postoperative Pflege von ter Tiere , die nicht nur postmortalen pathologischen und histomorphologische Analysen der therapeutischen Wirkungen auf die arterielle Remodeling ermöglicht, aber auch Ultraschall sonographische Untersuchungen in lebenden Tieren 13,22.

<table><tbody><tr><td>2 F Fogarty balloon embolectomy catheter&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Edwards Lifesciences&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small&amp;nbsp; curved forceps (Large radius Dumont#7shanks curved)&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Large, medium and small micro-scissors</td><td>Roboz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needles (20 G)&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>TycoHealthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-surgery forceps with micro-blunted atraumatic tips</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atraumatic straight small arterial clamps&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Retractor&amp;nbsp; with maximum spread 5.5 cm long blunt teeth</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk suture (4.0 and&amp;nbsp; 6.0 )</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1.0 ml)&amp;nbsp;</td><td>BD&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Curity gauze sponges</td><td>AllegroMedical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton tip applicators sterile and non-sterile</td><td>Puritan Medical Products</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Compact hot bead sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Self-regulating heating pad</td><td>Fine Science Tools&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ADS200 anesthesia system/ventilator</td><td>Paragon Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (forane), liquid form</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride 0.9% (Saline)&amp;nbsp;</td><td>Hospira</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenex (buprenorphine)&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd.&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% alcohol</td><td>Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1:10 Betadine</td><td>Fisher</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a rat carotid balloon injury model to test anti-vascular remodeling therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

Zwei Wochen nach der Ballonverletzung, wird die Ratte getötet und die Carotis-Arterien für histo-morphologische Analyse isoliert. Beide betrieben linke Arteria carotis und un-betriebenen rechten Arterie sind im Querschnitt, verarbeitet und in Paraffin eingebettet. Die Paraffinproben werden dann weiter Dünn geschnitten und gefärbt mit Hämatoxylin-Eosin (H &amp; E). Histo-morphologische Analysen werden unter Verwendung eines digitalen Bildanalyse-System durchgeführt. Die Einzelheiten der Arterie Ernte und histo-morphologischen Analyse wurden 13,23 beschrieben. Die Ballonverletzung ausgelöste neointimale Wachstum oder die Verdickung der Gefäßwand, wenn sie unbehandelt (oder mit Salzlösung als Placebo behandelt wurden), ist offensichtlich , wie in 1B, im Vergleich zu nicht-operierten Gefäßabschnitt aus dem gleichen Ratte (Figur gezeigt 1A). Der Gefäßabschnitt aus der Ratte therapeutischen Reagenzes erhalten (in diesem Fall sRAGE) blockiert neointimale Wachstum zeigten signifheblich Verdickung der Gefäßwand verringert (Abbildung 1C). Die Auswirkungen der Ballonverletzung sowie die therapeutische Behandlung kann auch in vivo untersucht werden unter Verwendung von Ultraschallsonographie 22, die zusammenarbeiten und mit den Ergebnissen aus histo-morphologischen Analyse (Abbildung 2). Die Einzelheiten für die Bewertung der Wirksamkeit und der Verwaltung Fenster der therapeutischen sRAGE bei der Ratte Ballonverletzung Modell wurden in früheren Publikationen 13,22 beschrieben. Um therapeutische Reagenzien zu bewerten, die die Verletzung ausgelöste Gefäßwand Umbau reduzieren oder blockieren, eine Gruppe von Ratten (n = 8-15) sind zu betrieben, um zu erhalten, statistisch aussagekräftige Schlussfolgerungen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53777/53777fig1.jpg" /> Abb . 1: Repräsentative Ergebnisse aus der Ratte Carotis Ballonverletzung Modell H &amp; E - Färbung der Carotid Arterie Querschnitte (A) der nicht-operierten Abschnitt rechte Arteria carotis; (B) der Ballon verletzt und mit Placebo behandelten Abschnitt linken Arteria carotis (Pfeile zeigen die neotimal Gebiete); (C) der Ballon verletzt und der linken Arteria carotis Abschnitt sRAGE behandelten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53777/53777fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53777/53777fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53777/53777fig2.jpg" /> Abbildung 2:. Korrelation von Ultraschall - Sonographie und Histologie sRAGE (0,5 ng / g) behandelt Carotis Gefäße in Streudiagramm der Daten aus (A) gezeigt Lumendurchmesser und (B) Gefäßwanddicke bei 2 Wochen nach der Verletzung (der nicht operierten , mit sRAGE verletzt und mit Placebo behandelten, n = 12 jeder Gruppe). (C) Vertreter sonographic und histologische (100X) Bilder. (Abbildung von Referenz 22, mit freundlicher Genehmigung des Verlags). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53777/53777fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53777/53777fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

Eine Ratte Karotis-Ballon-Verletzung Modell Anti-vaskuläre Remodeling Therapeutics zu Test

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

8.7K Aufrufe.  National Institute on Aging. The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described. 

Serie: A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Ein Modell des Disturbed Flow-Atherosklerose in Maus Halsschlagader durch partielle Ligation und eine einfache Methode zur RNA-Isolierung aus Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Forschung

Medizin

Murine Spinotrapezius Model to Assess the Impact of Arteriolar Ligation on Microvascular Function and Remodeling

The murine spinotrapezius is a thin, superficial skeletal support muscle that extends from T3 to L4, and is easily accessible via dorsal skin incision. Its unique anatomy makes the spinotrapezius useful for investigation of ischemic injury and subsequent microvascular remodeling. Here, we demonstrate an arteriolar ligation model in the murine spinotrapezius muscle that was developed by our research team and previously published1-3. For certain vulnerable mouse strains, such as the Balb/c mouse, this ligation surgery reliably creates skeletal muscle ischemia and serves as a platform for investigating therapies that stimulate revascularization. Methods of assessment are also demonstrated, including the use of intravital and confocal microscopy. The spinotrapezius is well suited to such imaging studies due to its accessibility (superficial dorsal anatomy) and relative thinness (60-200 &mu;m). The spinotrapezius muscle can be mounted en face, facilitating imaging of whole-muscle microvascular networks without histological sectioning. We describe the use of intravital microscopy to acquire metrics following a functional vasodilation procedure; specifically, the increase in arterilar diameter as a result of muscle contraction. We also demonstrate the procedures for harvesting and fixing the tissues, a necessary precursor to immunostaining studies and the use of confocal microscopy.

We demonstrate a novel arterial ligation model in murine spinotrapezius muscle, including a step-by-step procedure and description of required instrumentation. We describe the surgery and relevant outcome measurements relating to vascular network remodeling and functional vasodilation using intravital and confocal microscopy.

Murine Spinotrapezius Modell, um die Auswirkungen der Arteriolen Ligation auf mikrovaskuläre Funktion und Remodeling beurteilen

The murine spinotrapezius is a thin, superficial skeletal support muscle that extends from T3 to L4, and is easily accessible via dorsal skin incision. ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Ein Mausmodell der Stentimplantation in der Arteria carotis für das Studium der Restenose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Mausmodell der Femoralarterie Draht Verletzung mit Implantation einer Perivaskuläre Drug Delivery-Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

Induktion von beschleunigter Atherosklerose bei Mäusen: Das "Wire-Injury"-Modell

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the industrialized world. New Zealand White (NZW) rabbits are widely used as an animal model for the study of atherosclerosis. They develop spontaneous lesions when fed with atherogenic diet; however, this requires long time of 4 - 8 months. To further enhance and accelerate atherogenesis, a combination of atherogenic diet and mechanical endothelial injury is often employed. The presented procedure for inducing atherosclerotic plaques in rabbits uses a balloon catheter to disrupt the endothelium in the left iliac artery of NZW rabbits fed with atherogenic diet. Such mechanical damage caused by the balloon catheter induces a chain of inflammatory reactions initiating neointimal lipid accumulation in a time dependent fashion. Atherosclerotic plaque following balloon injury show neointimal thickening with extensive lipid infiltration, high smooth muscle cell content and presence of macrophage derived foam cells. This technique is simple, reproducible and produces plaque of controlled length within the iliac artery. The whole procedure is completed within 20 - 30 min. The procedure is safe with low mortality and also offers high success in obtaining substantial intimal lesions. The procedure of balloon catheter induced arterial injury results in atherosclerosis within two weeks. This model can be used for investigating the disease pathology, diagnostic imaging and to evaluate new therapeutic strategies.

Animal models of atherosclerosis are essential to understand the mechanism and to investigate newer approaches to prevent plaque development or rupture, a leading cause of death in the industrialized world. This protocol uses a combination of balloon injury and cholesterol rich diet to induce atherosclerotic plaques in rabbit iliac artery.

Das Kaninchen-Modell der beschleunigten Atherosklerose: methodischer Sicht der Beckenkamm Arterie Ballon Verletzung

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell (VSMC) proliferation. Common murine models study small vessels such as the carotid and femoral arteries. Herein we describe an in vivo system in which both VSMC proliferation and endothelial barrier function can be simultaneously assessed in a large vessel. We studied the infrarenal aortic response to injury in C57BL/6 mice. The aorta was injured from the left renal vein to the aortic bifurcation by 30 transmural crushes of 5-seconds duration with a cotton-tipped applicator. Morphological changes were assessed with conventional histology. Aorta wall thickness was measured from the luminal surface to the adventitia. EdU integration and counter staining with DAPI and alpha-actin was used to demonstrate VSMC proliferation. Activation of ERK1/2, a known moderator of intimal hyperplasia formation, was determined by Western Blot analysis. The effect of inflammation was determined by immunohistochemistry for B-cells, T-cells, and macrophages. En face sections of endothelium were visualized with scanning electron microscopy (SEM). Endothelial barrier function was determined with Evans Blue staining. Transmural injury resulted in aortic wall thickening. This injury induced VSMC proliferation, most prominently at 3 days after injury, and early activation of ERK1/2 and decreased p27kip1 expression. Injury did not result in increased B-cells, T-cells, or macrophages infiltration in the vessel wall. Injury caused partial endothelial cell denudation and loss of cell-cell contact. Injury resulted in a significant loss of endothelial barrier function, which returned to baseline after seven days. The murine transmural blunt aortic injury model provides an efficient system to simultaneously study both VSMC proliferation and endothelial barrier function in a large vessel.

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Restenosis following cardiovascular procedures (bypass surgery, angioplasty, or stenting) is a significant problem reducing the durability of these procedures. An ideal therapy would inhibit smooth muscle cell (VSMC) proliferation while promoting regeneration of the endothelium. We describe a model for simultaneous assessment of VSMC proliferation and endothelial function in vivo.

Murine Aortic Crush Injury: Eine effiziente<em&gt; In vivo</em&gt; Modell der glatten Muskelzellproliferation und Endothelfunktion

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...