We thank Caroline Bouchard from the animal facility for the rat work. A.S. holds a J.A. De S&#232;ve master fellowship, and B.P. a COPSE fellowship from the Universit&#233; de Montr&#233;al This work was funded by grants attributed to J.B. from FRQS-Pfizer and start-up funds from H&#244;pital du Sacr&#233;-Coeur de Montr&#233;al Research Center.

Ethik Aussage: Das Tier - Protokoll für dieses Projekt erhielt die Genehmigung von der Animal Care Committee des Hôpital du Sacré-Coeur de Montréal in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care. 1. Katheter Vorbereitung vor der Stereotaktische Chirurgie <ol><li> Geschnitten PE50 - Katheter (6 cm in der Länge) , die Kanüle zu verbinden verwendet wird mit osmotischen Pumpen (siehe 1A). Füllen PE50-Katheter mit künstlicher Cerebrospinalflüssigkeit (aCSF) und die Dichtung beide Enden der Katheter. Halten den Katheter bei 4 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 2. Cannula Implantierung von Stereotaxy <ol><li> Führen Sie die Operation unter sterilen Bedingungen. Sterilisieren alle chirurgischen Instrumenten und Materialien im Autoklaven. Reinigen Sie das Gerät und Stereotaxie den Arbeitsbereich gründlich, und mit einer 70% igen Ethanollösung desinfiziert. Tragen einer chirurgischen Maske, Haarhaube und sterile Handschuhe.</li><li> Anästhesieren Ratten durch intraperitoneale Injektion (ip) mit einer Lösung von Ketamin und Xylazin (100 mg / kg und 10 mg / kg, jeweils). Bestätigen Anästhesie durch eine Bewegung nach einer sanften Zehe Prise zu überprüfen. </li><li> Injizieren eines nicht-steroidale entzündungshemmende Arzneimittel (Meloxicam; 1 mg / kg) subkutan (sc) mit dem narkotisierten-Tier mindestens 30 min vor der Operation. </li><li> Shave den Kopf des Tieres mit Klipper und desinfizieren Sie die Haut mit einer Lösung von Chlorhexidingluconat 2% und Isopropylalkohol 2% dreimal. Bewerben Veterinäraugensalbe auf die Augen Trockenheit während der Narkose zu verhindern. </li><li> Legen Sie das Tier auf einem stereotaktischen Rahmen mit den Ohr Bars. Fix eine Kanüle auf dem Haltearm des Stereotaxierahmen. Injizieren (sc) ein Lokalanästhetikum (Bupivacain (1,5 mg / kg) und Lidocain (1,5 mg / kg) auf der Oberseite des Kopfes. Anesthesia ist unterhält während des gesamten Verfahrens durch einen Nasenkegel, die 3% Isofluran platzieren. Die gesamte OP-Feld solltedrapiert ab, aber es war nicht hier getan, um besser die Technik demonstrieren. </li><li> Einen Einschnitt von 3 cm auf der Oberseite des Kopfes mit einem Skalpell. Installieren 4 Klammern um den Einschnitt, den Schädel klar zu verlassen. Mit einer Schere Rundspitze, machen eine Tasche (2 x 2 cm 2) unter die Haut zwischen den Schulterblättern des Tieres. </li><li> Kratzen Sie die Knochenhaut des Schädels mit einer Klinge. Wenden Sie auf dem Schädel, der eine Gazeauflage wenn Blutungen. </li><li> Stellen Sie sicher, dass der Schädel ist flach und gut auf dem Stereotaxierahmen ausgerichtet sind. Um sicherzustellen, dass der Schädel ist flach, überprüfen Sie die Höhe, in der Bregma koordiniert und an der Lambda. Nehmen Sie die Koordinaten des Bregma, die als Bezugspunkt verwendet werden soll. </li><li> Ausgehend von der Bregma, Berechnung der Koordinaten der beiden Führungskanüle , die bilateral in den Hippocampus implantiert werden (anteroposterioren: - 0,42 cm; mediolateral: ± 0,30 cm; dorsoventral: - 0,28 cm nach den Paxinos und Watson Rattenhirnatlas) 29 . Geben Sie bitte diePosition der Kanüle mit einem Marker. </li><li> Bohren Sie ein Loch (0,5 mm) in den Schädel an der Implantationsstelle der beiden Kanüle. Bohren Sie zwei andere Löcher ca. 5 mm über und unter diesen Punkten Schrauben einzufügen, die Kanüle wird erstarren, wenn Zahnzement Anwendung. </li><li> Schneiden einem Ende des Katheters zuvor mit aCSF mit einem Skalpell aufgefüllt, und es in dem Winkelarm der Kanüle ein. Befestigen Sie die erste Kanüle mit Zahnzement. Vermeiden Sie es, Zahnzement um die Position auf der zweiten Kanüle. </li><li> Lassen Sie den Zahnzement trocken für 2 - 3 Minuten, dann entfernen Sie den Halter Arm aus der ersten Kanüle, und befestigen Sie die zweite Kanüle in ihm. Wiederholen Sie die Schritte 2.11 und 2.12. Setzen Sie Dummy-Kanüle auf beiden Führungskanüle. Sicherstellen, dass die Dummy-und Führungskanüle von der gleichen Länge sind Gewebeinfiltration zu verhindern, und um die Kanüle zu blockieren. </li><li> Das freie Ende beider Katheter in die Tasche vorher zwischen den Schulterblättern des Tieres gemacht. Entfernen Sie die Klemmen und nähen die Haut mit einemNähfaden 4-0. HINWEIS: Die obere Führungskanüle muss zu den kommenden Aβo Infusionen zugänglich sein. </li><li> Nehmen Sie das Tier aus dem Stereotaxierahmen und steckte es in seinen Käfig zurück. Während postoperative Erholung, legen Sie den Käfig auf einer Decke Heizwasser, bis das Tier aufwacht. Der Käfig sollte teilweise auf dem Pad sein, so kann die Ratte von der Hitze weg bewegen, wenn nötig. Überwachen Sie das Tier ständig, bis es genügend Bewusstsein wiedererlangt Brustlage zu halten. </li><li> Rück Ratten zur Tierhaltung von der Operation zu erholen für 10 Tage unter strenger Überwachung. HINWEIS: Verwenden Sie kein Tier zurück, die Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis sie vollständig erholt. Meloxicam (1 mg / kg) wird an zwei Tagen einmal pro Tag gegeben Operation folgende Schmerzen zu behandeln. </li></ol> 3. osmotische Pumpe-Installation <ol><li> Einen Tag vor der Installation füllen osmotische Pumpen mit 6E10-Antikörper (1 mg / ml; 100 &amp; mgr; l) und Kontroll-IgG1Antikörper (1 mg / ml; 100 ul) gemäß den Anweisungen des Herstellers unter sterilen Zustand. Halten die Pumpen in sterilem destilliertem Wasser bei 37 ° C über Nacht Pumpen zu aktivieren. </li><li> Anästhesieren Ratten mit Isofluran 3% osmotischen Pumpen zu installieren (0,5 &amp; mgr; l / h für 7 Tage). Rasur zwischen den Schulterblättern und desinfizieren Sie die Haut mit einer Lösung von Chlorhexidingluconat 2% und Isopropylalkohol 2%. Einen Einschnitt von 2 cm mit einem Skalpell zwischen den Schulterblättern, die PE50-Katheter in die Führungskanüle verbunden zu lokalisieren. </li><li> Schneiden Sie das Ende der PE50-Katheter enthalten, Zahnzement mit einem Skalpell. Schließen Sie die osmotischen Pumpen an die PE50-Katheter, und fügen Sie einige Zahnzement an der Pumpe und Katheter-Übergang, um die Verbindung zu sichern. </li><li> Stich in die Haut fest mit einem Nahtfaden 4-0. Legen Sie das Tier wieder in seinem Käfig auf einem Heizwasser-Pad. Beobachten Sie das Tier wake schnell von einer Isofluran-Narkose bis (ca. 5 min). HINWEIS: Die Operation dauert approximately 5 bis 10 min. </li></ol> 4. Aβo Infusions in Awake und sich frei bewegenden Ratten <ol><li> Bereiten Sie die Aβo Lösung (0,2 ug / ul) , wie zuvor berichtet. 28,30 Aβo zulassen dynamisch und spontan für 1 Stunde bei Raumtemperatur vor der Infusion zu aggregieren. </li><li> Legen Sie zwei 10 ul Spritzen auf einer Infusionspumpe. Füllen Sie die Spritzen mit 5 ul sterilem destilliertem Wasser. Geschnitten, um zwei PE50-Katheter bis etwa 60 cm in der Länge mit einem Skalpell. Füllen Sie die beiden Katheter mit sterilem destilliertem Wasser unter Verwendung von 1 ml Spritzen und 21G-Nadeln. </li><li> Halten Sie die 1 ml Spritzen an einem Ende des Katheters und das andere Ende an die Hamilton-Spritzen. Entfernen Sie die 1 ml Spritzen und prüfen Sie, dass sich keine Luftblasen in den Katheter ist. </li><li> Legen Sie innere Kanüle am Ende des PE50-Katheter. Mit einer sterilen destilliertem Wasser füllen die innere Kanüle mit PE50-Katheter bis auf Hamilton Spritzen to1 &amp; mgr; l. Machen Sie eine Luftblase durch pulling die Kolben bis zu 2 &amp; mgr; l zurück. </li><li> Mischen Sie die Aβo Lösung durch Auf- und Abpipettieren eine Spitze von mindestens Einhaltung verwenden. Vermeiden Sie Blasen während des Mischens bilden. Füllen Sie sowohl interne Kanüle mit 1,5 ul Aβo Lösung, die durch die Kolben bis zu 3,5 ul zurückziehen. </li><li> Machen Sie Linien mit einem Marker vor und nach der Luftblase in beiden Katheter durchgeführt. Dies dient als Kontrollpunkt der laufenden Infusion. Zur Infusion bringen den Käfig in der Nähe der Infusionspumpe und seine Abdeckung zu entfernen. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem kuschel und fest schaben den Arm des kuscheln um den Hals den Kopf der Ratte zu immobilisieren. Entfernen Sie Dummy-Kanüle aus den beiden Führungskanüle. Legen Sie die innere Kanüle zuvor in der Führungskanüle vorbereitet. Sicherzustellen, dass sie vollständig eingeführt sind und gut befestigt an der Basis der Führungskanüle. </li><li> Lassen Sie Ratte aus dem kuscheln und steckte es wieder in seinen Käfig Streit Stress zu begrenzen. Genau überwachen, um sicherzustellen, dass die Katheter nicht verdrehen togetsie und die Infusion richtig gemacht wird. </li><li> Schalten Sie die Infusionspumpe. Injizieren 1 ul Aβo Lösung bei einer Rate von 0,1 ul / min (10 min). Während der Infusion überprüfen, dass der Spritzenkolben bewegt sich von 3,5 &amp; mgr; l bis 2,5 &amp; mgr; l, und dass die Luftblase in beiden PE50 Katheter kontinuierlich bewegen. </li><li> Lassen Sie die innere Kanüle an Ort und Stelle für weitere 5 Minuten nach der Infusion eine effiziente Diffusion von Aβo Lösung zu ermöglichen. Bringen Sie die Ratte wieder in den kuscheln inneren Kanüle zu entfernen und mit einer Kappe bedeckt Führungskanüle Rückfluß der injizierten Lösung zu verhindern. Verwenden Sie Dummy-Kanüle, die kurz vor dem Winkel Arm der Kanüle zu stoppen. Bringen Sie das Tier in seinem Käfig. </li><li> Wiederholen Sie Aβo Infusion einmal pro Tag mehr als 6 aufeinander folgenden Tagen. Euthanize das Tier durch Enthauptung. </li></ol>

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Es gibt wichtige Schritte in diesem Protokoll, die besondere Aufmerksamkeit erforderlich. Wenn die Kanüle Implantation vermeiden Zahnzement setzen, wenn es zu flüssig ist, das Loch der zweiten Kanüle zu verhindern, zu blockieren. Es ist wichtig, Zahnzement am freien Ende des P50-Katheter an der Pumpe angebracht zu platzieren Reizung und eine mögliche Entzündungsreaktion zu verhindern. Der Tag der stereotaktischen Chirurgie, verwenden dummy Kanüle, die die gleiche Länge wie Führungskanüle sind blockierende Kanüle zu vermeiden. Jedoch nach der Installation von Pumpen verwenden kürzere dummy Kanüle, dass der Winkelschenkel der Kanüle zu stoppen, bevor die richtige Infusion der Lösung von der Pumpe zu den Hippocampus zu ermöglichen. Überwachen Sie eng Aβo Infusionen und stellen Sie sicher, dass die Luftblase im Katheter durchgeführt wird kontinuierlich während der Infusionen zu bewegen. Achten Sie immer darauf, dass die Injektion von Kanüle vollständig in die Führungskanüle während Infusionen eingesetzt ist. Wenn das Problem ist während des Aß-Infusion Begegnung, Stellen Sie sicher, dass die innere Kanüle nicht blockiert wird. Wenn dies der Fall ist, spülen Sie steriles destilliertes Wasser durch die innere Kanüle. Wenn die Führungskanüle behindert wird, drehen Sie die innere Kanüle in die Führungskanüle. bewegen sonst wird die innere Kanüle nach oben und unten. Contention im kuscheln kann für Ratten, vor allem am ersten Tag stressig sein. Um die Belastung des Tieres zu verringern, empfehlen wir, zu manipulieren und zu gewöhnen Ratten an den kuscheln vor dem stereotaxische Chirurgie. Viele Vorteile lassen sich auf diese neue und flexible in vivo Ansatz zurückgeführt werden. Tatsächlich injiziert die Art der Aβo genau vor der Infusion steuern werden, und verschiedene Arten von Aß - Präparate (zB synthetische vs brain-derived Aß - Lösungen) können injiziert werden , um ihre Neurotoxizität in vivo zu untersuchen. Dieses Modell kann auch Mechanismen verwendet werden , durch die Niedrig- und ol mit hohem Molekulargewicht verschiedene Aß - Spezies (zB Monomere, zu untersuchen ,igomers kann Protofibrillen) induzieren neurotoxischen Wirkungen in vivo und wie Behandlungen wie Immuntherapie könnte ihre schädliche Wirkung im Gehirn entgegenzuwirken. Da die Infusionen in wach, führen Sie sind frei bewegenden Tieren gibt es keine verwirrende Effekte zwischen Anästhetika und der Aβo Lösung auf Signalwege, wie in früheren Studien gezeigt. 32,33 Aufgüsse in der Tier frei bewegenden Verhaltenstests sind auch kompatibel mit allen Zeit vor und nach den Infusionen. Infusionen von Aβo und Pumpenanlage kann in der Tier unterschiedlichen Alters durchgeführt werden, um die Auswirkungen von Aβo und Behandlungen während des Alterns zu bestimmen. Da Neurodegeneration in Nähe der Infusionsstelle stattfindet, kann Synapse und neuronalem Verlust in verschiedenen Gehirnregionen und lokalisierten induziert werden. Die Sicherheiten Infusion von Aβo und Kontrolle (Fahrzeug oder Gerangel Aß) ermöglicht es innerhalb des gleichen Tieres für jede Änderung zu steuern. Im Gegensatz dazu Sol Aβo oder Kontrolleutions können bilateral in den rechten und linken Hippokampus, beispielsweise eingespritzt werden, wenn die Tiere in Behavioral Aufgaben zu testen. Die Infusion von Aβo und Behandlung kann gleichzeitig durchgeführt werden oder alternativ Pumpen können nach Aβo Infusion installiert werden, um zu beurteilen, ob die Behandlung nach Aß Ablagerung wirksam ist. Das gleiche hier beschriebene Protokoll kann auch verwendet werden, wenn intracerebroventricular Infusionen von Aβo tun. Die Wirkung von Aβo auf intrazelluläre Signalwege innerhalb eines angemessen kurzen Zeitraums vor und nach der neuronalen Verlust ausgewertet werden. Die Dosis und die Anzahl der Aß Infusionen können auch eine mehr oder weniger starke Aß Pathogenität zu erhalten, eingestellt werden. Obwohl sehr vielseitig, hat diese Technik einige Einschränkungen. Kanüle Implantation erzeugt eine mechanische Zerstörung des Gewebes und neuroinflammation in den ersten Tagen nach der Operation. Somit ist es wesentlich, mindestens eine Woche nach der Operation zu warten, bevor Aβo infu Ausgangssion, und geeignete Kontrollen (Injektion von Fahrzeug oder inaktiv Gerangel Aß) hinzuzufügen, diese Ereignisse zu berücksichtigen. Auch wird nur ein kleines Volumen Aβo kann infundiert werden Diffusion der Lösung zu begrenzen. Die osmotischen Pumpen stellen eine bequeme und einzigartige Bereitstellungsmethode für die präklinische Validierung von Agenten entwickelt Aß-induzierte Neurodegeneration zu verhindern. Da die Immuntherapie mit dem 6E10 Antikörper , der vorher verwendeten wir als Proof-of-Concept den 6E10 - Antikörper 31 gezeigt wurde , Aß Ansammlung im Gehirn zu verringern unsere neue In - vivo - Ansatz zu validieren. Die verwendete osmotischer Pumpen in diesem Modell könnte nun verwendet werden, um neue krankheitsmodifizierende Therapien zu entwickeln, die die Ablagerung und Neurotoxizität von Aβo in präklinischen AD-Patienten verhindern könnte.

Es wurde vorgeschlagen , zunächst die Akkumulation von unlöslichen Aß - Spezies im Gehirn AD Pathogenese zentral war. 1,2 jedoch Amyloid - Plaques auch in einigen kognitiv normalen älteren erkannt werden. 3-7 Um die schlechte Korrelation , die zwischen Plaque - Ablagerungen und kognitive Defizite zu überwinden in AD, haben neueste Berichte über die Anwesenheit von toxischen löslichen Aβo am Beginn der Erkrankung, die mit dem klinischen Zustand der Patienten viel besser korreliert. 8-14 Da der Prozess von Aß Oligomerisierung sehr dynamisch ist, wurde vorgeschlagen , dass die Neurotoxizität durch verschiedene Aβo anstelle von nur einer bestimmten Art von Oligomer induziert wird. 14-16 Da viele Studien gezeigt haben , dass Aβo vor Synapse Dysfunktionen Synapse und neuronalem Verlust initiieren, 17-24 aktuellen Theorien zeigen , dass Aß-verwandte Behandlung wirksam sein könnte , in Anfang AD statt in späteren Stadien als bisher in klinischen Studien getestet. Ein Kennzeichen Merkmal von AD Pathogenese ist die massive und weit verbreitete Zelltod in den späten Stadien der Erkrankung beobachtet, und die signifikante Synapse und neuronalen Verlust in lokalisierten Hirnregionen beobachtet, wenn Gedächtnisstörungen nachweisbar werden auf der klinischen Ebene. Der perforant Weg, der aus dem entorhinalen Cortex (EC) an die Gyrus dentatus (DG) vorsteht , ist deutlich am frühen Beginn der AD gestört. 25,26 Während des Prodromalstadien von AD bei leichten kognitiven Beeinträchtigung (MCI) Tod offensichtlich erhebliche Zelle wird wird in der EG sowie der synaptischen Verlust in der DG erkannt. 25,26 Obwohl ein großer Teil des Beweise für die toxische Wirkung von löslichen Aβo Anfang AD geortet hat, 14.08 Aβo-induzierte Neurodegeneration in neuronalen Kultur oder organotypischen Hirnschnittkultur beobachtet hat , eine größere Herausforderung gewesen in Tiermodellen zu reproduzieren. 27 Die meisten der transgenen AD Modelle überexprimierenden Aβ haben Amyloid - Plaques, Tau - Hyperphosphorylierung, synaptic - Mangel und Gedächtnisdefizite. 27 haben jedoch diese Modelle viel weniger erfolgreich in Tod Modellierungs Zelle im Hippocampus von AD - Patienten beobachtet. Um diese technischen Probleme zu überwinden entwickelten wir ein Modell, das auf intrazerebrale Infusionen von löslichen Aβo. Wir berichteten bereits , dass Hippocampus - Infusionen von löslichen Aβo induzieren allmähliche Verlust von Neuronen und Tau - Hyperphosphorylierung, zwei pathologischen Kennzeichen im Zusammenhang mit Gedächtnisabnahme in AD wiederholt. 28 Hier haben wir ein neues Verfahren zeigen speziell AD Therapien zu testen , mit Kanüle Design für die gleichzeitige Infusionen von Aβo und kontinuierliche Infusion von Aβo Antikörper (6E10) mit osmotischen Pumpen. Osmotische Pumpen bieten eine einzigartige Möglichkeit , die Effizienz jeder Antikörper in vivo zu testen (oder anderer Verbindungen) gegen Aβo induzierte Neurodegeneration direkt an der Infusionsstelle von Aβo. So pumpt diese reprESENT ein komfortables Werkzeug eine solide Proof-of-concept in Bezug auf die Wirkungsmechanismen von potentiellen therapeutischen Mitteln in AD zu etablieren. Da die jüngsten Berichte in den frühen Stadien der AD die kritische Wirkung von löslichen Aβo weisen darauf hin, dass viele Behandlungen in Richtung Aβo gerichtet tatsächlich von akademischen und pharmazeutischen Laboratorien getestet. Dieses neuartige Tiermodell ermöglicht die synaptischen und neuronalen Verlust in der frühen AD beobachtet imitiert, und osmotische Pumpen kontinuierlich Behandlungsmittel an der Aβo Infusionsstelle speziell ziehen lassen. Die repetitiven Ausfälle von AD-Therapien in den letzten Jahren in milden getesteten Patienten zu moderieren als Forscher aufgefordert, Studien in der Vor-Demenz-Patienten zu beginnen, bevor Aβo beginnen reichlich zu akkumulieren und irreversible Hirnschäden erzeugen. In diesem Zusammenhang neue Verbindungen zu testen, die die Ablagerung und folglich die Neurotoxizität von Aβo verhindern könnten in vorklinischen Patienten von Interesse sein.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="792">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Artificial Cerebrospinal Fluid (aCSF)</td>
			<td style="width:167px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:147px;">59-7316</td>
			<td style="width:201px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">PE50 Catheter thin wall</td>
			<td style="width:167px;">Plastics one</td>
			<td style="width:147px;">C232CT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">Ketamine Hydrochloride (100 mg/mL)</td>
			<td style="width:167px;">Bioniche</td>
			<td style="width:147px;">1989529</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Xylaxine Hydrochloride (100 mg/mL)</td>
			<td style="width:167px;">Bimeda</td>
			<td style="width:147px;">8XYL004C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Meloxicam (5 mg/mL)</td>
			<td style="width:167px;">Norbrook</td>
			<td style="width:147px;">215670I01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Solution of chlorhexidine gluconate 2% and isopropyl alcohol 2%</td>
			<td style="width:167px;">Carefusion</td>
			<td style="width:147px;">260100C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lidocaine Hydrochloride</td>
			<td style="width:167px;">Alveda Pharma</td>
			<td style="width:147px;">0122AG01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bupivacaine Hydrochloride</td>
			<td style="width:167px;">Hospira</td>
			<td style="width:147px;">1559</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ophthalmic ointment</td>
			<td style="width:167px;">Baussh and Lomb inc.</td>
			<td style="width:147px;">2125706</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">stereotaxic frame</td>
			<td style="width:167px;">Stoelting</td>
			<td style="width:147px;">51600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">stereotaxic cannula holder arm</td>
			<td style="width:167px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:147px;">72-4837</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drill</td>
			<td style="width:167px;">Dremel</td>
			<td style="width:147px;">8050-N/18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Guide Cannula</td>
			<td style="width:167px;">Plastics one</td>
			<td style="width:147px;">326OPG/spc</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Injection Cannula</td>
			<td style="width:167px;">Plastics one</td>
			<td style="width:147px;">C315I/spc</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dummy Cannula</td>
			<td style="width:167px;">Plastics one</td>
			<td style="width:147px;">C315DC/spc</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Suture thread coated vicryl rapide 4-0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:147px;">VR2297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dental Acrylic Cement</td>
			<td style="width:167px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:147px;">72-6906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Screws</td>
			<td style="width:167px;">JI Morris Company</td>
			<td style="width:147px;">P0090CE125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">6E10 antibody (mouse IgG1 isotype)&#160;</td>
			<td style="width:167px;">BioLegend</td>
			<td style="width:147px;">803003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Mouse IgG1 isotype control antibody</td>
			<td style="width:167px;">Abcam</td>
			<td style="width:147px;">AB18447</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Alzet osmotic pumps model 1007D</td>
			<td style="width:167px;">Durect corporation</td>
			<td style="width:147px;">290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:167px;">Baxter</td>
			<td style="width:147px;">CA2L9100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Amyloid-beta 1-42&#160;</td>
			<td style="width:167px;">rPeptide</td>
			<td style="width:147px;">A-1163-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Hamilton syringe (10 &#181;L)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientique</td>
			<td style="width:147px;">14815279</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Infusion Syringe Pump CMA 402</td>
			<td style="width:167px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:147px;">CMA8003110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Syringe 1 mL</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:147px;">309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Needle 21G</td>
			<td style="width:167px;">Terumo</td>
			<td style="width:147px;">NN-2125R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Snuggle</td>
			<td style="width:167px;">Lomir Biomedical</td>
			<td style="width:147px;">RTS04</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neurodegeneration in an animal model of chronic amyloid-beta oligomer infusion is counteracted by antibody treatment infused with osmotic pumps

Rückgang der Hippocampus-abhängigen explizite Gedächtnis (Gedächtnis für Tatsachen und Ereignisse) ist eine der frühesten klinischen Symptom der Alzheimer-Krankheit (AD). Es ist bekannt, dass Synapse Verlust und die daraus resultierenden Neurodegeneration die besten Prädiktoren für Gedächtnisstörungen in AD sind. Neueste Studien haben die neurotoxische Rolle der löslichen Amyloid-beta-Oligomeren (Aβo) betont, die im menschlichen Gehirn etwa 10 bis 15 yr zu akkumulieren beginnen, bevor die klinischen Symptome hervor. Viele Berichte zeigen, dass lösliche Aβo mit Gedächtnisdefiziten in AD-Modellen und Menschen korrelieren. Die Aβo-induzierte Neurodegeneration in neuronalen und Hirnschnittkulturen beobachtet hat, eine größere Herausforderung in vielen Tiermodellen zu reproduzieren. Das Modell der wiederholten Aβo Infusionen hier gezeigten dieses Problem zu überwinden und für die Entwicklung neuer krankheitsmodifizierende Therapien adressieren zwei Schlüsselbereichen ermöglichen: Identifizierung von biologischen Markern frühen AD zu diagnostizieren und zu bestimmen, die molekulare Mechanismen Untermauerung Aβo-induzierten Gedächtnisdefiziten bei der Entstehung der Alzheimer Krankheit. Da lösliche Aβo Aggregat relativ schnell in unlösliche Aß-Fibrillen, die schlecht mit dem klinischen Zustand von Patienten, lösliche Aβo korrelieren werden frisch zubereitet und injiziert einmal pro Tag während der sechs Tage markierte Zelltod im Hippocampus produzieren. Wir haben speziell Kanüle Design für die gleichzeitige Infusionen von Aβo und kontinuierliche Infusion von Aβo Antikörper (6E10) im Hippocampus mit osmotischen Pumpen. Diese innovative in - vivo - Verfahren kann nun in präklinischen Studien verwendet werden , um die Effizienz der neuen AD - Therapien zu validieren , die die Ablagerung und Neurotoxizität von Aβo in Pre-Demenz - Patienten verhindern könnten.

Die neurotoxische Wirkung von Aβo wurde in Long-Evans-Ratten untersucht durch eine Kanüle Implantieren in die DG des Hippocampus. Soluble Aβo täglich über sechs aufeinanderfolgende Tage injiziert. Wir verwendeten speziell Kanüle entwerfen zur gleichzeitigen Infusionen von Aβo und kontinuierliche Infusion von 6E10 oder Kontroll - IgG1 - Antikörper in dem Hippocampus unter Verwendung von osmotischen Pumpen (1A). Für die Immunhistochemie wurden Ratten anästhesiert, perfundiert transkardial mit 0,9% NaCl und Gehirn in 4% Paraformaldehyd-Lösung für 48 Stunden und 15% Saccharose-Lösung für 24 Stunden eingetaucht. Frei schwebenden koronalen Abschnitte (40 um) wurden mit 0,3% H 2 O 2 für 30 min behandelt, für 1 Stunde in 1% Ziegenserum blockiert und über Nacht bei 4 ° C mit einem anti-pan-Aß - Antikörper inkubiert. Die Schnitte wurden mit 70% iger Ameisensäure für 3 Minuten behandelt, bevor sie den Antikörper anwenden. Der Nachweis wurde mit der ABC-Komplex und ein 0 durchgeführt.05% 3,3-Diaminobenzidin-Lösung. Die Schnitte wurden auf mit Gelatine beschichteten Glasobjektträger aufgebracht, luftgetrocknet 2 Stunden, dehydriert (30, 70, 95 und 100% Alkohol), inkubiert in Toluol 5 min und abgedeckt. Für Kresylviolett-Färbung wurden die Schnitte 10 min in einer 0,5% Cresylviolett Lösung inkubiert, inkubiert 1 min in einer 0,5% igen Essigsäurelösung entfärbt (70, 95 und 100% Alkohol), eingetaucht in Toluol 5 min, und bedeckt mit Deckglas. Die hier vorgestellten Ergebnisse zeigen die Ablagerung von Aβo in der DG in der Nähe der Infusionsstelle, und Zelltod mit dieser Akkumulation verbunden. Wir fanden , dass das Niveau Aβo im wesentlichen durch 6E10 - Antikörper - Behandlung (Abbildung 1B) verringert wurde. Markierte Neurodegeneration wurde in der Nähe der Injektionsstelle Aβo beobachtet, und wurde von 6E10 - Antikörper - Behandlung (1B) gedämpft. Diese Ergebnisse sind konsistent mit Aβo Akkumulation, die wir in der DG beobachtetnach wiederholten Aβo Infusionen bei Mäusen. 28 Abbau der Amyloid - Ablagerung durch Immuntherapie mit 6E10 Antikörper ist hier mit einem anderen Bericht in Linie gezeigt in einem Modell transgenen AD Maus. 31 <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54215/54215fig1.jpg" /> Abbildung 1. Foto des Tier mit Bilaterale Cannula Während Aβo Infusion Eine Lösung von Aβo. (0,2 ug / ul; 1 ul) (für 6 Tage einmal täglich) in wach und sich frei bewegenden Ratten injiziert mit PE50 Katheter innere Kanüle verbunden in Führungskanüle eingesetzt. Die Behandlung mit Kontrolle (CTL) IgG1 oder 6E10 - Antikörper wurde direkt an der Stelle der Aβo Infusion mit osmotischen Pumpen liegt subkutan zwischen den Schulterblättern des Tieres. Infundiert <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54215/54215fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54215/54215fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version zu sehen th</a>Figur. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54215/54215fig2.jpg" /> Abbildung 2. Neuronale Verlust induziert durch Aβo Abscheidung wird Abgeschwächte von 6E10 - Antikörper - Behandlung A, Aβo (0,2 ug / ul; 1 &amp; mgr; l). Wurde einmal täglich während sechs aufeinanderfolgenden Tagen injiziert und behandelt mit Ctl (IgG1) oder 6E10 - Antikörper bei der Infusionsstelle mit osmotischen Pumpen. B, Vertreter Ansammlung von Aβo in der DG auf einem Abschnitt unmittelbar neben Kanüleneinführvorrichtung und repräsentative Färbung mit Cresylviolett zeigt Zellverlust. Maßstabsbalken: 50 &amp; mgr; m (n = 4) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54215/54215fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54215/54215fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

To study the effects of A&#946;o in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble A&#946;o coupled with continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of A&#946;o.

Neurodegenerative Erkrankungen im Tiermodell der chronischen Amyloid-beta-Oligomers Infusion wird durch Antikörper-Behandlung Angereichert mit osmotische Pumpen entgegen gewirkt

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It ...

neurodegeneration-an-animal-model-chronic-amyloid-beta-oligomer

Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Aufrufe.  Université de Montréal. To study the effects of Aβo in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble Aβo coupled with continuous infusion of Aβo antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of Aβo.

Serie: Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

Forschung

Medizin

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma

In contrast to commonly reported human glioma xenograft animal models, GL261 murine glioma xenografts recapitulate nearly all relevant clinical and histopathologic features of the human disease. When GL261 cells are implanted intracranially in syngeneic C57BL/6 mice, the model has the added advantage of maintaining an intact immune microenvironment. Stable expression of luciferase in GL261 cells allows non-invasive cost effective bioluminescence monitoring of intracranial tumor growth. We have recently demonstrated that luciferase expression in GL261 cells does not affect the tumor growth properties, tumor cell immunomodulatory cytokine expression, infiltration of immune cells into the tumor, or overall survival of animals bearing the intracranial tumor. Therefore, it appears that the GL261 luciferase glioma model can be useful in the study of novel chemotherapeutic and immunotherapeutic modalities. Here we report the technique for generating stable luciferase expression in GL261 cells and how to study the in vitro and in vivo growth of the tumor cells by bioluminescence imaging.

GL261 glioma cells provide a useful immunocompetent animal model of glioblastoma. The goals of this protocol are to demonstrate proper techniques for monitoring intracranial tumor growth using in vivo bioluminescence imaging, and to verify the utility of luciferase-modified GL261 cells for studying tumor immunology and immunotherapeutic approaches for treating glioblastoma.

Biolumineszenz-Bildgebung von einem immunkompetenten Tiermodell für Glioblastoma

In contrast to commonly reported human glioma xenograft animal models, GL261 murine glioma xenografts recapitulate nearly all relevant clinical and ...

Quantitative 3D In Silico Modeling (q3DISM) of Cerebral Amyloid-beta Phagocytosis in Rodent Models of Alzheimer's Disease

Neuroinflammation is now recognized as a major etiological factor in neurodegenerative disease. Mononuclear phagocytes are innate immune cells responsible for phagocytosis and clearance of debris and detritus. These cells include CNS-resident macrophages known as microglia, and mononuclear phagocytes infiltrating from the periphery. Light microscopy has generally been used to visualize phagocytosis in rodent or human brain specimens. However, qualitative methods have not provided definitive evidence of in vivo phagocytosis. Here, we describe quantitative 3D in silico modeling (q3DISM), a robust method allowing for true 3D quantitation of amyloid-&#946; (A&#946;) phagocytosis by mononuclear phagocytes in rodent Alzheimer&#39;s Disease (AD) models. The method involves fluorescently visualizing A&#946; encapsulated within phagolysosomes in rodent brain sections. Large z-dimensional confocal datasets are then 3D reconstructed for quantitation of A&#946; spatially colocalized within the phagolysosome. We demonstrate the successful application of q3DISM to mouse and rat brains, but this methodology can be extended to virtually any phagocytic event in any tissue.

Quantitative 3D In Silico Modeling q3DISM of Cerebral Amyloid-beta Phagocytosis in Rodent Models of Alzheimer's Disease

We developed a methodology for quantitative 3D in silico modeling (q3DISM) of cerebral amyloid-&#946; (A&#946;) phagocytosis by mononuclear phagocytes in rodent models of Alzheimer&#39;s disease. This method can be generalized for the quantitation of virtually any phagocytic event in vivo.

Quantitative 3D<em&gt; In Silico</em&gt; Modellierung (q3DISM) zerebraler Amyloid-beta Phagozytose in Nagetiermodellen der Alzheimer-Krankheit

Neuroinflammation is now recognized as a major etiological factor in neurodegenerative disease. Mononuclear phagocytes are innate immune cells responsible ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Mouse Model for Chronic Pancreatitis via Bile Duct TNBS Infusion

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. Several rodent models have been developed to study CP, of which the bile duct 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS) infusion model replicates the features of neuropathic pain seen in CP. However, bile duct drug infusion in mice is technically challenging. This protocol demonstrates the procedure of bile duct TNBS infusion for generation of a CP mouse model. TNBS was infused into the pancreas through the ampulla of Vater in the duodenum. This protocol optimized drug volume, surgical techniques, and drug handling during the procedure. TNBS-treated mice showed features of CP as reflected by bodyweight and pancreas weight reductions, changes in pain-associated behaviors, and abnormal pancreatic morphology. With these improvements, mortality associated with TNBS injection was minimal. This procedure is not only critical in generating pancreatic disease models but is also useful in local pancreatic drug delivery.

Chronic pancreatitis (CP) is a disease characterized by inflammation and fibrosis of the pancreas, often associated with intractable abdominal pain. This article focuses on refining the technique to generate a mouse model of CP via bile duct infusion with 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS).

Ein Mausmodell für chronische Pankreatitis mittels Gallengangs-TNBS-Infusion

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. ...

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, no standard model exists for investigating the electrophysiology and histopathology in patients or animal models with a CI or for evaluating new models of electrode arrays. A large animal model with cochlea characteristics similar to those of humans may provide a research and evaluation platform for advanced and modified arrays before their use in humans. 
To this end, we established standard CI methods with Bama mini-pigs, whose inner ear anatomy is highly similar to that of humans. Arrays designed for human use were implanted into the mini pig cochlea through a round window membrane, and a surgical approach followed that was similar to that used for human CI recipients. Array insertion was followed by evoked compound action potential (ECAP) measurements to evaluate the function of the auditory nerve. This study describes the preparation of the animal, surgical steps, array insertion, and intraoperative electrophysiological measurements. 
The results indicated that the same CI used for humans could be easily implanted in mini-pigs via a standardized surgical approach and yielded similar electrophysiological outcomes as measured in human CI recipients. Mini-pigs could be a valuable animal model to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches before applying them to human beings.

Miniature pigs (mini-pigs) are an ideal large animal model for research into cochlear implants. Cochlear implantation surgery in mini-pigs can be utilized to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches in a living system similar to human beings.

Das Miniaturschwein: Ein Großtiermodell für die Cochlea-Implantat-Forschung

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...

Mongolian Gerbils as an Animal Model of Wound Healing

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving patients' eye health. Historically, corneal healing has been studied in rodents such as mice and rats, but these models might not completely mimic human disorders. However, information on other rodents such as Mongolian gerbils (Meriones unguiculatus) is scant in corneal research.
Here, we describe a technique to develop a novel animal model for studying corneal healing after photorefractive keratectomy. Due to the limited literature available on the cornea of M. unguiculatus, we also describe a histological analysis of the normal cornea. These research techniques can also be employed in the study of eye diseases because of the similarity between the corneas of Mongolian gerbils and humans in terms of genetics, anatomy, and physiology.

This article describes a new animal model developed to study the anatomy and histology of the cornea and its healing processes. This new animal model uses the Mongolian gerbil, which has a cornea with many similarities to the human cornea.

Mongolische Rennmäuse als Tiermodell der Wundheilung

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving ...

3D-Rekonstruktion zur Diagnose und Behandlung von Lungenknoten

A 3D Digital Model for the Diagnosis and Treatment of Pulmonary Nodules

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating pulmonary nodules, and these approaches are progressively being acknowledged and adopted by physicians and patients. Nonetheless, constructing a relatively universal 3D digital model of pulmonary nodules for diagnosis and treatment is challenging due to device differences, shooting times, and nodule types. The objective of this study is to propose a new 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation. Many AI-driven pulmonary nodule detection and recognition methods employ deep learning techniques to capture the radiological features of pulmonary nodules, and these methods can achieve a good area under-the-curve (AUC) performance. However, false positives and false negatives remain a challenge for radiologists and clinicians. The interpretation and expression of features from the perspective of pulmonary nodule classification and examination are still unsatisfactory. In this study, a method of continuous 3D reconstruction of the whole lung in horizontal and coronal positions is proposed by combining existing medical image processing technologies. Compared with other applicable methods, this method allows users to rapidly locate pulmonary nodules and identify their fundamental properties while also observing pulmonary nodules from multiple perspectives, thereby providing a more effective clinical tool for diagnosing and treating pulmonary nodules.

Autor im Rampenlicht: Ein digitales 3D-Modell für die Diagnose und Behandlung von Lungenknoten  

The objective of this study is to develop a novel 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a communication bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation.

Ein digitales 3D-Modell für die Diagnose und Behandlung von Lungenknoten

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating ...