Wir möchten, dass Dennis Mathias für seine illustrative Arbeit anzuerkennen. Diese Arbeit wurde durch die NIH T32AI 106704-01A1 und T. Flesch Fonds für Organtransplantation, Perfusion, Ingenieurwesen und Regeneration an der Ohio State University unterstützt.

Alle Verfahren wurden nach den Richtlinien des Institutional Animal Care durchgeführt und der National Research Council Leitfaden für die Humane Pflege und Verwendung von Labortieren (IACUC) und hat die Zulassung von der Ohio State University IACUC Ausschuss unterzogen. 1. Erstes Set-up <ol><li> Set-up das Operationsmikroskop und OP (Bild 3, Bild 4). Schalten Sie alle Geräte einschließlich der für die Aufrechterhaltung der Anästhesie und Überwachung von Vitalfunktionen. Schalten Sie die Elektrochirurgiegerät und wärmende Unterlage. Positionieren der Infusionspumpe in der Nähe des Operationstisches. <ol><li> Zeichnet bis 10 ml Flüssigkeit zur Inhalation von Isofluran (Molekulargewicht 184,5) in der Anästhesie Spritze und es in dem Anästhesiegerät. </li><li> Set-up einen 200 ml-Behälter mit flüssigem Stickstoff in der Nähe der Operationstisch und ein anderer in der Nähe der Zentrifuge, wo Blutproben verarbeitet werden. </li><li> Position die chirurgischen Instrumente, 4-0 und 7-0 geflochtener Seidenfaden, steriles Wattestäbchen, 4x4 Vlies Schwämme, 5 ml Spritzen und 27 Gauge Insulinspritzen in der Nähe des Operationstisches. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Isofluran Kammer und sicherzustellen, dass eine ausreichende Isofluran Anästhesie wird in dem Induktions-Verabreichungssystem instilliert. </li></ol> 2. Einleitung der Narkose <ol><li> Bevor Sie die Ratte auf die folgende persönliche Schutzausrüstung (PSA) setzen Handhabung: OP-Maske, chirurgische Handschuhe und Einweg-Kleid. </li><li> Wiegen Sie die Ratte und das Gewicht aufgezeichnet. HINWEIS: Sprague Dawley Ratten verwendet werden soll. </li><li> Legen Sie die Ratte in der Anästhesie Kammer und schalten Sie die Isofluran und Sauerstoff. Isofluran Anästhesie induziert die Kammer verwenden. </li><li> Clip des Bauch Haar des Tieres mit einem elektrischen Haarschneider für sauberere Belichtung (Abbildung 5) zu ermöglichen. </li><li> Legen Sie das Tier zurück in die Isofluran Kammer für einen zusätznal eine Minute. Führen Sie eine Zehe Prise Narkosetiefe zu überprüfen. </li></ol> 3. Verfahren <ol><li> Positionieren Sie die Ratte mit der Nase des Tieres in der Bugspitze und vier Extremitäten immobilisiert mit Beschränkungen oder Klebeband auf der Erwärmung Pad. </li><li> Weiterhin Anästhesie unter Verwendung das Anästhesieverabreichungssystem, Bugkonus und Isofluran Anästhesie mit 3,6% für die Tiere zwischen 200 und 250 g und 4% für Tiere mit einem Gewicht von mehr als 250 g wiegen. Bestätigen Narkosetiefe durch eine Zehe Prise und eine Haut Prise durchführen. </li><li> Führe einen Bauchschnitt von der Mittellinie pubis durch die Haut unter Verwendung einer scharfen Schere (6) auf xiphoid. </li><li> Einen Einschnitt in der Bauchhöhle entlang der linea alba von pubis den Bauch kümmert xiphoid und gibt nicht die Blase oder Darm zu beschädigen. Da die Leber nach vorne auf das Bauchfell in der Nähe des Xiphoid klebt auch sicher, dass es vor Releases in dieser ar die Bauchdecke zu Einschneidenea. </li><li> Führe einen transversalen Schnitt durch die Haut und das Peritoneum auf der Ebene der unteren Grenze des rechten Leberlappens. </li><li> Schalt die Anästhesie bis zu 1,6% für die Tiere zwischen 200 und 250 g und 2% für Tiere mit einem Gewicht von mehr als 250 g wiegen. </li><li> Zurückziehen des Xiphoid eine gekrümmte Moskitoschelle. </li><li> Ort Rippe Retraktoren , die Rippen so weit voneinander entfernt wie möglich von der Mittellinie gezogen (Figur 7). Schneiden Sie die falciform, Zwerchfell und Magen-Bänder. Flip die Leber sich mit der befeuchteten sterilen Wattestäbchen. </li><li> Schneiden Sie zusätzliche Bänder nach Bedarf Zugang zum porta zu gewinnen. Führen viszerale Rotation mit Kochsalzlösung angefeuchtet Gaze (Abbildung 7). </li><li> Entfernen Sie das lockere Bindegewebe, das Portal hilum mit scharfer oder stumpfer Dissektion liegt. Entfernen Sie das lockere Bindegewebe, die Länge der Pfortader liegt. </li><li> Verwenden einer Pinzette durch den lockeren t schiebenAusgabe hinter dem linken Pfortader, Arterie und Gallengang ein Fenster machen und platzieren 4-0 Pott Naht aber nicht Cinch nach unten (Abbildung 8). </li><li> Deaktivieren Sie das lockere Bindegewebe über den hinteren Ast in die Pfortader aus, die etwa die Höhe der rechten Niere in an kommen. Diese Ader wird für Kanülierung verwendet werden. </li><li> Zeichne 0,5 ml Blut aus der vena cava inferior (IVC) mit einer Insulinspritze (Abbildung 9). Platzieren Sie die 0,5 ml Blut in einem kleinen Fläschchen, Zentrifuge bei 135 × g für 12 min. Versuchen serum abzusaugen. <ol><li> Wenn eine klare Linie nicht zwischen roten Blutkörperchen und Serum erkannt werden, versuchen, für weitere 2 bis Zentrifuge - 3 min bei 135 x g. Absaugen Serum und in einem Fläschchen für Alanin-Aminotransferase (ALT). Schnapp dieser Probe einzufrieren indem es direkt in flüssigem Stickstoff platziert. </li></ol></li><li> Schneiden Sie zwei Stücke von 7-0 Naht und Ort in der Nähe der Vene, die Kanüle eingesetzt werdention. Legen Sie die erste 7-0 Schleife um diese Vene so weit medial wie möglich. Bindung Diese Schleife und es verwendet , zum Zurückziehen mit einer gekrümmten Moskitoklemme (Abbildung 10). Legen Sie eine zweite 7-0 Schleife auf der Vene, die mit den Pfortader zur Kanülierung in der Nähe seiner Kreuzung verwendet werden und eine Krawatte platzieren, aber nicht Cinch nach unten. </li><li> Bereiten Sie die Infusionspumpe mit einer 5 ml-Spritze mit 3 ml Reagenz. Prime der Schlauch. </li><li> Clamp distale Pfortader eine mikroSchelle. Hinweis: das wird Blutung reduzieren, wenn die Vene für Kanülierung eingeschnitten wird. </li><li> Geschnitten, um ein 0,5 mm Loch in der Vene zwischen dem 7-0 Aufenthalt Naht und dessen Schnittpunkt mit den Pfortader mit kleiner mikro Schere. Verwenden 27-0 Katheter das linke Pfortader - System (11, 12) kanülieren. Setzen Sie den Katheter vorbei an der Gabelung der linken und rechten Pfortader. </li><li> Überprüfen Sie die Platzierung der Kanüle durch infusing 1 ml normaler Kochsalzlösung und sehen für den linken seitlichen und mittleren Leberlappen zu Blanch. Manuell bestätigt, dass Katheter über den Abzug des rechten Pfortader, aber nicht über den Abzug des Vene Portal die Mittellappen Fütterung. </li><li> Cinch auf dem Pott Naht und Ischämie Zeit beginnen. Ziehen Sie 7-0 Naht um Vene und 27-0 Katheter in Position zu halten und die Klemme vom distalen Pfortader entfernen. </li><li> Starten Sie die Infusion von Polyethylenglykol-Superoxid-Dismutase (SOD-PEG, 0,00067 g / ml) unter Verwendung der Infusionspumpe. Starten Sie die Infusion so nahe wie möglich zu Beginn der ischämischen Zeit. </li></ol> 4. Überwachung <ol><li> Weiter des Tieres Vitalfunktionen in der gesamten Infusion zu überwachen. Liefern 2 ml 0,9% normaler Kochsalzlösung oder 2 ml PEG-SOD (0,00067 g / ml) in 0,9% physiologische Kochsalzlösung über einen Zeitraum von 15 min gelöst. </li></ol> 5. Reperfusion <ol><li> Erlauben Sie eine Stunde von Beginn des i passierenschemic Zeit. Dies ist 1-h warme Ischämie Zeit. </li><li> Entfernen Sie den Pott Naht. Entfernen Sie den Katheter 27-0. Cinch Sie die 7-0 Naht um die Vene. Notieren Sie sich die Zeit. Dies markiert den Zeitpunkt der Reperfusion. </li></ol> 6. Fortsetzung Sampling <ol><li> Zeichne 0,5 ml Blut aus dem IVC bei 120 min nach der Reperfusion. Zeichnen Sie das Blut langsam zu vermeiden rote Blutkörperchen lysieren. Langsam tropft das Blut in ein Fläschchen. Stellen Sie sicher, dass aus dem IVC Ausbluten wird nach jeder Blutentnahme gesteuert. <ol><li> Wenn es fortgesetzt wird, sanften Druck mit einem sterilen Wattestäbchen oder einen kleinen 1 cm mal 1 cm Abschnitt geschnitten aus Gaze gelten Blutungen. </li></ol></li><li> Zentrifuge bei 135 × g für 12 min. Wenn eine ausreichende Trennung nicht erreicht wird, versuchen, eine zusätzliche 2 bis 3 min bei 135 x g. </li><li> Die Hälfte des Serums in einem Fläschchen für die spätere Verarbeitung für ALT. Snap gefrieren diese Proben. </li></ol> 7. Euthanasie <ol><li> Während die Ratte noch unter Narkose ist schneiden Sie den IVC und superior Hohlvene (SVA) und bis Blutung, Atmung und Herzschlag aufhören überwachen. </li><li> Einzuschneiden die Membran und führt eine kurze Hepatektomie durch die Membran in einem Kreis Einschneiden und Einschneiden zusätzliches Bindegewebes, das die Leber bleibt die Bauchhöhle verbindet. Entfernen Sie die Leber aus der Peritonealhöhle. </li><li> Nehmen Sie vier Proben von den linken und mittleren Lappen der Leber und vier Proben aus dem rechten Leberlappen. Die Proben sollten so groß wie möglich sein, und ihre Größe wird nur durch die Menge der zur Verfügung stehenden Lebergewebe begrenzt werden. Legen Sie diese in kleinen, markierten Fläschchen und Snap freeze in dem flüssigen Stickstoff. Verwenden dieser für eine spätere Verarbeitung zur Gewebe Adenosintriphosphat (ADP), Malondialdehyd (MDA) und Glutathion (GSH). </li></ol> 8. Post-Experiment Analyse <ol><li> Bestimmen, Glutathion (GSH), Malondialdehyd (MDA) und Alanin-Aminotransferase (ALT) Aktivitäten in Lebergewebe und Serumproben unter Verwendung von diagnostischen Kitsnach den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Homogenisiert das Lebergewebe mit Lysepuffer und Quantifizierung einer Bradford-Assay. Analysieren Gewebelysat durch Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese und Immunoblot-Antikörper gegen Caspase-3 gespalten und Aktin werden. Quantifizieren Western-Blots mit öffentlich zugänglicher Software. </li></ol>

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Alle Autoren berichten, dass sie keine Angaben haben.

Diese Reihe von Experimenten gezeigt, dass die Injektion von PEG-SOD in die linken und mittleren zu einem signifikanten Abnahme führten Keulen in der Freisetzung von ALT, Lipidperoxidation der Zellmembranen (MDA) und die Wartung von Glutathion (GSH) im Vergleich mit den Kontrollen (Normal Saline ). Lebergewebe Transaminasen einschließlich Alanin-Aminotransferase (ALT) erfüllt sind Marker von hepatozellulären Verletzung. Die Verringerung der ALT, wenn der linke Lappen mit PEG-SOD injiziert wird, schlägt vor, eine schützende Wirkung von PEG-SOD. Erhöhte Gewebe MDA zeigt an Lipidperoxidation erhöht, und ist ein Marker für oxidativen Stress und Gewebeverletzung betrachtet. Die Überproduktion von reaktiven Sauerstoffspezies verursacht eine Erhöhung der Produktion von MDA 26. Die signifikante Reduktion der Gewebe MDA im Tiere links und mittleren Lappen, wenn sie mit PEG-SOD injiziert zeigt eine protektive Wirkung von PEG-SOD. Dies steht im Einklang mit dem aktuellen Verständnis, dass PEG-SOD Zellen vor Schäden schütztdurch teilweise reduzierte reaktive Sauerstoffspezies 27. Zusätzlich wird in der Gegenwart von reaktiver Sauerstoffspezies, Glutathion - Disulfid an Glutathion (GSH) 28 verringert. Die Wartung in GSH in den linken und mittleren Leberlappen mit PEG-SOD injizierten weiter verstärkt die schützende Wirkung von PEG-SOD. Außerdem wird gezeigt, dass es gespaltene Caspase-3 erhöht wird, ein Produkt von Apoptose, ausgesetzt in Gewebe Ischämie-Reperfusionsschaden. Die Abnahme der gespaltenen Caspase-3 in dem linken Lappens, wenn es mit PEG-SOD behandeln legt nahe, daß PEG-SOD zu einer Abnahme der Apoptose führt. Superoxid-Dismutase (SOD) ist ein kritisches Enzym in der Detoxikation von reaktiver Sauerstoffspezies. Das Enzym katalysiert die Umwandlung von zwei Superoxidanionen zu Wasserstoffperoxid und Wasser. Das Enzym Katalase wandelt dann Wasserstoffperoxid zu Wasser und Sauerstoff, die Vollendung des Prozesses 25. Die Halbwertszeit vonnativer SOD beschränkt seine Verwendung in experimentellen Modellen, bis die Entwicklung von konjugierten Polyethylenglykol-Superoxid-Dismutase (PEG-SOD). Konjugation von SOD an Polyethylenglykol erhöht die Halbwertszeit von 6 min bis 14 h. Nguyen et al. seine Fähigkeit bewiesen Lipidperoxidation in hepatischer Ischämie in einem Rattenmodell, wobei die systemische Zufuhr 29 zu mildern. Es gibt eine Vielzahl von möglichen Modifikationen der Technik hier detailliert und einige haben zuvor in der Literatur beschrieben worden. Je nach Modell verwendeten Molekülen geliefert wurde unter Verwendung von Inhalations 11, epidurale Infusion 12, intraperitoneale Injektion 17, 18, 21, 22, intravenöse Verabreichung 10, 14, 15 <sup&gt;, 19, 23, 24 oder Injektion in die peripheren mesenterica superior 8. Es gibt mehrere wichtige Schritte in diesem Protokoll. Das wichtigste ist die Kanülierung der Pfortader. Es muss darauf geachtet werden, dass das Loch in der Vene schnitt nicht zu groß ist. Das Gewebe ist sehr elastisch und das Loch wird auf ihrem eigenen vergrößert. Wir empfehlen, beginnend durch ein Loch, das Schneiden von 0,5 mm mit der mikrochirurgischen Schere ist. Die Kanüle kann durch das Loch zugeführt werden, unter Verwendung eines Instruments, das für größere Flexibilität ermöglicht, als wenn dieser Teil des Verfahrens von Hand durchzuführen versucht. Zusätzlich können, während zunächst die Kanüle zugeführt wird, sollte es direkt in Richtung der Gabelung der linken und rechten Pfortader gerichtet werden, um zu vermeiden, dass ein Loch durch die Rückwand der Vene Stossen. Wenn die Kanülenspitze die Gabelung erreicht, kann es dann in die linke Vene zugeführt werden, um spezifischeVerbündete. Sobald die Kanüle in die linken Pfortader zugeführt wird, die sowohl die linke und mittlere Lappen liefert, kann seine Position manuell durch das Gefühl im Innern der Vene bestätigt werden. Seine Position kann auch durch Injektion eine kleine Menge kalten Salzes und zu sehen, die Abblassen Wirkung auf den mitgelieferten Segmenten der Leber bestätigt werden. Die Leber hilar Clamp-Modell in der Ratte stellt eine reproduzierbare und stabile Plattform für hepatische ischämische Reperfusionsverletzung demonstriert. Variable hilar Klemm Modelle wurden von Forschern verwendet , um die schützende Wirkung von anti-Oxidantien zu studieren und andere kleine Moleküle , 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14. Punkte Variations umfassen, die Schiffe sind Klemm<html> ed, welches Segment ischämischen vorgenommen werden, ob oder ob nicht der Gallengang enthalten ist und die Länge des Zeitraums der Reperfusion 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21. Zusätzlich wird , wenn dieses Modell die Auswirkungen der Verabreichung eines Moleküls , dem Weg der Verabreichung zu untersuchen verwendet wird 8 auch heterogen ist, 10, 11,„&gt; 12, 14, 15, 17, 18, 19, 21, 22, 23, 24. Es gibt mehrere Vorteile der beschriebenen Vorgehensweise. Erstens direkte Kanülierung des Portals Versorgung des ischämischen Segment ermöglicht die direkte segmentale hepatischen Lieferung die pharmakologische Substanz untersucht. Diese Nutzung der anderen Lappen der Leber als interne Kontrolle ermöglicht. Zweitens segmentale Leber Kanülierung für ein reduziertes Verteilungsvolumen für das Molekül untersucht werden kann. reduziert Dieser Ansatz, wodurch das Risiko von systemischen Nebenwirkungen wie direkt in die Leber interessierendes Segment. Direkte Kanülierung des hepatischen Segments ermöglicht die Substanz die Substanz injiziert, um vor-Ischämie geliefert werden, Intra-Ischämie oder post-Ischämie. Dies ermöglicht die Untersuchung der Wirkung des Moleküls an einer beliebigen Stelle in der Ischämie-Reperfusionsschaden Zyklus. Mit zunehmender Länge der ischämischen Zeit und erhöhte Verletzungs zusätzliche Möglichkeit zur Leberregeneration studieren würde zur Verfügung steht. Es gibt auch einige Grenzen dieses Ansatzes. Die erste ist Anlaufkosten. Der Kauf eines Operationsmikroskop konnte eine deutliche Anlaufkosten für ein Labor sein, die nicht bereits eine besitzen. Diese Technik kann ohne Mikroskop schwierig oder unmöglich sein. Die zweite ist Lernkurve Zeit. Obwohl dieses Verfahren relativ einfach ist, dauert es einige Übung erfordern und es ist wahrscheinlich, dass ein Anfänger eine beträchtliche Anzahl von Verfahren erfordert ein Experte zu werden. Zusammenfassend ermöglicht dieses Modell für eine reproduzierbare, einfache und kostengünstige Plattform Leberischämie-Reperfusionsschaden zu studieren. Obwohl in dem hier beschriebenen Protokoll Polyethylen glycol-Superoxid - Dismutase, ein Radikalfänger 25, infundiert wurde, könnte dieses Modell verwendet werden , um eine Vielzahl von verschiedenen pharmakologischen Substanzen , um einzuzuflößen ihre Auswirkungen auf die I / R - Schaden in der Leber zu bewerten.

Hauptleberchirurgie mit Einströmen Okklusion und Lebertransplantation erfordert eine Periode warmer Ischämie und Reperfusion über einen Zeitraum von Ischämie / Reperfusions (I / R) Verletzungen führenden 1. Die Folgen des I / R - Schadens in der Leber wurden umfassend 1, detailliert 2, 3. Folgen der I / Detail R Verletzungen in der Literatur sind: Erzeugung von reaktiver Sauerstoffspezies, die Einleitung der Entzündungskaskade, einschließlich der Aktivierung von Neutrophilen, Kupffer-Zellen und Endothel-Zellen, die Aktivierung des Häm-Oxygenase-Systems und die Aktivierung der Toll-like-Rezeptoren, einem Ungleichgewicht zwischen Endothelin und Stickstoffmonoxid, die Aktivierung von nuclear factor &amp; kgr; B, und die Förderung von entzündungsfördernden Cytokinen und Adhäsionsmolekül Synthese 1, 2, 3. Diese proinflammatorischen Ereignisse können lead zur Apoptose, Nekrose, Organfehlfunktion und schließlich Organversagen 3. I / R - Schaden in Organen für eine Lebertransplantation bestimmt kann zu frühen Verlust des Transplantats führen und trägt zur aktuellen Spendermangel als marginal Organe anfälliger für Verletzungen 3 sind. Es gibt zur Zeit 15.226 potenzieller Empfänger auf der Warteliste für eine Lebertransplantation in den Vereinigten Staaten von Amerika 4 und nur 5.950 Lebertransplantationen im Jahr 2015 5 durchgeführt wurden. Durch diese extreme Einschränkung der Organverfügbarkeit, Erforschung Forschung hepatischer I / R-Schaden ist erforderlich, um die Organfunktion und Organauslastung zu optimieren. Tiermodelle verwendet, um Leber I / R Verletzungen gehören Ratte hilar Klammer Modelle und Rattenlebertransplantationsmodellen zu untersuchen. Es gibt eine Vielzahl von Ratten hilar Klemm Modellen derzeit im Einsatz. Die häufigste ist eine, in der die Pfortader, Leberarterie und Gallen duct Zuführen der linken lateralen und medianen Lappen verklemmt werden unter Verwendung mikrochirurgisches Klammern 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12 für 30 bis 60 min 6, 7, 10, 13, 14 und dann auf einem Zeitraum der Reperfusion von 60 min bis 24 h 7, 9, 10, 13, 14 erlaubt. Die linken lateralen und medianen Keulen der Rattenleber umfassen etwa 70% des Leberparenchym 9. Einige Protokolle entworfen ischämische Präkonditionierung zu untersuchen sind intermittierende Verspannung der hilar Gefäßeoder der Hintergliedmaße vor längerer Ischämie induziert durch die hilar Gefäße Klemm 9, 13. Darüber hinaus gibt es in der Literatur beschrieben sind mehrere Modifikationen. Die erste ist , die Pfortader und Leberarterie Versorgung der linken lateralen und medianen Keulen klemmen, jedoch ausgenommen den Gallengang 15. Eine zweite Modifikation ist durch Einklemmen der Pfortader, Leberarterie und Gallengang vor ihrer Teilung 16, 17, 18, 19, 20 insgesamt hepatischer Ischämie zu induzieren. Eine dritte Modifikation umfasst Klemmung der hilar Gefäße rechten Lappen für 30 bis 60 min 8. Eine weitere Modifikation betrifft in einem Hinterbeine 13 , um Verletzungen in der Leber zu induzieren , das Gefäßbündel Klemm, 21 </sup&gt;. Verschiedene Ansätze zur hilar Klemmverfahren sind in 1A-D dargestellt. Rattenleber hilar Klemm Modelle wurden verwendet, um die Auswirkungen verschiedenen Moleküle und Verbindungen auf dem hepatischen I / R zu studieren. Je nach Modell verwendet wurden , hat diese Moleküle geliefert Inhalation mittels 11, epidurale Infusion 12, intraperitoneale Injektion 17, 18, 21, 22, intravenöse Verabreichung 10, 14, 15, 19, 23, 24 oder Injektion in die peripheren mesenterica superior 8 . Das Modell für hilar Klemme Rattenleber in diesem Bericht includ detailliertES direkte Kanülierung der Portal Versorgung des ischämischen Segment über einen Seitenzweig der Pfortader (Abbildung 2), die für die direkte segmentale hepatische Lieferung der pharmakologischen Substanz in Untersuchung ermöglicht. Unser Ansatz ist Ischämie in den linken lateralen und medianen Keulen für 60 min zu induzieren, während welcher Zeit eine Infusion der Substanz untersucht, in diesem Fall pegyliertes-Superoxid - Dismutase, ein Radikalfänger 25 wird direkt in das ischämische Segment infundiert . Die Blutproben werden vor der Induktion der Ischämie und bei 120 min nach der Reperfusion entnommen. An diesem Punkt wird die Ratte getötet und Proben werden von den linken und mittleren Lappen genommen. Zusätzlich werden Proben aus dem rechten Lappen genommen als interne Kontrolle zu dienen. Es gibt zahlreiche Vorteile dieses Ansatzes. In erster Linie, wenn die pharmakologische Substanz zu untersuch direkt das Volumen o in das ischämische Segment injiziert werden kann,f Verteilung ist im Vergleich zu dem Volumen der Verteilung der Injektion in den systemischen Kreislauf oder die Peritonealhöhle recht gering. Zusätzlich reduziert dieser Ansatz, wenn auch nicht beseitigt, was die Möglichkeit der systemischen Nebenwirkungen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="674">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Sprague-Dawley Rat&#160;</td>
			<td style="width:196px;">Harlan Sprague Dawley Inc.&#160;</td>
			<td style="width:128px;">200- 250 grams&#160;</td>
			<td style="width:63px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical Microscope&#160;</td>
			<td>Leica&#160;</td>
			<td>M500-N w/ OHS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Charcoal Canisters</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SOMNO-2001-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane Molecular Weight 184.5&#160;</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pressure-Lok Precision Analytical Syringe&#160;&#160;</td>
			<td>Valco Instruments Co, Inc.&#160;</td>
			<td>SOMNO-10ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electrosurgical Unit</td>
			<td>Macan&#160;</td>
			<td>MV-7A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Warming Pad</td>
			<td>Braintree Scientific&#160;</td>
			<td>HHP2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SomnoSuite Small Animal Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>SS-MVG-Module</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PhysioSuite</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>PS-MSTAT-RT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane chamber&#160;</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SOMNO-0530LG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SurgiVet</td>
			<td>Isotec</td>
			<td>CDS 9000 Tabletop</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oxygen&#160;</td>
			<td>Praxair</td>
			<td>98015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">27-0 Micro-Cannula</td>
			<td>Braintree Scientific&#160;</td>
			<td>MC-28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rib retractors&#160;</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>INS600240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene Glycol - Superoxide Dismutase (PEG-SOD)</td>
			<td>Sigma Aldrich&#160;</td>
			<td>S9549 SIGMA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">GenieTouch</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Normal Saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>NDC 0338-0048-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4x4 Non-Woven Sponges&#160;</td>
			<td>Criterion</td>
			<td>104-2411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Q-Tips</td>
			<td>Henry Schein Animal Health</td>
			<td>1009175</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">U-100 27 Gauge Insulin Syringe</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>22-272328</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5mL Syringe</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>REF 309603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 Braided Silk Suture</td>
			<td>Deknatel, Inc.</td>
			<td>198737LP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">7-0 Braided Silk Suture</td>
			<td>Teleflex Medical&#160;</td>
			<td>REF 103-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1.8 mL Arcticle Cryogenic Tube</td>
			<td>USA Scientific&#160;</td>
			<td>1418-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microsurgical Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name</td>
			<td>Company&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Scissors&#160;</td>
			<td>Roboz&#160;</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large Scissors</td>
			<td>S&#38;T&#160;</td>
			<td>SAA-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps - Large Angled</td>
			<td>S&#38;T&#160;</td>
			<td>JFCL-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps - Small Angled&#160;</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>FRAS-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clip Applier</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5440</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scissors - non micro</td>
			<td>FST 14958-11</td>
			<td>14958-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps - Straight Tip&#160;</td>
			<td>S&#38;T&#160;</td>
			<td>FRS-15 RM8TC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large Microsurgical Clip</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td>18055-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Microsurgical Clip</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td>18055-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Microsurgical Clip</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td>18055-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Microsurgical Clip</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td>18055-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Other Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name</td>
			<td>Company&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Mosquito Clamps</td>
			<td>Generic&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Analysis&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name</td>
			<td>Company&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alannine aminotransferase (ALT) assay&#160;</td>
			<td>Biovision</td>
			<td>K752-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Malondialdehye (MDA) assay&#160;</td>
			<td>Abcam&#160;</td>
			<td>ab118970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glutathione (GSH) assay</td>
			<td>Cayman Chemical</td>
			<td>7030002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Antibodies - Cleaved Caspase-3 and Actin&#160;</td>
			<td>Cell Signaling Tecnology</td>
			<td>Antibody 9661</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ImageJ Software&#160;</td>
			<td>National Institutes of Health&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RIPA Lysis and Extraction Buffer&#160;</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>10-188</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

method of direct segmental intra-hepatic delivery using a rat liver hilar clamp model

Wichtige Leberchirurgie mit Zufluss Okklusion und Lebertransplantation erforderlich macht eine Periode warmer Ischämie und über einen Zeitraum von Reperfusion Ischämie / Reperfusion (I / R) Verletzungen mit unzähligen negativen Folgen führen. Potential I / R-Schaden in marginal Organen für eine Lebertransplantation bestimmt trägt zum Stromgeber Mangel sekundär zu einer verringerten organ Nutzungsrate. Ein erheblicher Bedarf besteht hepatischen I / R-Schaden zu erforschen, um ihre Auswirkungen auf die Transplantatfunktion in der Transplantationsmedizin zu vermitteln. Rattenleber hilar Klemm Modelle werden verwendet, um die Auswirkungen verschiedenen Moleküle auf dem Leber-I / R-Schaden zu untersuchen. Je nach Modell sind diese Moleküle geliefert wurden unter Verwendung von Inhalation, epidurale Infusion, intraperitoneale Injektion, die intravenöse Verabreichung oder Injektion in die periphere mesenterica superior. Eine Rattenleber hilar Klemme Modell wurde bei der Untersuchung der Auswirkungen von pharmakologischen Molekülen in Lindern I / R-Schadens für den Einsatz entwickelt. die described Modell für hilar Klemmrattenleber enthält direkte Kanülierung der Portal Versorgung für hepatische Lieferung direkt segmental zum ischämischen Lebersegment über einen Seitenzweig der Pfortader, ermöglicht. Unser Ansatz ist Ischämie in den linken lateralen und mittleren Lappen für 60 min zu induzieren, während welcher Zeit der untersuchten Substanz infundiert wird. In diesem Fall pegyliertes-Superoxid-Dismutase (PEG-SOD), ein Radikalfänger, wird direkt in das ischämische Segment infundiert. Diese Versuchsreihe zeigt, dass die Infusion von PEG-SOD ist Schutz gegen Leber I / R-Schaden. Vorteile dieses Ansatzes umfassen direkte Injektion des Moleküls in das ischämische Segment mit daraus folgenden Abnahme der Verteilungsvolumen und eine Verringerung der systemischen Nebenwirkungen.

Dieses Experiment wurde mit 2 Gruppen von n = 3 durchgeführt, die jeweils Ratten. Drei Rattenlebern wurden mit 2 ml normaler Kochsalzlösung (NS) mit der Infusionspumpe über einen Zeitraum von 15 min injiziert. Drei Rattenlebern wurden mit 2 ml normaler Kochsalzlösung (NS), gemischt mit pegyliertem-Superoxid-Dismutase (SOD-PEG, 0,00067 g / ml) injiziert, mit der Infusionspumpe über einen Zeitraum von 15 min. Wie in dem oben beschriebenen Protokoll wurden Blutproben vorge hilar Klemme und bei 120-min nach der Reperfusion entnommen. Außerdem wird nach Beendigung von 120 min-Reperfusion vier Lebergewebeproben aus den linken und den mittleren Lappen und vier Leberproben entnommen wurden, wurden von dem rechten Lappens der Rattenleber entnommen. Serum-Alanin-Aminotransferase (ALT) wurde gemessen vorge hilar Klemme und bei 120-min nach der Reperfusion in der Kontrolle (NS) und experimentellen (PEG-SOD) Tiere. Es gab einen signifikanten Unterschied zwischen dem ALT Kontrollniveau (NS)Tiere vorge hilar Klemme und bei 120-min nach der Reperfusion. Es gab einen signifikanten Unterschied zwischen ALT Kontrollniveau (NS) und Versuchstieren (PEG-SOD) bei 120-min (Figur 13A). Tissue Malonaldehyd (MDA) wurde sowohl für die Steuerung (NS) und experimentelle (PEG-SOD) in Tieren rechten und linken Lappen der Leber gemessen. Gewebe MDA in rechten Lappen (nicht hilar Klemme) mit Steuereinspritzung (NS) und experimenteller Injektion (PEG-SOD) zeigen keinen signifikanten Unterschied. Linke Lappen (post-hilar Klemme und Reperfusion) Gewebe MDA mit Steuereinspritzung (NS) ist wesentlich anders als rechte Lappen (nicht hilar Klemme) p &lt;0,001. Linkes Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) weist eine deutlich unterschiedliche Niveaus von Geweben MDA mit Kontrollinjektion (NS) gegenüber experimentelle Injektion (PEG-SOD) p &lt;0,005 (Abbildung 13B). Tissue Glutathion (GSH) wurde gemessen und Gewebe Glutathion in rechten Lappens (non-hilar Klemme) mit Kontrollinjektion (NS) and experimentelle Injektion (PEG-SOD) zeigt keinen signifikanten Unterschied. Linkes Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) Gewebe GSH mit Kontrollinjektion (NS) ist wesentlich anders als rechte Lappen (nicht hilar Klemme) mit Kontrollinjektion (NS) p &lt;0,05. Linkes Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) weist eine deutlich unterschiedliche Niveaus von Geweben Glutathion mit Kontrollinjektion (NS) gegenüber experimenteller Injektion (PEG-SOD) p &lt;0,005 (Abbildung 13C). Western - Blot wurde Vergleich rechten und linken Lappen von Kontrolltieren durchgeführt und erhöht demonstriert gespalten Caspase-3 im linken Lappen nach hilar Klammer und Reperfusion (13D). Eine zweite Western - Blot wurde die linken Lappe von Tieren durchgeführt , mit Kontrolle behandelten und den Vergleich mit PEG-SOD (Figur 13E). Dies zeigt gespaltene Caspase-3 im Lebergewebe von mit PEG-SOD behandelten Tiere verringert. Densitometrie wurde auch Demonstra durchgeführtting , dass das Niveau von Caspase-3 gespalten in Lebergewebe in der linken Seite im Vergleich rechten Lappens von Kontrolltieren (13F) signifikant erhöht wird. Im Vergleich demonstriert die linken Lappens Lebergewebe von Versuchstieren, infundiert mit PEG-SOD und linke Lappens Lebergewebe von Kontrolltieren, infundiert mit normaler Saline, Densitometrie signifikant verringert gespaltene Caspase-3 in Tieren, die mit PEG-SOD im Vergleich zu Tieren behandelt mit Regelung (Figur 13 g) behandelt. <img alt="Abbildung 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig1.jpg" /> Abbildung 1: Anatomische Abbildungen. Anatomische A. Darstellung der Rattenleber. B. Anatomische Darstellung der Rattenleber. Das Portal Stiels auf der linken und der mittlere Lappen der Leber eingeklemmt. Die linke und die mittlere Lappen sind ischämische. C. AnatomischeDarstellung der Rattenleber. Das Portal Stiels an den linken Lappen geklemmt. Der linke Lappen ist ischämisch. D. Anatomische Darstellung der Rattenleber. Das Portal Stiels an den rechten Lappen eingeklemmt ist und der rechte Lappen ist ischämisch. <img alt="Figur 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig2.jpg" /> Abbildung 2: Anatomische Abbildungen. Anatomische Darstellung der Rattenleber mit Pfortader über einen Seitenzweig einer Kanüle versehen. Das Portal Pedikel zu den linken und mittleren Leberlappen wird durch eine Naht umgeben ist und eine Klemme microvessel verwendet worden um das vaskuläre Bündel zu spannen. Die linke und die mittlere Lappen sind ischämische. <img alt="Abbildung 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig3.jpg" /> Abbildung 3: Instrument Set-up. Diese Figur zeigt th<html> e Instrument Set-up. <img alt="Abbildung 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig4.jpg" /> Abbildung 4: Operating Room Set-up. Diese Abbildung zeigt das OP-Set-up. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig5.jpg" /> Abbildung 5: Trimmen von Bauchbehaarung. Diese Figur zeigt das Beschneiden der Bauch Haar. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig5large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Last / 54729 / 54729fig6.jpg“/&gt; Abbildung 6: Immobilisation und Hautinzision. Diese Figur zeigt die Immobilisierung der Ratte und der Hautschnitt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig6large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig7.jpg" /> Abbildung 7: Rib Retractor Platzierung und Ausnehmen. Diese Figur zeigt die Rippenspreizer Platzierung und Ausweiden. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig7large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig8.jpg" /> Abbildung 8: Platz<html> ment von Suture. Diese Figur zeigt die Platzierung der Naht. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig8large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig9.jpg" /> Abbildung 9: Blutentnahme aus der unteren Hohlvene. Diese Figur zeigt Blutentnahme aus der unteren Hohlvene. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig9large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig9large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig10.jpg" /> Abbildung 10: Vein Zweig abgebunden und zurückgezogen wird . Diese Figur zeigt Vene Zweig abgebunden und zurückgezogen wird.<html> ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig10large.jpg“target =‚_ blank‘&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig11.jpg" /> Abbildung 11: Prozess der Kanülierung. Diese Figur zeigt den Prozess der Kanülierung. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig11large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig11large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig12.jpg" /> Abbildung 12: Kanülierung. Diese Figur zeigt die Kanülierung. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig12large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54729/54729fig12large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Inhalt“fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="13" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54729/54729fig13.jpg" /> Abbildung 13: Repräsentative Ergebnisse: Direkte segmentale Intrahepatische Lieferung von pegyliertem-Superoxid - Dismutase Mit einer Ratte Hilar Clamp Modell. NS = normale Kochsalzlösung. PEG-SOD = pegyliertem-Superoxid-Dismutase, ALT = Alanin-Aminotransferase, MDA = Malondialdehyd. A. Serum Alaninaminotransferase (ALT, mU / ml) im Vergleich zwischen vorge hilar Klemme und 120 min nach der Reperfusion. Es gibt einen signifikanten Unterschied zwischen der Kontroll (NS) vorge hilar Klemme und Kontrolle (NS) bei 120-min nach der Reperfusion (p &lt;0,001). Es gibt auch einen signifikanten Unterschied zwischen der Kontroll (NS) und experimentellen Gruppen (PEG-SOD) bei 120-min nach der Reperfusion (p &lt;0,05). Ein T-Test verwendet wurde. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung. B. Gewebe - Malondialdehyd in rechten Lappens (non-hilar Klemme) mit Kontrollinjektion (NS) eind experimentelle Injektion (PEG-SOD) zeigt keinen signifikanten Unterschied. Linke Lappen (post-hilar Klemme und Reperfusion) Gewebe Malondialdehyd mit Steuereinspritzung (NS) sind wesentlich anders als rechte Lappen (nicht hilar Klemme) p &lt;0,001. Linkes Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) weist eine deutlich unterschiedliche Niveaus der Gewebe Malonaldehyd mit Kontrollinjektion (NS) gegenüber experimentelle Injektion (PEG-SOD) p &lt;0,005. Ein T-Test verwendet wurde. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung. C. Gewebe - Glutathion in rechten Lappen (nicht hilar Klemme) mit Steuereinspritzung (NS) und experimenteller Injektion (PEG-SOD) zeigt keinen signifikanten Unterschied. Linkes Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) Gewebe Glutathion mit Kontrollinjektion (NS) ist wesentlich anders als rechte Lappen (nicht hilar Klemme) mit Kontrollinjektion (NS) p &lt;0,05. Linke Lappen (post-hilar Klemme und Reperfusion) haben deutlich verschiedene Ebene des Gewebe Glutathion mit Kontrolle injection (NS) gegenüber experimenteller Injektion (PEG-SOD) p &lt;0,005. Ein T-Test verwendet wurde. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung. D. Western - Blot - gespaltene Caspase-3 in Lebergewebe des linken Lappens (post-hilar Klemme und Reperfusion) gegenüber der rechten Lappens (non-hilar Klemme) von Kontrolltieren (normale Salzlösung) erhöht demonstriert. E. Westernblot Demonstrieren verringert gespaltenen Caspase-3 in Lebergewebe von Tieren mit PEG-SOD im Vergleich zu Tieren mit Kontrolle (normale Salzlösung) behandelt , behandelt. F. Ebene gespaltener Caspase-3 in Lebergewebe wird in post-hilar Klemme und Reperfusion Tieren (p &lt;0,05) signifikant erhöht. Ein T-Test verwendet wurde. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung. G. In linken Lappens Lebergewebe von Versuchstieren (infundiert mit PEG-SOD) und linken Lappens Lebergewebe der Kontrolltiere (infundiert mit normaler Salzlösung) zu vergleichen, wird signifikant verringert gespaltene Caspase-3 in einemimals behandelt mit PEG-SOD im Vergleich zu Tieren mit Kontrolle (normale Salzlösung) behandelt. Ein T-Test verwendet wurde. Fehlerbalken stellen die Standardabweichung.

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Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Ein einzigartige Rattenleber hilar Clamp-Modell wurde für die Untersuchung der Auswirkungen von pharmakologischen Molekülen in Lindern Ischämie-Reperfusionsschaden entwickelt. Dieses Modell beinhaltet direkte Kanülierung der Portal Versorgung des ischämischen Lebersegment über einen Zweig des Pfortader, was eine direkte hepatische Lieferung.

Methode der direkten segmentale Intra-Leber-Lieferung Mit einer Rattenleber Hilar Clamp Modell

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

14.0K Aufrufe.  The Ohio State University Wexner Medical Center.  Ein einzigartige Rattenleber hilar Clamp-Modell wurde für die Untersuchung der Auswirkungen von pharmakologischen Molekülen in Lindern Ischämie-Reperfusionsschaden entwickelt. Dieses Modell beinhaltet direkte Kanülierung der Portal Versorgung des ischämischen Lebersegment über einen Zweig des Pfortader, was eine direkte hepatische Lieferung. 

Serie: Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, T2D results in elevated blood glucose levels. The "gold-standard" in assessing insulin sensitivity is a hyperinsulinemic-euglycemic clamp or insulin clamp. In this procedure, insulin is infused at a constant rate resulting in a drop in blood glucose. To maintain blood glucose at a constant level, exogenous glucose (D50) is infused into the venous circulation. The amount of glucose infused to maintain homeostasis is indicative of insulin sensitivity. Here, we show the basic clamp procedure in the chronically catheterized, unrestrained, conscious rat. This model allows blood to be collected with minimal stress to the animal. Following the induction of anesthesia, a midline incision is made and the left common carotid artery and right jugular vein are catheterized. Inserted catheters are flushed with heparinized saline, then exteriorized and secured. Animals are allowed to recover for 4-5 days prior to experiments, with weight gain monitored daily. Only those animals who regain weight to pre-surgery levels are used for experiments. On the day of the experiment, rats are fasted and connected to pumps containing insulin and D50. Baseline glucose is assessed from the arterial line and used a benchmark throughout the experiment (euglycemia). Following this, insulin is infused at a constant rate into the venous circulation. To match the drop in blood glucose, D50 is infused. If the rate of D50 infusion is greater than the rate of uptake, a rise in glucose will occur. Similarly, if the rate is insufficient to match whole body glucose uptake, a drop will occur. Titration of glucose continues until stable glucose readings are achieved. Glucose levels and glucose infusion rates during this stable period are recorded and reported. Results provide an index of whole body insulin sensitivity. The technique can be refined to meet specific experimental requirements. It is further enhanced by the use of radioactive tracers that can determine tissue specific insulin-stimulated glucose uptake as well as whole body glucose turnover.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp is the "gold standard" for the assessment of insulin action. Insulin is infused at a constant rate stimulating glucose uptake. The amount of exogenous glucose infused to counter this drop is indicative of insulin sensitivity. Here the procedure is performed on a conscious, unrestrained rat.

Hyperinsulinämische-euglykämische Clamp in der Conscious Rat

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, ...

Forschung

Medizin

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as studies on graft preservation and ischemia-reperfusion injury 1,2, immunological responses 3,4, hemodynamics 5,6, and small-for-size syndrome 7. The rat OLT is among the most difficult animal models in experimental surgery and demands advanced microsurgical skills that take a long time to learn. Consequently, the use of this model has been limited. Since the reliability and reproducibility of results are key components of the experiments in which such complex animal models are used, it is essential for surgeons who are involved in rat OLT to be trained in well-standardized and sophisticated procedures for this model.
While various techniques and modifications of OLT in rats have been reported 8 since the first model was described by Lee et al. 9 in 1973, the elimination of the hepatic arterial reconstruction 10 and the introduction of the cuff anastomosis technique by Kamada et al. 11 were a major advancement in this model, because they simplified the reconstruction procedures to a great degree. In the model by Kamada et al., the hepatic rearterialization was also eliminated. Since rats could survive without hepatic arterial flow after liver transplantation, there was considerable controversy over the value of hepatic arterialization. However, the physiological superiority of the arterialized model has been increasingly acknowledged, especially in terms of preserving the bile duct system 8,12 and the liver integrity 8,13,14.
In this article, we present detailed surgical procedures for a rat model of OLT with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft after ex vivo liver resection. The reconstruction procedures for each vessel and the bile duct are performed by the following methods: a 7-0 polypropylene continuous suture for the supra- and infrahepatic vena cava; a cuff technique for the portal vein; and a stent technique for the hepatic artery and the bile duct.

Orthotopic liver transplantation in rats is an indispensable experimental model for biomedical research. Here we present our surgical procedures for orthotopic rat liver transplantation with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft.

Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

Methode Isolated<em&gt; Ex vivo</em&gt; Lung Perfusion in einem Rattenmodell: Lehren aus Entwicklung einer Ratte EVLP Programm gelernt

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

The Dimethylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Model in the Rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg dimethylnitrosamine (DMN), given intraperitoneally for three consecutive days per week. Intraperitoneal injections were performed in the fume hood as DMN is a known hepatoxin and carcinogen. The model has several advantages. Firstly, liver changes can be studied sequentially or at particular stages of interest. Secondly, the stage of liver disease can be monitored by measurement of serum alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) enzymes. Thirdly, the severity of liver damage at different stages can be confirmed by sacrifice of animals at designated time points, followed by histological examination of Masson&#39;s Trichome stained liver tissues. After four weeks of DMN dosing, the typical fibrosis score is 5 to 6 on the Ishak scale. The model can be reproduced consistently and has been widely used to assess the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

We describe a method to produce an animal model of liver fibrosis in the rat, and assess the degree of fibrosis by histological examination of the liver. The model can be used to study the development of liver disease as well as to test the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

Die Dimethylnitrosamin Induced Liver Fibrosis Modell in der Ratte

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg ...

Intravascular Delivery of Biologics to the Rat Kidney

The renal microvascular compartment plays an important role in the progression of kidney disease and hypertension, leading to the development of End Stage Renal Disease with high risk of death for cardiovascular events. Moreover, recent clinical studies have shown that renovascular structure and function may have a great impact on functional renal recovery after surgery. Here, we describe a protocol for the delivery of drugs into the renal artery of rats. This procedure offers significant advantages over the frequently used systemic administration as it may allow a more localized therapeutic effect. In addition, the use of rodents in pharmacodynamic analysis of preclinical studies may be cost effective, paving the way for the design of translational experiments in larger animal models. Using this technique, infusion of rat recombinant Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF) protein in rats has induced activation of VEGF signaling as shown by increased expression of FLK1, pAKT/AKT, pERK/ERK. In summary, we established a protocol for the intrarenal delivery of drugs in rats, which is simple and highly reproducible.

The administration of drugs for recovery of kidney function requires control of the localization and distribution of the therapeutic compound. Here, we describe in detail a simple technique for intrarenal delivery of drugs in rats. This procedure may be easily performed with no mortality and high reproducibility.

Die intravaskuläre Lieferung von Biologics zur Rattenniere

The renal microvascular compartment plays an important role in the progression of kidney disease and hypertension, leading to the development of End Stage ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep learning curve. The introduction of the cuff technique for anastomosis of the portal vein (PV) and infrahepatic vena cava (IHVC) has significantly simplified the transplant procedure in rats. However, due to the short anterior wall of the recipients' suprahepatic vena cava (SHVC), the cuff technique is very difficult to use for the reconstruction of the SHVC. Most researchers in this field still use the hand-suture technique for SHVC reconstruction, which makes it the bottleneck step in rat orthotopic liver transplantation. The magnetic anastomosis technique (i.e., magnamosis) is a method of connecting two vessels using the attractive force between two magnets. Our recent study has shown that the magnetic anastomosis technique is superior to the hand-suture technique for SHVC reconstruction in rats. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using the novel magnetic anastomosis technique. In this model, the reconstruction of the PV and IHVC was performed by the standard cuff technique, while the reconstruction of the bile duct (BD) was performed by a stent technique. The hepatic re-arterialization was not performed. The magnetic anastomosis technique made SHVC reconstruction much easier and significantly shortened the anphepatic phase. After a reasonable learning curve, even researchers without advanced microsurgical skills can produce reliable and reproducible results using this rat model of OLT.

The reconstruction of the suprahepatic vena cava (SHVC) remains a difficult step in rat orthotopic liver transplantation. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using a novel magnetic anastomosis technique.

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Generation of a Rat Model of Acute Liver Failure by Combining 70% Partial Hepatectomy and Acetaminophen

Acute liver failure (ALF) is a clinical condition caused by various etiologies resulting in the loss of metabolic, biochemical, synthesizing, and detoxifying functions of the liver. In most irreversible liver damage cases, orthotropic liver transplant (OLT) remains the only available treatment. To study the therapeutic potential of a treatment for ALF, its prior testing in an animal model of ALF is essential. In the current study, an ALF model in rats was developed by combining 70% partial hepatectomy (PHx) and injections of acetaminophen (APAP) that provides a therapeutic window of 48 h. The median and left lateral lobes of the liver were removed to excise 70% of the liver mass and APAP was given 24 h postsurgically for 2 days. Survival in ALF-induced animals was found to be severely decreased. The development of ALF was confirmed by altered serum levels of the enzymes alanine amino transferase (ALT), aspartate amino transferase (AST), alkaline phosphatase (ALP); changes in prothrombin time (PT); and assessment of the international normalized ratio (INR). Study of the gene expression profile by qPCR revealed an increase in expression levels of genes involved in apoptosis, inflammation, and in the progression of liver injury. Diffused degeneration of hepatocytes and infiltration of immune cells was observed by histological evaluation. The reversibility of ALF was confirmed by the restoration of survival and serum levels of ALT, AST, and ALP after intrasplenic transplantation of syngeneic healthy rat hepatocytes. This model presents a reliable alternative to the available ALF animal models to study the pathophysiology of ALF as well as to evaluate the potential of a novel therapy for ALF. The use of two different approaches also makes it possible to study the combined effect of physical and drug-induced liver injury. The reproducibility and feasibility of current procedure is an added benefit of the model.

The acute liver failure animal model developed in the current study presents a feasible alternative for the study of potential therapies. The current model employs the combined effect of physical and drug-induced hepatic injury and provides a suitable time window to study the potential of novel therapies.

Generierung eines Rattenmodells für akutes Leberversagen durch Kombination von 70% partieller Hepatektomie und Acetaminophen

Acute liver failure (ALF) is a clinical condition caused by various etiologies resulting in the loss of metabolic, biochemical, synthesizing, and ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation of human liver transplantation due to the absence of arterial reconnection. Described here is a modified transplantation procedure that includes the incorporation of hepatic artery (HA) reconnection, leading to a marked improvement in transplant outcomes. With a mean anhepatic time of 12 min and 14 s, HA reconnection results in improved perfusion of the transplanted liver and an increase in long-term recipient survival from 37.5% to 88.2%. This protocol includes the use of 3D-printed cuffs and holders to connect the portal vein and infrahepatic inferior vena cava. It can be implemented for studying multiple aspects of liver transplantation, from immune response and infection to technical aspects of the procedure. By incorporating a simple and practical method for arterial reconnection using a microvascular technique, this modified rat OLT protocol closely mimics aspects of human liver transplantation and will serve as a valuable and clinically relevant research model.

The goal of this study is to modify the rat orthotopic liver transplant model to better represent human liver transplantation and improve recipient survival. The presented method reestablishes hepatic arterial inflow by connecting the donor liver&#39;s common hepatic artery to the recipient liver&#39;s proper hepatic artery.

Reduzierte Komplikationen nach arterieller Wiederverbindung in einem Rattenmodell der orthotopischen Lebertransplantation

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation ...