This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft DFG FOR701 and FE464/11-1 to A.F. The authors want to acknowledge the excellent technical assistance of Andrea Nerz.

Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für Tierversuche, herausgegeben von der Bundesrepublik Deutschland durchgeführt. Hinweis: Da das Netzhautgewebe während längerer Teile dieses Verfahren frei von Sauerstoff sein, alle Schritte so schnell wie möglich durchgeführt werden soll. Mäuse sollte mindestens 3 Stunden vor der Dissektion dunkel angepasst werden. Um Licht Anpassung der Netzhaut, die Vorbereitung zu vermeiden und Schneiden sollte unter dim rotes Licht durchgeführt werden. 1. Herstellung von Druckmedien und anderen Chemikalien <ol><li> Bereiten Sie Ames &#39;Medium 6. Netzhautgewebe in Ames &#39;Medium zu jeder Zeit nach der Sektion, einzutauchen. <ol><li> Man löst 2,2 g Ames &#39;Medium und 298 mg HEPES in 250 ml destilliertem Wasser. Die Konzentration von HEPES wird 5 mm betragen. Vorsichtig umrühren, bis alle Partikel gelöst sind. </li><li> Blase Ames &#39;Medium bei Raumtemperatur mit Carbogen (95% Sauerstoff, 5% AutoKohlendioxid) für mindestens 5 min. Versorgungs Carbogen mit einer Glaspasteurpipette zu der Lösung. Schließen Sie das Pasteur-Pipette über entsprechende Schlauch an den Ausgang des Gasregler. </li><li> Hinzufügen, 475 mg Natrium-Bicarbonat zur Lösung. Die Zugabe von Bikarbonat nach Sprudeln verhindert die Ausfällung von Calciumcarbonat. </li></ol></li><li> Bereiten Sie niedrige Geliertemperatur Agarose. Agarose ist erforderlich für die während Vibratom Schnitte von Netzhautgewebe eingebettet ist . <ol><li> Man löst 180 mg Agarose in 9 ml Ames &#39;Medium und 1 ml destilliertem Wasser. Verwenden Sie eine Mikrowelle, um langsam die Agarose-Lösung erhitzen, bis sich alle Feststoffe gelöst sind. Hitze in 5-10 sec-Schritten Überlauf zu vermeiden. Lösung sollte klar und transparent sein. </li><li> Aufbewahren bei 37 ° C Agarose in einem Wasserbad für die Dauer des Verfahrens gelöst. </li></ol></li></ol> 2. Einrichten des Vibratom HINWEIS: Alle Schnitte wurde mit der durchgeführtVibratom in der Werkstoff-Tabelle aufgeführt. Die angegebenen Einstellungen beziehen sich auf diese Art von Vibratom nur. Weitere Einzelheiten zu Vibratom Schnitte von Nervengewebe entnehmen Sie bitte 7 zu verweisen. <ol><li> Setzen Sie Vibratom Injektor Klinge in Klingenhalter. </li><li> Messen Sie vertikale Auslenkung der Klinge mit der &quot;VibroCheck&quot; Gerät. Verwenden, um die Einstellschraube an dem Klingenhalter die Klinge zu kippen, bis es auf der Schnittebene parallel ist. Die genaue Positionierung der Klinge notwendig Jalousieeffekte auf der Schnittfläche zu verhindern und um einen flachen Abschnitt zu erzeugen, die von lebenden Zellen auf seiner Oberfläche enthält. </li><li> Stellen Sie Vibratom auf die folgenden Einstellungen: Amplitude, 1,00; Geschwindigkeit, 0,20; Dicke, 180-200 &amp; mgr; m. </li></ol> 3. Dissektion der Maus Retina <ol><li> adult C57BL / 6-Maus durch Verdampfung von etwa 1 ml Isofluran in einem luftdichten Behälter anästhesieren. Wenn Anästhesie abgeschlossen ist, einschläfern Tier durch Genickbruch. DasMaus sollte nicht älter als 3 Monate sein, da sonst die Qualität der Scheiben verschlechtern wird. </li><li> Entfernen Augapfels durch eine gekrümmte Pinzette unter dem Auge platziert. Ziehen Sie das Auge Ball anheben wird den Sehnerv aus. Schneiden Sie den Sehnerv mit einer Feder Schere und übertragen die Augapfels auf eine 35-mm-Petrischale mit 2 ml Ames &#39;Medium. </li><li> Führen Sie alle nachfolgenden Schritte auf der Bühne eines Stereomikroskops. Stellen Sie die Vergrößerung auf einen Wert, der eine optimale visuelle Kontrolle der folgenden Verfahren erlaubt (Schritte 3,4-3,9). </li><li> Durchstechen der Hornhaut am Übergang zu der Sklera mit spitzen Pinzette oder einer 20 G-Nadel. Während dieses Schrittes stabilisieren das Auge Ball mit einer anderen Zange. Achten Sie darauf, nicht auf die Netzhaut mit dem Stechgerät zu beschädigen. </li><li> Setzen Sie die Feder Schere in das kleine Loch gemacht in Schritt 3.3 und schneiden Sie die Hornhaut einen Kreis um. Auch hier fest mit einer Pinzette die Augapfels während des Schneidens. Halten Sie den Schnitt sehr nahe an der Oberfläche, um nicht zu cut in der Netzhaut. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig Hornhaut, Linse und Glaskörper mit einer Pinzette. Der Glaskörper umfasst nur eine dünne transparente Schicht auf der Rückseite des Auges. Jedoch ist es für Vibratom sectioning dass der Glaskörper vollständig entfernt wird. </li><li> In der Petrischale, positionieren Sie die Augenmuschel in einer Weise, dass man durch das Loch nach unten schaut auf die Netzhaut. Der Rand der Öffnung sollte nur von Skleragewebe bestehen. Wenn die Kreisschnitt (Schritt 3.4) wurde zu nahe des Okulars zum Äquator durchgeführt wird, wird Netzhautgewebe auch vorhanden Nähe der Einschnitt sein. Seien Sie vorsichtig, dann nicht auf die Netzhaut zu beschädigen in Schritt 3.8. </li><li> Besorgen Sie sich die Lederhaut mit einer Pinzette vorsichtig in das Gewebe auseinander reißen. Es ist wichtig, nicht die Netzhaut während dieses Schritts zu bersten. Falls erforderlich, entfernen Sie die Netzhaut von der Ora serrata durch den skleralen Teil des Gewebes mit der Zange Verstetigung und sorgfältig auf die Netzhaut mit den anderen Zangen Abziehen. Halten Sie die Zange geschlossen; nie die Wieder Grifftina mit einer Pinzette, da das Gewebe ist sehr weich und wird sofort Platz geben. HINWEIS: Bei diesem Schritt wird die Netzhaut und der Rest des Okulars wird erst am Sehnervenkopf angeschlossen werden. </li><li> Schneiden Sie die Befestigungsstelle am Sehnervenkopf mit den Feder Schere. Die Netzhaut sollte nun frei als ein einziges Stück Gewebe Medium &#39;in Ames zu schweben. </li><li> Schneiden Sie die Netzhaut in 4 - 6 kleine Rechtecke von ca. 23 mm mit einer gekrümmten Skalpellklinge mit von der Netzhaut mit der Zange an den Rändern halten, sie in die richtige Position zu manipulieren. Vermeiden Sie das Netzhautgewebe innerhalb der Rechtecke Kneifen. Nehmen Sie Stücke aus den zentralen Teilen der Netzhaut, nicht weit Peripherie. </li><li> Übertragen retinalen Stücke mit einem großen Durchmesser Kunststoff Pasteurpipette zu einer 35 mm Kunststoff-Petrischale, deren Boden wurde durch ein Gitter mit Gittergröße von weniger als 1 mm ersetzt. Befestigen Sie die Petrischale im oberen Drittel eines Bechers oder Erlenmeyerkolben und versenken retinalen Stücke in Ames &#39;Medium bubbled mit Carbogen. </li></ol> 4. Einbettung von Retinal Stück in Agarose <ol><li> Sorgfältig übertragen 2 - 3 Retina-Stücke in eine 35 mm Kunststoff-Petrischale zusammen mit einigen der Ames &#39;Medium. Es ist sehr bequem, einen großen Durchmesser Kunststoff Pasteurpipette für die Übertragung zu verwenden. In diesem Schritt wichtig die genaue Ausrichtung der retinalen Stücke nicht. </li><li> Entfernen Sie so viel wie möglich von der restlichen Ames &#39;Medium mit einem Glas Pasteur Pipette. Sobald die Flüssigkeit entfernt wurde, mit dem Schritt 4.3 fort. Sie nicht das Netzhautgewebe trocknen lassen. </li><li> Unmittelbar bedecken retinalen Stücke mit 2 ml Agarose gelöst (37 ° C). Einsatz der genannten Größe in Schritt 3.10, werden die Stücke nicht in der Agarose einrollen. </li><li> Innerhalb der flüssigen Agarose, drücken Sie vorsichtig retinalen Stücke auf den Boden der Petrischale. Die Ganglienzellschicht sollte nach unten zeigen . Verwenden Sie ein Stereomikroskop zur Beurteilung der exakten Position. Zur Positionierung Griff retinalen piECES mit einem kleinen Spachtel. Positionieren Sie die Netzhaut so schnell und präzise wie möglich, da die Agarose schnell verfestigt. <ol><li> Vereinbaren retinalen Stücke auf den Boden der Glasschale parallel; sonst werden Abschnitte tangential oder schräg sein. Einzelne Stücke sollten einander nicht berühren, aber auch nicht zu weit auseinander liegen. Versuchen Sie, retinale Stück mehr oder weniger auf der gleichen horizontalen Ebene platzieren. </li></ol></li><li> Setzen Petrischale aus Glas mit eingebetteter retinalen Stücke in den Kühlschrank (4-6 ° C) für mindestens 2 min. Dies wird schnell die Agarose zur weiteren Bearbeitung aushärten. Sobald die Agarose wurde mit dem nächsten Schritt fortzufahren polymerisiert. </li></ol> 5. Montage von Retinal Pieces <ol><li> Entfernen Sie vorsichtig die Agaroseblock retinalen Stücke aus der Petrischale enthält. Verwenden Sie einen Spatel oder eine ähnliche Vorrichtung, die Agarose-Block aus dem Glas zu heben. Durch Adhäsionskräfte, kann dies sehr schwierig erweisen. Vermeiden Sie jedoch das BrechenAgaroseblock. Führen Sie diese und alle folgenden Schritte bei Raumtemperatur. </li><li> Legen Sie die Agarose-Block auf einem Deckglas und passen Sie seine Größe mit einem Skalpell. Lassen 1 bis 2 mm aus Agarose auf jeder Seite der Netzhautstücken. Die endgültige Größe des Blocks sollte um 1,066 mm (10 mm bezieht sich auf die Höhe des Blocks, 6 mm auf seine Kantenlänge). </li><li> Kleben die Agarose-Block an den Probenhalter des Vibratom eine Sofortkleber. Retinal Stücke sollten im oberen Bereich der 10 mm hohen Block und parallel zu dessen Oberfläche angeordnet sein, während der Boden an der Halterung befestigt ist. </li><li> Decken Sie den Block unmittelbar durch die zuvor sprudelte Ames &#39;Medium in die Pufferwanne des Vibratom Gießen. </li></ol> 6. Herstellung von Horizontal Vibratom Abschnitte <ol><li> Starten Sie sectioning. Zuerst stellen Sie die Dicke des Schneidens manuell bis Fragmente von Netzhautgewebe in der Scheibe erscheinen. Ändern Sie dann auf die Einstellungen in Schritt 2.3. Seit derMaus Netzhaut ist nur etwa 200 &amp; mgr; m dick ist, wird es nicht mehr sein als 2 - 3 Scheiben pro Agaroseblock. </li><li> Entfernen Sie Abschnitte aus dem Pufferwanne mit einem Glasstab und sie auf 2 ml Ames &#39;Medium in einer 35 mm Petrischale. </li><li> Speicherabschnitte unmittelbar in einem Brutschrank bei 37 ° C (5% CO 2/55% O 2). Die Agarose die Abschnitte umgeben wird im Inkubator solide bleiben und verwendet werden können, um die Abschnitte zu behandeln, ohne die Netzhaut schädigen. Bessere Schichtqualität erzielt wird, wenn bei 37 ° C innerhalb der jeweiligen Atmosphäre gegenüber oxygenierten Ames &#39;Medium bei RT lagern. Abschnitte können sofort verwendet werden oder kann mit einer guten physiologischen Ergebnisse zu 4 Stunden im Inkubator gelagert werden. </li><li> nächste retinalen Stücke in Agarose und wiederholen Sie den Abschnitten Einbetten 4 - 6. </li></ol>

<ol>
	<li>DeVries, S. H., Li, W., Saszik, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+processing+in+two+transmitter+microenvironments+at+the+cone+photoreceptor+synapse.">Parallel processing in two transmitter microenvironments at the cone photoreceptor synapse.</a> Neuron. 50, 735-748 (2006).</li><li>Jackman, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+synaptic+ribbon+in+transmitting+the+cone+light+response.">Role of the synaptic ribbon in transmitting the cone light response.</a> Nature Neuroscience. 12 (3), 303-310 (2009).</li><li>Rabl, K., Cadetti, L., Thoreson, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+exocytosis+is+faster+in+cones+than+in+rods.">Kinetics of exocytosis is faster in cones than in rods.</a> J. Neurosci. 25 (18), 4633-4640 (2005).</li><li>Singer, J. H., Lassov&#225;, L., Vardi, N., Diamond, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordinated+multivesicular+release+at+a+mammalian+ribbon+synapse.">Coordinated multivesicular release at a mammalian ribbon synapse.</a> Nature Neuroscience. 7 (8), 826-833 (2004).</li><li>Peichl, L., Gonz&#225;lez-Soriano, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+types+of+horizontal+cell+in+rodent+retinae:+a+comparison+of+rat,+mouse,+gerbil,+and+guinea+pig.">Morphological types of horizontal cell in rodent retinae: a comparison of rat, mouse, gerbil, and guinea pig.</a> Vis. Neurosci. 11, 501-517 (1994).</li><li>Ames, A., Nesbett, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+retina+as+an+experimental+model+of+the+central+nervous+system.">In vitro retina as an experimental model of the central nervous system.</a> J. Neurochem. 37 (4), 867-877 (1981).</li><li>Mathis, D. M., Furman, J. J., Norris, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+acute+hippocampal+slices+from+rats+and+transgenic+mice+for+the+study+of+synaptic+alterations+during+aging+and+amyloid+pathology.">Preparation of acute hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations during aging and amyloid pathology.</a> J. Vis. Exp. (49), (2011).</li><li>Peichl, L., Sandmann, D., Boycott, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+anatomy+and+function+of+mammalian+horizontal+cells.">Comparative anatomy and function of mammalian horizontal cells.</a> Development of the Retina. , (1998).</li><li>Feigenspan, A., Babai, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+properties+of+spontaneous+excitatory+currents+and+encoding+of+light/dark+transitions+in+horizontal+cells+of+the+mouse+retina.">Functional properties of spontaneous excitatory currents and encoding of light/dark transitions in horizontal cells of the mouse retina.</a> Eur. J. Neurosci. 42 (9), 2615-2632 (2015).</li><li>Enoki, R., Jakobs, T. C., Koizumi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Horizontal+slice+preparation+of+the+retina.">Horizontal slice preparation of the retina.</a> J. Vis. Exp. (1), e108 (2006).</li><li>Babai, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+roles+of+complexin3+and+complexin4+at+mouse+photoreceptor+ribbon+synapses.">Functional roles of complexin3 and complexin4 at mouse photoreceptor ribbon synapses.</a> J. Neurosci. 36, 6651-6667 (2016).</li><li>Thoreson, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Horizontal+slices+of+mouse+retina+expose+horizontal+cells+and+their+properties+(Commentary+on+Feigenspan+&amp;+Babai).">Horizontal slices of mouse retina expose horizontal cells and their properties (Commentary on Feigenspan &amp; Babai).</a> Eur. J. Neurosci. 42 (9), 2613-2614 (2015).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Im Gegensatz zu den vertikalen Scheiben wird die dendritische Morphologie von radial ausgerichteten Neuronen wie horizontale Zellen und Amakrinzellen gut erhalten. Im Vergleich zum gesamten Netzhaut Präparate sind diese Zelltypen leicht zugänglich für Mikroelektroden und kann sowohl von elektrophysiologischen und bildgebenden Verfahren untersucht werden. Hier konzentrieren wir uns auf der äußeren Netzhaut; jedoch ein ähnlicher Ansatz wurde insbesondere berichtet für amakrinen Zellen der inneren Retina <sup class=...

Visuelle Information wird codiert als dynamisches räumlich-zeitlichen Muster der Photorezeptoraktivierung und die Band Synapse zwischen Photorezeptoren und zweiter Ordnung Neuronen bestimmt die Downstream Übertragung von visuellen Informationen. Die vertikale slice Herstellung der Säugernetzhaut ist ein sehr wertvolles Werkzeug Signalverarbeitung in vertikalen Bahnen zu untersuchen, dh zwischen Photorezeptoren und bipolaren Zellen und zwischen den bipolaren Zellen und einige Arten von amacrine Zelle 1, 2, 3, 4. Allerdings vertikale Schnitte verursacht immer schwerer Abschneiden der dendritischen Felder vieler retinalen Neuronen, zu erheblichen Verlust an synaptischen Kontakten führt. Vor allem in der äußeren Netzhaut werden horizontale Zellen betroffen aufgrund ihrer seitlich ausbreiten erweiterten dendritischen Felder und Axonterminal Systeme 5. In einer vertikalenScheibe Vorbereitung, die synaptischen Eingang von Hunderten von Kegel Photorezeptor-Terminals an den Dendriten einer horizontalen Zelle so zu vereinzelten Kontakten reduziert wird. Dies könnte ausreichen, um die Eigenschaften der einzelnen Synapsen zu studieren, aber es funktioniert bei weitem nicht die Signalverarbeitungsfähigkeiten zugrunde liegen die synchronisierte Aktivierung von Photorezeptor-Band Synapsen darstellen. Wir entwickelten daher eine horizontale Schnittpräparat, die horizontal Zelle Dendriten intakt und funktionsfähig fast alle des Kegels Photorezeptor synaptischen Eingangs verlässt. Die Ebene der Unterteilung läuft an der Oberfläche der Netzhaut parallel, im Idealfall durch die innere Kernschicht zwischen den horizontalen Zellen und amakrinen Zellen zu schneiden. Somit sind horizontale Schnitte der äußeren Netzhaut enthält, erstellt auf der präsynaptischen Ort, Photorezeptoren mit inneren und äußeren Segmente sowie synaptischen Terminals und horizontalen Zellen und bipolare Zellen auf der postsynaptischen Ort. Die Zubereitung ist gut geeignet, to untersuchen koordinierte synaptischen Eingänge in horizontale Zelle Dendriten von allen Zapfen-Photorezeptoren in seinem dendritischen Feld. Es könnte daher als nützlich erweisen, um besser auf die Funktionsweise des Photorezeptors ribbon Synapse verstehen, die für die Übertragung von visuellen Informationen von der Matrix der Fotorezeptoraktivierung in eine postsynaptische Reaktion entscheidend ist.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="627">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ames&#39; Medium</td>
			<td style="width:125px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A1420</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium Bicarbonate</td>
			<td style="width:125px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hepes</td>
			<td style="width:125px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carbogen</td>
			<td style="width:125px;">Air Liquide</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agarose</td>
			<td style="width:125px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A9045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">35-mm petri dish (plastic)</td>
			<td style="width:125px;">Nunc Thermofisher</td>
			<td style="width:119px;">150318</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass petri dish</td>
			<td style="width:125px;">Chemoline</td>
			<td style="width:119px;">50-1470-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:125px;">Dispensary university hospital</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vibratome injector blade</td>
			<td style="width:125px;">Biosystems</td>
			<td style="width:119px;">39053250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vibratome</td>
			<td style="width:125px;">Leica Microsystems</td>
			<td style="width:119px;">VT1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vibrocheck</td>
			<td style="width:125px;">Leica Microsystems</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microwave</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Water bath</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">20-gauge needles</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Spring scissors</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved scalpel blades</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Plastic Pasteur pipette</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass Pasteur pipette</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of horizontal slices of adult mouse retina for electrophysiological studies

Vertikale Schnittpräparate sind in der erwachsenen Säugetier-Netzhaut zu untersuchen Schaltung und Signalübertragung aufgebaut. Die Ebene der in diesen Zubereitungen sectioning senkrecht zu der Netzhautoberfläche, wodurch es ideal für die Untersuchung von radial ausgerichteten Neuronen wie Photorezeptoren und bipolaren Zellen machen. Jedoch sind die großen dendritischen Dorne von horizontalen Zellen, Weitfeld amacrine Zellen und Ganglionzellen meist abgestumpften, in diesen Zellen merklich verringert synaptische Aktivität zu verlassen. Während Ganglionzellen und Vertriebenen Amakrinzellen in einer ganzen montierten Vorbereitung der Netzhaut untersucht werden können, horizontalen Zellen und amacrine in der inneren Kernschicht befindlichen Zellen sind nur schwer zugänglich für Elektroden in ganzen Retinagewebe. Um eine maximale Zugänglichkeit und synaptic Integrität zu erreichen, entwickelten wir eine horizontale Schnittpräparat der Maus Retina und untersucht die Signalübertragung an der Synapse zwischen den Photorezeptoren und horizontalenZellen. Horizontal Sektionieren erlaubt (1) eine einfache und eindeutige visuelle Identifizierung der horizontalen Zellkörper für eine Elektrode Targeting, und (2) Erhaltung der erweiterten horizontalen Zelle dendritischen Feldern, als Voraussetzung für eine intakte und funktionelle cone synaptischen Eingang horizontal Zelle Dendriten. Horizontale Zellen aus horizontalen Schnitten Tonikum synaptische Aktivität im Dunkeln zeigte, und sie reagierten Lichtblitze mit einer Reduktion der nach innen gerichteten Strom und verminderte synaptische Aktivität zu informieren. Immunzytochemische deutet darauf hin, dass fast alle Kegel innerhalb der dendritischen Feld von einer horizontalen Zellsynapsen mit seiner peripheren Dendriten etablieren. Die horizontale Scheibe Zubereitung ist daher gut geeignet, um die physiologischen Eigenschaften von horizontal erweitert Netzhautneuronen sowie sensorischen Signalübertragung und Integration in ausgewählten Synapsen zu studieren.

<html> In horizontalen Schichten der Netzhaut der Maus konnte horizontal Zellkörper leicht nach ihrer einzigartigen Morphologie mit mehreren primären Dendriten von einer polygonal Zellenkörper (1A) austretende identifiziert werden. Horizontal Zellkörper in der Nähe der Oberfläche der Scheibe angeordnet wurden routinemäßig zugänglich für Patch-Clamp-Elektroden. Während der Aufnahmen wurden die Zellen mit einem fluoreszierenden Farbstoff gefüllt, ihre komplizier...

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Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Wir entwickelten eine horizontale Schnittpräparat der erwachsenen Säugetier-Netzhaut mit der Ebene parallel zu der Netzhautoberfläche sectioning. Dendritische Bereichen nonradially orientierte Netzhautneuronen wurden nicht abgeschnitten, so dass die Untersuchung der Signalverarbeitung mit Patch-Clamp-und Imaging-Techniken.

Vorbereitung von Horizontal Scheiben der erwachsenen Maus Retina für elektrophysiologische Untersuchungen

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in ...

preparation-horizontal-slices-adult-mouse-retina-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.0K Aufrufe.  Friedrich-Alexander-University (FAU) Erlangen-Nürnberg.  Wir entwickelten eine horizontale Schnittpräparat der erwachsenen Säugetier-Netzhaut mit der Ebene parallel zu der Netzhautoberfläche sectioning. Dendritische Bereichen nonradially orientierte Netzhautneuronen wurden nicht abgeschnitten, so dass die Untersuchung der Signalverarbeitung mit Patch-Clamp-und Imaging-Techniken. 

Serie: Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Organotypic Culture of Full-thickness Adult Porcine Retina

There is a recognized demand for in vitro models that can replace or reduce animal experiments. Porcine retina has a similar neuronal structure to human retina and is therefore a valuable species for studying mechanisms of human retinal injury and degenerative disease. Here we describe a cost-effective technique for organotypic culture of adult porcine retina isolated from eyes obtained from an abattoir. After removing the anterior segment, a trephine blade was used to create multiple neural retina-Bruch's membrane-RPE-choroid-sclera explants from the posterior segment of adult porcine eyes. A piece of sterile filter paper was used to lift the neural retina off from each explant. The filter paper-retina complex was cultured (photoreceptor side up) atop an insert, which was held away from the bottom of the culture dish by a custom-made stand. The stand allows for good circulation of the culture medium to both sides of the retina. Overall, this procedure is simple, reproducible, and permits preservation of native retinal structure for at least seven days, making it a useful model for a variety of morphological, pharmacological, and biochemical studies on mammalian retina.

Here we describe a cost-effective technique for organotypic culture of adult porcine retina for seven days. Briefly, a sterile filter paper was used to lift the neural retina off from the RPE and place photoreceptor side up on an insert raised by a custom-made stand.

Organotypischen Kultur der Full-Dicke ausgewachsenen Schweinen Retina

There is a recognized demand for in vitro models that can replace or reduce animal experiments. Porcine retina has a similar neuronal structure to human ...

Forschung

Neurowissenschaften

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

In-vivo-Elektroporation von Entwicklung Maus Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Electrophysiological Characterization of GFP-Expressing Cell Populations in the Intact Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack conspicuous morphological features or show a low population density. This applies particularly to retinal amacrine cells, an exceptionally multiform class of interneurons that comprise roughly 30 subtypes in mammals1. Though being a crucial part of the visual processing by shaping the retinal output2, most of these subtypes have not been studied up to now in a functional context because encountering these cells with a recording electrode is a rare event.
Recently, a multitude of transgenic mouse lines is available that express fluorescent markers like green fluorescent protein (GFP) under the control of promoters for membrane receptors or enzymes that are specific to only a subset of neurons in a given tissue3,4. These pre-labeled cells are therefore accessible to directed microelectrode targeting under microscopic control, permitting the systematic study of their physiological properties in situ. However, excitation of fluorescent markers is accompanied by the risk of phototoxicity for the living tissue. In the retina, this approach is additionally hampered by the problem that excitation light causes appropriate stimulation of the photoreceptors, thus inflicting photopigment bleaching and transferring the retinal circuits into a light-adapted condition. These drawbacks are overcome by using infrared excitation delivered by a mode-locked laser in short pulses of the femtosecond range. Two-photon excitation provides energy sufficient for fluorophore excitation and at the same time restricts the excitation to a small tissue volume minimizing the hazards of photodamage5. Also, it leaves the retina responsive to visual stimuli since infrared light (&gt;850 nm) is only poorly absorbed by photopigments6.
In this article we demonstrate the use of a transgenic mouse retina to attain electrophysiological in situ recordings from GFP-expressing cells that are visually targeted by two-photon excitation. The retina is prepared and maintained in darkness and can be subjected to optical stimuli which are projected through the condenser of the microscope (Figure 1). Patch-clamp recording of light responses can be combined with dye filling to reveal the morphology and to check for gap junction-mediated dye coupling to neighboring cells, so that the target cell can by studied on different experimental levels.

This article depicts the recording of individual cells from fluorescently tagged neuronal populations in the intact mouse retina. By using two-photon infrared excitation transgenetically labeled cells were targeted for patch-clamp recording to study their light responses, receptive field properties, and morphology.

Elektrophysiologische Charakterisierung von GFP-exprimierenden Zellpopulationen in der intakte Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Zeitraffer-Imaging von Neuroblast Migration in Acute Scheiben von der adulten Maus Vorderhirnneuronen

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Preparation of Acute Subventricular Zone Slices for Calcium Imaging

The subventricular zone (SVZ) is one of the two neurogenic zones in the postnatal brain. The SVZ contains densely packed cells, including neural progenitor cells with astrocytic features (called SVZ astrocytes), neuroblasts, and intermediate progenitor cells. Neuroblasts born in the SVZ tangentially migrate a great distance to the olfactory bulb, where they differentiate into interneurons. Intercellular signaling through adhesion molecules and diffusible signals play important roles in controlling neurogenesis. Many of these signals trigger intercellular calcium activity that transmits information inside and between cells. Calcium activity is thus reflective of the activity of extracellular signals and is an optimal way to understand functional intercellular signaling among SVZ cells.
Calcium activity has been studied in many other regions and cell types, including mature astrocytes and neurons. However, the traditional method to load cells with calcium indicator dye (i.e. bath loading) was not efficient at loading all SVZ cell types. Indeed, the cellular density in the SVZ precludes dye diffusion inside the tissue. In addition, preparing sagittal slices will better preserve the three-dimensional arrangement of SVZ cells, particularly the stream of neuroblast migration on the rostral-caudal axis.
Here, we describe methods to prepare sagittal sections containing the SVZ, the loading of SVZ cells with calcium indicator dye, and the acquisition of calcium activity with time-lapse movies. We used Fluo-4 AM dye for loading SVZ astrocytes using pressure application inside the tissue. Calcium activity was recorded using a scanning confocal microscope allowing a precise resolution for distinguishing individual cells. Our approach is applicable to other neurogenic zones including the adult hippocampal subgranular zone and embryonic neurogenic zones. In addition, other types of dyes can be applied using the described method.

A method to load subventricular zone (SVZ) cells with calcium indicator dyes for recording calcium activity is described. The postnatal SVZ contains tightly packed cells including neural progenitor cells and neuroblasts. Rather than using bath loading we injected the dye by pressure inside the tissue allowing better dye diffusion.

Vorbereitung der akuten Subventrikulärzone Slices für Calcium Imaging

The subventricular zone (SVZ) is one of the two neurogenic zones in the postnatal brain. The SVZ contains densely packed cells, including neural ...

Improved Preparation and Preservation of Hippocampal Mouse Slices for a Very Stable and Reproducible Recording of Long-term Potentiation

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory encoding. LTP elicited in the CA1 region of acute hippocampal slices has been extensively studied. However the molecular mechanisms underlying the maintenance phase of this phenomenon are still poorly understood. This could be partly due to the various experimental conditions used by different laboratories. Indeed, the maintenance phase of LTP is strongly dependent on external parameters like oxygenation, temperature and humidity. It is also dependent on internal parameters like orientation of the slicing plane and slice viability after dissection.
The optimization of all these parameters enables the induction of a very reproducible and very stable long-term potentiation. This methodology offers the possibility to further explore the molecular mechanisms involved in the stable increase in synaptic strength in hippocampal slices. It also highlights the importance of experimental conditions in in vitro investigation of neurophysiological phenomena.

This paper presents a complete methodology to prepare and preserve in vitro acute hippocampal slices from adult mice. This protocol allows the recording of very stable long-lasting long-term potentiation (LTP) for more than 8 hours with a success rate of 95%.

Verbesserte Zubereitung und Konservierung von Hippocampus Maus Slices für eine sehr stabile und reproduzierbare Erfassung der Langzeit-Potenzierung

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory ...

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic network, electrophysiological recordings are frequently used to study connections among individual neurons. We have optimized a flat-mount preparation for patch clamp recording of genetically marked neurons in both GCL (ganglion cell layer) and INL (inner nuclear layer) of mouse retinas. Recording INL neurons in flat-mounts is favored over slices because both vertical and lateral connections are preserved in the former configuration, allowing retinal circuits with large lateral components to be studied. We have used this procedure to compare responses of mirror-partnered neurons in retinas such as the cholinergic starburst amacrine cells (SACs).

This protocol demonstrates how to perform whole-cell patch clamp recording on retinal neurons from a flat-mount preparation.

Patch-Clamp-Aufzeichnung von Starburst-Amakrinzellen in einer Wohnung Montage Herstellung von Deafferentated Maus Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...

Preparation of Primary Mixed Glial Cultures from Adult Mouse Spinal Cord Tissue

It has been well-accepted that spinal cord glial responses contribute significantly to the development of neuropathic pain. Tremendous information regarding glial activities at the cellular and molecular levels has been obtained through in vitro cell culture systems. The in vitro systems utilized, mainly include primary glia derived from neonatal brain cortical tissue and immortalized cell lines. However, these systems may not reflect the characteristics of spinal cord glial cells in vivo. In order to further investigate the roles of spinal cord glial cells in the development of peripheral nerve injury-induced neuropathic pain using a culture system that better reflects the in vivo condition, our laboratory has developed a method to establish primary spinal cord mixed glial cultures from adult mice. Briefly, spinal cords are collected from adult mice and processed through papain digestion followed by myelin removal with a density-gradient medium. Single cell suspensions are cultured in complete Dulbecco&#39;s modified Eagle media (cDMEM) supplemented with 2-mercaptoethanol (2-ME) at 35.9 oC. These culture conditions were optimized specifically for the growth of mixed glial cells. Under these conditions, cells are ready to be used for experimentation between 12 - 14 d&#160;(cells are usually in log phase during this time) after the establishment of the culture (D 0) and can be kept in culture conditions up to D 21. This culture system can be used to investigate the responses of spinal cord glial cells upon stimulation with various substances and agents. Besides neuropathic pain, this system can be used to study glial responses in other diseases that involve pathological changes of spinal cord glial cells.

The development of neuropathic pain involves pathological changes of spinal cord glial cells. A reliable glial culture system derived from adult spinal cord tissue and designed for studying these cells in vitro is lacking. Therefore, we show here how&#160;to establish primary mixed glial cultures from adult mouse spinal cord tissue.

Herstellung von primären gemischten Gliazellen Kulturen von erwachsenen Maus Rückenmarksgewebe

It has been well-accepted that spinal cord glial responses contribute significantly to the development of neuropathic pain. Tremendous information ...

Healthy Brain-pituitary Slices for Electrophysiological Investigations of Pituitary Cells in Teleost Fish

Electrophysiological investigations of pituitary cells have been conducted in numerous vertebrate species, but very few in teleost fish. Among these, the clear majority have been performed on dissociated primary cells. To improve our understanding of how teleost pituitary cells, behave in a more biologically relevant environment, this protocol shows how to prepare viable brain-pituitary slices using the small freshwater fish medaka (Oryzias latipes). Making the brain-pituitary slices, pH and osmolality of all solutions were adjusted to values found in body fluids of freshwater fish living at 25 to 28 &#176;C. Following slice preparation, the protocol demonstrates how to conduct electrophysiological recordings using the perforated whole-cell patch-clamp technique. The patch-clamp technique is a powerful tool with unprecedented temporal resolution and sensitivity, allowing investigation of electrical properties from intact whole cells down to single ion channels. Perforated patch is unique in that it keeps the intracellular environment intact preventing regulatory elements in the cytosol from being diluted by the patch pipette electrode solution. In contrast, when performing traditional whole-cell recordings, it was observed that medaka pituitary cells quickly lose their ability to fire action potentials. Among the various perforation techniques available, this protocol demonstrates how to achieve perforation of the patched membrane using the fungicide Amphotericin B.

The article describes an optimized protocol for making viable brain-pituitary tissue slices, using the teleost fish medaka (Oryzias latipes), followed by electrophysiological recordings of pituitary cells using the patch-clamp technique with the perforated patch configuration.

Gesundes Gehirn-Hypophysen-Scheiben für Elektrophysiologische Untersuchungen der Hypophysen Zellen in Teleost Fische

Electrophysiological investigations of pituitary cells have been conducted in numerous vertebrate species, but very few in teleost fish. Among these, the ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Bewertung der Langzeit-Depressionsinduktion bei erwachsenen Cerebellarscheiben

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...