Intramural wurde für dieses Projekt von der Division of Intramural Research, National Heart, Lung and Blood Institute an den National Institutes of Health finanziert. Wir möchten Dr. James Hawkins, Dr. Robert Hoyt, NIH Division of Veterinary Resources und das Personal des Cardiothoracic Chirurgie Forschungsprogramms an den NIH anerkennen.

die hier beschriebenen Verfahren wurden vom National Heart, Lung, und Blut Institut Animal Care und Use Committee an den National Institutes of Health zugelassen und entsprechen den Richtlinien in der öffentlichen Gesundheitspolitik Service auf Humane Pflege und Verwendung von Labortieren, das Tierschutzgesetz und die Anleitung für die Pflege und Verwendung von Labortieren.
 Hinweis: Dieses chirurgische Verfahren soll ein Tiermodell der chronischen myokardialen Ischämie zu produzieren, die verwendet werden können, um Therapien zu entwickeln, die für Patienten mit schweren CAD klinisch relevant sind. Dies kann nicht erreicht werden, mit einem in-vitro- Modell.
 1. Tiere <ol><li>verwenden männliche Yorkshire Schweine wiegen zwischen 12 und 15 kg.</li></ol>
 2. Pre-surgical Verfahren <ol><li>für eine prophylaktische Antibiotika verwenden mündlich zweimal täglich ab 24 h vor der Operation, Amoxicillin und Clavulanat Kalium (15 mg/kg). 
	Hinweis: Diese orale Antibiotika wird vor der Operation, um sicherzustellen, dass das Schwein es zu schlucken und auch sicherstellen, dass sie keine allergische Reaktion auf das Medikament postoperativ haben gestartet.</li>
	<li>Zurückzuhalten, Nahrung und Wasser vom Schwein 12 h vor der Operation.</li>
	<li>Am Tag der Operation zu betäuben das Schwein mit einem Cocktail von Ketamin (33 mg/kg), Midazolam (0,5 - 0,75 mg/kg) und Glykopyrrolat (0,01 mg/kg), intramuskuläre (IM) gegeben.</li>
	<li>20 G intravenöse (IV) Katheter in eine Vene Ohr und Intubation das Tier mit einer 7,0 Fr endotracheal Schlauch. 
	Hinweis: Passen Sie die Größe der IV-Katheter und den Endotrachealtubus entsprechend der Größe des Schweins.</li>
	<li>Das Haar (Rasur) auf der linken Seite des Schweins aus der Schulter, um den Nabel und der Abdominal-Mittellinie an der Wirbelsäule entfernt.</li>
	<li>Verwalten die prophylaktische Antibiotika (Piperacillin und Tazobactam: 100 mg/kg IV) und Schmerzen Medikamente (Buprenorphin nachhaltig Release: 0,2 mg/kg subkutan (SC) oder ein transdermales Fentanyl patch 25-50 µg/h). 
	Hinweis: Die IV-Antibiotikum wird gegeben, weil die Tiere für 12 h vor der Operation nüchtern sind und während dieser Zeit keine der zuvor genannten oralen Antibiotikum erhalten.</li>
	<li>Transportieren das Schwein zum OP-Saal und verbinden den Endotrachealtubus mit der Anästhesiemaschine mit einem passiven Sensor ausgestattet, um die Atemwege Gase zu überwachen. Mechanisch lüften Sie das Schwein ein Tidalvolumen von 10 mL/kg als Ausgangspunkt verwenden und nicht überschreiten Sie einer Atemwegsdruck von 30 cm H 2 O. Set der Atemfrequenz zwischen 10-20 Atemzügen pro Minute (Bpm) und nach Bedarf zu Ende-Gezeiten CO 2 (anpassen PetCO 2) Ebenen zwischen 28 und 35 mm Hg. Maintain die Narkose mit Isofluran (1-3 %) oder Sevofluran (2-5 %).</li>
	<li>Positionieren das Schwein rechts unten auf dem Operationstisch. Fügen Sie alle notwendigen Sensoren zur Überwachung der Körpertemperatur (BT), Elektrokardiogramm (EKG), Pulsoximetrie (SpO 2) usw.</li> <li>Vorbereiten der Operationsstelle über drei wechselnde Peelings mit 2 % Chlorohexidine und 70 % Alkohol (gelten in einem Kreisbewegung beginnend mit Zentrum und Umzug nach außen).</li>
	<li>Drapieren der Operationsstelle mit aseptischen 21.</li>
</ol> 3. Chirurgischen Eingriff <ol><li>aussetzen das Herz durch einen linken Thorakotomie.
	<ol><li>Machen einen Hautschnitt parallel zu der 4 th und 5 th Zwischenrippenmuskeln Raum ca. 8-9 cm in der Länge mit einem Skalpellklinge Nr. 10.</li>
		<li>Schnitt durch die Latissimus Dorsi und Serratus Ventralis Muskeln mit ein paar gebogene Metzenbaumschere und Brown Adson Pinzette. Elektrokauterisation Blutstillung bei Bedarf weiterhin verwenden.</li>
		<li>Geben Sie den pleuralen Raum durch die Zwischenrippenmuskeln zwischen 4 th und 5 th Rippen mit dem Metzenbaum Schere schneiden entlang des vorderen Aspekt der 4 th Rippe. Um die Chance einer versehentlich Beschädigung der Lungenkrebs zu reduzieren, schalten Sie den Ventilator auf dem Ausatmen kurz vor Eintritt in den pleural Raum aus. Sobald der Pleurahöhle verletzt worden ist, schalten Sie den Ventilator.</li>
		<li>Verwenden einen kleine Finochietto Retraktor, um die Rippen auseinander, zu verbreiten das Herz aussetzen.</li>
	</ol></li> <li>Verwendung Debakey Pinzette fassen und heben Sie das Perikard. Potts Schere ein kleines Loch in das Perikard, so dass Luft in den Perikardialraum eindringen zu verwenden. Weiter Schnitt mit der Schere Potts über der Kreuzung der LAD und LCX Arterien.</li>
	<li>Einsatz Babcock Zange, die linken atrial Appendage zurückzuziehen. Mit Debakey und kleinen rechten Winkel Zangen, sezieren die LCX-Arterie aus dem umgebenden Gewebe vor oder proximalen zum stumpfen marginal Zweig 1 St.</li>
	<li>Legen Sie zwei Schiff Schlaufen unter der seziert LCX-Arterie, eine an jedem Ende. Halten Sie eine Größe 3,0 mm Ameroid Constrictor mit kleinen rechten Winkel Zangen und heben Sie die Schiff Schleifen um sanft die LCX-Arterie durch die Öffnung der Würger führen. Sanft Drehen der Würger, sodass die Öffnung nach oben zeigt. Die Schiff-Schleifen zu entfernen. Siehe Abbildung 1. 
	Hinweis: Angemessene Dissektion der Arterie unbedingt Abknicken zu verhindern. Wählen Sie die entsprechende Größe Constrictor für das einzelne Tier. Der entsprechenden Größe Würger wird das Schiff eng umschließen, ohne zunächst Verengung des Schiffes. Hausschweine, die mit einem Gewicht zwischen 12 und 15 kg erfordern Ameroid constrictor Größe 2,5 bis 3,5 mm. Der Speicherort von Ameroid Constrictor auf dem Schiff richtet sich auf die gewünschte Größe des ischämischen Bereich.</li>
	<li>Re ungefähre das Perikard und mit 4: 0 aus Polypropylen Nähte schließen.</li>
	<li>Wiederherstellung den thorakalen Unterdruck durch Einfügen eines 12 Fr Thoraxdrainage oder Äquivalent in den Pleuraraum mit der Ende verlassen zwischen den Schichten des Verschlusses, in der Regel zwei Intercostalneuralgie Leerzeichen nach Thorakotomie Website. 
	Beachten Sie die Lunge für Atelektase vor dem Schließen der Rippen. Wenn Sie irgendwelche Anzeichen von zu niedrigem Druck beachten, wieder aufzublasen Lungen manuell bis zu einem Druck von 30 mm Hg.</li>
	<li>In der Nähe der Brust mit 1 Polypropylen Nähte für die Intercostalneuralgie Schicht, 0 Polypropylen Nahtmaterial für den Serratus und Faszien Schicht, 2-0 Polypropylen Nahtmaterial für die subkutane Schicht und 3-0 aus Polypropylen Nahtmaterial für die Subcuticular Schicht. Heften oder Naht die Haut.</li>
	<li>Zum Jahresende die Thoraxdrainage ein drei-Wege-Absperrhahn beimessen und die Luft in der Brust mit einer 40-60 cc Spritze zu evakuieren, bis eine negative Abdichtung erreicht ist. Rollen Sie das Tier auf die Brustbein oder Gegenteil Seite zur Erleichterung die Luft zu entfernen. Sobald die Brust Unterdruck hält, entfernen Sie die Thoraxdrainage und Naht der Austrittsstelle. Wenn die Tiere einzeln postoperativ untergebracht sind, kann der Schnitt für mehrere Tage bandagiert werden.</li>
</ol> 4. Postoperative <ol><li>nach Schließung, infiltrieren die Schnittführung entlang beider Seiten des Standortes Thorakotomie mit 0,25 % Bupivacain.</li>
	<li>Das Tier aus dem Beatmungsgerät zu entwöhnen und schalten Sie die Narkose. Den Endotrachealtubus zu entfernen, sobald das Tier auf seine eigene Atmung und schlucken.</li>
	<li>Überwachen das Tier, bis es vollständig wiederhergestellt ist (wach und sternale). Es dürfen keine Auffälligkeiten oder Arrhythmien auf dem EKG, die BT sollte 38,7-39,8 ° C SpO 2 sollte 95-100 % und die Atemfrequenz sollte 32-58 Bpm.</li>
	<li>Verwalten Amiodaron (100 mg, oral zweimal am Tag) und Clopidogrel Bisulfate (75 mg oral einmal täglich), Thrombose und Rhythmusstörungen zu verhindern. Fahren Sie mit Amoxicillin und Clavulanat Kalium (15 mg/kg) mündlich zweimal täglich für 10 Tage nach der Operation. Postoperativer Schmerzen erfolgt mit Buprenorphin SR (verzögerter Freisetzung) 0,2 mg/kg. SQ alle drei Tage. Buprenorphin SR werden mit Carprofen (4,4 mg/kg) einmal ergänzt kann und dann (2,2 mg/kg) PO oder IM Angebot.</li>
	<li>Halten alle Bettwäsche und Nahrungssuche Material aus dem Tier heraus &#39; s Gehäuse Fläche, bis der Schnitt vollständig geheilt ist.</li>
</ol>

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Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt, offen zu legen.

Ameroid constrictor sind weitgehend benutzt worden Tiermodelle der chronischen myokardialen Ischämie, chronischer Herzinfarkt und Herzinsuffizienz5,6,7,9,10 erstellen , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. Obwohl diese Modelle durch den Einsatz von Stents, hydraulische Occluders oder festen Stenose Occluders erstellt werden können, die Prävalenz von Ameroid Gebrauch in der wissenschaftlichen Literatur erlaubt Forschern, die Ergebnisse ihrer Arbeit mit genauer zu vergleichen bisher veröffentlichte Studien5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. ein weiterer Vorteil der Verwendung von Ameroid Constrictor ist, dass das Verfahren relativ einfach ist und von jedermann mit angemessenen chirurgischen Fähigkeiten erfolgreich durchgeführt werden kann und keine spezielle Instrumente erfordert. Die anderen genannten Methoden erfordern höhere technische Fertigkeiten und bei der hydraulischen Occluder erfordert eine intensive postoperative Überwachung aufgrund der externalisierte Gerät6,13.
Die wichtigste Einschränkung der Verwendung von Ameroid Constrictor ist die Variabilität in der Rate der Okklusion9,13. In der Regel haben die meisten Studien mit den Ameroid Constrictor gefunden die Rate der Stenose zu höchsten in den ersten zwei Wochen und dann stufenweise verjüngen, bis vollständige Okklusion23,24auftritt. Ex-Vivo Studien direkt die Messrate der Schließung von Ameroid Lumen haben bestätigt, dass die größte Reduktion Lumen Durchmesser in den ersten zwei Wochen tritt und danach25,26verlangsamt. Jedoch haben diese gleichen Studien zeigten auch, dass rund um Glucose und Protein-Konzentrationen beeinflussen kann, die Rate und die Vollständigkeit des Ameroid Verschlusses, was darauf hindeutet, dass in-Vivo -Bedingungen am ehesten verantwortlich für die Variabilität sind in Ameroid bewertet Okklusion25,26. Andere Forscher haben vorgeschlagen, dass mechanische Trauma, Entzündung, Fibrose und Thrombusbildung verursacht durch den Ameroid-Platzierung-Verfahren selbst zu dieser Variabilität5,6,25 beitragen können . Diesem Fall ist wahrscheinlich der Grund für die vorzeitige Todesfälle und Herzinsuffizienz, die in dieser Studie beobachtet. Es kann nicht genug betont die Bedeutung zart, aber angemessen, Arterie Dissektion auf beiden Seiten von den Ameroid gegen Knicken des Schiffes zu tun sein.
Die richtige Platzierung von Ameroid Constrictor ist entscheidend für einen ischämischen Bereich des Herzens zu entwickeln, die groß genug ist, um zu behandeln ist aber nicht so groß, dass es zum Tode führt. Platzieren die Ameroid Constrictor auf die LCX, bevor der erste stumpf marginal Zweig angezeigt wird, funktioniert am besten in Yorkshire-Schweine. Wie an anderer Stelle berichtet, führte dies zu einer ischämischen Fläche von ca. 25-30 % des linken Ventrikels6. Platzierung der Ameroid niedrigeren resultierte in einem ischämischen Bereich, der für die spezifische Behandlung unzureichend war, die in dieser Studie untersucht wurde.
Beim chirurgischen Eingriff auftretenden Herzrhythmusstörungen sind selten. Verwaltung oral Amiodaron nach der Operation bis zum Ende der Studie, kann verhindern Arrhythmien während der 2 bis 3 Wochen nach der Operation, wenn die Ameroid Weg geschlossen wird. Darüber hinaus sollten Hauswartung und medizinischem Personal besonders wachsam sein fest, jeder Husten während dieser Zeit, die ein frühen Anzeichen für pulmonale Ödeme/Herzinsuffizienz sein könnte.
Im Laufe der Jahre wurde das Design von Ameroid Constrictor auf verbessert. Ameroids sind derzeit in zahlreichen Größen, so dass der Chirurg eine Ameroid auswählen, das entspricht den Durchmesser des Gefäßes zu verschlossen werden. Der äußere Ring der den Ameroid gibt es in Edelstahl, Titan oder Kunststoff. Dies ist besonders wichtig, bei der die betroffenen Herzen mittels MRI Auswertung. Alle Metallteile bewirkt ein Artefakt auf die MRT-Aufnahmen. Titan Ameroids verursachen weniger eines Artefakts als Edelstahl, während Kunststoff keine überhaupt lässt. MRT-Aufnahmen zeigen den Unterschied zwischen einem Ameroid Titan und Kunststoff Ameroid sind in Abbildung 2 und Abbildung 3, bzw. gezeigt. Das Artefakt auf der rechten Seite des Herzens in Abbildung 2 wird durch die Titan-Ring umschließt die Ameroid verursacht. Bis vor kurzem war der Containment-Ring auf den Kunststoff Ameroid zu sperrig, um einer Koronararterie zu platzieren, ohne Abknicken des Schiffes. Die in dieser Studie verwendeten Ameroid Constrictor (siehe Tabelle der Materialien) ist eine viel schlankere Version, die den gleichen Außendurchmesser als Metall Ameroids hat.

Koronare Herzkrankheit (KHK), die myokardiale Ischämie führt, ist die häufigste Ursache für Invalidität, Tod und Kosten im Gesundheitswesen rund um die Welt4 und zurechenbaren für ungefähr 1 aus jeden 3 Todesfälle in den USA1,2 , 3 , 4 , 5 , 6. Zwar gab es viele Fortschritte in der perkutanen und chirurgische Behandlungen, mehr als ein Drittel der Patienten mit CAD sind nicht für diese Behandlungen aufgrund von Alter, Gesundheitszustand oder suboptimale Anatomie4, 5 , 6 , 7. um neue Methoden der bildgebenden Diagnostik oder Behandlung zu bewerten, die Entwicklung von geeigneten Tiermodell ist von entscheidender Bedeutung.
Bei der Entwicklung von einem Tiermodell für eine Krankheit sollte die induzierte Erkrankung eng die anatomischen und physiologischen Merkmale der Erkrankung bei Menschen8,9emulieren. Eines der am weitesten verbreitete Großtiere für Herz-Kreislauf-Studien ist das Schwein. Das Schweineherz entspricht am ehesten das menschliche Herz in Bezug auf Größe, Anatomie und Physiologie3,6. Ähnlich wie das menschliche Herz besitzt das Myokard das Schwein Herz keine umfangreiche Sicherheiten Umlauf-6. Aus diesem Grund die Schweineherz akuten koronaren Okklusion nicht gut vertragen, aber es kann eine allmähliche koronaren Okklusion tolerieren. Wenn eine Koronararterie langsam verdeckt ist, kann es als Modell für chronische myokardiale Ischämie, chronischer Herzinfarkt und Herzinsuffizienz5,6,9,10, verwendet werden 11 , 12 , 13. chronischer Myokardischämie durch Stent-Implantation oder die Platzierung eines hydraulischen Occluder, eine feste Stenose Occluder oder eine Ameroid Constrictor induziert werden kann. Es gibt vor- und Nachteile dieser Methoden die in verschiedenen Publikationen6,9,13 ausführlich beschrieben werden, aber die am häufigsten verwendete Methode ist die Ameroid Platzierung5, 6,10,11.
Die Ameroid Constrictor besteht aus Kasein Material innerhalb einer Edelstahl, Kunststoff oder Titan Ring umhüllt. Einmal um eine Arterie (in der Regel der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) oder der linken Koronararterie Zirkumflex (LCX)) gelegt, das Kasein Material absorbiert die umgebende Flüssigkeit verursacht das innere Lumen, nach und nach verengen imitiert die langsame Stenose der eine Arterie und daraus resultierende volle schließlich in Okklusion9,13,14. Dieses Verfahren verwendet allein oder in Verbindung mit anderen Methoden Ergebnisse in einer Region von chronischen myokardialen Ischämie/Infarkt des linken Ventrikels des Herzens, die nützlich für die Entwicklung und Bewertung der neuen bildgebenden Techniken8wurde oder, 10,15, therapeutische Behandlungen7,16,17,18 und chirurgischen Eingriffen19,20.

<table><tbody><tr><td>Anesthesia: ketamine</td><td>Putney, INC</td><td></td><td>Dose: 25mg/kg, IM</td></tr><tr><td>Anesthesia: midazolam</td><td>App Pharmaceuticals</td><td></td><td>Dose: 0.75mg/kg, IM</td></tr><tr><td>Anesthesia: isoflurane</td><td>Baxter</td><td></td><td>Dose: 1-3%, INH</td></tr><tr><td>Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium</td><td>WG Critical Care</td><td></td><td>Dose: 15mg/kg, IV</td></tr><tr><td>Antibiotics: piperacillin and tazobactam</td><td>Fresenius Kabl</td><td></td><td>Dose: 100mg/kg, PO</td></tr><tr><td>Analgesia: buprenorphine (sustained release)</td><td>Zoo Pharm</td><td></td><td>10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC</td></tr><tr><td>Analgesia: fentanyl patch</td><td>Mylan</td><td></td><td>Dose: 25-50mcg/hr, TD</td></tr><tr><td>Analgesia: bupivicaine 0.25%</td><td>Hospira</td><td></td><td>Give SC at incision site for analgesia</td></tr><tr><td>Alcohol 70%</td><td>Humco</td><td>NDC 0395-4202-28</td><td>for scrubbing surgical site</td></tr><tr><td>Chlorhexidine scrub 2%</td><td>Vet One</td><td>510083</td><td>for scrubbing surgical site</td></tr><tr><td>Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine</td><td>GE Healthcare Madison WI.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pediatric anesthesia circuit</td><td>Westmed</td><td>7-8901</td><td>www.westmedinc.com</td></tr><tr><td>Water blanket</td><td>Cincinnati Sub Zero</td><td>Blanketrol 2</td><td></td></tr><tr><td>EKG</td><td>Medtronics- Physiocontrol</td><td>LifePak 20</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen saturation monitor</td><td>GE Healthcare Madison WI.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Temperature probe</td><td>GE Healthcare Madison WI.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical cautery unit</td><td>Valley Labs</td><td>Force 2</td><td>Cut-30 Coag-40</td></tr><tr><td>Endotracheal tube</td><td>Hudson RCI</td><td>HUD510312</td><td>Hudson brand - appropriate size for animal</td></tr><tr><td>Intravenous catheter, size 20 gauge</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc</td><td>SC-360097</td><td>Fluid and drug administration</td></tr><tr><td>Lactated Ringers Solution</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>Macro IV drip set 15 drops/ml</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>Surgical gowns</td><td>Kimberly Clark</td><td>90142</td><td></td></tr><tr><td>Utility drapes</td><td>Kimberly Clark</td><td>89731</td><td></td></tr><tr><td>Adult laparotomy drape</td><td>Medline</td><td>DYNJP3004</td><td></td></tr><tr><td>Sterile surgical gloves</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>22537-570</td><td>Size 7 - use appropriate size for surgeon</td></tr><tr><td>Needle mat - sterile</td><td>Medline</td><td>NC30MBR</td><td></td></tr><tr><td>Cautery pencil</td><td>Medline</td><td>ESPB 2000</td><td></td></tr><tr><td>Suction tubing</td><td>Medline</td><td>DYND50251</td><td></td></tr><tr><td>Suction tip; Yankauer</td><td>Medline</td><td>DYND50130</td><td></td></tr><tr><td>Suction cannister</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>65651-220</td><td></td></tr><tr><td>Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm</td><td>Research Instruments SW, Inc.</td><td>760-764-9411</td><td>Types: Stainless steel, titanium, or plastic</td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>455991</td><td>For chest tube</td></tr><tr><td>Stomach tube - 18 Fr</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>DC4418</td><td>For chest tube</td></tr><tr><td>60cc syringe</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>SY35060LL</td><td>For chest tube</td></tr><tr><td>3cc syringe</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>SY35003LL</td><td>For post-op analgesia injection</td></tr><tr><td>Skin stapler - 35W</td><td>Ethicon&amp;nbsp; Endo-Surgery</td><td>PMW 35</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Scalpel blade - size #10</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>32295-010</td><td></td></tr><tr><td>Mini silicone vessel loops 1 Pak</td><td>Aspen Surgical</td><td>011001PBX</td><td>for elevating circumflex artery to apply ameroid</td></tr><tr><td>1 (polypropylene) taper</td><td>Ethicon</td><td>BB #8425H</td><td>close ribs</td></tr><tr><td>2-0 (polypropylene) taper</td><td>Ethicon</td><td>SH #8523</td><td>close muscle layers</td></tr><tr><td>4-0 (polypropylene) taper</td><td>Ethicon</td><td>BB #8581H</td><td>close pericardium</td></tr><tr><td>20 gauge needle</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>81-200219</td><td>post-op analgesia injection</td></tr><tr><td>antimicrobial drape</td><td>3M</td><td>6640EZ</td><td></td></tr><tr><td>Finochietto rib retractor - infant size</td><td>Codman</td><td>50-8057</td><td></td></tr><tr><td>Potts-Smith scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-6043</td><td></td></tr><tr><td>Babcock forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-8022</td><td></td></tr><tr><td>Pean hemostatic forceps curved</td><td>Codman</td><td>30-4565</td><td></td></tr><tr><td>scalpel handle #7</td><td>Codman</td><td>11-5534</td><td></td></tr><tr><td>Brown Adson forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5231</td><td></td></tr><tr><td>Debakey forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-7562</td><td></td></tr><tr><td>Mayo scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-6870SC</td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum dissecting scissors</td><td>Codman</td><td>36-5011</td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum dissecting scissors</td><td>Codman</td><td>36-5016</td><td></td></tr><tr><td>Mayo-Hegar needle holder</td><td>Codman</td><td>36-2017</td><td></td></tr><tr><td>Ryder needle holder</td><td>Codman</td><td>36-3012</td><td></td></tr><tr><td>Kelly hemostatic forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-7130</td><td></td></tr><tr><td>Reynolds hemostatic forcep</td><td>Roboz</td><td>RS-7211</td><td></td></tr><tr><td>Weitlander retractor</td><td>Roboz</td><td>RS-8612</td><td></td></tr><tr><td>Yorkshire domestic pigs</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a chronic cardiac ischemia model in swine using an ameroid constrictor

Herz-Kreislauf-Krankheit bleibt die häufigste Todesursache in den Vereinigten Staaten. Es gibt zahlreiche Ansätze zur Behandlung dieser Krankheiten, aber unabhängig von den Ansatz, eine in Vivo Modell ist notwendig, um jede Behandlung zu testen. Das Schwein ist eines der am häufigsten verwendeten großen Tiermodelle für kardiovaskuläre Erkrankungen. Sein Herz ist sehr ähnlich in der Anatomie und Funktion die eines Menschen. Die Ameroid-Platzierung-Technik erstellt einen ischämischen Bereich des Herzens, die viele nützliche Anwendungen an einem Myokardinfarkt Studium hat. Dieses Modell wurde für chirurgische Forschung, pharmazeutische Studien, bildgebende Verfahren und Zelltherapien eingesetzt.
Es gibt mehrere Möglichkeiten des Verursachens eines ischämischen Bereich im Herzen. Jeder hat seine vor- und Nachteile, aber die Platzierung einer Ameroid constrictor bleibt die am weitesten verbreitete Technik. Die wichtigsten Vorteile bei der Verwendung der Ameroid sind die Prävalenz in der bestehenden Forschung, seine Verfügbarkeit in verschiedenen Größen, um Platz für die Anatomie und Größe des Schiffes zu eingeengt werden, die Operation ist ein relativ einfaches Verfahren, und die Post-Operative Überwachung ist minimal, da gibt es keine externen Geräte zu pflegen. Dieser Artikel bietet einen detaillierten Überblick über die richtige Technik für die Platzierung von Ameroid Constrictor.

Nach Analyse der Daten von Ameroid Platzierung Operationen in unserer Einrichtung über einen zwei-Jahres-Zeitraum erhalten, fanden wir die Überlebensrate auf 80 % betragen. Das Verfahren wurde an 25 Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht zwischen 12-15 kg durchgeführt. Der 25 Schweine überlebt 20 zum Follow-up-Verfahren, 2 fibrilliert und starb kurz nach schließen, 2 für schwerer Herzinsuffizienz und Lungenödem euthanasiert wurden, und 1 einen Narkose Tod während einer Follow-up-Röntgenbild hatte. Autopsie ergab ein Infarzierte Gebiet der linken Herzkammer in die Tiere, die innerhalb von 24 Stunden des Verfahrens starb. Es wird vermutet, aber konnten nicht bestätigt werden, dass die Arterie aufgrund des Vorhandenseins von den Ameroid seit das Lumen der Ameroid geknickt noch offen war. Die Ameroids von Tieren, die durch Herzinsuffizienz eingeschläfert wurden gewonnen wurden untersucht. 18 Tage gab es insgesamt Verschluss des lumens.
Die Überlebenden Tiere wurden durch Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT) bei 28 Tage Post-Ameroid Platzierung zur Messung der Herzfunktion und Größe der ischämischen Fläche abgebildet. Abbildung 2 und Abbildung 3 zeigen die MRT-Aufnahmen ein Schwein mit einem Titan ummantelt Ameroid und ein Schwein mit einem Kunststoff eingehüllte Ameroid bzw. eingeholt. Nach dem Imaging, wurde eine zweite Thorakotomie für eine Zelle Injektion oder Schein-Verfahren durchgeführt. Tiere folgten, so lange wie 16 Wochen Post-Ameroid Platzierung.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Bilder vom Schwein Herz während des Eingriffs Ameroid Platzierung. (A) das Schwein Herz zeigt die LAD, LCX und stumpfen marginal Arterie (OM). (B) Bild der seziert LCX Arterie vor der Ameroid-Platzierung. (C) Bild die richtige Platzierung von Ameroid um die LCX mit der Eröffnung der Ameroid mit Blick nach oben oder vom Herzen. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig2.jpg"> 
Abbildung 2: MRI-Bild von Schweineherz mit einem Titan ummantelt Ameroid. MRI-Bild von einem Schweineherz, vier Wochen nach der Platzierung einer Titan eingehüllte Ameroid constrictor auf die LCX-Arterie getroffen. Der Pfeil zeigt auf das Artefakt, erstellt von der Titan. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig3.jpg"> 
Abbildung 3: MRI-Bild von einem Schweineherz mit einem Kunststoff ummantelt Ameroid. MRI-Bild von einem Schweineherz, vier Wochen nach der Platzierung einer Kunststoff eingehüllte Ameroid constrictor auf die LCX-Arterie getroffen. Der Pfeil zeigt auf die Ameroid Constrictor. Kein Artefakt wird beobachtet. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Dieses Protokoll soll die Platzierung eines verzögerten einengenden Geräts (ein Ameroid Constrictor) um einer Koronararterie in einem Schweine-Modell veranschaulicht. Dieses Gerät erzeugt einen ischämischen Bereich des Herzens, die nützlich für das Studium neue bildgebende Diagnoseverfahren und neue Behandlungsmethoden.

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.5K Aufrufe.  National Institutes of Health. Dieses Protokoll soll die Platzierung eines verzögerten einengenden Geräts (ein Ameroid Constrictor) um einer Koronararterie in einem Schweine-Modell veranschaulicht. Dieses Gerät erzeugt einen ischämischen Bereich des Herzens, die nützlich für das Studium neue bildgebende Diagnoseverfahren und neue Behandlungsmethoden.

Serie: A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Forschung

Medizin

Surgical Placement of Catheters for Long-term Cardiovascular Exercise Testing in Swine

This protocol describes the surgical procedure to chronically instrument swine and the procedure to exercise swine on a motor-driven treadmill. Early cardiopulmonary dysfunction is difficult to diagnose, particularly in animal models, as cardiopulmonary function is often measured invasively, requiring anesthesia. As many anesthetic agents are cardiodepressive, subtle changes in cardiovascular function may be masked. In contrast, chronic instrumentation allows for measurement of cardiopulmonary function in the awake state, so that measurements can be obtained under quiet resting conditions, without the effects of anesthesia and acute surgical trauma. Furthermore, when animals are properly trained, measurements can also be obtained during graded treadmill exercise.
Flow probes are placed around the aorta or pulmonary artery for measurement of cardiac output and around the left anterior descending coronary artery for measurement of coronary blood flow. Fluid-filled catheters are implanted in the aorta, pulmonary artery, left atrium, left ventricle and right ventricle for pressure measurement and blood sampling. In addition, a 20 G&#160;catheter is positioned in the anterior interventricular vein to allow coronary venous blood sampling.
After a week of recovery, swine are placed on a motor-driven treadmill, the catheters are connected to pressure and flow meters, and swine are subjected to a five-stage progressive exercise protocol, with each stage lasting 3 min. Hemodynamic signals are continuously recorded and blood samples are taken during the last 30 sec of each exercise stage.
The major advantage of studying chronically instrumented animals is that it allows serial assessment of cardiopulmonary function, not only at rest but also during physical stress such as exercise. Moreover, cardiopulmonary function can be assessed repeatedly during disease development and during chronic treatment, thereby increasing statistical power and hence limiting the number of animals required for a study.

Here we present a protocol to assess cardiopulmonary function in awake swine, at rest and during graded treadmill exercise. Chronic instrumentation allows for repeated hemodynamic measurements uninfluenced by cardiodepressive anesthetic agents.

Chirurgische Platzierung von Kathetern für die langfristige Herz-Kreislauf und Sportmedizin in Swine

This protocol describes the surgical procedure to chronically instrument swine and the procedure to exercise swine on a motor-driven treadmill. Early ...

Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of coronary artery disease (CAD) patients have HM, which in addition to causing impaired function, puts them at higher risk for arrhythmia and future cardiac events. The standard treatment for this condition is revascularization, but this has been shown to be an imperfect therapy. The majority of pre-clinical cardiac research focuses on infarct models of cardiac ischemia, leaving this subset of chronic ischemia patients largely underserved. To address this gap in research, we have developed a well-characterized and highly reproducible model of hibernating myocardium in swine, as swine are ideal translational models for human heart disease. In addition to creating this unique disease model, we have optimized a clinically relevant treatment model of coronary artery bypass surgery in swine. This allows us to accurately study the effects of bypass surgery on heart disease, as well as investigate additional or alternate therapies. This model surgically induces single vessel stenosis by implanting a constrictor on the left anterior descending (LAD) artery in a young pig. As the pig grows, the constrictor creates a gradual stenosis, resulting in chronic ischemia with impaired regional function, but preserving tissue viability. Following the establishment of the hibernating myocardium phenotype, we perform off-pump coronary artery bypass graft surgery to revascularize the ischemic region, mimicking the gold-standard treatment for patients in the clinic.

This protocol presents a surgical large animal model of chronic, single vessel ischemia that results in regional abnormalities but does not create infarct, known as hibernating myocardium. Following establishment of chronic ischemia, animals are treated with off-pump LIMA-LAD coronary artery bypass graft surgery to revascularize the ischemic tissue.

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as preclinical settings. Prospective randomized trials in human subjects are difficult to design and ethically ambiguous, which results in a lack of evidence-based therapies. The model presented in this report represents one of the most common causes of cardiac arrests, ventricular fibrillation, in a standardized setting in a large animal model. This allows for reproducible observations and various therapeutic interventions under clinically accurate conditions, hence facilitating the generation of better evidence and eventually the potential for improved medical treatment.

Cardiopulmonary resuscitation and defibrillation are the only effective therapeutic options during cardiac arrest caused by ventricular fibrillation. This model presents a standardized regimen to induce, assess, and treat this physiological state in a porcine model, thus providing a clinical approach with various opportunities for data collection and analysis.

Standardisiertes Modell der Ventrikulären Fibrillation und Advanced Cardiac Life Support in Schweinen

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as ...

Novel Percutaneous Approach for Deployment of 3D Printed Coronary Stenosis Implants in Swine Models of Ischemic Heart Disease

Minimally invasive methods for creating models of focal coronary narrowing in large animals are challenging. Rapid prototyping using three-dimensionally (3D) printed coronary implants can be employed to percutaneously create a focal coronary stenosis. However, reliable delivery of the implants can be difficult without the use of ancillary equipment. We describe the use of a mother-and-child coronary guide catheter for stabilization of the implant and for effective delivery of the 3D printed implant to any desired location along the length of the coronary vessel. The focal coronary narrowing was confirmed under coronary cineangiography and the functional significance of the coronary stenosis was assessed using gadolinium-enhanced first-pass cardiac perfusion MRI. We showed that reliable delivery of 3D printed coronary implants in swine models (n = 11) of ischemic heart disease can be achieved through repurposing mother-and-child coronary guide catheters. Our technique simplifies the percutaneous delivery of coronary implants to create closed-chest swine models of focal coronary artery stenosis and can be performed expeditiously, with a low procedural failure rate.

We describe a novel, cost-effective, and efficient technique for percutaneous delivery of three-dimensionally printed coronary implants to create closed-chest swine models of ischemic heart disease. The implants were fixed in place using a mother-and-child extension catheter with high success rate.

Neuartiger perkutaner Ansatz für den Einsatz von 3D gedruckten koronaren Stenose-Implantaten in Schweinemodellen ischämischer Herzkrankheit

Minimally invasive methods for creating models of focal coronary narrowing in large animals are challenging. Rapid prototyping using three-dimensionally ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

Ein intaktes ischämisches Nagetiermodell des Perikards

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

Large Animal Model for Evaluating the Efficacy of the Gene Therapy in Ischemic Heart

Coronary artery disease is one of the significant causes of mortality and morbidity worldwide. Despite the progression of current therapeutics, a considerable proportion of coronary artery disease patients remain symptomatic. Gene therapy-mediated therapeutic angiogenesis offers a novel therapeutic method for improving myocardial perfusion and relieving symptoms. Gene therapy with different angiogenic factors has been studied in few clinical trials. Due to the novelty of the method, the progress of myocardial gene therapy is a continuous path from bench to bedside. Therefore, large animal models are needed for evaluating the safety and efficacy. The more the large animal model identifies the original disease and the endpoints used in clinics, the more predictable outcomes are from clinical trials. Here, we introduce a large animal model for evaluating the efficacy of the gene therapy in the ischemic porcine heart. We use clinically relevant imaging methods such as ultrasound imaging and 15H2O-PET. For targeting the gene transfers into the desired area, electroanatomical mapping is used. The aim of this method is: (1) to mimic chronic coronary artery disease, (2) to induce therapeutic angiogenesis at hypoxic areas of the heart, and (3) to evaluate the safety and efficacy of the gene therapy by using relevant endpoints.

Myocardial gene therapy for ischemic heart disease holds great promise for future therapeutics. Here, we introduce a large animal model for evaluating the efficacy of gene therapy in the ischemic heart.

Großtiermodell zur Evaluierung der Wirksamkeit der Gentherapie beim ischämischen Herzen

Coronary artery disease is one of the significant causes of mortality and morbidity worldwide. Despite the progression of current therapeutics, a ...

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization and cardiovascular drugs, a significant proportion of patients develop pathological left-ventricular remodeling and progressive heart failure following MI. Therefore, new therapeutic options, such as cellular and gene therapies, among others, have been developed to repair and regenerate injured myocardium. In this context, animal models of MI are crucial in exploring the safety and efficacy of these experimental therapies before clinical translation. Large animal models such as swine are preferred over smaller ones due to the high similarity of swine and human hearts in terms of coronary artery anatomy, cardiac kinetics, and the post-MI healing process. Here, we aimed to describe an MI model in pig by permanent coil deployment. Briefly, it comprises a percutaneous selective coronary artery cannulation through retrograde femoral access. Following coronary angiography, the coil is deployed at the target branch under fluoroscopic guidance. Finally, complete occlusion is confirmed by repeated coronary angiography. This approach is feasible, highly reproducible, and emulates the pathogenesis of human non-revascularized MI, avoiding the traditional open-chest surgery and the subsequent postoperative inflammation. Depending on the time of follow-up, the technique is suitable for acute, sub-acute, or chronic MI models.

Myocardial infarction (MI) animal models that emulate the natural process of the disease in humans are crucial to understanding pathophysiological mechanisms and testing the safety and efficacy of new emergent therapies. Here, we describe an MI swine model created by deploying a percutaneous embolization coil.

Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...

Swine Models of Aneurysmal Diseases for Training and Research

Large animal models, specifically swine, are widely used to research cardiovascular diseases and therapies, as well as for training purposes. This paper describes two different aneurysmal swine models that may help researchers to study new therapies for aneurysmal diseases. These aneurysmal models are created by surgically adding a pouch of tissue to carotid arteries in swine. When the model is used for research, the pouch must be autologous; for training purposes, a synthetic pouch suffices.
First, the right external jugular vein (EJV) and right common carotid artery (CCA) must be surgically exposed. The EJV is ligated and a vein pouch fashioned from a short segment. This pouch is then sutured to an elliptical arteriotomy performed in the CCA. Animals must be kept heparinized during model creation, and local vasodilators may be used to decrease vasospasms. Once the suture is completed, correct blood flow should be inspected, checking for bleeding from the suture line and vessel patency. Finally, the surgical incision is closed by layers and an angiography performed to image the aneurysmal model.
A simplification of this aneurysmal carotid model that decreases invasiveness and surgical time is the use of a synthetic, rather than venous, pouch. For this purpose, a pouch is tailored in advance with a segment of a polytetrafluoroethylene (PTFE) prosthesis, one end of which is sutured close using polypropylene vascular suture and sterilized prior to surgery. This "sac" is then attached to an arteriotomy performed in the CCA as described. 
Although these models do not reproduce many of the physiopathological events related to aneurysm formation, they are hemodynamically similar to the situation found in the clinical setting. Therefore, they can be used for research or training purposes, allowing physicians to learn and practice different endovascular techniques in animal models that are close to the human system.

<meta charset="utf8"></head><body>Schweinemodelle für aneurysmatische Erkrankungen für Ausbildung und Forschung

Description of two different aneurysmal swine models for neuroradiology training courses and research studies. This study provides evidence of the feasibility of these aneurysm porcine model creations and the reproducible methods that are close to the clinical setting.

Schweinemodelle für aneurysmatische Erkrankungen für Ausbildung und Forschung

Large animal models, specifically swine, are widely used to research cardiovascular diseases and therapies, as well as for training purposes. This paper ...

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Zusammenfassung

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Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Chirurgische Platzierung von Kathetern für die langfristige Herz-Kreislauf und Sportmedizin in Swine

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Standardisiertes Modell der Ventrikulären Fibrillation und Advanced Cardiac Life Support in Schweinen

Neuartiger perkutaner Ansatz für den Einsatz von 3D gedruckten koronaren Stenose-Implantaten in Schweinemodellen ischämischer Herzkrankheit

Ein intaktes ischämisches Nagetiermodell des Perikards

Großtiermodell zur Evaluierung der Wirksamkeit der Gentherapie beim ischämischen Herzen

Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

Schweinemodelle für aneurysmatische Erkrankungen für Ausbildung und Forschung

Schweinemodelle für aneurysmatische Erkrankungen für Ausbildung und Forschung