Name: surgical swine model of chronic cardiac ischemia treated by off-pump coronary artery bypass graft surgery
Uploaded: 2018-03-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
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Diese Arbeit wurde durch VA Verdienst Review #I01 BX000760 (RFK) aus den Vereinigten Staaten (USA) unterstützt. Department of Veterans Affairs BLR & D. Der Inhalt dieser Arbeit repräsentieren nicht die Ansichten des US-Department of Veterans Affairs der Regierung der Vereinigten Staaten.

Alle Tierversuche stimmten die institutionellen Animal Care und Nutzung Ausschüsse von Minneapolis VA Medical Center und der University of Minnesota. Geltenden Richtlinien der National Institutes of Health für die Nutzung und Pflege von Versuchstieren zu folgen.
1. Ruhezustand Chirurgie
<ol><li>Tierische Vorbereitung<ol>
<li>Erstellen Sie ein Modell der Winterschlaf Myokard, Verwendung 5 Woche alt, Weiblich, Yorkshire-Schweine, die im Bereich von 8-10 kg mit als das durchschnittliche Gewicht 9,2 kg wiegen.</li>
		<li>Wiegen Sie für die präoperative Gesundheitsüberwachung das Tier innerhalb von 3 Tagen vor der Operation.</li>
		<li>Das Tier schnell für 12 h vor Beginn der Narkose. Sicherstellen Sie, dass Wasser für Fasten Tiere jederzeit abrufbar ist.</li>
		<li>Geben Sie SR Buprenorphin 0,18 mg/kg IM 24 h vor der Operation.</li>
	</ol></li>
	<li>Induktion<ol>
<li>Beruhigen Sie das Tier mit 6,6 mg/kg Tiletamin-Zolazepam und Xylazin cocktail intramuskulär gegeben. Lassen Sie 5-15 min für das Medikament cocktail wirksam werden.</li>
		<li>Bereiten Sie die Ohr Vene aseptisch durch Abwischen dreimal mit 70 % Isopropylalkohol für IV-Katheter-Platzierung. Hinweis: Wenn eine Ohr-Ader nicht ausreicht, eine andere periphere Vene kann sein (d. h. cephalic) verwendet.</li>
		<li>Gelten Sie ophthalmologischen Salbe für beide Augen, Hornhaut Austrocknen zu verhindern.</li>
		<li>Bei Bedarf veranlassen Anästhesie durch die Gabe von 1-2 mg/kg Propofol IV oder maskiert mit 3 L/min Sauerstoff und 3 % Isofluran, um trachealen Intubation zu ermöglichen. Hinweis: Das Tier wird entsprechend narkotisierten betrachtet, wenn die Blink-Reflex oder Kiefer-Ton fehlt.</li>
		<li>Das Tier mit einer entsprechend großen Endotrachealtubus Intubation.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgie<ol>
<li>Sobald das Tier betäubt ist, Rasieren der linken thorakalen Bereich für die Chirurgie.</li>
		<li>Die mechanische Lüftung bei 10-15 Atemzüge pro min. Set Sauerstoff bei 1-4 L/min und Isofluran zwischen 1,0 und 3,0 %, je nach Bedarf weiterhin eine chirurgischen Ebene der Narkose zu initiieren.</li>
		<li>Legen Sie die Überwachungsgeräte auf das Tier. Überwachungseinrichtungen gehören EKG, Blutdruck, Temperatur und Pulsoximeter.</li>
		<li>Schließen Sie den IV-Katheter an einen Tropf mit normalen Kochsalzlösung 0,9 % mit einer Rate von 5 bis 10 mL/kg/h.</li>
		<li>Aseptisch vorbereiten der linken seitlichen Brust mit einer FDA-Zulassung chirurgische Peeling.</li>
		<li>Bewerten die Tiefe alle 5-15 min. Aufzeichnung der Anästhesie die Grundlinie Vitalparameter (Herzfrequenz, EKG, SpO2, NIBP, FTMV2 und Temperatur) alle 15 Minuten. Hinweis: Das Tier wird entsprechend narkotisierten betrachtet, wenn die Blink-Reflex oder Kiefer-Ton fehlt.</li>
		<li>Mit dem Tier auf die Rechte Seite legen drapiert sterilen Ort die linke Seite der Brust von der Wirbelsäule auf das Schulterblatt Zentrierung der dritten Rippe Raumes im sterilen Bereich. Hinweis: Der sterile Bereich beinhaltet linke vordere Schulter einschließlich der axillären Bereich des Brustbeins zum sechsten Rippe Raum cranially weiterhin.</li>
		<li>Schrubben Sie vorsichtig das Feld mit einer FDA-Zulassung Operationsmethode wie Chlorhexidin Gluconat oder ein Jod chirurgische Peeling für 2 min mit einem Zielmuster.</li>
		<li>Spülen Sie das Feld mit Wasser und waschen Sie es zweimal mit einer FDA-gebilligt-Methode als oben für 2 min. Spülen das OP-Feld mit Wasser zwischen wäscht, dann Tupfen Sie mit sterilen Frottee oder 4 x 4 cm Gaze Schwämme trocken.</li>
		<li>Sprühen Sie den Bereich mit einer Jod-Lösung und das ganze Tier (außer das OP-Feld) mit sterilen Tüchern drapiert. Verwenden Sie Dampf oder Gas Sterilisation, um Vorhänge für das Verfahren, Instrumente und Kleider zu sterilisieren.</li>
		<li>Verwalten Sie eine Intercostalneuralgie Nervenblockade mit 0,3 mL 0,5 % Bupivicaine auf den 2., 3. und 4. Rippen.</li>
		<li>Geben Sie 125 mg Cefazolin IV, bevor die Truhe öffnet. Hinweis: 1,5 mg/kg Succinylcholin IV kann als paralytischen Agent eingeräumt Muskelbewegung pro Anforderung des Chirurgen bei der Eröffnung der Brusthöhle zu reduzieren.</li>
		<li>Setzen Sie das Herz über eine linke Thorakotomie. Geben Sie vor Herz-Manipulation eine 2 mg/kg IV Bolus von Lidocain, Arrhythmie zu verhindern. Machen die seitlichen 3. Platz Thorakotomie Einschnitt mit monopolare Elektrokauter. Der Schnitt sollte von der kranialen Aspekt des Schulterblattes zum axillären Bereich für ca. 10 cm. Verwendung einer Cautery auf der Haut und der darunter liegenden Muskulatur ermöglichen den Einstieg in die Brusthöhle einzuschneiden erstrecken.</li>
		<li>Legen Sie einen Finochietto Rippe Retraktor und geben Sie Pleuraraum an den dritten Intercostalneuralgie Raum um die Lunge zu ziehen.</li>
		<li>Stark das Perikard einzuschneiden und zu der Seite mit 2: 0 Polyglactin Aufenthalt Nähte, Freilegung der Bursche Arterie und Vene einfahren. Die linken atriale Anhängsel mit einer Gaze bespannten Spachtel Retraktor zurückziehen.</li>
		<li>Mit Iris-Schere, öffnen Sie die Adventitia über den Knaben.</li>
		<li>Unverblümt sezieren ein ca. 0,25 cm Teil des LAD Arterie ca. 1 cm distal der LAD und Zirkumflex Arterie Junction. Verwenden Sie eine rechtwinklige Klammer der Bursche einzukreisen.</li>
		<li>Platzieren Sie zwei 4-0 Polyester Nähte um die Arterie ohne jede Spannung.</li>
		<li>Legen Sie eine Kunststoff c-förmige Constrictor mit einem Innendurchmesser von 1,5 mm auf der Bursche proximal der erste Diagonale ohne das Gefäß verschließen.</li>
		<li>Sichern Sie es mit zwei 4-0 Polyester Krawatten rings um den Knaben.</li>
		<li>Schließen Sie lose das Perikard mit 2: 0 Polyglactin Naht in einem einfachen unterbrochene Muster.</li>
		<li>Führen Sie einen Atem halten, Luft von der Brust zu entfernen, während die Intercostalneuralgie Muskelschicht geschlossen ist. Die Atemwege Druck Manometer an der Anästhesiemaschine zu behalten Sie den Druck in einem zulässigen Bereich von 20-30 cm Wasser und lassen Sie nach Abschluss dieses Vorgangs sorgfältig zu überwachen. Hinweis: Dadurch entfällt die Notwendigkeit einer Thoraxdrainage in der postoperativen Phase.</li>
		<li>Schließen Sie die Muskel und Haut Schichten in der standard Mode mit 2: 0 und 3: 0 resorbierbaren Naht.</li>
		<li>Verwenden Sie Hautkleber für Haut Schließung über den Schnitt.</li>
		<li>Verwalten einer Gesamtdosis von 1 mg/kg Bupivacain intramuskulär an mehreren Standorten entlang der Länge des Schnittes am Ende des Verfahrens. Verwalten von Meloxicam 0,2 mg/kg SQ vor dem Transport an die Recovery-Bereich.</li>
		<li>Das Tier aus dem Beatmungsgerät zu entwöhnen, da die Hautschicht geschlossen ist.</li>
		<li>Lassen Sie das Tier an das Anästhesiegerät angeschlossen, bis es spontan atmen kann und schützenden Reflexe beginnen, zurückzukehren.</li>
		<li>Entfernen Sie endotrachealen Schlauch nicht, bis das Tier schlucken kann, um die Atemwege zu schützen.</li>
		<li>Wenden Sie einen sterilen, nicht-adhärenten Verband mit dreifach-Antibiotikum-Salbe über den Schnitt.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach der Operation<ol>
<li>Aufzeichnung der Herzfrequenz, Atemfrequenz, Körpertemperatur und Schleimhaut Farbe alle 15 min, bis das Tier die sternale Lage ohne fremde Hilfe halten kann.</li>
		<li>Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen bis es kann heben und halten Sie den Kopf oben und kann ohne fremde Hilfe stehen.</li>
		<li>Geben Sie Meloxicam (0,2 mg/kg) subkutan.</li>
		<li>Verabreichen Sie verzögerter Freisetzung Buprenorphin 6 h nach der ersten präoperative Dosis.</li>
		<li>Lassen Sie das Dressing auf den Einschnitt für bis zu 3 Tage, wenn es sauber und trocken bleibt. Das Dressing zu ersetzen, wenn es verschmutzt.</li>
		<li>Überwachen der Schmerzgrenze, allgemeines Wohlbefinden und den Zustand des Schnittes für 5 Tage nach dem Eingriff. Hinweis: Eine Ferkel Grimasse Waage ist jetzt zur Verfügung, um das Niveau der Schmerz bei diesen Tieren postoperativ bewerten14. Verwenden Sie eine halbe Dosis Meloxicam bei Bedarf einmal pro Tag für Durchbruchschmerzen.</li>
		<li>Single-Haus das Tier während der Erholungsphase der 5-tägige Tätigkeit einzuschränken und die Wunde zu heilen.</li>
		<li>Können Sie 8 Wochen den Winterschlaf Myokard-Phänotyp voll entfalten.</li>
	</ol></li>
</ol>(2) Revaskularisation oder Pumpe Bypass
<ol><li>Tierische Vorbereitung<ol>
<li>Wiegen Sie das Tier innerhalb von 3 Tagen vor der Operation.</li>
		<li>Das Tier schnell für 12 h vor der Operation. Sicherstellen Sie, dass Wasser für Fasten Tiere jederzeit abrufbar ist.</li>
		<li>Geben Sie verzögerter Freisetzung Buprenorphin 0,18 mg/kg intramuskulär 24 h vor der Operation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induktion<ol>
<li>Das Tier mit 6,6 mg/kg Tiletamin-Zolazepam/Xylazin Cocktail intramuskulär gesetzt. 5-15 min nach der Sedierung, bereiten die Ohr-Vene aseptisch für die Platzierung des Katheters. Hinweis: Wenn eine Ohr-Ader nicht ausreicht, eine andere periphere Vene kann sein (d. h. cephalic) verwendet.</li>
		<li>Ophthalmologische Salbe auf beide Augen anwenden.</li>
		<li>Anästhesie mit 1-2 mg/kg Propofol IV zu induzieren.</li>
		<li>Das Tier mit einer entsprechend großen Endotrachealtubus Intubation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Chirurgie<ol>
<li>Rasieren Sie, Brustbein, linken seitlichen Brust und femoralen Dreiecke für die Operation des Tieres.</li>
		<li>10-15 Atemzüge pro Minute, bei 1-4 L/min Sauerstoff und Isofluran bei 1,0-3,0 % je nach Bedarf weiterhin eine chirurgischen Ebene der Narkose Beatmung soll.</li>
		<li>Positionieren Sie die Überwachung Ausrüstungen (Herzfrequenz, EKG, SpO2, direkte FTMV2 , Blutdruck und Temperatur) auf das Tier.</li>
		<li>Schließen Sie den IV-Katheter an einen Tropf mit normalen Kochsalzlösung oder LRS.</li>
		<li>Aseptisch bereiten Sie die Haut mit Povidon-Jod-Peeling oder eine andere Methode der FDA-Zulassung.</li>
		<li>Bewerten Sie das Tier für die Tiefe der Narkose. Hinweis: Das Tier wird als tief narkotisierten wenn das Auge oder Kiefer Reflex fehlt.</li>
		<li>Positionieren Sie das Tier dorsal, bereiten Sie die Haut wie oben beschrieben und Drapieren Sie das Tier mit sterilen Tüchern.</li>
		<li>Führen Sie einen Schnitt bis in die Femoral Arterie und Kanülierung. Monopolare Elektrokauter verwenden, um erstellen ein ca. 3 cm Hautschnitt über der Femoral Arterie, es für Kanülierung verfügbar zu machen.</li>
		<li>Nach der Schnitt präzise Platzierung des Medikaments zu ermöglichen erfolgt, durchführen Sie eine femoral Nervenblockade. Verbinden Sie die femorale Kanüle mit einen Wandler, Blutdruck während der Operation zu überwachen.</li>
		<li>Verwenden Sie Elektro-Cautery aus das Manubrium zum Xiphoid einzuschneiden sowie die Muskeln, Fettgewebe und Bindegewebe auf die Ebene des Brustbeins einzuschneiden.</li>
		<li>Teilen Sie das Brustbein mit einer oszillierenden Säge. Hinweis: Mit Hilfe einer oszillierenden sah, als eine standard sternale Säge vermeidet mögliche Myokard-Schädigung von Herzbeutel Verwachsungen infolge der Thorakotomie für Constrictor Platzierung auf der Bursche.</li>
		<li>Verwalten von Lidocain (be-Dosis von 2 mg/kg IV, 50 µg/kg/min Dauerinfusion IV), Rhythmusstörungen zu verhindern. Lidocain in einen 500 mL-Beutel mit normalen Kochsalzlösung in einer Konzentration von 1 mg/mL zu verdünnen.</li>
		<li>Teilen Sie die hintere sternale Platte mit geraden Mayo Schere.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Truhe Aufrollvorrichtung, um der Brusthöhle verfügbar zu machen.</li>
		<li>Nehmen Sie sich die Verwachsungen mit monopolare Elektro-Cautery.</li>
		<li>Mit dem gleichen Retraktor, mit sanften Erhebung der linken sternale Grenze von einem Assistenten sezieren Sie die linke interne Milch-Arterie frei von der Brustwand.</li>
		<li>Steuern Sie die arterielle Zweige mit Hemoclips.</li>
		<li>Heparinize das Tier mit 100-300 Einheiten/kg Heparin IV.</li>
		<li>Nach 3 min, teilen die Arterie mit dem distalen Ende über genäht. Bereiten Sie das proximale Ende für die Pfropfung.</li>
		<li>Öffnen und das Perikard einfahren. Bestätigen Sie, dass die Länge der LIMA ausreichend ist, um die entsprechende Anastomosen Site auf den Knaben zu erreichen.</li>
		<li>Führen Sie die LIMA auf LAD Anastomose mit 7: 0 Polypropylen Naht mit einer aus Pumpe Technik mit kardialen Stabilisator, Form Federclip und entsprechend dimensionierte Intraluminal Geräten.</li>
		<li>Legen einer Thoraxdrainage zwischen den Rippen auf der linken seitlichen Brust, externalisiert und Vakuum, Luft aus der Brusthöhle für 15-30 min entfernen an.</li>
		<li>Ungefähre Brustbein mit #5 Polyester Nähte mit einem acht-Muster.</li>
		<li>Schließen Sie den Muskel, Haut und subkutanen Schichten in der üblichen Weise wie beschrieben in den Winterschlaf-Chirurgie. Entfernen Sie die Thoraxdrainage, während ein Valsalva Manöver um Restluft aus der Brusthöhle zu entfernen und den Schnitt mit einem Haut-Naht zu schließen.</li>
		<li>Haut-Kleber auf der Haut, den sternalen Schnitt zu schützen. Vorsichtig entfernen Sie die femoralen Katheter und reparieren Sie die Arterie mit 7: 0 Polypropylen Naht in eine Handtasche Saitenbild. Schließen Sie die Haut mit 2: 0 Polyglactin Naht in einem Subcuticular Muster.</li>
		<li>Verwalten einer Gesamtdosis von 1 mg/kg Bupivacain intramuskulär an mehreren Standorten entlang der Länge des Schnittes am Ende des Verfahrens.</li>
		<li>Verwalten von Meloxicam 0,2 mg/kg subkutan vor dem Transport in die Recovery-Bereich.</li>
		<li>Folgen Sie die postoperative Protokoll im Ruhezustand Verfahren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mozaffarian, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2016+Update+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 133 (4), 350 (2015).</li><li>Di Carli, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Value+of+metabolic+imaging+with+positron+emission+tomography+for+evaluating+prognosis+in+patients+with+coronary+artery+disease+and+left+ventricular+dysfunction.">Value of metabolic imaging with positron emission tomography for evaluating prognosis in patients with coronary artery disease and left ventricular dysfunction.</a> Am J Cardiol. 73 (8), 527-533 (1994).</li><li>Gerber, B. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognostic+value+of+myocardial+viability+by+delayed-enhanced+magnetic+resonance+in+patients+with+coronary+artery+disease+and+low+ejection+fraction:+impact+of+revascularization+therapy.">Prognostic value of myocardial viability by delayed-enhanced magnetic resonance in patients with coronary artery disease and low ejection fraction: impact of revascularization therapy.</a> J Am Coll Cardiol. 59 (9), 825-835 (2012).</li><li>McFalls, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+glucose+uptake+within+hypoperfused+swine+myocardium+as+measured+by+positron+emission+tomography.">Regional glucose uptake within hypoperfused swine myocardium as measured by positron emission tomography.</a> Am J Physiol-Heart C. 272 (1), 343-349 (1997).</li><li>Velazquez, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary-artery+bypass+surgery+in+patients+with+left+ventricular+dysfunction.">Coronary-artery bypass surgery in patients with left ventricular dysfunction.</a> New Engl J Med. 364 (17), 1607-1616 (2011).</li><li>Canty, J. M., Fallavollita, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hibernating+myocardium.">Hibernating myocardium.</a> J Nucl Cardiol. 12 (1), 104-119 (2005).</li><li>Joyce, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revascularization+and+ventricular+restoration+in+patients+with+ischemic+heart+failure:+the+STICH+trial.">Revascularization and ventricular restoration in patients with ischemic heart failure: the STICH trial.</a> Curr Opin Cardiol. 18 (6), 454-457 (2003).</li><li>Shah, B. N., Khattar, R. S., Senior, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hibernating+myocardium:+current+concepts,+diagnostic+dilemmas,+and+clinical+challenges+in+the+post-STICH+era.">The hibernating myocardium: current concepts, diagnostic dilemmas, and clinical challenges in the post-STICH era.</a> Eur Heart J. 34 (18), 1323-1336 (2013).</li><li>Stone, L. L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+resonance+imaging+assessment+of+cardiac+function+in+a+swine+model+of+hibernating+myocardium+3+months+following+bypass+surgery.">Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery.</a> J Thorac Cardiov Sur. , (2016).</li><li>Kukulski, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implication+of+right+ventricular+dysfunction+on+long-term+outcome+in+patients+with+ischemic+cardiomyopathy+undergoing+coronary+artery+bypass+grafting+with+or+without+surgical+ventricular+reconstruction.">Implication of right ventricular dysfunction on long-term outcome in patients with ischemic cardiomyopathy undergoing coronary artery bypass grafting with or without surgical ventricular reconstruction.</a> J Thorac Cardiov Sur. 149 (5), 1312-1321 (2014).</li><li>Rahimtoola, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hibernating+myocardium.">The hibernating myocardium.</a> Am Heart J. 117 (1), 211-221 (1989).</li><li>Fallavollita, J. A., Logue, M., Canty, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+hibernating+myocardium+in+pigs+with+a+chronic+left+anterior+descending+coronary+artery+stenosis:+absence+of+progressive+fibrosis+in+the+setting+of+stable+reductions+in+flow,+function+and+coronary+flow+reserve.">Stability of hibernating myocardium in pigs with a chronic left anterior descending coronary artery stenosis: absence of progressive fibrosis in the setting of stable reductions in flow, function and coronary flow reserve.</a> J Am Coll Cardiol. 37 (7), 1989-1995 (2001).</li><li>White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+collateral+development+in+swine+after+coronary+artery+occlusion.">Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion.</a> Circ Res. 71 (6), 1490-1500 (1992).</li><li>Viscardi, A. V., Hunniford, M., Lawlis, P., Leach, M., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Piglet+Grimace+Scale+to+Evaluate+Piglet+Pain+Using+Facial+Expressions+Following+Castration+and+Tail+Docking:+A+Pilot+Study.">Development of a Piglet Grimace Scale to Evaluate Piglet Pain Using Facial Expressions Following Castration and Tail Docking: A Pilot Study.</a> Front Vet Sci. 4, 51 (2017).</li><li>Holley, C. T., Long, E. K., Lindsey, M. E., McFalls, E. O., Kelly, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+hibernating+myocardium:+what+is+the+role+of+surgical+revascularization.">Recovery of hibernating myocardium: what is the role of surgical revascularization.</a> J Cardiac Surg. 30 (2), 224-231 (2015).</li><li>Cooper, H. A., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+importance+of+stunned+and+hibernating+myocardium.">Clinical importance of stunned and hibernating myocardium.</a> Coronary Artery Dis. 12 (5), 387-392 (2001).</li><li>McFalls, E. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+positron+emission+tomography+in+predicting+improved+left+ventricular+ejection+fraction+after+coronary+artery+bypass+grafting+among+patients+with+ischemic+cardiomyopathy.">Utility of positron emission tomography in predicting improved left ventricular ejection fraction after coronary artery bypass grafting among patients with ischemic cardiomyopathy.</a> Cardiology. 93 (1-2), 105-112 (2000).</li><li>Pasquet, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prediction+of+global+left+ventricular+function+after+bypass+surgery+in+patients+with+severe+left+ventricular+dysfunction.+Impact+of+pre-operative+myocardial+function,+perfusion,+and+metabolism.">Prediction of global left ventricular function after bypass surgery in patients with severe left ventricular dysfunction. Impact of pre-operative myocardial function, perfusion, and metabolism.</a> Eur Heart J. 21 (2), 125-136 (2000).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier zeigen wir, dass unsere Schweine-Modell der HM genau die klinische Erfahrung von Patienten mit Erkrankungen der einzigen Behälter imitiert und linke ventricular Funktion erhalten. Vor der Revaskularisation zeigen Tiere mit einzelnen Schiff HM minimale Beeinträchtigung in der globalen Funktion gemessen am Auswurffraktion, sondern zeigen signifikante Reduktion in regionalen Wand Verdickung. Im Anschluss an die Revaskularisation zeigt CMR Bildgebung zu einem oder drei Monaten der Genesung erhaltenen Lebensfähigkeit ...

Koronarer Herzkrankheit (KHK) wirkt sich auf schätzungsweise 15,5 Millionen Menschen in den Vereinigten Staaten 1 und ist eine der häufigsten Todesursachen weltweit. Während die Sterblichkeit verbunden mit KHK in den letzten Jahren gesunken ist, bleiben die Inzidenz und die Belastung für die Patienten und das Gesundheitssystem hoch 1. Primäre Behandlung von schweren CAD ist Revaskularisation, das Überleben verbessert und reduziert die Angina pectoris2,3,4. Herzfunktion oft bleibt jedoch deprimiert, vor allem unter zunehmenden Arbeitsbelastung und kann den Fortschritt an Herzinsuffizienz5,6. Klinische Studien der koronaren Bypass-Operation (CABG) für chronische Ischämie zeigen Verbesserungen in überleben und die Symptome, aber Auswurffraktion zeigt nur geringe Verbesserungen von 8-10 % 7,8. Unsere innovative und gut charakterisierten Schweine der chronischen myokardialen Ischämie ist ein Modell des klinischen CAD mit progressive vaskuläre Stenose. Wir haben reduzierte myokardiale Kontraktilität durch schrittweise Verringerung der Blut fließen 9gezeigt. Das Myokard tut nicht Infarkt und kann in diesem Szenario lebensfähig bleiben. Erholung ist möglich, wenn Ergebnisse variabel auch mit rechtzeitigen Revaskularisation sind. Chronisch ischämischen Myokard, die lebensfähig bleibt wurde geprägt durch Minderdurchblutung und Funktion in Ruhe mit beibehaltenen kontraktile Reserve hat HM genannt und behandlungsbedürftigen CABG. Obwohl die Revaskularisation des HM kontraktile Funktion wiederhergestellt werden soll, zeigen experimentelle und klinische Beobachtungen, dass die Erholung unvollständig8,10.
HM zeichnet sich durch die Anwesenheit von lebensfähigen noch dysfunktionalen Myokard in Anwesenheit von regionalen Blut fließen11reduziert. Trotz beeinträchtigte Kontraktilität und Stoffwechselaktivität im Ruhezustand, HM ist funktionelle und metabolische Reserve unter inotrope Stimulation12nachweisen. HM wird verdächtigt, in der Mehrzahl der Patienten mit KHK und umfasst ein breites Spektrum von Krankheiten. In diesem Protokoll zeigen wir unsere etablierten Schweine-Modell der HM umgangen mit linken interne Milch-Arterie (LIMA), LAD Arterie, die das klinische Szenario imitiert. Die Schweine bieten ein hervorragendes Modell von Herzerkrankungen über andere Großtiere wie sie nicht epicardial Überbrückung Sicherheiten verfügen. Dadurch kann die Stenose des Knaben allein zu regionalen Ischämie13führen.
Hier beschreiben wir die chirurgische Methode des Verursachens Winterschlaf Myokard bei Schweinen durch ihre Single-Schiff Stenose bei der LAD-Arterie. Wenn chronische Ischämie hergestellt wurde (8 Wochen post-Implantat LAD constrictor), beschreiben wir die Methode der Neuerstellung der klinischen Behandlung für HM in unserem Schweine-Modell: ein off-Pump-Koronararterien-bypass Graft. Diese chirurgische Methoden können verwendet werden, nicht nur eine klinisch relevante Modell der chronische kardiale Ischämie, studieren, sondern auch zu untersuchen die Auswirkungen der Bypass-Operation auf kardiale Ischämie sowie mögliche Alternative oder unterstützende Therapien für kardiale Ischämie zu testen.

<table><tbody><tr><td>Bair Hugger</td><td>3M</td><td>Model 505</td><td>Patient Warming system</td></tr><tr><td>SR Buprenorphine 10 mg/mL</td><td>Abbott Labs</td><td>NADA 141-434</td><td>Post operative Analgesic</td></tr><tr><td>Surgical Spring Clip</td><td>Applied Medical</td><td>A1801</td><td>Clamp end of LIMA after takedown</td></tr><tr><td>Arterial Line Kit</td><td>Arrow</td><td>ASK-04510-HF</td><td>Femoral catheter for blood pressure monitoring</td></tr><tr><td>1000mL 0.9% Sodium chloride</td><td>Baxter</td><td>2B1324X</td><td>IV replacement fluid</td></tr><tr><td>250 mL 0.9% saline</td><td>Baxter</td><td>&amp;nbsp;UE1322D</td><td>Replacement IV Fluid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>500mL 0.9% Sodium chloride</td><td>Baxter</td><td>2B1323Q</td><td>Drug delivery, Provide mist for Blower Mister</td></tr><tr><td>Flo-thru 1.0</td><td>Baxter</td><td>FT-12100</td><td>used to anastomos LIMA to L</td></tr><tr><td>Flo-thru 1.25</td><td>Baxter</td><td>FT-12125</td><td></td></tr><tr><td>Flo-thru 1.5</td><td>Baxter</td><td>FT-12150</td><td></td></tr><tr><td>Flo-thru 2.0</td><td>Baxter</td><td>FT-12200</td><td></td></tr><tr><td>Cloroprep</td><td>Becton Dickenson</td><td>260815</td><td>Surgical skin prep</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim Vetmedica, Inc.</td><td>0010-6013-01</td><td>NSAID for analgesia</td></tr><tr><td>Hypafix</td><td>BSN Medical</td><td>4210</td><td>Secure wound dressing and IV catheters</td></tr><tr><td>IV Tubing for Blower Mister</td><td>Carefusion</td><td>42493E</td><td>Adapts to IV Fluids for Blower/Mister</td></tr><tr><td>Bovie Cautery hand piece&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>E2516</td><td>Hemostasis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Chest Tube</td><td>Covidien</td><td>8888561043</td><td>Evacuates air from chest cavity&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Monopolar Cautery&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>Valleylab FT10</td><td>Hemostasis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Telpha pad</td><td>Covidien</td><td>2132</td><td>Sterile wound dressing</td></tr><tr><td>4-0 Tevdek II Strands</td><td>Deknatel</td><td>7-922</td><td>Suture to secure constrictor around LAD</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Diprivan</td><td>269-29</td><td>Induction agent</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;long blade for laryngoscope&amp;nbsp;</td><td>DRE</td><td>12521</td><td>Allows for visualization of trachea for intubation</td></tr><tr><td>ECG Pads</td><td>DRE</td><td>1496</td><td>Monitor heart rhythm</td></tr><tr><td>laryngoscope&amp;nbsp;</td><td>DRE</td><td>12515</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia Machine + ventilator</td><td>DRE Drager- Fabius Tiro</td><td>DRE0603FT</td><td>Deliver Oxygen and inhalant to patient</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;5 Ethibond&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>MG46G</td><td>Suture</td></tr><tr><td>0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J208H</td><td>Suture</td></tr><tr><td>2-0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J317H</td><td>Suture</td></tr><tr><td>3-0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP824G</td><td>Suture</td></tr><tr><td>7-0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>M8702</td><td>Suture</td></tr><tr><td>Dermabond</td><td>Ethicon</td><td>DNX12</td><td>Skin adhesive</td></tr><tr><td>Ligaclips</td><td>Ethicon</td><td>MSC20</td><td>Surgical Staples for LIMA takedown</td></tr><tr><td>Sterile Saline 20 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>20T700220</td><td>Flush for IV catheters</td></tr><tr><td>Telazol 100 mg/mL</td><td>Fort Dodge</td><td>01L60030</td><td>Pre operative Sedative</td></tr><tr><td>Triple Antibiotic Ointment</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td>23734</td><td>Topical over wound</td></tr><tr><td>6.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Mallinckrodt</td><td>86049</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>1&quot; medical tape</td><td>Medline</td><td>MMM15271Z</td><td>Secure wound dressing and IV catheters</td></tr><tr><td>4.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43040</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>4.5 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43045</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>5.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43050</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>6.5 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43065</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>7.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43070</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>Bair Hugger Blanket -&amp;nbsp; Large size, underbody</td><td>Medline</td><td>AUG55501</td><td>Patient Warming system</td></tr><tr><td>Basic pack</td><td>Medline</td><td>DYNJP1000</td><td>Sterile drapes and table cover</td></tr><tr><td>Bone Wax</td><td>Medline</td><td>ETHW31G</td><td>Hemostasis of cut bone</td></tr><tr><td>Suction&amp;nbsp; tubing</td><td>Medline</td><td>DYND50223</td><td></td></tr><tr><td>Suction Container&amp;nbsp;</td><td>Medline</td><td>DYNDCL03000</td><td></td></tr><tr><td>1 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1188100777</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>12 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881512878</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>20 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881520657</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>3 mL Syinge</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1180300555</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>6&amp;nbsp; mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1180600777</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>60 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881560125</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>Blower Mister Kit</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>22120</td><td>Clears surgical field for vessel anastomosis</td></tr><tr><td>Roncuronium</td><td>Mylan</td><td>67457-228-05</td><td>Neuromuscular blocking agent</td></tr><tr><td># 40 clipper blade</td><td>Oster</td><td>078919-016-701</td><td>Remove hair from surgery sites</td></tr><tr><td>Hair Clipper</td><td>Oster</td><td>078566-011-002</td><td>Remove hair from surgery sites</td></tr><tr><td>Bupivicaine</td><td>Pfizer</td><td>00409-1161-01</td><td>Local Anesthetic</td></tr><tr><td>Cephazolin</td><td>Pfizer</td><td>00409-0805-01</td><td>Antibiotic</td></tr><tr><td>Heparin&amp;nbsp;</td><td>Pfizer</td><td>&amp;nbsp;0409-2720-03</td><td>anticoaggulant</td></tr><tr><td>Lidocaine 2%</td><td>Pfizer</td><td>00409-4277-01</td><td>Local Anesthetic/ antiarrthymic</td></tr><tr><td>Succinylcholine 20 mg/mL</td><td>Pfizer</td><td>00409-6629-02</td><td>Neuromuscular blocking agent</td></tr><tr><td>Anesthesia Monitor</td><td>Phillips&amp;nbsp; Intellivue&amp;nbsp;</td><td>MP70&amp;nbsp;</td><td>Supports ventilation with inhalant</td></tr><tr><td>Artificial Tears</td><td>Rugby</td><td>0536-1086-91</td><td>Lubricate eyes to prevent corneal drying</td></tr><tr><td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B9275</td><td>Pre operative Analgesic for survivial procedures</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CDS019936</td><td>General Anesthestic- Inhalant</td></tr><tr><td>36&amp;rdquo; Pressure monitoring tubing</td><td>Smith&amp;rsquo;s Medical</td><td>MX563</td><td>Connect art. Line&amp;nbsp; to transducer</td></tr><tr><td>48&amp;rdquo; Pressure monitoring tubing</td><td>Smith&amp;rsquo;s Medical</td><td>MX564</td><td>Connect art. Line&amp;nbsp; to transducer</td></tr><tr><td>Jelco 18 ga IV catheter&amp;nbsp;</td><td>Smiths medical</td><td>4054</td><td>IV access in Revasc, MRI and Term</td></tr><tr><td>Jelco 20 ga IV catheter</td><td>Smiths medical</td><td>4059</td><td>IV access in the MRI</td></tr><tr><td>Jelco 22 ga&amp;nbsp; IV catheter</td><td>Smiths medical</td><td>4050</td><td>IV access in Hibernation Procedure</td></tr><tr><td>OPVAC Synergy II</td><td>Terumo Cardiovascular System</td><td>401-230</td><td>Heart positioner and Stabilizer</td></tr><tr><td>Sternal Saw/ Necropsy Saw</td><td>Thermo Fisher</td><td>812822</td><td>Used to open chest cavity</td></tr><tr><td>Delrin Constrictor</td><td>U of MN</td><td>Custom made</td><td>Creates stenosis of LAD</td></tr><tr><td>Oxygen Tank E cylinder</td><td>various</td><td>various</td><td>Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn&#039;t have auxiliary flow meter</td></tr><tr><td>Pressure Transducer</td><td>various</td><td>Must adapt to anesthesia monitor</td><td>Monitor direct arterial pressures</td></tr><tr><td>Xylazine 100 mg/mL</td><td>Vedco</td><td>468RX</td><td>Pre operative Sedative/ analgesic</td></tr></tbody></table>

surgical swine model of chronic cardiac ischemia treated by off-pump coronary artery bypass graft surgery

Chronische kardiale Ischämie, der Herzfunktion beeinträchtigt, aber führt nicht Infarkt, wird Winterschlaf Myokard (HM) bezeichnet. Eine große klinische Teilmenge der koronaren Herzkrankheit (KHK) Patienten haben HM, das neben der Beeinträchtigung der Funktion, wodurch sie höhere für Arrhythmie und zukünftige kardiale Ereignisse gefährdet. Die standard-Behandlung für diese Bedingung ist Revaskularisation, aber dies hat gezeigt, dass eine unvollkommene Therapie sein. Der Großteil der präklinischen kardiologische Forschung konzentriert sich auf Infarkt Modelle der kardialen Ischämie, verlassen diese Teilmenge von chronischer Ischämie Patienten weitgehend unterversorgt. Um diese Lücke in der Forschung zu begegnen, haben wir ein gut charakterisierten und hoch reproduzierbare Modell der Winterschlaf Myokard bei Schweinen, Swine sind ideale translationale Modelle für menschliche Herz-Kreislauferkrankungen entwickelt. Neben der Schaffung dieser einzigartigen Krankheitsmodell, haben wir eine klinisch relevante Behandlungsmodell der koronaren Bypass-Operation bei Schweinen optimiert. Dies ermöglicht es uns, präzise Studie über die Auswirkungen der Bypass-Operation am Herz-Kreislauferkrankungen, sowie zusätzliche oder alternative Therapien zu untersuchen. Dieses Modell induziert chirurgisch einzigen Behälter Stenose durch Implantation einer Constrictor auf der linken vorderen absteigenden (LAD) Arterie in ein junges Schwein. Wie das Schwein wächst, schafft der Würger eine allmähliche Stenose, was zu chronischer Ischämie mit eingeschränkter regionale Funktion, sondern das weitertragen Gewebe Lebensfähigkeit. Nach der Einrichtung des Winterschlaf Myokard Phänotyps führen wir off-Pump-koronare Bypassoperation Transplantat um den ischämischen Region Revaskularisierung imitiert die Gold-Standard-Behandlung für Patienten in der Klinik.

Nach der ersten Winterschlaf Operation sollte größer als 70 % Stenose durch klinische bildgebende Verfahren wie z. B. Angiographie oder kardiale MRT (Abb. 1A) beobachtet werden können. 8 Wochen nach der chirurgischen Anwendung der LAD-Würger, zeigt Analyse der regionalen Funktion von ECHO oder kardiale MRT reduzierte Funktion unter zunehmenden Arbeitsbelastung (Abbildung 2). Dies kann durch die Stimulierung d...

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Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Dieses Protokoll stellt eine chirurgische große Tiermodell der chronischen, einzelne Schiff Ischämie, die regionale Anomalien führt aber schafft kein Infarkt, bekannt als Winterschlaf Myokard. Nach Einrichtung der chronische Ischämie werden die Tiere mit off-Pump LIMA-LAD koronare Bypass Graft-Operation zur ischämische Gewebe Revaskularisierung behandelt.

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

surgical-swine-model-chronic-cardiac-ischemia-treated-off-pump

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Aufrufe.  University of Minnesota. Dieses Protokoll stellt eine chirurgische große Tiermodell der chronischen, einzelne Schiff Ischämie, die regionale Anomalien führt aber schafft kein Infarkt, bekannt als Winterschlaf Myokard. Nach Einrichtung der chronische Ischämie werden die Tiere mit off-Pump LIMA-LAD koronare Bypass Graft-Operation zur ischämische Gewebe Revaskularisierung behandelt.

Serie: Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

Forschung

Medizin

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Evaluation of a Novel Laser-assisted Coronary Anastomotic Connector - the Trinity Clip - in a Porcine Off-pump Bypass Model

To simplify and facilitate beating heart (i.e., off-pump), minimally invasive coronary artery bypass surgery, a new coronary anastomotic connector, the Trinity Clip, is developed based on the excimer laser-assisted nonocclusive anastomosis technique. The Trinity Clip connector enables simplified, sutureless, and nonocclusive connection of the graft to the coronary artery, and an excimer laser catheter laser-punches the opening of the anastomosis. Consequently, owing to the complete nonocclusive anastomosis construction, coronary conditioning (i.e., occluding or shunting) is not necessary, in contrast to the conventional anastomotic technique, hence simplifying the off-pump bypass procedure. Prior to clinical application in coronary artery bypass grafting, the safety and quality of this novel connector will be evaluated in a long-term experimental porcine off-pump coronary artery bypass (OPCAB) study. In this paper, we describe how to evaluate the coronary anastomosis in the porcine OPCAB model using various techniques to assess its quality. Representative results are summarized and visually demonstrated.

This paper describes a novel nonocclusive coronary anastomotic connector in a porcine off-pump coronary artery bypass (OPCAB) model. This easy-to-use coronary connector has intrinsic potential to facilitate minimally invasive OPCAB surgery.

Evaluierung eines neuartigen Lasergestützte Koronare Anastomotische Steckverbinder - Dreifaltigkeit Clip - in einem Schweine Off-Pumpe Bypass-Modell

To simplify and facilitate beating heart (i.e., off-pump), minimally invasive coronary artery bypass surgery, a new coronary anastomotic connector, the ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Extrakorporale kardiopulmonale Reanimation im Tiermodell nach Herzstillstand

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autor im Rampenlicht: Simulation der pädiatrischen Herzchirurgie anhand eines neonatalen Ferkelmodells

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Evaluierung eines neuartigen Lasergestützte Koronare Anastomotische Steckverbinder - Dreifaltigkeit Clip - in einem Schweine Off-Pumpe Bypass-Modell

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand