Diese Arbeit wurde von der National Research Foundation of Korea (NRF) Zuschuss finanziert von der koreanischen Regierung (NRF-2014R1A1A3049456) und einen Zuschuss aus den Korea Health Technology R & D Project durch Korea Health Industry Development Institute (KHIDI) unterstützt, gefördert durch das Ministerium für Gesundheit & Wohlbefinden, Republik Korea (HI15C2854).

Alle experimentelle Verfahren wurden von der Ethikkommission der katholischen Universität Korea angenommen und wurden im Einklang mit den nationalen Instituten der Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren (NIH Publikationen Nr. 80-23) durchgeführt.
(1) SE Induktion
<ol><li>Kaufen Sie 8 Wochen alten männlichen C57BL/6NHsd Mäusen und wiegen Sie jeder Maus. Verwenden Sie dann ein Filzstift markieren die Schwänzen von alle Mäuse für ihre einfache Identifizierung während SE Induktion.</li>
	<li>Berechnen Sie die Menge von Scopolamin Methylbromid (Scopolamin; 2 mg/kg), Terbutalin Hemisulfate (Terbutalin; 2 mg/kg) und Pilocarpin Hydrochlorid (Pilocarpin; 280 mg/kg), bezogen auf das Gewicht der Maus, und fügen Sie Kochsalzlösung (0,9 % NaCl, 10 mL/kg) Lösungen zu machen. Hinweis: Zum Beispiel, wenn das Gewicht der Maus 25 g, folgende Beträge gelten: Scopolamin und Terbutalin: 2 mg/kg * (25 g/1000 g) = 0,05 mg, Kochsalzlösung: 10 mL/kg * (25 g/1000 g) = 0,25 mL, Pilocarpin: 280 mg/kg * (25 g/1000 g) = 7 mg , Saline: 10 mL/kg * (25 g/1000 g) = 0,25 mL.</li>
	<li>Laden Sie die Scopolamin und Terbutalin Mischung in eine 1 mL Spritze mit einer 30 G-Nadel. Spritzen Sie die Lösung intraperitoneal in jeder Maus, und dann wieder die Mäuse in ihren Käfigen. Injizieren Sie bei 30 min nach der Verabreichung von Scopolamin und Terbutalin Pilocarpin Lösung in jeder Maus (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Unmittelbar nach Pilocarpin Injektion setzen Sie die Mäuse in einem Inkubator (28-30° C) für die Beobachtung.</li>
	<li>Beobachten Sie sorgfältig das Verhalten der Mäuse bis SE induziert wird. Wenn limbische motorische Anfälle, die Stufe 3 oder höher nach Racine Skala entsprechen, erkannt werden, notieren Sie die Zeit und überwachen Sie die Mäuse um festzustellen, ob die Anfälle häufiger auftreten. Nach kontinuierlichen motorische Anfälle mehr als 2 min dauern, platzieren Sie den Mauszeiger in einen neuen Käfig bei Raumtemperatur und halten Sie Überwachung für 3 h um festzustellen, ob ihre krampfhafte Anfälle weiter und SE induziert wird. Die Mäuse, die nicht einschläfern SE ca. 2 h nach Pilocarpin Injektion. Hinweis: Racine Skala; Stufe 1, Mund und Gesichtsbewegungen; Stufe 2, Kopf nicken; Stufe 3, Vorderbein Klonus; Stufe 4, Aufzucht mit Vordergliedmaße Klonus; Stufe 5, Aufzucht und mit Vordergliedmaße Klonus16fallen. Wenn die Maus nicht auf den Käfig bei Raumtemperatur sofort nach SE Induktion übertragen wird, kann die Maus durch Hyperthermie sterben.</li>
	<li>Kündigen Sie Verhaltens akute Anfälle um 3 Uhr nach SE auftreten durch Injektion von Diazepam (i.p., 10 mg/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Machen Sie die Diazepam-Lösung durch Verdünnung 5 mg/mL von Diazepam in 10 % Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl durch Zugabe von Kochsalzlösung (i.p., 10 mL/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Hinweis: 10 % Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl Lösung: 1 mL Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl Lösung + 9 mL Kochsalzlösung. Lagern Sie die Lösung bei Raumtemperatur. Zum Beispiel, wenn die Maus Körpergewicht 25 g, injizieren 250 µL Diazepam Lösung: 50 µL 5 mg/mL Diazepam + 200 µL 10 % Polyoxyl 35 hydrierten Castor Öl-Lösung = 250 µL 1 mg/mL Diazepam.</li>
	<li>Für Schein Mäuse, durchführen eine i.p.-Injektion der Scopolamin Methylbromid und Terbutalin Hemisulfate Mischung (i.p.; beide 2 mg/kg, 1 mL Spritze, 10 mL/kg; 30 G-Nadel). 30 min später, injizieren die Kochsalzlösung intraperitoneal (i.p., 10 mL/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Hinweis: Wenn die Maus Körpergewicht 25 g, injizieren Sie 250 µL Kochsalzlösung statt Pilocarpin.</li>
	<li>Nach Diazepam verabreichen Injektion (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G), 1 mL 5 % Dextrose pro einzelnen Maus (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Hinweis: 1 mL 5 % Traubenzucker-Injektion stellt Energiequelle und Flüssigkeitszufuhr, die die Überlebensrate steigern kann.</li>
	<li>Während der Nachbetreuung in den Inkubator (28-30 ° C) übermäßige Absonderungen wie Kot, Speichel und Tränen abwischen.</li>
	<li>Am 1. Tag nach SE Induktion wiegen Sie die Mäuse und für einen zusätzlichen Tag im Inkubator (28-30 ° C) aufbewahren. Am 2. Tag, nach SE Induktion wiegen Sie die Mäuse und wieder in ihre Heimat Käfig. Bieten sie feucht Chow um ihre Genesung zu erleichtern. Hinweis: In diesem Experiment wurde die Sterblichkeitsrate für C57BL/6NHsd nach SE Kündigung 8,57 % im Durchschnitt (3, 35 Mäuse getestet).</li>
	<li>Körpergewicht der Tiere täglich bis zu 7 Tage nach Pilocarpin zu messen und Spritzen die Mäuse mit 5 % Traubenzucker (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel) wenn das Körpergewicht nicht gestiegen. Körper Gewicht Überwachung, wenn die Mäuse starten wieder Körpergewicht und verbrauchen feucht Chow problemlos 2 Tage nach der Injektion Pilocarpin beendet. Hinweis: Wenn das Körpergewicht einer Maus nicht bis 7 Tage Post SE zunahm, schließen die Maus aus dem Experiment und einschläfern durch Kohlendioxid. Tod kann gelegentlich auftreten, je nach Hintergrund der Maus; bei C57BL/6NHsd starb jedoch weniger als 1 % der Mäuse in diesen Experimenten. Mit dem Überleben von mehr als 7 Tagen nach SE Induktion sterben die Mäuse selten während der Latenzzeit.</li>
</ol>2. Implantation Chirurgie für Video-EEG Überwachung
<ol><li>Bereiten Sie 12 Wochen alten Mäusen (4 Wochen nach SE Induktion), Telemetrie-Implantation für EEG Überwachung durchzuführen. Hinweis: Zeitpunkt der Implantation kann abhängig von den experimentellen Zwecken und der Mausstämme geändert werden.</li>
	<li>Vor der Operation zu betäuben die Maus mit einer Mischung (4:0.5) von Ketamin (50 mg/mL) und Xylazin (23,3 mg/mL) Lösung aufgelöst in Kochsalzlösung in einer Dosis von 2,5 µL/g Körpergewicht (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Überwachen Sie Atemfrequenz und respiratorischen Anstrengungen der Maus in regelmäßigen Abständen (max. 15 min Intervall) und bewerten Sie die Tiefe der Narkose durch das Pedal Rückzug-Reflex.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in einem stereotaktischen Rahmen mit Ohr-Bars und ein Aufbissplatte und wenden Sie Tierarzt Salbe auf beide Augen, Blindheit zu vermeiden.</li>
	<li>Um sterilen Bedingungen während der Operation zu pflegen, Rasieren Sie chirurgische Websites mit einer Rasierklinge. Seien Sie vorsichtig, Fell Kontamination des Operationsfeldes zu verhindern. Nach dem Rasieren, desinfizieren Sie die Haut mit 70 % Ethanol und Jod-Lösung. Hinweis: Operation sollte in einer aseptischen Weise tragen sterile Handschuhe und Masken, mit sterilisierten Geräten und aseptische Techniken durchgeführt werden.</li>
	<li>Machen Sie nach der Bestätigung der Tiefe der Narkose eine Mittellinie Inzision der Haut des Schädels aussetzen. Machen Sie zwei Burr Löcher mit einem Bohrer befestigt, der stereotaktischen Apparat an den Koordinaten aus dem Bregma in der Anteroposterior Achse (AP): +0,1 mm, Mediolateral Achse (ML): +0,1 mm (Referenz) und AP: −0.2 mm, ML: +0,22 mm (linke parietalen Kortex)13.<ol>
<li>Reinigen Sie die Haut mit PBS-getränkten Baumwoll-Swaps, gefolgt von 70 % Ethanol und Jod-Lösung. Machen Sie einen längs-Schnitt in der Mitte des Kopfes mit einer Schere, Aussetzen des Lambda-Ausdrucks (der Punkt, wo die sagittale und die lambdoid Naht treffen), Bregma (der Punkt der Schnittpunkt der Kranznaht durch die sagittale Naht) und den Zielort.</li>
		<li>Anatomische Landmarken wie Lambda und Bregma zu identifizieren. Positionieren Sie den Bohrer am Bregma und beachten Sie die X, Y-Koordinaten für diesen Punkt.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Gehirn-Atlas-Bücher oder veröffentlichte Verweise auf die entsprechenden Koordinaten der Hirnregionen für EEG-Aufzeichnung zu bestimmen. Dann berechnen Sie die Koordinaten für die Schrauben (Referenz und Aufnahme) unter Verwendung der Bregma Koordinaten bei Schritt 2.5.2 gemessen.</li>
		<li>Senken Sie langsam die Bohrkrone zu einem Bohrlochs achtgeben, einführen die Bohrkrone zu weit an der Stelle, wo der Schädel dünner wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stecken Sie der Körper des einzelnen Kanals drahtlose EEG Sender hinter dem Nacken subkutan und platzieren Sie flexible führt in der Nähe des Schädels.</li>
	<li>Legen Sie eine Edelstahl-Schraube (2 mm Länge) in jeder Bohrlochs mit einer Pinzette und ziehen Sie ihn mit Hilfe eines Schraubendrehers durch Drehung im Uhrzeigersinn. Stellen Sie sicher, dass die Schraube nicht zu weit tief durch den Grad der Drehung der Schraube einstellen, um Beschädigungen der Dura oder das Hirngewebe zu vermeiden.</li>
	<li>Streifen des Isolierung Mantels 2 mm von der Spitze der Leitungen und dehnen den Draht lange genug runden die Schneckenwelle für eine gute Verbindung zwischen dem Draht und die Schraube. Schließen Sie das Referenz an die vordere Schraube und die Aufnahme Messleitung an die Schraube in der parietalen Kortex. Wenden Sie dann dental Zement um die gesamte Baugruppe im Ort zu sichern, ohne dass die Metallteile.</li>
	<li>Nachdem Sie überprüft haben, dass der dental Zement durch Sichtkontrolle vollständig getrocknet ist, Naht der Haut und aktuell Mupirocin Salbe. Platzieren Sie den Mauszeiger in einem 30 ° C Inkubator allein bis es erholt sich von der Operation (ca. 30 min). Dann zurückkehren Sie die Maus zu Hause Käfig, bis Video-EEG Dauerüberwachung beginnt. Hinweis: Nach der Operation wird jede Maus (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G) mit 5 mg/kg Gentamicin (Antibiotika) und 5 mg/kg von Ketoprofen (Analgetika) injiziert. Tiere sollten überwacht werden, bis sie vollständig ambulante geworden. Sender-implantierten Mäuse haben eine Erholungszeit von ca. 1 Woche.</li>
</ol>3. Video und EEG Monitoring und Analyse
<ol><li>Eine Maus in einen einzelnen Käfig und den Käfig auf den Funk-Empfänger-Platten, die Faraday-Käfig, zur Unterbrechung der elektrischen Signale aus beliebigen Quellen installiert ist, einschließlich eines Computers, AC Linien und angrenzenden Empfänger zu vermeiden. Hinweis: Finden Sie das Handbuch des Herstellers. Vorsicht ist geboten, um blinde Flecken zu vermeiden.</li>
	<li>Aufzeichnung der elektrischen Aktivität mit dem Wireless-Video-EEG Telemetriesystem.<ol>
<li>Öffnen Sie die Software für Video-EEG-Aufzeichnung. Klicken Sie auf "Hardware" und wählen Sie "Konfiguration bearbeiten". Passen Sie den Empfänger und der Sender in jede Maus implantiert. Klicken Sie auf "Channel-Konfiguration" und bestätigen Sie, dass alle Kanäle aktiv sind. Klicken Sie auf "Video-Konfiguration", das Video mit der EEG-Daten (Auflösung von 40 x 480 und Frame-Rate von 30,00) zu synchronisieren. Hinweis: Installieren Sie eine IP-Kamera mit hoher Empfindlichkeit, wenn es ist entscheidend für gute Bildqualitäten zu sammeln, die subtile Verhaltensänderungen der Mäuse nachts identifizieren können.</li>
		<li>Klicken Sie auf "Setup" und "P3 Setup" zu einzelnen Tier Eingangsinformationen, abgestimmte Kamera und Grafik-Einstellung.</li>
		<li>Klicken Sie "Erwerb" und "A/D-Abtastrate" Setup Sampling-raten. Klicken Sie auf "Datasetname", jedes Experiment zu benennen. Hinweis: Sampling-Rate für EEG muss höher als 500 Hz. aufgrund der großen Video und EEG-Datengröße, es wird empfohlen, dass nur 24 h Daten pro Sitzung behandelt werden anstatt mit einer 2-Woche-Daueraufzeichnung als eine Datei. Daten können separat in 8 h oder 12 h Abständen bei Mangel an RAM Arbeitsspeicher gespeichert werden.</li>
		<li>Den Sender mit einer magnetischen Bar zu aktivieren und klicken Sie auf "Start Übernahme" die Video-EEG-Aufzeichnung zu sammeln. Kontinuierliche Überwachung der Maus durch Video-EEG-System für mindestens 2 Wochen. Hinweis: Bei C57BL/6 Mäusen tendenziell SRS in Clustern auftreten, dass zuletzt etwa 5,2 Tage und die Dauer der anfallsfrei ca. 6,7 Tage17ist.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bestimmen Sie die Beschlagnahme Häufigkeit und Dauer durch manuelle Inspektion mit der Analysesoftware.<ol>
<li>Markieren Sie den Bereich mit SRS und exportieren Sie die Daten für die statistische Analyse. Seien Sie vorsichtig, EEG Artefakte auszuschließen, die durch den Kopf kratzen oder kauen generiert werden können; Diese können entfernt werden, indem Sie überprüfen die Videodaten. Hinweis: SRS ist definiert als ein plötzliches Auftreten von sich wiederholenden epileptiformen Aktivität Spick (≥ 3 Hz), die weiterhin für mehr als 10 S. krampfhafte Verhalten häufig mit einem Stoß von Spick Aktivität einhergehen können. Non-krampfhafte Anfälle können auch leitfähige spiking Aktivitäten ohne krampfhaft Verhaltensweisen zeigen. Beschlagnahme Kündigung ist definiert als auftritt, wenn die Zündung Spikes zu Grundlinie Aktivität zurückkehren.</li>
		<li>Teilen Sie für die Analyse der Beschlagnahme Frequenz die Gesamtzahl der SRS-Fälle, die während der 2 Wochen durch die Gesamtzahl der Aufnahme Tage für jedes einzelne Tier erkannt.</li>
		<li>Messen Sie für die Analyse der Dauer der Beschlagnahme die Zeit vom Beginn bis zum Ende der epileptiformen Spick Aktivitäten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Befestigen Sie nach Abschluss der Video-EEG-Aufzeichnung das Gehirn mit 4 % Paraformaldehyd durch Transcardial Perfusion. Um die Maus zu betäuben, Einspritzen einer Lösung (4:0.5) von Ketamin (50 mg/mL) und Xylazin (23,3 mg/mL) aufgelöst in Kochsalzlösung in einer Dosis von 10 μl/g Körpergewicht (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Sobald die Maus bestätigt wurde, dass tief betäubt werden, führen Sie Transcardial Perfusion.</li>
	<li>Bevor das Gehirn der Maus zu isolieren, Abrufen des Senders von der Maus für die Wiederverwendung nach der Reinigung.<ol>
<li>Entfernen Sie die dental Zement um die Leitungen mit Pinzette.</li>
		<li>Einweichen Sie die Spitze der führt mit dental Zement in 100 % Aceton, bis die dental Zement aufgelöst ist.</li>
		<li>Entfernen Sie Gewebe Verunreinigungen vom Sender durch mit destilliertem Wasser spülen.</li>
		<li>Spülen Sie den Sender mit 70 % igem Ethanol für 3 h und Luft trocknen für die Lagerung. Unmittelbar vor dem nächsten Gebrauch spülen Sie die Schraube und die Sender mit 70 % Ethanol, gefolgt von destilliertem Wasser, und legen Sie sie in Kochsalzlösung. Hinweis: Vorsicht ist geboten, um zu vermeiden, die flexible Drähte zu schneiden, wenn die Maus seit, enthaupten, wenn die flexible Leitungen zu kurz sind, der Lärm in den nächsten Implantation und Video-EEG-Aufzeichnung erhöhen kann.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Diese Arbeit beschreibt die experimentellen Verfahren für die SE Induktion und Bewertung von chronischen Anfällen.
Mehrere Faktoren können erfolgreiche SE Induktion beeinflussen. Präzise Verhaltensstörungen Überwachung gemäß der Racine-Skala ist entscheidend für die Entwicklung der GA-OP. Kopf nicken, zeichnen Vordergliedmaße Klonus, Aufzucht, und fallen Verhaltens von akuten Anfällen zu SE Phase4,16zu entwickeln. Sobald der...

TLE ist eines der häufigsten erworbenen Epilepsien1. Menschen mit Epilepsie erleben wiederkehrende Anfälle durch abnorme neuronalen Aktivitäten im Gehirn2,3. Da die TLE oft unlösbar ist, ist es wichtig zu verstehen, die grundlegenden Mechanismen, die die Entwicklung der Epilepsie.
Tiermodellen, die die wichtigsten Merkmale des menschlichen TLE rekapitulieren können bieten bessere Anerkennung von TLE Pathophysiologie, so dass wir leicht überwachen und manipulieren wichtige Faktoren bei der Epileptogenesis. Unter anderem wurde Chemoconvulsants-induzierten SE weit verbreiteten4,5. Im Gegensatz zu anderen Epilepsie-Modellen, wie z. B. elektrische Stimulation zeigt keine hippocampale Sklerose und robuste SRS6,7,8, kann die systemische Injektion von Chemoconvulsants klinische Pathogenese der menschlichen TLE nachahmen, d.h., anfängliche-Hirn-Trauma, eine Latenzzeit und einer chronischen Epilepsie inszenieren manifestierenden SRS5,9,10. Daher kann diese Technik in verschiedenen Studien erklären, die Mechanismen der akuten Schädigung des Gehirns, Epileptogenesis oder Beschlagnahme Unterdrückung genutzt werden. Darüber hinaus sind histopathologische Veränderungen induziert durch Chemoconvulsants ähnlich denen im menschlichen TLE, bietet eine zusätzliche Begründung für den Einsatz von TLE Nager-Modelle10,11,12. Insbesondere wurden strukturelle Schäden unter Einbeziehung des Hippocampus konsequent in beiden Kainic Säure - und Pilocarpin-induzierte SE Modellen reproduziert. Allerdings kann im Vergleich zu Kainic Säure Injektion, Pilocarpin Modell robuster SRS bei Mäusen, produzieren, die beträchtliche Vorteile für chronische Epilepsie zu studieren, wenn man die breite Verfügbarkeit von transgenen Maus Linien5, 13 , 14 , 15. Darüber hinaus Beschlagnahme Progression nach Pilocarpin Injektion ist in der Regel schneller als im Kainic Säure-Modell bietet ein weiteres Indiz für die effektive Nutzung von Pilocarpin Modell der Epilepsie.
Hier zeigen wir eine Methode der induzierende SE durch die i.p.-Injektion von Pilocarpin und durch Video und EEG Überwachung bei chronischer Epilepsie.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:829px;" width="829">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:189px;">C57BL/6</td>
			<td style="width:233px;">Envigo</td>
			<td style="width:175px;">C57BL/6NHsd</td>
			<td style="width:232px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Scopolamine methyl nitrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S2250</td>
			<td>Make 10X stock</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Terbutaline hemisulfate salt</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T2528</td>
			<td>Make 10X stock</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Pilocarpine hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Intensive care unit</td>
			<td>Daejong instrument industry Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>28~30&#8451;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Yuhan corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Xylazine hydrochloride</td>
			<td>Bayer Korea</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Diazepam</td>
			<td>SAMJIN</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Castor oil (Kolliphor EL)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C5135</td>
			<td>Polyoxyl 35 hydrogenated castor oil</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Saline</td>
			<td>Daihan pharm. Co.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">5% Dextrose</td>
			<td>Daihan pharm. Co.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Iodine solution (Povidin)</td>
			<td>Firson</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">vet ointment (Terramycin)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Blue Nylon</td>
			<td>AILEE</td>
			<td>NB617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Mupirocin (Bearoban)</td>
			<td>Daewoong Pharmaceutical Co., Ltd</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ketoprofen</td>
			<td>Samchundang Pharm. Co., Ltd</td>
			<td></td>
			<td>5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Gentamicin</td>
			<td>Huons, Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">1 mL syringe</td>
			<td>Sung shim medial Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">26 guage needle</td>
			<td>Sung shim medial Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>26 G * 13 mm (1/2&#34;)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">30 guage needle</td>
			<td>Sung shim medial Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>30 G * 13 mm (1/2&#34;)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Razor blade</td>
			<td>Dorco</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Drill</td>
			<td>Saeshin precision Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>207A, 35K (speed)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Telemetry video/EEG system</td>
			<td>Data sciences International. Inc.</td>
			<td>Version 5.20-SP6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Implantable transmitter</td>
			<td>Data sciences International. Inc.</td>
			<td>ETA-F10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Screw</td>
			<td>Sungho Steel</td>
			<td></td>
			<td>M1.4, 2 mm length stainless steel</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vertex dental material&#160;</td>
			<td>Dentimex</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Acetone</td>
			<td>Duksan pure chemicals Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>CAS 67-64-1</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td>millipore</td>
			<td>1.04005.1000</td>
			<td>4 %&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9378</td>
			<td>30 % solution in 0.01 M PBS</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Cresyl violet acetate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C5042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ethanol</td>
			<td>EMD Millipore Co.</td>
			<td>UN1170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">xylene</td>
			<td>Duksan pure chemicals Co., Ltd.</td>
			<td>UN1307</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Acetic acid glacial</td>
			<td>Junsei chemical</td>
			<td>31010-0350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">FSC33 Clear&#160;</td>
			<td>Leica biosystems</td>
			<td></td>
			<td>OCT compound for tissue freezing</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">DPX Mounting for histology</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>6522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Forceps</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>11002-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Scissors</td>
			<td>Solco biomedical</td>
			<td>02-2445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Stereotaxic frame</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>E51070012</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the pilocarpine model of temporal lobe epilepsy and eeg monitoring using radiotelemetry system in mice

Temporallappen-Epilepsie (TLE) ist eine häufige neurologische Erkrankung im Erwachsenenalter. Für Translationale Studien von chronischen Epilepsie wird Pilocarpin induzierten Status Epilepticus (SE) häufig ausgewählt, um spontane wiederkehrende Anfälle (SRS) zu rekapitulieren. Hier präsentieren wir ein Protokoll der SE Induktion durch intraperitoneale (i.p.) Injektion von Pilocarpin und Überwachung der chronischen wiederkehrenden Anfällen mit lebenden Tieren, die mit einem drahtlosen Telemetrie video und Elektroenzephalogramm (EEG) System. Wir zeigten bemerkenswerte Verhaltensänderungen, die Aufmerksamkeit nach Pilocarpin Injektion und deren Korrelation mit hippocampal neuronalen Verlust bei 7 Tagen und 6 Wochen nach Pilocarpin. Wir beschreiben auch die experimentelle Verfahren der Implantation der Elektroden für Video und EEG-Aufzeichnung und Analyse der Häufigkeit und Dauer der chronisch wiederkehrende Anfälle. Abschließend besprechen wir die möglichen Gründe, warum die erwarteten Ergebnisse nicht in jedem Fall erreicht werden. Dies bietet einen grundlegenden Überblick über die Modellierung von chronischen Epilepsie bei Mäusen und Leitlinien für die Problembehandlung. Wir glauben, dass dieses Protokoll als Grundlage für geeignete Modelle der chronischen Epilepsie und Epileptogenesis dienen kann.

Erfolgreiche SE kann induzieren hippocampal Zelltod und SRS (Abbildung 1 und Abbildung 2). Wir Verhaltensstörungen akute Anfälle von Diazepam Injektion um 3 Uhr nach SE Beginn gekündigt und die Mäuse 7 Tage oder 6 Wochen später geopfert.
Für Video-EEG-monitoring, die Mäuse erhalten Implantatchirurgie 4 Wochen nach SE und SRS Fälle waren für 2 Wochen ab ca. 5-7 ...

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The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode des Verursachens Status Epilepticus durch systemische Pilocarpin Injektion und spontane wiederkehrende Anfälle mit lebenden Tieren, die mit einem drahtlosen Telemetrie video und Elektroenzephalogramm System zu überwachen. Dieses Protokoll kann genutzt werden, für das Studium der pathophysiologische Mechanismen der chronischen Epilepsie, Epileptogenesis und akute Anfälle.

Das Pilocarpin Modell der Temporallappen-Epilepsie und EEG Monitoring mittels Radiotelemetrie System bei Mäusen

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

19.5K Aufrufe.  The Catholic University of Korea. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode des Verursachens Status Epilepticus durch systemische Pilocarpin Injektion und spontane wiederkehrende Anfälle mit lebenden Tieren, die mit einem drahtlosen Telemetrie video und Elektroenzephalogramm System zu überwachen. Dieses Protokoll kann genutzt werden, für das Studium der pathophysiologische Mechanismen der chronischen Epilepsie, Epileptogenesis und akute Anfälle.

Serie: The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Optimized System for Cerebral Perfusion Monitoring in the Rat Stroke Model of Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion

The translational potential of pre-clinical stroke research depends on the accuracy of experimental modeling. Cerebral perfusion monitoring in animal models of acute ischemic stroke allows to confirm successful arterial occlusion and exclude subarachnoid hemorrhage. Cerebral perfusion monitoring can also be used to study intracranial collateral circulation, which is emerging as a powerful determinant of stroke outcome and a possible therapeutic target. Despite a recognized role of Laser Doppler perfusion monitoring as part of the current guidelines for experimental cerebral ischemia, a number of technical difficulties exist that limit its widespread use. One of the major issues is obtaining a secure and prolonged attachment of a deep-penetration Laser Doppler probe to the animal skull. In this video, we show our optimized system for cerebral perfusion monitoring during transient middle cerebral artery occlusion by intraluminal filament in the rat. We developed in-house a simple method to obtain a custom made holder for twin-fibre (deep-penetration) Laser Doppler probes, which allow multi-site monitoring if needed. A continuous and prolonged monitoring of cerebral perfusion could easily be obtained over the intact skull.

Cerebral perfusion monitoring has been demonstrated to improve accuracy in ischemic stroke models. Technical difficulties often limit the use of this essential tool for cerebrovascular research. In this video, an optimized system is shown to obtain a single or multi-site hemodynamic monitoring during intraluminal middle cerebral artery occlusion in rats.

Optimierte System for Cerebral Perfusion Überwachung im Rat Stroke Modell Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion

The translational potential of pre-clinical stroke research depends on the accuracy of experimental modeling. Cerebral perfusion monitoring in animal ...

Forschung

Medizin

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Network Analysis of the Default Mode Network Using Functional Connectivity MRI in Temporal Lobe Epilepsy

Functional connectivity MRI (fcMRI) is an fMRI method that examines the connectivity of different brain areas based on the correlation of BOLD signal fluctuations over time. Temporal Lobe Epilepsy (TLE) is the most common type of adult epilepsy and involves multiple brain networks. The default mode network (DMN) is involved in conscious, resting state cognition and is thought to be affected in TLE where seizures cause impairment of consciousness. The DMN in epilepsy was examined using seed based fcMRI. The anterior and posterior hubs of the DMN were used as seeds in this analysis. The results show a disconnection between the anterior and posterior hubs of the DMN in TLE during the basal state. In addition, increased DMN connectivity to other brain regions in left TLE along with decreased connectivity in right TLE is revealed. The analysis demonstrates how seed-based fcMRI can be used to probe cerebral networks in brain disorders such as TLE.

The Default Mode Network (DMN) in Temporal Lobe Epilepsy (TLE) is analyzed in the resting state of the brain using seed-based functional connectivity MRI (fcMRI).

Netzwerkanalyse des Default Mode Netzwerk mit Functional MRI-Konnektivität in Temporallappen-Epilepsie

Functional connectivity MRI (fcMRI) is an fMRI method that examines the connectivity of different brain areas based on the correlation of BOLD signal ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings

Electroencephalogram (EEG) has been traditionally used to determine which brain regions are the most likely candidates for resection in patients with focal epilepsy. This methodology relies on the assumption that seizures originate from the same regions of the brain from which interictal epileptiform discharges (IEDs) emerge. Preclinical models are very useful to find correlates between IED locations and the actual regions underlying seizure initiation in focal epilepsy. Rats have been commonly used in preclinical studies of epilepsy1; hence, there exist a large variety of models for focal epilepsy in this particular species. However, it is challenging to record multichannel EEG and to perform brain source imaging in such a small animal. To overcome this issue, we combine a patented-technology to obtain 32-channel EEG recordings from rodents2 and an MRI probabilistic atlas for brain anatomical structures in Wistar rats to perform brain source imaging. In this video, we introduce the procedures to acquire multichannel EEG from Wistar rats with focal cortical dysplasia, and describe the steps both to define the volume conductor model from the MRI atlas and to uniquely determine the IEDs. Finally, we validate the whole methodology by obtaining brain source images of IEDs and compare them with those obtained at different time frames during the seizure onset.

This video introduces the preparation, recording, and source analysis procedures of high-resolution EEG on sedated rats with a particular preclinical model of focal epilepsy under noninvasive conditions.

Gehirn Quelle Imaging in präklinischen Rattenmodellen von fokalen Epilepsie mit hochauflösenden EEG Recordings

Electroencephalogram (EEG) has been traditionally used to determine which brain regions are the most likely candidates for resection in patients with ...

Network Analysis of Foramen Ovale Electrode Recordings in Drug-resistant Temporal Lobe Epilepsy Patients

Approximately 30% of epilepsy patients are refractory to antiepileptic drugs. In these cases, surgery is the only alternative to eliminate/control seizures. However, a significant minority of patients continues to exhibit post-operative seizures, even in those cases in which the suspected source of seizures has been correctly localized and resected. The protocol presented here combines a clinical procedure routinely employed during the pre-operative evaluation of temporal lobe epilepsy (TLE) patients with a novel technique for network analysis. The method allows for the evaluation of the temporal evolution of mesial network parameters. The bilateral insertion of foramen ovale electrodes (FOE) into the ambient cistern simultaneously records electrocortical activity at several mesial areas in the temporal lobe. Furthermore, network methodology applied to the recorded time series tracks the temporal evolution of the mesial networks both interictally and during the seizures. In this way, the presented protocol offers a unique way to visualize and quantify measures that considers the relationships between several mesial areas instead of a single area.

This protocol describes a procedure to track the evolution of mesial network measures in temporal lobe epilepsy (TLE) patients. It is based on the combination of intracranial recordings with a novel numerical technique for data analysis. Specifically, we present a protocol for network analyses of foramen ovale recordings.

Netzwerkanalyse von Foramen Ovale Elektrode Recordings in Resistente Temporallappen Epilepsie-Patienten

Approximately 30% of epilepsy patients are refractory to antiepileptic drugs. In these cases, surgery is the only alternative to eliminate/control ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Induction and Characterization of Pulmonary Hypertension in Mice using the Hypoxia/SU5416 Model

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by right heart&#160;catheterization. A broad spectrum of diseases can lead to PH, differing in their etiology, histopathology, clinical presentation, prognosis, and response to&#160;treatment. Despite significant progress in the last years, PH remains an uncured disease. Understanding the underlying mechanisms can pave the way for the development of new therapies. Animal models are important research tools to achieve this goal. Currently, there are several models available for recapitulating PH. This protocol describes a two-hit mouse PH model. The stimuli for PH development are hypoxia and the injection of SU5416, a vascular endothelial growth factor (VEGF) receptor antagonist. Three weeks after initiation of Hypoxia/SU5416, animals develop pulmonary vascular remodeling imitating the histopathological changes observed in human PH (predominantly Group 1). Vascular remodeling in the pulmonary circulation results in the remodeling of the right&#160;ventricle (RV). The procedures for measuring RV pressures (using the open chest method), the morphometrical analyses of the RV (by dissecting and weighing both cardiac ventricles) and the histological assessments of the remodeling (both pulmonary by assessing vascular remodeling and cardiac by assessing RV cardiomyocyte hypertrophy and fibrosis) are described in detail. The advantages of this protocol are the possibility of the application both in wild type and in genetically modified mice, the relatively easy and low-cost implementation, and the quick development of the disease of interest (3 weeks). Limitations of this method are that mice do not develop a severe phenotype and PH is reversible upon return to normoxia. Prevention, as well as therapy studies, can easily be implemented in this model, without the necessity of advanced skills (as opposed to surgical rodent models).

This protocol describes the induction of pulmonary hypertension (PH) in mice based on the exposure to hypoxia and the injection of a VEGF receptor antagonist. The animals develop PH and right ventricular (RV) hypertrophy 3 weeks after the initiation of the protocol. The functional and morphometrical characterization of the model is also presented.

Induktion und Charakterisierung der pulmonalen Hypertonie bei Mäusen mit dem Hypoxia/SU5416-Modell

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by ...

Assessment of Static Graviceptive Perception in the Roll-Plane using the Subjective Visual Vertical Paradigm

Vestibular disorders are among the most common syndromes in medicine. In recent years, new vestibular diagnostic systems have been introduced that allow the examination of all semicircular canals in the clinical setting. Assessment methods of the otolithic system, which is responsible for the perception of linear acceleration and perception of gravity, are far less in clinical use. There are several experimental approaches for measuring the perception of gravity. The most frequently used method is the determination of the subjective visual vertical. This is usually measured with the head in an upright position. We present here an assessment method for testing otolith function in the roll plane. The subjective visual vertical is measured in the head upright position as well as with head inclination of &#177; 15&#176; and &#177; 30&#176; in the roll plane. This extended functional paradigm is an easy-to-perform clinical test of otolith function and ensures increased information content for the detection of impaired graviceptive perception.

The perception of gravity is commonly determined by the subjective visual vertical in the head upright position. The additional assessment at head tilts of &#177; 15&#176; and &#177; 30&#176; in the roll plane ensures increased information content for the detection of impaired graviceptive perception.

Bewertung der statischen Gravizeptiven Wahrnehmung in der Rollebene mit dem subjektiven visuellen vertikalen Paradigma

Vestibular disorders are among the most common syndromes in medicine. In recent years, new vestibular diagnostic systems have been introduced that allow ...

Multi-system Monitoring for Identification of Seizures, Arrhythmias and Apnea in Conscious Restrained Rabbits

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease and arrhythmias in people with epilepsy (i.e., epileptic heart.) Additionally, cardiac and autonomic disturbances have been reported surrounding seizures. 1:1,000 epilepsy patients/year die of sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). The mechanisms for SUDEP remain incompletely understood. Electroencephalograms (EEG) and electrocardiograms (ECG) are two techniques routinely used in the clinical setting to detect and study the substrates/triggers for seizures and arrhythmias. While many studies and descriptions of this methodology are in rodents, their cardiac electrical activity differs significantly from humans. This article provides a description of a non-invasive method for recording simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography in conscious rabbits. As cardiac electrical function is similar in rabbits and humans, rabbits provide an excellent model of translational diagnostic and therapeutic studies. In addition to outlining the methodology for data acquisition, we discuss the analytical approaches for examining neuro-cardiac electrical function and pathology in rabbits. This includes arrhythmia detection, spectral analysis of EEG and a seizure scale developed for restrained rabbits.

Using simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography, we developed a methodology to evaluate the susceptibility of rabbit models to develop provoked arrhythmias and seizures. This novel recording system establishes a platform to test the efficacy and safety of therapeutics and can capture the complex cascade of multi-system events that culminate in sudden death.

Multisystem-Monitoring zur Identifizierung von Anfällen, Arrhythmien und Apnoe bei bewusst zurückhaltenden Kaninchen

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease ...