Diese Arbeit wurde von der RISystem AG, Davos, Schweiz unterstützt.

Alle Verfahren wurden nach den Richtlinien der National Institutes of Health für den Einsatz von Versuchstieren durchgeführt und institutionellen Leitlinien (Forschungsdefizite Für Verbraucherschutz, Zentralstelle Amtstierärztlicher Dienst, Saarbrücken, gefolgt (Deutschland).
1. Vorbereitung von chirurgischen Instrumenten und Implantaten
<ol><li>Wählen Sie eine Skalpellklinge (Größe 15), einen kleinen Tupfer, feine Pinzette, 27 G Nadel, ein 5: 0-nicht resorbierbare Naht, Schere und einen Nadelhalter aus der mikrochirurgischen Instrument.</li>
	<li>Entpacken Sie die intramedulläre Schraube, den Führungsdraht (0,3/0,2 mm Durchmesser, 10 cm Länge), Zentrier-Bohrer (0,5 mm Durchmesser) und die Handbohrmaschine (Abbildung 1; siehe Tabelle of Materials). Hinweis: Die intramedulläre Schraube (0,5 mm Durchmesser, Länge 17,2 mm) besteht aus medizinischem Edelstahl für retrograde Implantation in den Oberschenkelknochen. Die Schraube hat einen proximalen Thread (0,5 mm Durchmesser, 4 mm Länge) mit einer Nase (0,2 mm Durchmesser, 0,4 mm Länge) an der Spitze und distalen kegelförmigen Kopf (0,8 mm Durchmesser, Länge 0,9 mm), Fraktur Kompression sowie axial- und Rotations-Stabilität zu erreichen.</li>
	<li>Setzen Sie der Implantate und alle chirurgischen Instrumente für eine desinfizierende Lösung (96 % igem Alkohol) für 5 min oder Sterilisieren Sie (Dampfsterilisation, 130 ° C, 25 min). Legen Sie nach Desinfektion oder Sterilisation die Instrumente auf einem Betrieb Tuch. Positionieren Sie das Betrieb Tuch direkt neben dem kleinen Tier OP-Tisch.</li>
</ol>(2) Tiere, Anästhesie und Analgesie
<ol><li>Wählen Sie die Belastung, Alter und Geschlecht der Mäuse nach der Studie-Frage, die angesprochen wird. Hinweis: Für diese Studie wurden 12 bis 14 Wochen alten männliche CD-1 Mäusen verwendet. Das entsprechende Körpergewicht die intramedulläre Schraube zu verwenden ist zwischen 25-35 g.</li>
	<li>Die Mäuse mit einer intraperitonealen Injektion von 15 mg/kg Xylazin und 75 mg/kg Ketamin zu betäuben. Bestätigen Sie die Anesthetization von Zehe Prise. Wenden Sie Auge Schmiermittel zum Schutz der Tiere Augen vor dem Austrocknen während der Narkose. Platzieren Sie nach Induktion der Anästhesie den Mauszeiger unter einem Heizkörper Wärme um die Körpertemperatur konstant zu halten. Während des Verfahrens wurden Tiere mit wiederholten Zehe Prise Sicherstellung eine geeignete Ebene der Narkose überwacht.</li>
	<li>Beantragen Sie Tramadol-Hydrochlorid in das Trinkwasser (1,0 mg/mL) Analgesie ab 1 Tag vor der Operation bis zum 3. Tag nach der Operation. Hinweis: Analgesie und Infektion Prävention sollte in Absprache mit den jeweiligen Richtlinien des Landes und der Institution wo sind die Experimente durchgeführt werden.</li>
</ol>(3) chirurgischen Eingriff und intramedulläre Schraube Implantation
<ol><li>Rasieren Sie vor der Operation das gesamte rechts Hinterbein und wenden Sie eine Enthaarungscreme an. Entfernen Sie nach 5 min die Creme und reinigen Sie das Bein mit Wasser zu. Wenden Sie dann eine Desinfektionslösung mit 96 % igem Alkohol. Betadine oder Chlorhexidin kann der Alkohol vollständig Asepsis sicherzustellen hinzugefügt werden.</li>
	<li>Platzieren Sie unter aseptischen Bedingungen den Mauszeiger in die Rückenlage auf dem kleinen Tier OP-Tisch. Beugen Sie das rechte Knie an einem anterioren Zugang zu den Kondylen des Knies zu ermöglichen. Führen Sie einen 5 mm mediale Parapatellar Schnitt am rechten Knie mit dem Skalpell-Messer.</li>
	<li>Das Patella Band vorsichtig mit dem Skalpell-Messer und den Tupfer zu mobilisieren. Dann, Verschieben der Kniescheibe seitlich mit den feinen Pinzette interkondylären Kerbe des Oberschenkelknochens aussetzen.</li>
	<li>Öffnen Sie die interkondylären Kerbe genau in der Mitte des Femur zwischen beiden Kondylen. Achten Sie darauf, nicht 1,0 mm in der Tiefe für die Bohrung.<ol>
<li>Start manuelle Bohren mit einer langsamen Geschwindigkeit und einem 45° Offset ventral, der Femur-Achse mit dem 0,5 mm Zentrierung Bohrer und Handbohrer (Abbildung 1 und D, Abbildung 2). Während des Bohrens kontinuierlich sinken Sie den Winkel 0° Offset (parallel mit der Knochen-Achse des Femur). Bei eine Tiefe von 1,0 mm erreichen Bohren zu stoppen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nach dem Öffnen des Knochens an der interkondylären Kerbe, setzen Sie die 27 G Nadel in den intramedullären Hohlraum über die ganze Länge des Oberschenkelknochens. Ries die intramedulläre Hohlraum des Oberschenkelknochens manuell durch Drehbewegungen der 27 G Nadel. Schieben Sie die Nadel nach vorne um zu die Kortikalis auf den Trochanter Major proximal zu perforieren.</li>
	<li>Entfernen Sie die 27 G Nadel und wenden Sie den Führungsdraht durch den distalen Teil des Oberschenkelknochens.<ol>
<li>Machen Sie einen Hautschnitt mit einem Skalpellklinge (Größe 15) proximal über den Führungsdraht und schieben Sie den Führungsdraht nach vorne, bis beide Enden des Führungsdrahtes außerhalb sind. Achten Sie darauf, den Führungsdraht in Position zu halten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Erstellen einer definierten geschlossene Fraktur mit der Guillotine.<ol>
<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in Seitenlage mit dem rechten Bein unter die Guillotine. Stellen Sie sicher, dass die Diaphysen Teil des Oberschenkelknochens in der Mitte der Guillotine platziert wird.</li>
		<li>Ziehen Sie das Gewicht (200 g) aus den definierten Abstand von 25,5 cm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Konfiguration der Fraktur und Fraktur Position sowie die Position des Führungsdrahtes (Abbildung 3) mit dem Röntgengerät zu kontrollieren (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Schließen Sie die intramedulläre Schraube mit der Nase am distalen Ende um 0,2 mm Führungsdraht und stecken Sie ihn in das Femur unter ständigem Druck und Drehung im Uhrzeigersinn.<ol>
<li>Scher der Antriebswelle wenn genügend Drehmoment erreicht wird.</li>
		<li>Entfernen Sie den Führungsdraht proximal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Positionieren Sie die Patella und befestigen Sie Patellasehne zu den Muskeln mit einer einzigen Naht mit einem 5: 0 Synthetik, Monofile, nonabsorbable Polypropylen Naht. Verwenden Sie einzelne Fäden aus dem selben Material und Größe, um die Wunde zu schließen. Die Reduzierung der Fragmente und der Schneckenposition radiologisch mit dem Röntgengerät zu kontrollieren (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Halten Sie die Tiere unter der Hitze-Heizkörper, bis sie aus der Narkose zu erholen. Nicht unbeaufsichtigt lassen die Tiere bis sie ausreichend aufwachte haben um ventrale liegen zu erhalten. Die Tiere in einzelne Käfige in der Tierstation zurück. Nicht zurück die Tiere an die Gesellschaft anderer Tiere während der ersten 24 h, auch wenn sie aus der Narkose vollständig erholt haben.</li>
	<li>Verfolgen Sie die Tiere sorgfältig jeden Tag. Postoperative Analgesie mit Tramadol-Hydrochlorid in das Trinkwasser mit einer Dosierung von 1,0 mg/mL in den ersten drei Tagen zu erhalten. Weiter Analgesie, wenn am 4. Tag nach der Operation, die Tiere immer noch Schmerzen, Beweis durch Vokalisierung, Unruhe, mangelnde Mobilität, scheitern zu pflegen, abnorme Körperhaltung und Mangel an normale Zinsen in einer Umgebung. Analgesie zu kündigen, wenn die Tiere sind schmerzfrei.</li>
	<li>Am Ende des Experiments einschläfern des Tieres durch eine Überdosierung von Barbituraten.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Jacenko, O., Olsen, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mouse+models+in+studies+of+skeletal+disorders.">Transgenic mouse models in studies of skeletal disorders.</a> J Rheumatol Suppl. 43, 39-41 (1995).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li><li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone.">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> J Orthop Res. 2 (1), 97-101 (1984).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+stable+closed+femoral+fracture+model+in+mice.">Development of a stable closed femoral fracture model in mice.</a> J Surg Res. 153 (1), 71-75 (2009).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+analysis+of+rotational+stiffness+of+different+osteosynthesis+techniques+in+mouse+femur+fracture.">Ex vivo analysis of rotational stiffness of different osteosynthesis techniques in mouse femur fracture.</a> J Orthop Res. 27 (9), 1152-1156 (2009).</li><li>Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap+on+the+success+of+fracture+healing.">Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing.</a> J Orthop Res. 15 (4), 577-584 (1997).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+healing+process+in+non-stabilized+and+stabilized+femur+fractures+in+mice.">Characterization of the healing process in non-stabilized and stabilized femur fractures in mice.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 136 (2), 203-211 (2016).</li><li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing.">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li><li>Cheung, K. M., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+internal+fixation+of+femoral+fractures+in+mice:+impact+of+stability+on+fracture+healing.">A new technique for internal fixation of femoral fractures in mice: impact of stability on fracture healing.</a> J Biomech. 41 (8), 1689-1696 (2008).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model.">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> J Orthop Res. 28 (3), 397-402 (2010).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+LockingMouseNail-a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice.">The LockingMouseNail-a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J Surg Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li><li>Histing, T., Klein, M., Stieger, A., Stenger, D., Steck, R., Matthys, R., Holstein, J. H., Garcia, P., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+to+analyze+metaphyseal+bone+healing+in+mice.">A new model to analyze metaphyseal bone healing in mice.</a> J Surg Res. 178 (2), 715-721 (2012).</li><li>Histing, T., Menger, M. D., Pohlemann, T., Matthys, R., Fritz, T., Garcia, P., Klein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Intramedullary+Locking+Nail+for+Standardized+Fixation+of+Femur+Osteotomies+to+Analyze+Normal+and+Defective+Bone+Healing+in+Mice.">An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice.</a> J Vis Exp. (117), (2016).</li><li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia.">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11 (2), 305-312 (1993).</li><li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice.">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18 (10), 687-695 (2004).</li><li>Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice.">Development of a locking femur nail for mice.</a> J Biomech. 40 (1), 215-219 (2007).</li><li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process.">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. 355 Suppl, S132-S147 (1998).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Wichtige Schritte des chirurgischen Eingriffs, den richtige Einstiegspunkt für die Implantation der Schraube in der Mitte des Femur Kondylen an der interkondylären Kerbe sowie die optimale Ausrichtung der Nadel parallel zur Achse für das Reiben von Knochen zu finden sind die intramedulläre Hohlraum. Um eine falsche Eingabe-Position zu vermeiden, sollte der Chirurg die Kerbe vorbereiten, bis eine optimale Sicht erreicht ist. Um die Orientierung beim reiben zu kontrollieren, sollte das Femur der Mäuse mit den Fingern ...

Knochen Heilung Studien an Mäusen sind in der großen Nachfrage wegen ein breites Spektrum von Antikörpern und gentechnisch veränderte Tiere. Diese Tatsachen lassen um die molekularen Mechanismen der Knochenheilung1zu studieren. In den letzten Jahren entwickelt verschiedene Knochenheilung Modelle für Mäuse wurden2. Diese Modelle können in offene Modelle, in die Knochen osteotomized ist mit einem offenen seitlichen chirurgischen Ansatz und geschlossene Modelle, in denen der Knochen gebrochen ist, basierend auf dem Bruch-Modell von Bonnares und Einhorn3eingeführt unterteilt werden. Mit diesem Verfahren eine standardisierte Quere Fraktur kann durch ein 3-Punkt-Biegung-Gerät erzeugt werden und intramedulläre Implantate eingesetzt werden, durch einen kleinen medialen Parapatellar Schnitt in einer minimal-invasiven Technik einen großen weichen Gewebetrauma zu vermeiden.
Die intramedulläre Schraube kann für geschlossene Fraktur Stabilisierung bei Mäusen angewendet werden. Die Schnecke bietet Rotations- und axiale Stabilität. Dies wird durch die Kompression der Fraktur durch einen proximalen Thread und eine distale Kopf4erreicht. Weitere Vorteile der Schraube sind der einfache Operationstechnik, niedrige Grad der Invasivität, die niedrige Implantat-Gewicht und vor allem eine höhere Stabilität, die Bereitstellung von standardisierten und kontrollierter biomechanischer Bedingungen im Vergleich zu anderen intramedulläre 5-Implantate. In der Tat in den meisten geschlossenen Fraktur-Modellen, die Fragmente sind nur durch einfache Pins, die einen völligen Mangel an Rotations- und axiale Stabilität und ein hohes Risiko für Pin zugeordnet ist stabilisiert und auch Fraktur Dislokation. Dies kann deutlich den Heilungsprozess beeinflussen die verzögerte Heilung oder Pseudarthrose Bildung führen können.
Es ist bekannt, dass die Stabilität der Frakturfixation einen enormen Einfluss auf die heilenden Prozess6,7 hat. Eine hohe starre Fixierung führen intramembranous Heilung, während eine weniger starre Fixierung, die Micromovements in den Frakturspalt ermöglichen kann, im Endochondral Heilung ergeben. Stabilisierung der Fraktur mit der intramedullären Schraube zeigt überwiegend eine Endochondral Heilung mit einer großen Menge von Kallus Gewebe, besonders nach 2 Wochen der Frakturheilung. Die Möglichkeit, eine große Menge von Kallus Gewebe zu ernten ermöglicht die Analyse von mehreren Parametern durch verschiedene Techniken.
Hier berichten wir über die Gestaltung und Anwendung der intramedullären Schraube bei Mäusen, sowie auf ihre vor- und Nachteile in experimentellen Studien über normale Endochondral Knochenheilung.

<table><tbody><tr><td>Mouse Screw</td><td>RISystem AG</td><td>221,100</td><td></td></tr><tr><td>Guide wire</td><td>RISystem AG</td><td>521,100</td><td></td></tr><tr><td>Centering bit</td><td>RISystem AG</td><td>590,205</td><td></td></tr><tr><td>Hand drill</td><td>RISystem AG</td><td>390,130</td><td></td></tr><tr><td>Cotton-Swab (150 mm, small head)</td><td>Fink Walter GmbH</td><td>8822428</td><td></td></tr><tr><td>Suture (5-0 Prolene)</td><td>Ethicon</td><td>8614H</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG</td><td>BD520R</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG</td><td>BC100R</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>27 G needle</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>9186182</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade size 15</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG</td><td>16600525</td><td></td></tr><tr><td>Heat radiator</td><td>Sanitas</td><td>605.25</td><td></td></tr><tr><td>Depilatory cream</td><td>Asid bonz GmbH</td><td>NDXZ10</td><td></td></tr><tr><td>Eye lubricant</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>2182442</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>1320422</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Serumwerke Bernburg</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol</td><td>Gr&amp;uuml;nenthal GmbH</td><td>2256241</td><td></td></tr><tr><td>Disinfection solution (SoftaseptN)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>8505018</td><td></td></tr><tr><td>CD-1 mice</td><td>Charles River</td><td>22</td><td></td></tr><tr><td>X-ray Device</td><td>Faxitron MX-20, Faxitron X-ray Corporation</td><td>2321A0988</td><td></td></tr><tr><td>Fracture device small</td><td>RISystem AG</td><td>891,100</td><td></td></tr></tbody></table>

a minimally invasive model to analyze endochondral fracture healing in mice under standardized biomechanical conditions

Heilende Knochenmodelle sind notwendig, um die komplexen Mechanismen der Frakturheilung zur Verbesserung der klinischen Frakturbehandlung analysieren. Während des letzten Jahrzehnts wurde ein vermehrter Einsatz von Mausmodellen in der orthopädischen Forschung festgestellt, wahrscheinlich weil Maus-Modelle eine große Anzahl von genetisch veränderten Stämmen und spezielle Antikörper für die Analyse der molekularen Mechanismen der Frakturheilung bieten. Um die biomechanischen Bedingungen zu steuern, sind gut charakterisierten Osteosynthese-Techniken obligatorisch, auch bei Mäusen. Hier berichten wir über die Gestaltung und Nutzung von einem geschlossenen Knochenheilung Modell Femur-Frakturen bei Mäusen zu stabilisieren. Die intramedulläre Schraube, medizinischem Edelstahl bietet durch Bruch Kompression eine axiale und rotatorische Stabilität im Vergleich zu der am meisten verwendete einfache intramedulläre Pins, die einen völligen Mangel an axial- und Rotations-Stabilität zeigen. Die Stabilität erreicht, indem die intramedulläre Schraube ermöglicht die Analyse der Endochondral Heilung. Eine große Menge von Kallus Gewebe, erhielt nach der Stabilisierung mit der Schraube, bietet ideale Bedingungen zum Gewebe für biochemische und molekulare Analysen zu ernten. Ein weiterer Vorteil der Verwendung der Schraube ist die Tatsache, dass die Schraube in das Femur mit einer minimal-invasiven Technik eingefügt werden kann, ohne Schäden an den Weichteilen. Zusammenfassend ist die Schraube ein einzigartiges Implantat, die ideal einsetzbar in geschlossenen Frakturheilung Modelle bieten standardisierte biomechanische Bedingungen.

Die Betriebszeit von Hautschnitt Verschluss aufgezogen war 20 min. Die Operation kann ohne ein Stereo-Mikroskop durchgeführt werden. Postoperativ wurden die Tiere täglich überwacht. Postoperative Analgesie wurde nach 2 Tagen abgebrochen, da keines der Tiere Beweis der Schmerz nach dieser Zeit zeigte. Die Tiere zeigten auch normale Belastung innerhalb von 2 Tagen nach der Operation. Wundinfektionen wurden nicht während des gesamten Beobachtungszeitraums beobachtet.
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A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Dieses Protokoll beschreibt eine minimal-invasive Osteosynthese-Technik mit einem intramedullären Schraube für standardisierte Stabilisierung des Femur-Frakturen, die zum Analysieren der Endochondral Knochenheilung bei Mäusen.

Eine Minimal-Invasive Modell Endochondral Frakturheilung bei Mäusen unter standardisierten Bedingungen biomechanische Analyse

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

a-minimally-invasive-model-to-analyze-endochondral-fracture-healing

Research

JoVE Journal

Medicine

8.2K Aufrufe.  Saarland University. Dieses Protokoll beschreibt eine minimal-invasive Osteosynthese-Technik mit einem intramedullären Schraube für standardisierte Stabilisierung des Femur-Frakturen, die zum Analysieren der Endochondral Knochenheilung bei Mäusen.

Serie: A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Eine einfache Kritische große Femoral Defect Modell an der Maus

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Forschung

Medizin

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Einrichtung eines segmentalen Femoral Critical-size Defektmodell in Mäusen durch Plattenosteosynthese Stabilisierte

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

Real-time Visualization and Analysis of Chondrocyte Injury Due to Mechanical Loading in Fully Intact Murine Cartilage Explants

Homeostasis of articular cartilage depends on the viability of resident cells (chondrocytes). Unfortunately, mechanical trauma can induce widespread chondrocyte death, potentially leading to irreversible breakdown of the joint and the onset of osteoarthritis. Additionally, maintenance of chondrocyte viability is important in osteochondral graft procedures for optimal surgical outcomes. We present a method to assess the spatial extent of cell injury/death on the articular surface of intact murine synovial joints after application of controlled mechanical loads or impacts. This method can be used in comparative studies to investigate the effects of different mechanical loading regimens, different environmental conditions or genetic manipulations, as well as different stages of cartilage degeneration on short- and/or long-term vulnerability of in situ articular chondrocytes. The goal of the protocol introduced in the manuscript is to assess the spatial extent of cell injury/death on the articular surface of murine synovial joints. Importantly, this method enables testing on fully intact cartilage without compromising native boundary conditions. Moreover, it allows for real-time visualization of vitally stained articular chondrocytes and single image-based analysis of cell injury induced by application of controlled static and impact loading regimens. Our representative results demonstrate that in healthy cartilage explants, the spatial extent of cell injury depends sensitively on load magnitude and impact intensity. Our method can be easily adapted to investigate the effects of different mechanical loading regimens, different environmental conditions or different genetic manipulations on the mechanical vulnerability of in situ articular chondrocytes.

We present a method to assess the spatial extent of cell injury/death on the articular surface of intact murine joints after application of controlled mechanical loads or impacts. This method can be used to investigate how osteoarthritis, genetic factors and/or different loading regimens affect the vulnerability of in situ chondrocytes.

Echtzeit-Visualisierung und Analyse der Knorpelzelltransplantation Verletzungen aufgrund der mechanischen Belastung in völlig intakt murinen Knorpel Explantaten

Homeostasis of articular cartilage depends on the viability of resident cells (chondrocytes). Unfortunately, mechanical trauma can induce widespread ...

Biotechnik

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

In Vivo Bewertung der Fraktur Kallus Entwicklung während der Knochenheilung bei Mäusen mit einem MRI-kompatiblen Osteosynthese Gerät für Maus Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

A Mouse Model of Orthopedic Surgery to Study Postoperative Cognitive Dysfunction and Tissue Regeneration

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and significantly diminish the outcome. Indeed, after routine orthopedic surgery to repair a fracture, as many as 50% of elderly patients suffer from neurologic complications like delirium. Also, the capacity to heal and regenerate tissue after surgery decreases with age, and can impact the quality of fracture repair and even osseous integration of implants. Thus, a better understanding of mechanisms that drive these age-dependent changes could provide strategic targets to minimize risk for such complications and optimize outcomes. Here, we introduce a clinically relevant mouse model of tibial fracture. The postoperative changes in these mice mimic some of the cognitive impairments commonly observed after routine orthopedic surgery in humans. Briefly, an incision is performed in the right hind limb under strictly aseptic conditions. Muscles are disassociated, and a 0.38-mm stainless steel pin is inserted into the upper crest of the tibia, inside the intramedullary canal. Osteotomy is then performed, and the wound is stapled. We have used this model to investigate the effects of surgical trauma on postoperative neuroinflammation and behavioral changes. By applying this fracture model in combination with parabiosis, a surgical model in which 2 mice are anastomosed, we have studied cells and secreted factors that systemically rejuvenate organ function and tissue regeneration after injury. By following our step-by-step protocol, these models can be reproduced with high fidelity, and can be adapted to interrogate many biologic pathways that are altered by surgical trauma.

This protocol describes a mouse model of orthopedic surgery that has been used to study mechanisms of postoperative neuroinflammation and behavioral changes, and when combined with parabiosis, to study tissue regeneration during aging.

Ein Maus-Modell der orthopädischen Chirurgie, Postoperative kognitive Dysfunktion und Geweberegeneration zu studieren

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Die Generation der geschlossenen femoralen Frakturen bei Mäusen: ein Modell zur Knochenheilung

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Standardized Histomorphometric Evaluation of Osteoarthritis in a Surgical Mouse Model

One of the most prevalent joint disorders in the United States, osteoarthritis (OA) is characterized by progressive degeneration of articular cartilage, primarily in the hip and knee joints, which results in significant impacts on patient mobility and quality of life. To date, there are no existing curative therapies for OA able to slow down or inhibit cartilage degeneration. Presently, there is an extensive body of ongoing research to understand OA pathology and discover novel therapeutic approaches or agents that can efficiently slow down, stop, or even reverse OA. Thus, it is crucial to have a quantitative and reproducible approach to accurately evaluate OA-associated pathological changes in the joint cartilage, synovium, and subchondral bone. Currently, OA severity and progression are primarily assessed using the Osteoarthritis Research Society International (OARSI) or Mankin scoring systems. In spite of the importance of these scoring systems, they are semiquantitative and can be influenced by user subjectivity. More importantly, they fail to accurately evaluate subtle, yet important, changes in the cartilage during the early disease states or early treatment phases. The protocol we describe here uses a computerized and semiautomated histomorphometric software system to establish a standardized, rigorous, and reproducible quantitative methodology for the evaluation of joint changes in OA. This protocol presents a powerful addition to the existing systems and allows for more efficient detection of pathological changes in the joint.

The current protocol establishes a rigorous and reproducible method for quantification of morphological joint changes that accompany osteoarthritis. Application of this protocol can be valuable in monitoring disease progression and evaluating therapeutic interventions in osteoarthritis.

Standardisierte histomorphometrische Bewertung von Osteoarthritis in einem chirurgischen Mausmodell

One of the most prevalent joint disorders in the United States, osteoarthritis (OA) is characterized by progressive degeneration of articular cartilage, ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

Querbruch des Mausfemurs mit stabilisierendem Stift

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

Biologie

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

Etablierung eines diaphysären Femurfrakturmodells bei Mäusen

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...

<meta charset="utf8"></head><body>Standardisiertes Protokoll für Unterkieferfrakturen für die Knochenreparatur bei Mäusen

Less-Invasive Technique for Non-stabilized Mandibular Fracture in Mouse Models

Non-stabilized fractures can be made at mandibular sites in mice, thus making it possible to analyze bone repair using an endochondral ossification mode. To most accurately reflect this process in vivo, it is necessary to have a standardized protocol to avoid excessive bone loss and soft tissue damage, particularly at the mandibular site, an anatomical site characterized by minimal access. To our knowledge, we describe for the first time a less-invasive protocol of non-stabilized mandibular fracture in mice. Adult mice are anesthetized with isoflurane and receive a preoperative dose of buprenorphine by subcutaneous injection. A submandibular approach is performed, with a skin incision made along the inferior border of the mandible. The masseter muscle is elevated in a subperiosteal plane along the mandibular ramus with a periosteal elevator. A vertical and complete fracture of the ramus is performed from the basilar border to the coronoid notch (between condylar and coronoid processes), using a piezoelectric bone surgery device under saline serum irrigation at the basilar edge and scissors to complete the fracture of the mandibular ramus. The skin approach is closed by silk sutures. This detailed procedure for non-stabilized mandibular fractures offers an efficient procedure allowing minimal bone loss and soft tissue damage. This technique ensures successful and consistent results to accurately reflect the process of endochondral bone repair in mouse models.

<meta charset="utf8"></head><body>Weniger invasive Technik für nicht-stabilisierte Unterkieferfraktur in Mausmodellen

This protocol presents a comprehensive and efficient method for analyzing mandibular bone repair. We describe a reproducible technique for non-stabilized mandibular fracture in a mouse model, allowing analysis of the process of endochondral bone repair with minimal tissue damage and bone loss.

Weniger invasive Technik für nicht-stabilisierte Unterkieferfraktur in Mausmodellen

Non-stabilized fractures can be made at mandibular sites in mice, thus making it possible to analyze bone repair using an endochondral ossification mode. ...