Wir danken dem Personal und Tierärzte an der Scott &amp; White Krankenhaus Abteilung für Vergleichende Medizin, Temple, Texas, für ihre wertvolle Beratung und Unterstützung bei der Entwicklung dieser Technik. Diese Arbeit wurde teilweise durch das Institut für Regenerative Medizin Programm Funds, Scott &amp; White RGP Zuschuss # 90.172, NIH 2P40RR017447-07 und NIH R01AR066033-01 (NIAMS) gefördert. Wir danken Dr. Suzanne Zeitouni für das Proofing das Manuskript.

HINWEIS: Dieses Protokoll wird für weibliche Akt (Nu / J) Mäuse (18-25 g, 6 Wochen) von Jackson Laboratories erworben entwickelt. Da Mäusestämme unterscheiden sich etwas in Bezug auf die Anatomie und die Wachstumsrate, empfehlen wir, dass die Herstellung von Pins auf die Belastung, Geschlecht und Alter der Begünstigten vor der Implantation in den Live-Themen optimiert. Wenn die Stämme aufeinander abgestimmt sind, ist die Passung zwischen dem Stift und Markraum hoch reproduzierbar. Die Verfahren für die Unterbringung, Ernährung und allgemeine Tierhaltung würde den Rahmen dieses Protokolls, aber alle Mäuse wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (8 th Edition) und institutionelle Politik der Institutional Animal Care und stellen untergebracht Verwenden Committee (IACUC) und Abteilung für Vergleichende Medizin (DCM) bei Scott and White Hospital. 1. Herstellung von Pins <imgalt = &quot;2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52.368 / 52368fig2highres.jpg&quot; /&gt; Abbildung 2: Pin Montage. (A) Fotos der chirurgischen Stahlrohr in verschiedenen Stadien der Montage und einem Durchmesser von 4 mm Zylinder Schnitt aus 5 mm starkem Gelfoam Blatt. (B) Nach dem Polieren der montierten Stift (oben) wird die Gelfoam Zylinder geschnitten, über die Stahl positioniert Kragen (Mitte), dann autoklaviert, was in einem sterilen Stift mit getrockneten Gelfoam beschichtet. Dies verbessert die Zellhaftung an der Stelle der Verletzung und behält die Richtung der Heilung (unten). (C) eine exzidierte Femur mit dem Markstift versehen. (D) Beispiele von Stiftanordnungen in verschiedenen Dicken und Längen zeigen die Flexibilität dieses Ansatzes. (E) μCT Rekonstruktion eines stift stabilisiert femoralen Defekt Veranschaulichung der Wechselwirkung des Marknagels mit dem trabekulären Knochen im proximalen und distalen Ende des Oberschenkelknochens. <ol><li> Schneiden Sie ein 9 mm Länge von 22 G Edelstahl hypodermischen Schlauch und einem 3 mm Länge 19 G Schlauch mit einem 23,8 mm Durchmesser aus glasfaserverstärktem Hochleistungs Trennscheibe mit einem Drehwerkzeug ausgestattet. Verwenden Sie kleine spitzen Zange, um den Schlauch (2A, oben) zu immobilisieren. Tragen Sie geeignete Schutzbrille und Handgriff Drehwerkzeug mit Sorgfalt. </li><li> Eine kleine Menge (etwa 10 ul) von Cyanacrylat-Klebstoff auf der Mitte des 9 mm Welle. Übergeben Sie die 3 mm Kragen über die 9 mm Welle, bis in der Mitte und drehen gleichmäßig zu verteilen Sie den Kleber zwischen dem Bund und der Welle. Messen Sie Dimensionen mit einem Paar von digitalen Messschieber und Vergleichen mit Abbildung 1. Lassen Sie für mindestens 15 Stunden (2A, Mitte) eingestellt. </li><li> Verwenden Sie eine Körnung 220 Schleif imprägnierte Scheibe, um Grate und übermäßigen Kleber zu entfernen. </li><li> Mit dem Drehwerkzeug, polieren den Stift mit einem Filz Polierscheibe. </li><li> Mit deionisiertem Wasser abspülen und trocken mit umfasrochen Luft. </li><li> Test-Integrität, indem Sie einen 19 G hypodermic stumpfen Nadel über die Welle des neu gemacht Stift und Push gegen den Bund. Sicherzustellen, dass der Kragen etwa 25 g Gewicht zu widerstehen. </li><li> Spülen der Stift in sterilfiltrierte phosphatgepufferte Kochsalzlösung (2B, oben). Sicherzustellen, dass der Schaft des Stiftes paßt genau in den Oberschenkelknochenmarkhöhle mit dem Kragen an die Kanten des geschnittenen Knochens (2C). Prototype verschiedenen Konfigurationen für die besonderen Zwecke der Studie und den Empfänger (2D). Stellen Sie sicher, dass die Enden des Stiftes dringen in den trabekulären Knochen der Diaphyse, um Fixierung zu maximieren und zur Verbesserung der Festsitz (2E). HINWEIS: Es wird empfohlen, dass der Sitz auf Knochenproben vor der Implantation in lebende Mäuse (zB 2C) getestet. </li><li> Verwenden Sie einen 4 mm Durchmesser Punch-Biopsie Schneider, um einen Zylinder geschnittenaus einer 5 mm dicken Schicht des chirurgischen Gelatineschwamm. Verwenden Sie ein Skalpell, um den Zylinder zu 3 mm Länge trimmen und passieren eine 20 G Injektionsnadel entlang der Länge des Zylinders, um ein Loch (2A, unten) zu generieren. HINWEIS: Wir haben festgestellt, dass die Positionierung einer Gelatine oder Kollagengerüst an der Stelle des Defekts verbessert die Zellbindung und induziert Längenwachstum entlang der Achse des Knochens ist. </li><li> Übergeben Sie die Gelatine Schaumstoffzylinder über den Stift, und richten Sie mit dem Kragen (2B, Mitte) und Autoklaven auf einer trockenen Zyklus bei 120 ° C bei 15 psi. Die Gelatine-Schaum trocknet und dunkler in der Farbe (2B, unten). </li></ol> 2. Operationstechnik HINWEIS: Das folgende Verfahren wird geschrieben Berücksichtigung aller Vorschriften durch den Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (8 th Edition) eingestellt. Bitte beachten Sie die zusätzliche Richtlinienvon der lokalen IACUC eingestellt und sorgen für eine IACUC genehmigten Tiernutzung Protokoll (oder gleichwertig) ist, bevor mit den folgenden Abschnitten fortfahren. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52368/52368fig3highres.jpg" /> Abbildung 3: Chirurgische Instrumente. (A) OP-Set. Mikrobohrer (1), das Schneidrad (2), einer absorbierbaren Naht (3), Außennaht (4), Skalpellklingen (5), Skalpellgriffstücks (6), sterile Markstiften in Folie (7) umwickelt, Mark Tiefenmaß hat Form hypodermischen Schlauch (8), feine Nase Zange (9), Rattenzahnzange (10), stumpf Reiben Nadeln (11), Nadeltreiber (12), kleine Gefäßklemme (13), einer feinen Schere (14), Raspatorium (15), geändert Kern Zange (16) (B):. Änderungen erforderlich, um Kern-style Knochengriffe für Mäuse zu erzeugen. <ol><li> Wählen Sie ein chirurgisches Verfahren, Zimmer oder sauberen Labor mit einer verschließbaren Tür und ohne Durchgangsverkehr. Desinfizieren Sie eine geeignete Arbeit surface mit klinischer Qualität quartären basierten Desinfektionsreiniger. </li><li> Beim Tragen sterile Einweghandschuhe und Robe, die Einrichtung eines sterilen Bereich von ca. 60 x 90 cm 2 auf der keimArbeitsFläche mit autoklaviertem Tuch drapiert. HINWEIS: Es ist ratsam, einen Assistenten entfernen Sie die äußere Verpackung und stellen die sterile Materialien an die Ermittler der Einrichtung des Feldes. </li><li> Legen Sie eine keim Heizkissen auf eine Warmwasserwieder Zirkulator auf dem Tuch angebracht und Abdeckung mit sterilen Einmal Vorhänge. Wärmen Sie eine Perle Sterilisator auf Betriebstemperatur (250 bis 265 ° C, nimmt diese bis zu 30 min). </li><li> Auf dem sterilen Bereich, ordnen Sie die Chirurgie-Kit (3A) auf bequemen Zugang zu allen Komponenten. Ebenso bieten sterile Baumwollgaze (2 x 2 inch 2), steril Q-tips, eine sterile Edelstahlschüssel (500 ml), die sterile Salzlösung (0,9% w / v), und Chlorhexidin / Isopropylalkohol chirurgischen Desinfektions Applikatoren. </li><li> Setzen Sie einen kleinenTiernarkosegerät neben dem sterilen Bereich mit einer Induktionskammer und Nasenkonus-Anordnung nach den tierärztlichen Anleitung und der Bedienungsanleitung. Verwenden Sie Sauerstoff klinischer Qualität wie die Gasversorgung und Isofluran, USP. </li></ol><img alt="4" src="/files/ftp_upload/52368/52368fig4highres.jpg" /> Abbildung 4: Chirurgisches Vorgehen. (AC) Ansatz und der Exposition des Oberschenkelknochens. (DE) Elevation und Schnitte. (FK) Reiben und Größenbestimmung von Markkanäle. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52368/52368fig5highres.jpg" /> Abbildung 5: Chirurgisches Vorgehen. (AB) Installation der Stift. (CD) Schluss. (E) Typisches Bild richtig positioniert Stift 24 Stunden nach der Operation. <ol start="6"><li> Legen Sie eine Maus in die Induktionskammer des Anästhesiesystem und set der Ausgang auf 2 L min -1 O 2 und dem Isoflurankonzentration bis 3% (v / v). <ol><li> Überprüfen Sie, ob die Maus bewusstlos innerhalb 1 min; erhöhen die Konzentration von 4% (v / v), falls erforderlich. Die Maus, am sterilen Bereich entfernen mit dem Heizkissen darunter liegenden und wenden Sie die Bugnase. Überfluss, um den Konus und die Isofluran zu reduzieren, um 2,5%, warten weitere 20 sec, und Test angemessene chirurgische Flugzeug nach institutionellen Politik. In der Regel ist der Mangel an einem Hinterbein Reflex wenn drückte sanft ausreichend für die Bestimmung eine adäquate Anästhesie. </li><li> Während des gesamten Prozesses, einen Assistenten-Monitor für starke regelmäßige Atmung und Rosafärbung der Extremitäten und Mundbereich, ein angemessenes Niveau der Sauerstoffversorgung während bewusstlos zu gewährleisten. Passen Anästhesie nach den tierärztlichen Beratung und institutionelle Politik, wenn nötig. Bewerben sterile künstliche Tränen Schmiermittel Salbe (15% (v / v) Mineralöl, 83% (v / v) white Petrolatum) für die Augen. </li></ol></li><li> Drehen Sie die Maus auf eine Seite mit der Hintergliedmaße nach oben auf eine neue Wegwerftuch. Entfernen Sie gegebenenfalls Fell mit einem elektrischen Rasierer oder Enthaarungscreme. Wischen Sie die Stelle mit steriler Kochsalzlösung und entfernen Sie das zusätzliche Tuch mit einem Überschuss Fell. Legen Sie eine neue Lochtuch über die Maus, so dass alle Teile, sondern die gesamte Hinterschenkel (4A) zu decken, sondern halten Blick auf das Gesicht und Pfoten, um die Färbung und die Atmung zu überwachen. </li><li> Finde die proximalen und distalen Enden des Oberschenkelknochens und die Haut einzuschneiden 5-10 mm entlang der Längsachse (4B). Trennen Sie die Hautschicht von der Faszie mit einem # 15 Skalpell, Belichten eines lateralen Zugang zum Femur über die biceps femoris und vastus lateralis. Suchen Sie, wo die Scheidewände beider Muskeln erfüllen (es ist eine Reihe von weißen Gewebe gegen die Rosafärbung des Muskels). Mit einem Skalpell vorsichtig zerlegen entlang der Grenze bis zum interder Oberschenkelknochen sichtbar ist (Figur 4B). </li><li> Entwickeln Sie den Schnitt mit einem stumpfen Raspatorium, um die gesamte Diaphyse (4C) aus. Verwenden Sie den Aufzug in weiteren setzen die zentralen zwei Drittel des Oberschenkelknochens und gleichzeitig dafür Sorge, um den hinteren Gefäßnervenbündel auf der medialen Seite (4D) zu bewahren. Kratzen sanft Weichgewebe off des Knochens mit einem Skalpell und trocken mit einem sterilen Wattestäbchen oder gleichwertig. </li><li> Die Mitte des Oberschenkelknochens mit einer Schieblehre bei Bedarf und markieren mit einem sterilen Skalpell oder Marker, markieren 1,5 mm proximal und distal vom Zentrum entfernt. Fassen Sie den Oberschenkelknochen unter Verwendung eines Paares von feinen Nase Pinzette zuvor in der Kern-Stil gestaltet, um übermäßigen Druck auf den Knochen zu verhindern. HINWEIS: Die genauen Abmessungen für die Änderungen werden in 3B vorgesehen. Es ist ratsam, die Zange auf einem eingeschläfert Probe vor zu prüfen, um zu verwenden, um den Knochen zu gewährleisten wird nicht unter Druck brechen erforderlichd zur Immobilisierung beim Schneiden. </li><li> Mit einem feinen Bohrer mit einem feinen Diamant-Schleif beschichtet Trennscheibe (Ø 8 mm x 0,1 mm Breite) bestückt ist, den ersten Schnitt mit dem Aufzug, um die Gewebe unten (4E) zu schützen. Anheben der geschnittenen Oberschenkelknochen auf 45 °, während Festhalten des Endes der Diaphyse, machen den zweiten Schnitt, Entfernen eines 3 mm-Segment. HINWEIS: Gesichtsschutz wird in dieser Phase empfohlen. </li><li> Mit dem Knochen durch die Zange immobilisiert sorgfältig ream die Markhöhlen von jedem Ende mit einer stumpfen 23G Injektionsnadel. Mit einem vorgefertigten Tiefe Spur ab einer Länge von 22 G Schlauch in 19 G Schlauch gelegt hat (3A tem i 8), bewerten die Tiefe des aufgebohrten Markraum und sicherzustellen, dass sie 3 mm ist (4F-K) . Wenn der Markhöhle widersteht der 22 G Tiefenmesser, wieder Ries mit einem stumpfen 22 G Injektionsnadel. </li><li> Der Marknagel in das proximale dann distalen Mark c vorsichtigavities um den Oberschenkelknochen zurück an seine ursprüngliche Länge einer stabilen 3 mm Zwischenraum (5A, B) zu bringen und zu etablieren. Falls nötig, eine kleine Menge an manueller Belastung um einen guten Preßsitz des Stabes mit dem kortikalen Knochen des Oberschenkels zu erreichen. Sicherzustellen, dass der Stift paßt genau in die Markhöhlen von beiden Seiten und die Kanten des geschnittenen Knochens bündig mit dem Kragen. Wenn es eine Lücke, Ries wieder mit einer 22 G stumpfe Nadel. </li><li> Positionieren Sie die Muskeln und peripheren Gewebe über den Stift und schließen mit einem kontinuierlichen resorbierbaren Naht 5-0 (5C). Schließen Hautschnitt mit 5-7 quadratischen Knoten Nylon 5-0 Nahtmaterial und Dichtung mit chirurgischen Klebstoff (5D). </li></ol> 3. Postoperative Verfahren <ol><li> Nach dem Schließen der Hautschnitt, zurückzutreten Anästhesie, aber erlauben O 2 fließt, bis die Maus zu bewegen beginnt zu bleiben; sollte weniger als 1 min dauern. Wenn die Maus bewegungslos bleibt nach 5 minO 2 Verwaltung finden Sie in der institutionellen Politik auf Tier Intervention. </li><li> Wenn die Maus zu bewegen beginnt, sanft überträgt es auf einen Käfig vorzugsweise trocken, autoklaviert Bettwäsche enthalten. <ol><li> Ein Iglu-Typ-Nest in einem Käfig und die Maus in sie zurückziehen, wodurch die Bewegung. Überprüfen Sie, ob die Maus wieder Hintergliedmaße Mobilität 5-10 Minuten nach der Wiederherstellung des Bewusstseins. </li><li> Führen Sie tägliche postoperative Überwachung gemäß institutionelle Politik. Geben verkleisterte Feuchtigkeit und Nahrung auf dem Boden des Käfigs in den ersten 5-7 Tagen und zu verwalten, Analgesie und postoperative Überwachung gemäß institutionell genehmigten Richtlinien. HINWEIS: Wir verwalten 0,05-0,1 mg kg -1 Buprenorphin 24 mit 0,25 ml Kochsalzlösung subkutan, zweimal täglich für die ersten 3 Tage danach, und wenn die Maus nicht normalen Gebrauchszurückzugewinnen. </li></ol></li><li> Nach den ersten 24 Stunden der Erholung, live-Tier-Röntgenbildgebung under Anästhesie Stiftanordnung (4E) zu visualisieren. Wenn der Stift verrenkt, sollten Sie sofort Revisionsoperation. </li><li> Am Tag 7 nach der Operation, zu entfernen Nähte unter Narkose und Haus in Gruppen in Übereinstimmung mit institutionellen Tierhaltung Politik. </li><li> Nach 2-5 Wochen, menschlich einschläfern Tiere gemäß der American Veterinary Medical Association anerkannten Methoden für die Euthanasie 25. HINWEIS: Eine intraperitoneale Injektion von handelsüblichen Barbiturat-Kombination Euthanasie Cocktail effektive und humane, aber die lokalen institutionellen Richtlinien zur Sterbehilfe zu beachten ist. </li><li> Sorgfältig sezieren entfernt die Hintergliedmaße, indem die proximalen Femur und das Becken von der medialen Seite. Nach innen Drücken Sie den gemeinsamen von der lateralen Seite des Schenkels während Abnehmen des Hüftkopfes aus der Hüftpfanne (die Hüftpfanne) mit einem Skalpell. Die Reste der Muskeln und Haut mit einem scharfen Skalpell oder Mikroscheren, Trennder ganze Leib bilden das Becken. Mit einem scharfen Paar Rongeure oder schwere Schere, schnitt die untere Hinterschenkel (Schienbein / Fibula) ca. 5 mm unterhalb des Kniegelenkes. HINWEIS: Es wird empfohlen, dass alle Proben in gleicher Weise vor der Analyse gelagert. </li><li> Entfernen Sie die Haut, aber lassen Sie Muskel vorhanden. Fix des Gewebes in 10% gepuffertem Formalin mit 10 mM CaCl 2 Fixiermittel für 1 Woche, gefolgt von der Lagerung in phosphatgepufferter Kochsalzlösung mit 10 mM CaCl 2 für bis zu 1 Monat vor der Bilderzeugung ergänzt ergänzt. Führen der Fixierung und Lagerung bei 4 ° C. Alternativ scannen Proben sofort ohne Fixierung. </li></ol> 4. Analyse der Proben HINWEIS: Die Knochenheilung kann durch eine Vielzahl von Methoden, die den Rahmen dieses Protokolls beurteilt. Im Folgenden ist eine Methode, die wir erfolgreich mit einer Probe microCT (μCT) Imager sind eingesetzt. Es wird empfohlen, dass die folgenden Parameter are getestet anfänglich dann für die spezifischen Bedürfnisse des Projekts optimiert. <ol><li> Wickeln Muster in einer dünnen Schicht aus Kunststoffdichtungsfolie und Position vertikal in der Instrumentenkammer. Sicherstellen, dass die Femur ist senkrecht zu der Probenstufe während der gesamten Abtastung. Stellen Sie den Scan auf die folgenden Parameter; Spannung = 29 kV, Strom = 661 &amp; mgr; A, Leistung = 19 W, Bildpixelgröße (um) = 21,00; 360-Grad-Drehung = yes; Bildmittelung = on (5); Rotationsschritt (Grad) = 1,00, zufällige Bewegung = on. Bilder als JPEG-Dateien speichern in einem Zielordner pro Scan (zB 6A). HINWEIS: Der Scan sollte vollständig sein, in 57 min. </li><li> Nutzen das Rekonstruktionssoftware zur axialen Bildern auf der Grundlage der folgenden Parameter zu generieren; Glättung = on (4), Versatzausgleich = on, Ring Artefaktreduktion = on (5), Strahlhärtekorrektur (40%), CS Drehung (Grad) = 0.00. Stellen Sie Ausgang 2,000-15,000 Hounsfield-Einheiten. Bilder als JPEG-Dateien speichernin einem Zielordner pro Scan. </li><li> Mit den axialen Bildern und Analysesoftware, definieren Sie die Region of Interest (ROI), indem Sie zuerst die proximalen und distalen Kanten des ursprünglichen Defekt. Sie erreichen dies, indem Sie die Abschnitte, die nur den Kragen zu umfassen. Da der Kragen ist dicker als der Marknagel, sind diese Abschnitte leicht definiert (6B, links). Schließen Sie die Manschette aus Berechnungen, indem eine Sperrzone um es (mit einer 100 &amp; mgr; m-Marge) und die Übertragung der Zone zu jedem der Abschnitte in der ROI (6B, rechts). HINWEIS: Polar Trägheiten 3D-Rekonstruktionen und Berechnungen wie das Volumen von Knochen (6C, D) kann leicht mit Hilfe der Software erreicht werden. </li></ol>

<ol>
	<li>Brinker, M. R., O'Connor, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+fractures+and+dislocations+referred+for+orthopaedic+services+in+a+capitated+population.">The incidence of fractures and dislocations referred for orthopaedic services in a capitated population.</a> J Bone Joint Surg Am. 86, 290-297 (2004).</li><li>Cheung, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+future+of+bone+healing.">The future of bone healing.</a> Clin Podiatr Med Surg. 22, 631-641 (2005).</li><li>Rosemont, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> United States Bone and Joint Decade: The burden of musculoskeletal diseases and musculoskeletal injuries. , (2008).</li><li>Tzioupis, C., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+long-bone+non-unions.">Prevalence of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S3-S9 (2007).</li><li>Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concepts+of+fracture+union,+delayed+union,+and+nonunion.">Concepts of fracture union, delayed union, and nonunion.</a> Clin Orthop Relat Res. , S22-S30 (1998).</li><li>Spicer, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+bone+regeneration+using+the+rat+critical+size+calvarial+defect.">Evaluation of bone regeneration using the rat critical size calvarial defect.</a> Nat Protoc. 7, 1918-1929 (2012).</li><li>Green, E., Lubahn, J. D., Evans, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors,+treatment,+and+outcomes+associated+with+nonunion+of+the+midshaft+humerus+fracture.">Risk factors, treatment, and outcomes associated with nonunion of the midshaft humerus fracture.</a> J Surg Orthop Adv. 14, 64-72 (2005).</li><li>Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+health+economics+of+the+treatment+of+long-bone+non-unions.">The health economics of the treatment of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S77-S84 (2007).</li><li>Dimitriou, R., Mataliotakis, G. I., Angoules, A. G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complications+following+autologous+bone+graft+harvesting+from+the+iliac+crest+and+using+the+RIA:+a+systematic+review.">Complications following autologous bone graft harvesting from the iliac crest and using the RIA: a systematic review.</a> Injury. 42, S3-S15 (2011).</li><li>Boer, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+history+of+bone+grafts.">The history of bone grafts.</a> Clin Orthop Relat Res. , 292-298 (1988).</li><li>Aro, H. T., Aho, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+use+of+bone+allografts.">Clinical use of bone allografts.</a> Ann Med. 25, 403-412 (1993).</li><li>Burstein, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+substitutes.">Bone substitutes.</a> Cleft Palate Craniofac. J. 37, 1-4 (2000).</li><li>Kao, S. T., Scott, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+bone+substitutes.">A review of bone substitutes.</a> Oral Maxillofac Surg Clin North Am. 19, 513-521 (2007).</li><li>Boden, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+biology+of+lumbar+spine+fusion+and+principles+for+selecting+a+bone+graft+substitute.">Overview of the biology of lumbar spine fusion and principles for selecting a bone graft substitute.</a> Spine. (Phila Pa 1976). 27, S26-S31 (1976).</li><li>Hollinger, J. O., Kleinschmidt, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+defect+as+an+experimental+model+to+test+bone+repair+materials).">The critical size defect as an experimental model to test bone repair materials).</a> J Craniofac Surg. 1, 60-68 (1990).</li><li>Key, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+local+calcium+depot+on+osteogenesis+and+healing+of+fractures.">The effect of local calcium depot on osteogenesis and healing of fractures.</a> J. Bone Joint Surg. (Am). 16, 176-184 (1934).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration).">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration).</a> J Orthop Trauma. 23, S31-S38 (2009).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49, 591-599 (2011).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21, 685-690 (2003).</li><li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia.">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11, 305-312 (1993).</li><li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice.">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18, 687-695 (2004).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation:+a+comprehensive+review.">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-12 (2013).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice.">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J Surg Res. 147, 84-91 (2008).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relief+of+pain+in+laboratory+animals.">The relief of pain in laboratory animals.</a> Lab Anim. 18, 147-160 (1984).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guidelines on the Euthanasia of Animals. , (2013).</li><li>Neill, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-computed+tomography+assessment+of+the+progression+of+fracture+healing+in+mice.">Micro-computed tomography assessment of the progression of fracture healing in mice.</a> Bone. 50, 1357-1367 (2012).</li><li>Bagi, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+micro-CT+to+evaluate+cortical+bone+geometry+and+strength+in+nude+rats:+correlation+with+mechanical+testing,+pQCT+and+DXA.">The use of micro-CT to evaluate cortical bone geometry and strength in nude rats: correlation with mechanical testing, pQCT and DXA.</a> Bone. 38, 136-144 (2006).</li><li>Hadjiargyrou, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+bone+regeneration.+Insight+into+the+molecular+complexity+of+wound+repair.">Transcriptional profiling of bone regeneration. Insight into the molecular complexity of wound repair.</a> J Biol Chem. 277, 30177-30182 (2002).</li><li>Clough, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+regeneration+with+osteogenically+enhanced+mesenchymal+stem+cells+and+their+extracellular+matrix+proteins.">Bone regeneration with osteogenically enhanced mesenchymal stem cells and their extracellular matrix proteins.</a> J Bone Miner Res. , (2014).</li><li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair.">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> J Orthop Res. 23, 1300-1307 (2005).</li><li>Jepsen, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+variation+in+the+patterns+of+skeletal+progenitor+cell+differentiation+and+progression+during+endochondral+bone+formation+affects+the+rate+of+fracture+healing.">Genetic variation in the patterns of skeletal progenitor cell differentiation and progression during endochondral bone formation affects the rate of fracture healing.</a> J Bone Miner Res. 23, 1204-1216 (2008).</li><li>Thayer, T. C., Wilson, S. B., Mathews, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+nonobese+diabetic+mice+to+understand+human+type+1+diabetes.">Use of nonobese diabetic mice to understand human type 1 diabetes.</a> Endocrinol Metab Clin North Am. 39, 541-561 (2010).</li><li>Jee, W. S., Yao, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview:+animal+models+of+osteopenia+and+osteoporosis.">Overview: animal models of osteopenia and osteoporosis.</a> J Musculoskelet Neuronal Interact. 1, 193-207 (2001).</li></ol>

The authors have no competing financial interests.

Hier beschreiben wir eine einfache Methode, um eine kritische großen Stift stabilisierten Defekt der Maus Femur mit Standard-Labor- und Tierarztausrüstung zu generieren. Während der Montage der Stifte und der Operation selbst benötigt der Praxis ist es im Rahmen der Fähigkeiten eines gut ausgebildeten biomedizinischen Forschung Wissenschaftler oder Tierarzt. Der Stift wird in den Markraum ohne zusätzliche Fixierung positioniert, wodurch das Verfahren technisch machbar als komplizierter...

Es wird geschätzt, dass die Hälfte der US-Bevölkerung erleben eine Fraktur von 65 Jahren ein. Für die Patienten mit Frakturen behandelt, chirurgisch, 500.000 Verfahren beinhalten die Verwendung eines Knochentransplantat 2, und diese Zahl wird voraussichtlich mit einer immer älter werdenden Bevölkerung 3 steigen . Obwohl Knochen ist eines der wenigen Organen, die die Fähigkeit, vollständig zu heilen, ohne Narbenbildung hat, gibt es Fälle, wo der Prozess aus 3,4. Abhängig von den Gegebenheiten und die Qualität der Behandlung, 2-30% der Frakturen langer Röhrenknochen ausfallen und dadurch den nicht gewerkschaftlich 3,5. Zwar gibt es noch einige Diskussionen über die Definition, Pseudoarthrose, kritische große oder nicht gewerkschaftlich Knochenverletzungen in der Regel bezieht sich auf eine Verletzung, die nicht über die natürliche Lebensdauer des Gegenstandes 6 heilt. Zu Versuchszwecken wird diese Dauer auf die durchschnittliche Zeit bis zur vollständigen Heilung einer mittelgroßen Knochenverletzung erforderlich ist, verkürzt. Nicht gewerkschaftlich Knochenläsionen treten für numerous Gründen, aber wichtigen Faktoren gehören extreme Trauma in einem kritisch große Lücke, Infektionen, schlechte Angiogenese, Tabakkonsum, oder gehemmt osteoregenerative Leistung durch Krankheit oder Alter von 7 Jahren. Selbst wenn Pseudarthrosenbildung erfolgreich behandelt wird, kann es über 60.000 US-Dollar pro Vorgang kostet, abhängig von der Art der Verletzung und den verwendeten 8 Ansätze. In mittelschweren Fällen wird autologen Knochentransplantation beschäftigt. Diese Strategie beinhaltet die Gewinnung von Knochen aus einem Donor-Stelle und der Implantation an der Stelle der Verletzung. Dieser Ansatz ist zwar sehr wirksam ist, ist das Volumen der verfügbaren Spender abgeleiteten Knochens begrenzt und das Verfahren führt eine zusätzliche Operation, die in chronischen Schmerzen bei vielen Patienten 9,10 ergibt. Darüber hinaus ist die Wirksamkeit des autologen Knochentransplantat abhängig von der Gesundheit des Patienten. Knochenersatz aus synthetischen Materialien oder verarbeitet Leichenknochen sind reichlich vorhanden 11-13, aber sie have erheblichen Einschränkungen, einschließlich schlechte Wirtszellhaftungseigenschaften, reduziert Osteokonduktivität, und das Potenzial für Immunabwehr 14. Es besteht daher ein dringender Bedarf für die Knochenregeneration Technologien, sicher, effektiv und weit verbreitet sind. Unsere Fähigkeit, Knochenregenerationsstrategien verbessern hängt entscheidend von der Fähigkeit, schweren Knochentrauma bei Versuchstieren zu imitieren, aber die Erzeugung und Stabilisierung von großen Knochenläsionen ist technisch anspruchsvoll. In den meisten Fällen wird ernsthafte langKnochenTrauma experimentell durch die Schaffung eines Mangels, die nicht natürlich heilen wird nachgeahmt. Kann aber auch mit 15 Arten variieren, wird dies durch die vollständige Entfernung eines Knochensegments, die größer als das 1,5-fache des Durchmessers des Knochenquerschnitts 16 ist erreicht. Der Knochen wird dann mit einem Metallimplantat stabilisiert, um eine ordnungsgemäße Orientierung der Bruchkanten erhalten bleibt und die Mobilität. Aufgrund ihrer geringen Größe und der Zerbrechlichkeitihre langen Knochen, Einrichtung solcher Läsionen bei Mäusen sind über die Fähigkeiten der meisten Forschungsgruppen. Als solche sind lange Knochendefekt Modellen an Ratten und größere Tiere beschränkt. Dennoch Mäusen leisten bedeutende Forschung Vorteile, dass sie genetisch modifiziert und als immungeschwächten Stämme, die nicht die menschliche Zellen und Gewebe zurückweisen gezüchtet werden. Für menschliche Zell-basierte Anwendungen sind immungeschwächten Mäusen attraktiv, mit, weil sie physiologisch gut charakterisiert, einfach zu Hause zu arbeiten, kostengünstig, und analysiert radiologisch und histologisch leicht. Von größter Bedeutung ist, dass immungeschwächten Mäusen keine Zellen verschiedener Arten einschließlich des Menschen ablehnen. Ihre geringe Größe erlaubt auch die Prüfung von sehr kleinen Anzahl von Zellen oder Volumina Versuchsgerüste in orthopädischen Anwendungen. Mehrere Maus orthopädischen Modellen berichtet worden, dass verschiedene Grade der Knochenstabilität 17,18 leisten. Diejenigen systems, die eine sehr hohe Stabilität, wie externe Fixatoren und Schließbleche führen überwiegend durch intramembranöse Verknöcherung zu heilen, obwohl endochondralen Heilung wurde berichtet, 19. Im Gegensatz dazu diejenigen, die einige der Mikro- und / oder Makro-Bewegung, wie beispielsweise jene, die nicht fixierten oder teilweise fixierten Markstiften zu ermöglichen, in der Regel zu heilen mit einer Dominanz von endochondralen Verknöcherung 20,21. Verzögerte Gewerkschaft oder nicht gewerkschaftlich Mängel Röhrenknochen sind besonders schwer zu erreichen bei Mäusen durch die zusätzliche Ebene der Stabilisierung erforderlich. Allerdings sind eine Reihe von Ansätzen wurde berichtet, einschließlich Markstiften mit Verriegelungsnägeln, Verriegelungsplatten und externe Fixatoren 22. Diese Systeme in der Regel gut, aber aufgrund ihrer komplizierten Konstruktion technisch anspruchsvoll sie zu installieren sein. Beispielsweise Garcia et al. 23 entwickelt eine elegante Verriegelungsstift System zur Verwendung bei Mäusen, aber das Verfahren führt Einschnitte an zwei getrennten Standorts und umfangreiche Modifikation des Femurs, um die Stifte aufzunehmen. Diese Verfahren wurden unter einem Präpariermikroskop geführt. Hier beschreiben wir eine einfache Schenkelmarknagel mit einem zentralen Kragen zur Schließung einer 3 mm Knochendefizit zu verhindern und auch beschreiben die ursprünglichen Ränder des Defekts. Während der Stift nicht an den Knochen selbst befestigt, und zwar Dimensionierung der Stiftdurchmesser und Aufreiben der Markhöhle zu einer ausreichenden Interferenz Torsionsbewegung (Figur 1) zu minimieren. Mit einer sorgfältigen Auswahl der Inzucht-Alter, Geschlecht und Stamm-Mäusen abgestimmt, ist das Ergebnis eine hohe Reproduzierbarkeit der hypertrophen nicht uniondefect 22, die leicht radiologisch ausgewertet werden können. Außerdem interessierende Bereiche reproduzierbar nach Mikrocomputertomographie (μCT) zur Messung der de novo Knochenbildung und histomorphologischen Parameter definiert werden. Die Stifte wurden in unserem Labor mit leicht verfügbaren Werkzeuge Prototyp.<img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52368/52368fig1highres.jpg" /> Abbildung 1: Versuchsprinzip Schematische Zusammenfassung der segmentalen Defekt-Modell.. Das zentrale 3 mm Segment einer 9-10 mm Maus Femur chirurgisch entfernt (links). Ein 3 mm lang, 19 Gauge chirurgischen Stahlrohr wird über eine 9 mm lange, 22 G Edelstahlrohr genau in der Mitte (rechts) geleitet und mit Klebstoff fixiert. Die sich ergebende Stift in die Markkanäle der verbleibenden proximalen und distalen Abschnitt des Oberschenkelknochens mit der 19G Kragen die 3 mm Knochensegment ersetzen (unten Mitte) ausgestattet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="799">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:235px;">Name of Equipment/Material*</td>
			<td style="width:207px;">Company</td>
			<td style="width:180px;">Catalog or model</td>
			<td style="width:179px;">Notes</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pin Assembly</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dremel rotary tool</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>8220</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heavy duty cut off wheel</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 19G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMZ8LY</td>
			<td>OD 1.07mm, ID 0.889mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 21G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMZ8YQ</td>
			<td>OD 0.82mm, ID 0.635mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 22G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMYLZS</td>
			<td>OD 0.719mm, ID 0.502mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 23G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FN0SY0</td>
			<td>OD 0.643mm, ID 0.444mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cyanoacrylate adhesive</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>1365882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Emery disc</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rubber polishing point</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>462</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Felt polishing disc</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>414</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gelatin sponge</td>
			<td>Surgifoam/Ethicon</td>
			<td>1974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Punch biopsy cutter</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>33-34</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgery/post-operative</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Warm pad and circulator pump</td>
			<td>Stryker/Thermocare</td>
			<td>TP700, TP700C, TPP722</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coverage quaternary spray</td>
			<td>Steris</td>
			<td>1429-77</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bead sterilizer</td>
			<td>Germinator/CellPoint Scentific</td>
			<td>Germinator 500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anesthesia system</td>
			<td>VetEquip Inc</td>
			<td>901806 or 901807/901809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Isofluorane anesthetic</td>
			<td>VETone/MWI</td>
			<td>501017, 502017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical disinfectant</td>
			<td>Chloraprep/CareFusion</td>
			<td>260449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tools</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>various</td>
			<td>recommend German made</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Face protection</td>
			<td>Splash Shield</td>
			<td>4505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rechargable high speed drill</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18000-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Diamond cutting wheel</td>
			<td>Strauss Diaiond</td>
			<td>361.514.080HP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Absorbable sutures&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>UM-213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Outer sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>668G</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Vetbond</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hydration gel</td>
			<td>Clear H2O</td>
			<td>70-01-1082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Diet gel</td>
			<td>Clear H2O</td>
			<td>72-01-1062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Buprenorphine</td>
			<td>Reckitt and Benckser</td>
			<td>12496-0757-01</td>
			<td>controlled substance</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mouse igloos</td>
			<td>Bio Serv</td>
			<td>K3328, 3570,3327</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Euthanasia cocktail</td>
			<td>Euthasol/Virbac</td>
			<td>710101</td>
			<td>controlled substance</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Analysis</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Live animal imager&#160;</td>
			<td>Orthoscan</td>
			<td>FD Pulse</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Micro-CT unit and software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>Skyscan1174</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sealing film/Parafilm M</td>
			<td>VWR or Fisher</td>
			<td>100501-338, S37441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td colspan="4" height="20" style="height:20px;">*Generic sources are suitable for all other items such as gause, drapes, protective clothing, animal care equipment.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple critical-sized femoral defect model in mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Mäuse in der Regel erholen Bewusstsein und Hintergliedmaße Mobilität von 5-10 Minuten nach dem Herausziehen der Anästhesie. Während der ersten 5 Tage, ist es ratsam, Mäuse einzeln untergebracht und stellen eine Bereicherung der Umgebung, um überschüssige Verwendung des Gliedes zu verhindern. Dazu Iglu-Art Nester reduzieren die Notwendigkeit für Nestbau und ermutigen Ruhe. Wir haben auch beobachtet, dass von Speisen und Hydrogel auf dem Boden des Käfigs reduziert die Wahrscheinlichkeit von Stiftverschiebung. W?...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice at JoVE.com

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Eine einfache Kritische große Femoral Defect Modell an der Maus

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

a-simple-critical-sized-femoral-defect-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

15.0K Aufrufe.  Texas A&M Health Science Center. Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice. 

Serie: A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

A Simple Guide Screw Method for Intracranial Xenograft Studies in Mice

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma (glioma) and medulloblastoma. The widely used stereotactic approach only allows for the injection of a single animal at a time, is labor intensive and requires highly specialized equipment. The guide screw method, initially developed by Lal et al.,1 was developed to eliminate cumbersome stereotactic procedures. We now describe a modified guide screw approach that is rapid and exceptionally safe; both of which are critical ethical considerations. Notably, our procedure now incorporates an infusion pump that allows up to 10 animals to be simultaneously injected with tumor cells.
To demonstrate the utility of this procedure, we established human U87MG glioma cells as intracranial xenografts in mice, which were then treated with AMG102; a fully human antibody directed to HGF/scatter factor currently undergoing clinical evaluation2-5. Systemic injection of AMG102 significantly prolonged the survival of all mice with intracranial U87MG xenografts and resulted in a number of complete cures. 
This study demonstrates that the guide screw method is an inexpensive, highly reproducible approach for establishing intracranial xenografts. Furthermore, it provides a relevant physiological model for validating novel therapeutic strategies for the treatment of brain cancers.

In order to evaluate novel therapeutic paradigms for the treatment of glioma, physiological relevant models are essential. We utilize an implantable guide screw procedure for establishment of intracranial xenograft models that is more rapid and safer than stereotactic approaches.

Eine einfache Anleitung Screw Verfahren zur Intrakranielle Xenograft Studien an Mäusen

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma ...

Forschung

Medizin

Creating Rigidly Stabilized Fractures for Assessing Intramembranous Ossification, Distraction Osteogenesis, or Healing of Critical Sized Defects

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role in healing of bone injuries. In the worst-case scenario mechanical instability can lead to delayed or non-union in humans. However, motion can also stimulate the healing process. In fractures that have motion cartilage forms to stabilize the fracture bone ends, and this cartilage is gradually replaced by bone through recapitulation of the developmental process of endochondral ossification. In contrast, if a bone fracture is rigidly stabilized bone forms directly via intramembranous ossification. Clinically, both endochondral and intramembranous ossification occur simultaneously. To effectively replicate this process investigators insert a pin into the medullary canal of the fractured bone as described by Bonnarens4. This experimental method provides excellent lateral stability while allowing rotational instability to persist. However, our understanding of the mechanisms that regulate these two distinct processes can also be enhanced by experimentally isolating each of these processes. We have developed a stabilization protocol that provides rotational and lateral stabilization. In this model, intramembranous ossification is the only mode of healing that is observed, and healing parameters can be compared among different strains of genetically modified mice 5-7, after application of bioactive molecules 8,9, after altering physiological parameters of healing 10, after modifying the amount or time of stabilization 11, after distraction osteogenesis 12, after creation of a non-union 13, or after creation of a critical sized defect. Here, we illustrate how to apply the modified Ilizarov fixators for studying tibial fracture healing and distraction osteogenesis in mice.

This article describes a method for stabilizing long bone fractures that is based on the application of modified Ilizarov external fixators 1-3. After application of the fixators and creation of the bone injury, healing can be assessed, distraction osteogenesis can be performed, or non-union or critical sized defect can be created and used to study therapeutic interventions.

Erstellen Starr stabilisierte Frakturen zur Beurteilung intramembranöse Ossifikation, Distraktionsosteogenese, oder Heilung von kritischer Größe Mängel

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role ...

Repair of a Critical-sized Calvarial Defect Model Using Adipose-derived Stromal Cells Harvested from Lipoaspirate

Craniofacial skeletal repair and regeneration offers the promise of de novo tissue formation through a cell-based approach utilizing stem cells. Adipose-derived stromal cells (ASCs) have proven to be an abundant source of multipotent stem cells capable of undergoing osteogenic, chondrogenic, adipogenic, and myogenic differentiation. Many studies have explored the osteogenic potential of these cells in vivo with the use of various scaffolding biomaterials for cellular delivery. It has been demonstrated that by utilizing an osteoconductive, hydroxyapatite-coated poly(lactic-co-glycolic acid) (HA-PLGA) scaffold seeded with ASCs, a critical-sized calvarial defect, a defect that is defined by its inability to undergo spontaneous healing over the lifetime of the animal, can be effectively show robust osseous regeneration. This in vivo model demonstrates the basis of translational approaches aimed to regenerate the bone tissue - the cellular component and biological matrix. This method serves as a model for the ultimate clinical application of a progenitor cell towards the repair of a specific tissue defect.

This protocol describes the isolation of adipose-derived stromal cells from lipoaspirate and the creation of a 4 mm critical-sized calvarial defect to evaluate skeletal regeneration.

Reparatur eines Critical-sized Calvaria Defect Modells mit aus Fettgewebe gewonnenen Stromazellen aus Lipoaspirate Geerntet

Craniofacial skeletal repair and regeneration offers the promise of de novo tissue formation through a cell-based approach utilizing stem cells. ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Femoral Bone Marrow Aspiration in Live Mice

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed step-by-step technical procedure for an analogous procedure in live mice which allows for serial characterization of cells present in the BM. This procedure facilitates studies aimed to detect the presence of exogenously administered cells within the BM of mice as would be done in xenograft studies for instance. Moreover, this procedure allows for the retrieval and characterization of cells enriched in the BM such as hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) without sacrifice of mice. Given that the cellular composition of peripheral blood is not necessarily reflective of proportions and types of stem and progenitor cells present in the marrow, procedures which provide access to this compartment without requiring termination of the mice are very helpful. The use of femoral bone marrow aspiration is illustrated here for cytological analysis of marrow cells, flow cytometric characterization of the hematopoietic stem/progenitor compartment, and culture of sorted HSPCs obtained by femoral BM aspiration compared with conventional marrow harvest.

This protocol describes a procedure for serial sampling of femoral bone marrow (BM) without requiring the sacrifice of mice. This procedure facilitates longitudinal studies of the BM composition of mice over time and provides serial access to cells within the BM for ex vivo and transplantation studies.

Oberschenkelknochenmark-Aspiration im Live-Mäuse

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed ...

A Murine Model of Arterial Restenosis: Technical Aspects of Femoral Wire Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to atherosclerotic plaque development or the rupturing of established plaques, interrupts normal blood flow leading to various morbidities such as myocardial infarction and stroke. In the clinic endovascular procedures such as angioplasty are commonly performed to reopen the lumen. However, these treatments inevitably damage the vessel wall as well as the vascular endothelium, triggering an excessive healing response and the development of a neointimal plaque that extends into the lumen causing vessel restenosis (re-narrowing). Restenosis remains a major cause of failure of endovascular treatments for atherosclerosis. Thus, preclinical animal models of restenosis are vitally important for investigating the pathophysiological mechanisms as well as translational approaches to vascular interventions. Among several murine experimental models, femoral artery wire injury is widely accepted as the most suitable for studies of post-angioplasty restenosis because it closely resembles the angioplasty procedure that injures both endothelium and vessel wall. However, many researchers have difficulty utilizing this model due to its high degree of technical difficulty. This is primarily because a metal wire needs to be inserted into the femoral artery, which is approximately three times thinner than the wire, to generate sufficient injury to induce prominent neointima. Here, we describe the essential surgical details to effectively overcome the major technical difficulties of this model. By following the presented procedures, performing the mouse femoral artery wire injury becomes easier. Once familiarized, the whole procedure can be completed within 20 min.

The mouse femoral artery wire injury model of restenosis is technically challenging. In this protocol we show the key technical details essential for successfully performing wire injury to induce consistent&#160;neointima for studies of restenosis.

Ein Mausmodell von arterieller Restenose: Technische Aspekte der Femoral Draht Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Einrichtung eines segmentalen Femoral Critical-size Defektmodell in Mäusen durch Plattenosteosynthese Stabilisierte

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

Ein Repetitive erschütternder Head Injury-Modell in Mäusen

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Die Generation der geschlossenen femoralen Frakturen bei Mäusen: ein Modell zur Knochenheilung

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Eine modifizierte einfache Methode zur Induktion von Myokardinfarkt bei Mäusen

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...