Die Autoren möchten Danke Dr. B. Ellen Scanley für ihre technische Ausbildung und hilf mit die TEM an der Connecticut State Colleges und University (CSCU) Zentrum für Nanotechnologie und Dr. Ishita Mukerji an der Wesleyan University für den Zugriff auf ihre CD Spektrophotometer. Die Arbeit berichtet wurde zum Teil durch das Science Institute an der Fairfield University, die NASA Connecticut Space Grant-Konsortium und der National Science Foundation unter Grant Anzahl CHE-1624774 unterstützt.

(1) Synthese und Reinigung von 1,2-Dithiolane geändert Peptid
<ol><li>Synthese von Dithiolane Vorstufe, 3-(Acetylthio) -2-(Acetylthiomethyl) Propanoic Säure19.
	<ol>
<li>Fügen Sie 1 g 3-Bromo - 2-(Bromomethyl) Propionsäure (1 Äquiv) aufgelöst in minimaler Menge von 1 M NaOH (ca. 4 mL), einen 25-mL Rundboden Reaktionskolben unter Rühren bei 55 ° C. Versiegeln der Reaktionskolben mit einem Septen und unter Stickstoffatmosphäre statt.</li>
		<li>Bereiten Sie eine Lösung mit 1,49 g Kalium Thioacetate (3.2 Äquiv) in 4 mL entionisiertem Wasser und 3 mL 2 M Schwefelsäure (H2SO4), Thioacetic Säure in Situzu schaffen.</li>
		<li>Ziehen Sie die Thioacetic Säurelösung in eine Plastik Einweg-10 mL-Spritze und legen Sie eine Nadel auf die Spritze. Fügen Sie die Mischung tropfenweise zu den Reaktionskolben durch piercing durch die Septen mit der Nadel. Weiter die Reaktion über Nacht bei 55 ° C.</li>
		<li>Beobachten Sie die Reaktion durch Dünnschichtchromatographie (TLC) auf Kieselgel 60 F254 Platten mit einer Mischung aus Methanol und Dichlormethan (1:9). Visualisieren Sie den Fortschritt der Reaktion von Bromocresol grünen Fleck. Das Produkt hat eine Rf = 0,57.</li>
		<li>Nachdem die Reaktion abgeschlossen und auf Raumtemperatur abgekühlt ist, Ansäuern der Mischung auf pH 1 mit 2 M H2SO4. Ein gelbes Öl trennt aus der Lösung.</li>
		<li>Extrahieren Sie das Produkt mit kalten Chloroform (40 mL x 3). Kombinieren Sie die organischen Schichten und Trocknen über Magnesium-Sulfat. Entfernen Sie das Chloroform unter vermindertem Druck.</li>
		<li>Bestätigen Sie die Identität des Messguts isoliert, 1, durch Kernresonanzspektroskopie (NMR), wie in den Figuren 1 b und Cdargestellt. Die folgenden Ergebnisse zu erwarten: 1H NMR, CDCl3, 300 MHz: d = 10,1 (b, 1 H), 3.2 (m, 4 H), 2,9 (m, 1 H), 2.4 (s, 6 H); 13 C-NMR, CDCl3, 75 MHz: d = 195.1 (CH3COS-), 177.6 (-COOH), 45,1 (-CH2S-), 30,5 (CH), 29.2 (-SCOCH3). Hinweis: Das Produkt ist ein gelbes Öl und hat einen Gesamtertrag von 83 %. Verwenden Sie das Produkt ohne weitere Reinigung.</li>
	</ol></li>
	<li>SPPS und am Harz Kupplung Dithiolane Vorstufe Hinweis: Die Festphasen-Peptidsynthese beschrieben wurde auf eine automatisierte Peptid-Synthesizer, die empfohlenen Hersteller-Protokolle durchgeführt. Einstellungen und Reagenzien möglicherweise für andere kommerzielle Instrumente oder angepasst, bei Verwendung spezieller Aminosäuren.<ol>
<li>0,156 g Rink Amid 4-Methylbenzhydrylamine (MBHA) Harz (0,1 Mmol) abwiegen und in einem Reaktionsgefäß platzieren. Anschwellen des Harzes in Dimethylformamid (DMF) für mindestens 15 Minuten vor Beginn der Synthese.</li>
		<li>Wiegen, 4 Entsprechungen der einzelnen Fluorenylmethyloxycarbonyl (Fmoc) geschützten Aminosäure (0,4 Mmol) in der Sequenz und 0,152 g N, N, N', N'- Tetramethyl-O-(1H- Benotriazol-1-Yl) Uran Hexafluorophosphate (0,4 Mmol, HBTU) für jede Aminosäure in der Sequenz. Jede Patrone enthält die Fmoc-geschützten Aminosäure und HBTU.</li>
		<li>Nach dem ausführen alle Pre-Synthese prüft auf dem Synthesizer (Nachfüllen Reagenzien, Reagenz Leitungen gespült und unter Druck alle Flaschen Reagenz), legen die Aminosäure-Patronen in das Karussell in der C' n ' Endstation Richtung. Legen Sie eine leere Patrone nach der endgültigen Aminosäure-Position für den letzten Schritt der N-terminalen Fmoc Deprotection.</li>
		<li>Das Peptid mit den empfohlenen Standardeinstellungen zu synthetisieren.<ol>
<li>DEPROTECT der Fmoc-Gruppe aus dem Harz mit 5 mL der 20 % Piperidin in DMF (5 min x 2).</li>
			<li>Waschen Sie das Harz mit DMF (6 x 5 mL) vor der Kupplung Schritt.</li>
			<li>Für einen einzigen Kupplung Schritt hinzu kommen 4 mL 0,4 M N-Methylmorpholine im DMF die Fmoc-geschützten Aminosäure und HBTU. Aktivieren Sie die Fmoc-geschützten Aminosäure-Lösung für 30 s bevor Sie die Lösung auf das Reaktionsgefäß übertragen. Hinweis: Die automatisierte Peptid-Synthesizer mischt das Harz und die Lösung von sprudelnden N2 Gas alle 30 s für 20 min während der Koppelung Reaktion erfolgt. Legen Sie für manuelle Peptidsynthese den Reaktionsbehälter auf einem Orbitalschüttler bei niedriger Drehzahl für die Dauer der Kupplung Schritt.</li>
			<li>Abtropfen Sie die Lösung und waschen Sie das Harz mit DMF (3 x 5 mL).</li>
			<li>Wiederholen Sie die Schritte 1.2.4.1. durch 1.2.4.4 für jede Fmoc-geschützten Aminosäure in der C' n '-Endstation Richtung synthetisieren das Peptid von Interesse.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Übertragen Sie nach der letzten N-terminalen Deprotection Schritt das Harz in einer Einwegspritze fritted. Waschen Sie das Harz mit DMF (3 x 5 mL) und Dichlormethan (DCM, 3 x 5 mL). Hinweis: Das Harz kann nach DCM Waschen in einem Vakuum Exsikkator aufzubewahren. Wenn das Harz vor der Kupplung gelagert wurde, sicherstellen Sie, dass das Harz in DMF vor der Kupplung Reaktion anschwellen.</li>
		<li>Ein paar den Dithiolane Vorläufer (1) an den N-Terminus des Peptids auf Harz durch Zugabe von 4 Entsprechungen von 1, 5 mL DMF, 4 Entsprechungen von HBTU und 10 Entsprechungen von N, N-Diisopropylethylamine (DIPEA). Pre-aktivieren Sie die Kupplung Mischung für 10 min vor der Zugabe in das Harz mit fritted Spritze.</li>
		<li>Schütteln Sie die Kupplung Reaktion für 2 h. Waschen Sie nach 2 h des Harzes mit DMF (3 x 5 mL) und wiederholen Sie die Koppelung Reaktion mit schütteln über Nacht.</li>
		<li>Nach der zweiten Kupplung Waschen des Harzes mit DMF (3 x 5 mL) und DCM (3 x 5 mL). Hinweis: Das Harz kann an dieser Stelle unter Vakuum bis Dekolleté gespeichert werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Thioacetate Deprotection und Peptid Dekolleté aus Harz
	<ol>
<li>Um die Thioacetate-Gruppe aus der N-Terminus Dithiolane Vorläufer deprotect, übertragen Sie das getrocknete Harz auf einer 10 mL-Mikrowelle-Reaktionsgefäß und 2 mL DMF. Lassen Sie das Harz zu Schwellen, das Schiff eine kleine magnetische Stir Bar hinzu, und mit einer niedrigen Geschwindigkeit von magnetischen rühren 15 min. wieder auszusetzen.</li>
		<li>Fügen Sie 2 mL konzentrierter Ammonium Hydroxid, Kappe das Reaktionsgefäß mit Silikon Septen und legen Sie den Reaktionsbehälter in eine Mikrowelle-Reaktor mit Hilfe der Mikrowelle Einstellungen von 75 ° C für 45 min. unter Rühren.</li>
		<li>Nachdem die Mikrowelle Reaktion abgeschlossen ist, übertragen Sie das Harz in saubere Einwegspritze fritted. Waschen Sie mit DMF (2 x 5 mL) und Methanol (MeOH, 2 x 5 mL).</li>
		<li>Fügen Sie eine Lösung der konzentrierten Ammonium Hydroxid in Methanol (1:4), für ein Gesamtvolumen von 5 mL. Lassen Sie über Nacht zu erhöhen Intramolekulare Oxidation von Disulfid Bindung in Dithiolane Ring zu schütteln.</li>
		<li>Waschen Sie das Harz mit MeOH (2 x 5 mL) und DCM (3 x 5 mL). Hinweis: Das getrocknete Harz kann in einem Vakuum Exsikkator zu diesem Zeitpunkt gespeichert werden.</li>
		<li>Das Harz mit Spritze mit sanft Schütteln für 1,5 h fügen Sie den Spaltung Cocktail hinzu. Die Spaltung cocktail verwendet ist 95 % Trifluoroacetic Säure (TFA), 2,5 % Triisopropylsilane (Tipps) und 2,5 % Wasser auf ein Gesamtvolumen von 5 mL. Achtung: Arbeiten Sie unter chemischen Dampfhaube nur. TFA ist flüchtig und ätzend. Hinweis: Für die Mehrheit der Peptid-Sequenzen und Aminosäure Sidechain Gruppen zu schützen, ist die oben genannte Spaltung cocktail Lösung ausreichend; Allerdings können alternative Spaltung Cocktails für bestimmte Aminosäure-Seitenkette schützen Gruppen (in bestimmten Peptide mit Met, Trp, Cys und Arg) oder andere Harz Chemie20benötigt.</li>
		<li>Überstürzen Sie sich Rohöl Peptids in 25 mL kalte Diethylether in einem 50 mL konische Röhrchen durch tropfenweise Zugabe aus der fritted Spritze. Das Peptid ausfällt als weißer Feststoff. Pellet das Peptid durch Zentrifugation bei 1300 X g für 10 min. Dekantieren sorgfältig die Diethylether in einen separaten Behälter für Abfallsammlung.</li>
		<li>Das konische Rohr eine weitere 25 mL Diethylether hinzufügen und erneut aussetzen des Niederschlags durch aufschütteln. Wiederholen Sie die Zentrifugation bei 1300 X g für 10 min und Dekantieren Sie der Diethylether wieder. Trocknen Sie die Pellets unter Vakuum.</li>
	</ol></li>
	<li>Reinigung von 1,2-Dithiolane geändert Peptid Hinweis: Das rohe-Peptid durch reverse-Phase-HPLC zu reinigen. Sammeln Sie und kombinieren Sie die Peptid-Gipfel und bestätigen Sie die Masse durch MALDI-TOF-Massenspektrometrie.<ol>
<li>Löst das Roh-Peptid Pellet in minimaler Menge von Acetonitril mit 0,1 % TFA. Erhitzen Sie durch das Peptid Hydrophobie und Aggregation Neigung sich die Probe bei 40 ° C um Löslichkeit zu unterstützen. Hinweis: Vermeiden Sie höhere Temperaturen und Beschallung des Peptids zur Vermeidung von möglichen Disulfid Austausch Reaktionen21,22,23.</li>
		<li>Um 1 mL der Roh-Peptid für HPLC-Reinigung vorzubereiten, fügen Sie 400 μl konzentrierte Peptid-Lager in Acetonitril 600 μL von H2O mit 0,1 % TFA und Filter durch einen 22 μm Spritze Filter in ein HPLC-Fläschchen hinzu. Eine zusätzliche 5 % Isopropanol kann hinzugefügt werden, um Peptid-Aggregation und Niederschlag zu verhindern.</li>
		<li>Reinigen Sie dem Peptid mit C-18 Semi-präparative Spalte mit einer Durchflussmenge von 3 mL/min über einen linearen Farbverlauf von 15-55 % Acetonitril in 20 min. Set UV-Detektoren zu 222 nm (Amid Backbone) und 330 nm (Disulfid Bindung). Sammle und kombiniere die Gipfel von Interesse (Abb. 2A).</li>
		<li>Bestätigen Sie die Peptid-Produkt-Masse von MALDI-TOF Massenspektrometer im reflektron Modus (Abb. 2 b). Für die Analyse, mischen 0,5 μL des gesammelten Peak auf der MALDI-Platte mit 0,5 μl 2,5-Dihydroxybenzoic Acid (DHB) Matrix (10 mg/mL DHB in 50 % Acetonitril, 0,1 % TFA). Hinweis: Gemeinsame Addukte im MALDI-TOF-Massenspektrometrie umfassen das Natrium und Kaliumsalz Addukt ([M + Na]+ und [M + K]+) Gipfeln. Entsalzung der Probe vor der Analyse wird empfohlen, wenn die Salz Addukt Gipfeln das Signal der Hauptgipfel [M + H]+ unterdrücken. Darüber hinaus ist ein oxidierter Höhepunkt [M + O]+ auch in das 1,2-Dithiolane geändert-Peptid erkannt. Ein Bericht über Laser-induzierter Oxidation von der MALDI-Ionisation mit DHB-Matrix legt nahe, dass Faktoren wie probenkonzentration, Lösungsmittel und Laserintensität geändert werden können, um die MALDI induzierte Oxidation Artefakt24zu begrenzen.</li>
		<li>Nach der Bestätigung der richtigen Masse MALDI-TOF lyophilize das Peptid nach flash einfrieren. Bewahren Sie die lyophilisierten Peptid-Pulver unter Vakuum bis Montage.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Charakterisierung der supramolekularen Strukturen Self-Assembly
<ol><li>
Bildung von Amyloid Fasern
	<ol>
<li>Zur Selbstmontage Vorbereitung Lösung 1 mg das Peptid-Pulver mit einer Analysenwaage abwiegen. Lösen sich in einer Mischung (pH 7,5) von 20 % Acetonitril und 10 mM (4-(2-hydroxyethyl)-1-Piperazineethanesulfonic Säure (HEPES) in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch, eine Endkonzentration von 1 mg/mL-Peptid-Montage-Mischung. Wirbel der Montagelösung und lassen bei Raumtemperatur zu montieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Spektroskopische Charakterisierung von Amyloid Fasern
	<ol>
<li>Folgen Sie der Peptid-Montage über Fourier-Transform Infrarotspektroskopie (FTIR) alle paar Tage. Eine breite Spitze zentriert um 1670 cm-1 ist die IR-Signatur aus unmontiert Peptide in der Probe-17. Die Peptid-Montage-Proben finden in der Regel ein bis zwei Wochen für die Breite unmontiert Peak zu verschwinden und Reifung zu erreichen.<ol>
<li>Trocknen Sie ein Aliquot von 8-10 μL der Montage-Lösung als dünner Film auf der ATR-Diamant-Kristall. Das Verschwinden eines großen und breiten Wasser-Peaks von 1640 bis 1630 cm-1 als die trockenen Film Formen zu überwachen.</li>
			<li>Erwerben Sie IR-Spektren von 1500-1800 cm-1 im Durchschnitt 50 Scans mit einer 2 cm-1 Auflösung. Subtrahieren Sie die Hintergrund-Scans vor jeder Probe-Scan und erwerben. Die IR-Signatur für β-Bogenmontage ist eine scharfe Spitze zwischen 1625 und 1635 cm-1 (Abbildung 3A)25,26.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Charakterisieren Sie die Peptid-Montage in β-Sheet reichen supramolekularen Strukturen durch kreisförmigen Dichroismus (CD). Notieren Sie die Spektren, die mit einem CD-Spectropolarimeter mit einem Peltier Temperatur-Kontrollsystem.<ol>
<li>Die Montage-Lösung in eine 0,1 mm Weg Länge Küvette 30 μl Pipette. Hinweis: Eine Küvettenhalter wird benötigt zum Spannen und positionieren Sie die kurzen Weg Länge Zelle in das Instrument.</li>
			<li>Legen Sie für jedes Spektrum CD-Instrument auf die folgenden Parameter: Scannen Wellenlängen von 300 nm bis 180 nm, Abtastrate von 100/min, Bandbreite von 1 nm, 25 ° C, durchschnittlich drei Scans.</li>
			<li>Sammeln Sie ein Spektrum des Puffers (20 % Acetonitril/10 mM HEPES, pH 7,5) und ziehen Sie von jeder Probe-Scan als Kontrolle. Die CD-Signatur für β-Bettwäsche ist eine minimale Ellipticity rund 220 nm (Abb. 3 b)27zentriert.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Mikroskopie von Amyloid Fasern
	<ol>
<li>Lassen Sie zwei bis drei Wochen für das Peptid Proben in β-Sheet reichen supramolekularen Strukturen Reifen. Hinweis: Die Baugruppen können mit Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM) in früheren Stadien des Montageprozesses sowie abgebildet werden.<ol>
<li>Pipette 10 μL der Peptid-Montagelösung auf die Oberfläche des TEM Kohlenstoff-Gitter. Hinweis: Achten Sie darauf, die PIPETTENSPITZE an die rasteroberfläche nicht berühren. Hohe Präzision, selbstschließende Pinzette werden verwendet, um TEM Netz während der Vorbereitung zu halten.</li>
			<li>Warten Sie 1-2 min damit die Assemblys, auf die rasteroberfläche adsorbieren kann. Entfernen Sie überschüssige Probe durch berühren Filterpapier an den Rand des Rasters.</li>
			<li>Bereiten Sie einen 2 %-Uranyl-Acetat-Fleck durch Zugabe von 100 μl deionisiertes Wasser, im Handel erhältlichen 4 % Uranyl-Acetat-Lösung. Pipette 10 μL der 2 % Uranyl Acetat Fleck auf der Oberfläche und 2-3 min inkubieren. Entfernen Sie nach der Inkubation überschüssige Fleck indem Sie auf Filterpapier an den Rand des Rasters.</li>
			<li>Legen Sie die TEM-Raster in ein Vakuum Exsikkator über Nacht. Speichern Sie unter Vakuum bis Bildgebung.</li>
			<li>Bild der vorbereiteten Proben mit TEM (Abbildung 3). Typische Kennwerte zur Mikroskopie sind wie folgt: Bilder bei Vergrößerungen von 9.300 X bis hin zu 23, 000 X, Wolfram-Glühfaden mit einer Beschleunigungsspannung von 120 kV. Hinweis: ImageJ kann verwendet werden, um durchschnittliche Faser Breite der supramolekularen Strukturen der erworbenen TEM Bilder28messen. Achtung: Bitte konsultieren Sie alle relevanten Sicherheitsdatenblätter (SDB) vor dem Gebrauch. Verschiedene Chemikalien in der Synthese, Reinigung, und Charakterisierung der beschriebenen 1,2-Dithiolane geändert selbstorganisierende Peptide sind ätzende oder giftige und sollte nur unter einem chemischen Abzug verwendet werden. Verwenden Sie stets geeignetsten persönlichen Schutzausrüstung (einschließlich Schutzbrille, Kittel, voller Länge Hose, geschlossene Schuhe) bei der Arbeit im Labor.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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C. A., Santiago, G. M., Tezcan, M., Krasnikov, V. V., Otto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-assembly+can+direct+dynamic+covalent+bond+formation+toward+diversity+or+specificity.">Self-assembly can direct dynamic covalent bond formation toward diversity or specificity.</a> Journal of the American Chemical Society. 139, 6234-6241 (2017).</li><li>McAvery, K. M., Guan, B., Fortier, C. A., Tarr, M. A., Cole, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser-induced+oxidation+of+cholesterol+observed+during+MALDI-TOF+mass+spectrometry.">Laser-induced oxidation of cholesterol observed during MALDI-TOF mass spectrometry.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 22, 659-669 (2011).</li><li>Krimm, S., Bandekar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vibrational+spectroscopy+and+conformation+of+peptides,+polypeptides,+and+proteins.">Vibrational spectroscopy and conformation of peptides, polypeptides, and proteins.</a> Advances in Protein Chemistry. 38, 181-364 (1986).</li><li>Halverson, K. J., Sucholeiki, I., Ashburn, T. T., Lansbury, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Location+of+&#946;-sheet-forming+sequences+in+amyloid+proteins+by+FTIR.">Location of &#946;-sheet-forming sequences in amyloid proteins by FTIR.</a> Journal of the American Chemical Society. 113, 6701-6703 (1991).</li><li>Greenfield, N., Fasman, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computed+circular+dichroism+spectra+for+the+evaluation+of+protein+confirmation.">Computed circular dichroism spectra for the evaluation of protein confirmation.</a> Biochemistry. 8, 4108-4116 (1969).</li><li>. ImageJ Available from: <a target="_blank" href="https://imagej.nih.gov/ij">https://imagej.nih.gov/ij</a> (2016)</li><li>Roy, S., Shinde, S., Hamilton, G. A., Hartnett, H. E., Jones, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Artificial+[FeFe]-hydrogenase:+On+resin+modification+of+an+amino+acid+to+anchor+a+hexacarbonyldiiron+cluster+in+a+peptide+framework.">Artificial [FeFe]-hydrogenase: On resin modification of an amino acid to anchor a hexacarbonyldiiron cluster in a peptide framework.</a> European Journal of Inorganic Chemistry. 2011, 1050-1055 (2011).</li><li>Van Duinen, S. G., Castano, E. M., Prelli, F., Bots, G. T. A. B., Luyendijk, W., Frangione, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hereditary+cerebral+hemorrhage+with+amyloidosis+in+patients+of+Dutch+origin+is+related+to+Alzheimer+disease.">Hereditary cerebral hemorrhage with amyloidosis in patients of Dutch origin is related to Alzheimer disease.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84, 5991-5994 (1987).</li><li>Barth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+infrared+absorption+of+amino+acid+sidechains.">The infrared absorption of amino acid sidechains.</a> Progress in Biophysics and Molecular Biology. 74, 141-173 (2000).</li><li>Jayaraman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+amyloid+nucleation+via+&#945;-helix-rich+oligomeric+intermediates+in+short+polyglutamine-containing+Huntingtin+fragments.">Slow amyloid nucleation via &#945;-helix-rich oligomeric intermediates in short polyglutamine-containing Huntingtin fragments.</a> Journal of Molecular Biology. 415, 881-899 (2012).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Dieser Artikel beschreibt die Details der Synthese und Reinigung von einer N-terminalen 1,2-Dithiolane geändert selbstorganisierende Peptid und die Charakterisierung der daraus resultierenden supramolekularen Strukturen. Die Synthese von 1,2-Dithiolane Peptids hier berichtet hat die Vorteile, einschließlich einer einstufigen Synthesis um Dithiolane Vorstufe, 3-(Acetylthio)-2 zu produzieren-Propanoic Säure (Acetylthiomethyl) und das Harz Mikrowelle Deprotection Reaktion der Vorläufer Thioacetate Schutz der Gruppe, um ...

Die robuste Peptidbindung bilden Chemie beteiligt Festphasen-Peptidsynthese und die Fähigkeit zur Steuerung der Reihenfolge Länge und Zusammensetzung machen die Peptide, die in supramolekularen Strukturen stark erforschten Bereich selbst zusammensetzen. Die Faktoren, die zu kontrollieren und zu stabilisieren, Peptid selbst-zusammengebauten Strukturen, einschließlich Side-Chain sterische und elektrostatische Wechselwirkungen, Wasserstoff-Bindung und hydrophobe Effekte1, dienen als eine Reihe von Design-Regeln. Wie die Forschung zu diesen grundlegenden Designregeln schreitet weiter voran, geht der nächste logische Schritt in Peptid Selbstmontage erweitert die Vielfalt der Peptid-basierte Strukturen und Funktionen. Während der Montage selbst Peptide sind vielseitige Biomaterial, das für viele biomedizinische Anwendungen herangezogen wurden, durch tuning die Peptid-Sequenz oder einer Baugruppe Bedingungen2,3,4, die Entwicklung von Strategien für nach dem Zusammenbau Änderungen an Peptid Nanofasern5,6,7,8,9 bleibt ein relativ unerforschten Bereich.
Dynamische Disulfid-Austausch und Thiol-Chemie an der Oberfläche der supramolekularen Strukturen ist ein Bereich, der das Potenzial hat, neuen und funktionalen Biomaterialien ergeben. Die Einbeziehung von 1,2-Dithiolane Moieties (häufig ein Derivat von Liponsäure (la) oder asparagusic Säure (aa)) gemeldet wurden, in Liposomen Systeme10,11, Block-Copolymere12,13, sowie Organisation von Ankern an Oberflächen14,15. Hier berichten wir über die Synthese und Charakterisierung eines selbstorganisierenden Peptids, abgeleitet aus dem nukleierenden Kern der Aβ-Peptid Zusammenhang mit Alzheimer-Krankheit, die am N-Terminus mit einem 1,2-Dithiolane funktionelle Gruppe16geändert wird, 17. Die daraus resultierenden supramolekularen Fasern dienen nun als eine experimentelle Plattform die Disulfid-Austausch und Thiol Reaktivität an der supramolekularen Oberfläche des Amyloid Fasern18zu studieren.

<table><tbody><tr><td>Rink amide MBHA resin, high load</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>RAM-5-HL</td><td>Avoid contact with skin and eyes; do not inhale</td></tr><tr><td>N,N-Dimethylformamide</td><td>Fisher Scientific</td><td>D119-4</td><td>Flammable liquid and vapor; irritating to eyes and skin; Use personal protective equipment; keep away from open flame</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Val-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-V</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Leu-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-L</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Lys(Boc)-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-KBC</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Phe-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-F</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Ala-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-A</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>Fmoc-L-Gln(Trt)-OH</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>FLA-25-QT</td><td>Wear personal protective equipment; do not inhale</td></tr><tr><td>N,N,N&amp;prime;,N&amp;prime;-Tetramethyl-O-(1H-benzotriazol-1-yl)uronium hexafluorophosphate</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>26432</td><td>Causes skin, eye and respiratory irritation; do not inhale; use under hood or in well ventilated area</td></tr><tr><td>0.4 M N-methylmorpholine in DMF</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>PS3-MM-L</td><td>highly flammable; wear personal protective equipment; keep away from heat and keep container tightly closed; do not inhale or swallow; wash skin thoroughly after handling</td></tr><tr><td>20% piperidine in DMF</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td>PS3-PPR-L</td><td>Causes severe eye and skin burns; Flammable Liquid and vapor; Do not inhale</td></tr><tr><td>dichloromethane</td><td>Fisher Scientific</td><td>D37-4</td><td>May cause cancer; Do not inhale; Wear personal protective equipment; use under hood only; if contacted rise with water for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>acetonitrile</td><td>Fisher Scientific</td><td>A998-4</td><td>Flammable; irritating to eyes; Use personal protective equipment; Use only under a fume hood; keep away from open flame or hot surface; if contacted rinse wiith water for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>trifluoroacetic acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>A116-50</td><td>Causes severe burns; do not inhale; harmful to aquatic life; use personal protective equipment; use only under fume hood; if contacted rinse with water for at least 15 minutes and obain immediate medical attention</td></tr><tr><td>4% uranyl acetate</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>22400-4</td><td>Do not inhale; harmful to aquatic life</td></tr><tr><td>4-(2-Hydroxyethyl)piperazine-1-ethanesulfonic acid</td><td>Acros Organics</td><td>AC172571000</td><td>Do not inhale; use outdoors or in well-ventilated area</td></tr><tr><td>nitrogen Gas</td><td>TechAir</td><td></td><td>Contents under pressure, may explode if heated</td></tr><tr><td>3-bromo-2-(bromomethyl)propionic acid</td><td>Alfa Aesar</td><td>AAA1963014</td><td>Do not inhale; causes irritation to skin and eyes; corrosive</td></tr><tr><td>sodium hydroxide</td><td>Fisher Scientific</td><td>S318-100</td><td>Use personal protective equipment; use only under fume hood; if contact rinse area for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>potassium thioacetate</td><td>Acros Organics</td><td>AC221300250</td><td>Causes skin and eye irritation; do not inhale; use personal protective equipment</td></tr><tr><td>sulfuric acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>SA213</td><td>Causes burns; keep away from water; keep away from combustible material; do not inhale; use personal protective equipment; if contact rinse area for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>chloroform-d</td><td>Acros Organics</td><td>AC320690075</td><td>Possible cancer hazard; irritating to skin and eyes; do not inhale; Use personal protective equipment; use only under fume hood; If contact rinse area for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>chloroform</td><td>Fisher Scientific</td><td>C298-4</td><td>Possible cancer hazard; irritating to skin and eyes; do not inhale; Use personal protective equipment; use only under fume hood; If contact rinse area for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>N,N-diisopropylethylamine</td><td>Acros Organics</td><td>AC367841000</td><td>Highly flammable; harmful to aquatic life; wear personal protective equipment; do not swallow</td></tr><tr><td>ammonium hydroxide</td><td>Fisher Scientific</td><td>A669S-500</td><td>Corrosive; do not inhale</td></tr><tr><td>methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A452-4</td><td>Flammable liquid and vapor; use personal protective equipment; do not inhale; If contact rinse area for at least 15 minutes and obtain medical attention</td></tr><tr><td>triisopropylsilane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>233781</td><td>Flammable; use personal proctective safety equipment; keep container tightly closed</td></tr><tr><td>diethyl ether</td><td>Fisher Scientific</td><td>E138-1</td><td>Extremely flammable; Irritating to skin and eyes; Use personal protective equipment</td></tr><tr><td>2,5-dihydroxybenzoic acid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>39319-10x10MG-F</td><td>do not inhale; irritating to skin and eyes</td></tr><tr><td>alpha-cyano-4-hydroxycinnamic acid</td><td>Alfa Aesar</td><td>AAJ67635EXK</td><td></td></tr><tr><td>c18 zip-tip</td><td>Millipore</td><td>ZTC18S096</td><td></td></tr><tr><td>tris(2-carboxyethyl) phospine hydrochloride</td><td>Thermo Scientific</td><td>PI20490</td><td></td></tr><tr><td>silica gel 60 F254 coated aluminum-backed TLC sheets</td><td>EMD Millipore</td><td>1.05549.0001</td><td></td></tr><tr><td>Thin walled Precision NMR tubes</td><td>Bel-Art</td><td>663000585</td><td>5mm O.D.</td></tr><tr><td>All-plastic Norm-Ject syringes</td><td>Air Tite</td><td>AL10</td><td></td></tr><tr><td>single-use needle</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>BD 305185</td><td>used needles get disposed on in sharps waste container</td></tr><tr><td>disposable fritted syringe</td><td>Torviq</td><td>SF1000LL</td><td>10mL fritted syringes were used in the report, but larger syringes are avaibale if needed for larger scale synthesis.</td></tr><tr><td>carbon grid</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>CF200-CU</td><td>Make sure to prepare samples and staining on the carbon grid side, not the shiny copper side of grid</td></tr><tr><td>self-closing tweezers</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>78318-3X</td><td>very sharp tips, length: 120 mm</td></tr><tr><td>0.1 mm short path length cell</td><td>Starna Cells, Inc.</td><td>20/C-Q-0.1</td><td>Fragile</td></tr><tr><td>10mL Vessel Caps</td><td>CEM</td><td>909210</td><td></td></tr><tr><td>10mL Pressure Vessels</td><td>CEM</td><td>908035</td><td></td></tr><tr><td>Aeris Semi-Prep HPLC column</td><td>Phenomenex</td><td>00F-4632-N0</td><td>150 x 10mm</td></tr><tr><td>cell holder</td><td>Starna Cells, Inc.</td><td>CH-2049</td><td>Needed when using short pathlength cells</td></tr><tr><td>PS3 peptide synthesizer</td><td>Gyros Protein Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DiscoverSP Microwave Reactor</td><td>CEM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>centrifuge</td><td>HERMLE</td><td>Z 206 A</td><td>used a fixed 6x50 mL rotor</td></tr><tr><td>HPLC</td><td>Shimadzu</td><td></td><td>UV Detector</td></tr><tr><td>nuclear magnetic resonance spectrometer</td><td>Avance, Bruker</td><td></td><td>300 MHz</td></tr><tr><td>MALDI-TOF mass spectrometer</td><td>Axima Confidence, Shimadzu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lyophilizer</td><td>Millrock Technology</td><td>BT85A</td><td></td></tr><tr><td>Fourier-Transform Infrared Spectrometer</td><td>Alpha Tensor, Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transmission Electron Microscope</td><td>Tecnai Spirit, FEI</td><td></td><td>Used with Gatan Orius Fiberoptic CCD digital camera. Accessed at CSCU Center for Nanotechnology</td></tr><tr><td>Circular Dichroism Spectropolarimeter</td><td>J-810, JASCO</td><td></td><td>Used with a six-cell Peltier temperature controller. Accessed at Wesleyan University.</td></tr></tbody></table>

synthesis and characterization of 1,2-dithiolane modified self-assembling peptides

Dieser Bericht konzentriert sich auf die Synthese von 1,2-Dithiolane ein N-Terminus selbstorganisierende Peptid und die Charakterisierung der resultierenden geändert selbst montiert supramolekulare Strukturen. Der Syntheseweg nutzt der Festphasen-Peptidsynthese mit der auf-Harz-Kopplung von Dithiolane Vorläufer Molekül, 3-(Acetylthio) -2-(Acetylthiomethyl) Propanoic Säure und die Mikrowellen-gestützte Thioacetate deprotection des Peptids N-Terminus vor dem endgültigen Spaltung aus dem Harz der 1,2-Dithiolane Ausbeute geändert Peptid. Nach der Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC) Reinigung des 1,2-Dithiolane Peptids, abgeleitet aus dem nukleierenden Kern der Aβ-Peptid verbunden mit Krankheit Alzheimers zeigt das Peptid in Kreuz-β-Amyloid-Fasern selbst zusammensetzen. Protokolle zur Charakterisierung der Amyloid Fasern von Fourier-Transform-Infrarot-Spektroskopie (FT-IR), kreisförmigen Dichroismus Spektroskopie (CD) und Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) werden vorgestellt. Die Methoden von N-terminale Anpassung mit einem 1,2-Dithiolane Glyko-gut charakterisierten selbstorganisierende Peptide können jetzt erkundet werden, als Modellsysteme, Post-Montage Modifikation Strategien entwickeln und dynamische kovalente Chemie zu erkunden Supramolekulare Peptid Nanofaser Oberflächen.

Abgesehen von der ersten einstufigen Synthese von Dithiolane Vorläufer Molekül tritt auf der Rest der Peptid-Synthese von 1,2-Dithiolane geändert auf festen Unterlage (Abb. 1A). Die Umwandlung von 3-Bromo - 2-(Bromomethyl) Propionsäure, 3-(Acetylthio) -2-(Acetylthiomethyl) Propanoic Säure, die Dithiolane Vorläufer wird bestätigt von 1H und 13C-NMR (Abbildung 1 b und C) bevor es ist ge...

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Synthesis and Characterization of 1,2-Dithiolane Modified Self-Assembling Peptides

Ein Protokoll für die Synthese von 1,2-Dithiolane modifizierte Peptid und die Charakterisierung der supramolekularen Strukturen durch das Peptid Selbstmontage.

Synthese und Charakterisierung von 1,2-Dithiolane geändert selbstorganisierende Peptide

This report focuses on the synthesis of an N-terminus 1,2-dithiolane modified self-assembling peptide and the characterization of the resulting ...

synthesis-characterization-12-dithiolane-modified-self-assembling

Research

JoVE Journal

Chemistry

7.1K Aufrufe.  Fairfield University. Ein Protokoll für die Synthese von 1,2-Dithiolane modifizierte Peptid und die Charakterisierung der supramolekularen Strukturen durch das Peptid Selbstmontage.

Serie: Synthesis and Characterization of 1,2-Dithiolane Modified Self-Assembling Peptides

Formation of Ordered Biomolecular Structures by the Self-assembly of Short Peptides

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control self-assembly and mimicking this process in vitro will bring about major advances in the areas of materials science and nanotechnology. Among the available biological building blocks, peptides have several advantages as they present substantial diversity, their synthesis in large scale is straightforward, and they can easily be modified with biological and chemical entities1,2. Several classes of designed peptides such as cyclic peptides, amphiphile peptides and peptide-conjugates self-assemble into ordered structures in solution. Homoaromatic dipeptides, are a class of short self-assembled peptides that contain all the molecular information needed to form ordered structures such as nanotubes, spheres and fibrils3-8. A large variety of these peptides is commercially available.
This paper presents a procedure that leads to the formation of ordered structures by the self-assembly of homoaromatic peptides. The protocol requires only commercial reagents and basic laboratory equipment. In addition, the paper describes some of the methods available for the characterization of peptide-based assemblies. These methods include electron and atomic force microscopy and Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Moreover, the manuscript demonstrates the blending of peptides (coassembly) and the formation of a &#34;beads on a string&#34;-like structure by this process.9 The protocols presented here can be adapted to other classes of peptides or biological building blocks and can potentially lead to the discovery of new peptide-based structures and to better control of their assembly.

This paper describes the formation of highly ordered peptide-based structures by the spontaneous process of self-assembly. The method utilizes commercially available peptides and common lab equipment. This technique can be applied to a large variety of peptides and may lead to the discovery of new peptide-based assemblies.

Bildung geordneter Strukturen Biomolekulare durch die Selbstorganisation von kurzen Peptiden

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control ...

Forschung

Chemie

Split-and-pool Synthesis and Characterization of Peptide Tertiary Amide Library

Peptidomimetics are great sources of protein ligands. The oligomeric nature of these compounds enables us to access large synthetic libraries on solid phase by using combinatorial chemistry. One of the most well studied classes of peptidomimetics is peptoids. Peptoids are easy to synthesize and have been shown to be proteolysis-resistant and cell-permeable. Over the past decade, many useful protein ligands have been identified through screening of peptoid libraries. However, most of the ligands identified from peptoid libraries do not display high affinity, with rare exceptions. This may be due, in part, to the lack of chiral centers and conformational constraints in peptoid molecules. Recently, we described a new synthetic route to access peptide tertiary amides (PTAs). PTAs are a superfamily of peptidomimetics that include but are not limited to peptides, peptoids and N-methylated peptides. With side chains on both &#945;-carbon and main chain nitrogen atoms, the conformation of these molecules are greatly constrained by sterical hindrance and allylic 1,3 strain. (Figure 1) Our study suggests that these PTA molecules are highly structured in solution and can be used to identify protein ligands. We believe that these molecules can be a future source of high-affinity protein ligands. Here we describe the synthetic method combining the power of both split-and-pool and sub-monomer strategies to synthesize a sample one-bead one-compound (OBOC) library of PTAs.

Peptide tertiary amides (PTAs) are a superfamily of peptidomimetics that include but are not limited to peptides, peptoids and N-methylated peptides. Here we describe a synthetic method which combines&#160;both split-and-pool and sub-monomer strategies to synthesize a one-bead one-compound library of PTAs.

Split-and-Pool-Synthese und Charakterisierung von Peptid-Amid-Tertiär-Bibliothek

Peptidomimetics are great sources of protein ligands. The oligomeric nature of these compounds enables us to access large synthetic libraries on solid ...

Nucleoside Triphosphates - From Synthesis to Biochemical Characterization

The traditional strategy for the introduction of chemical functionalities is the use of solid-phase synthesis by appending suitably modified phosphoramidite precursors to the nascent chain. However, the conditions used during the synthesis and the restriction to rather short sequences hamper the applicability of this methodology. On the other hand, modified nucleoside triphosphates are activated building blocks that have been employed for the mild introduction of numerous functional groups into nucleic acids, a strategy that paves the way for the use of modified nucleic acids in a wide-ranging palette of practical applications such as functional tagging and generation of ribozymes and DNAzymes. One of the major challenges resides in the intricacy of the methodology leading to the isolation and characterization of these nucleoside analogues.
	
	In this video article, we present a detailed protocol for the synthesis of these modified analogues using phosphorous(III)-based reagents. In addition, the procedure for their biochemical characterization is divulged, with a special emphasis on primer extension reactions and TdT tailing polymerization. This detailed protocol will be of use for the crafting of modified dNTPs and their further use in chemical biology.

The protocol described herein aims to explain and abridge the numerous obstacles in the way of the intricate route leading to modified nucleoside triphosphates. Consequently, this protocol facilitates both the synthesis of these activated building-blocks and their availability for practical applications.

Nucleosidtriphosphaten - von der Synthese zur biochemischen Charakterisierung

The  traditional strategy for the introduction of chemical functionalities is the  use of solid-phase synthesis by appending suitably modified ...

Synthesis and Characterization of Functionalized Metal-organic Frameworks

Metal-organic frameworks have attracted extraordinary amounts of research attention, as they are attractive candidates for numerous industrial and technological applications. Their signature property is their ultrahigh porosity, which however imparts a series of challenges when it comes to both constructing them and working with them. Securing desired MOF chemical and physical functionality by linker/node assembly into a highly porous framework of choice can pose difficulties, as less porous and more thermodynamically stable congeners (e.g., other crystalline polymorphs, catenated analogues) are often preferentially obtained by conventional synthesis methods. Once the desired product is obtained, its characterization often requires specialized techniques that address complications potentially arising from, for example, guest-molecule loss or preferential orientation of microcrystallites. Finally, accessing the large voids inside the MOFs for use in applications that involve gases can be problematic, as frameworks may be subject to collapse during removal of solvent molecules (remnants of solvothermal synthesis). In this paper, we describe synthesis and characterization methods routinely utilized in our lab either to solve or circumvent these issues. The methods include solvent-assisted linker exchange, powder X-ray diffraction in capillaries, and materials activation (cavity evacuation) by supercritical CO2 drying. Finally, we provide a protocol for determining a suitable pressure region for applying the Brunauer-Emmett-Teller analysis to nitrogen isotherms, so as to estimate surface area of MOFs with good accuracy.

Synthesis, activation, and characterization of intentionally designed metal-organic framework materials is challenging, especially when building blocks are incompatible or unwanted polymorphs are thermodynamically favored over desired forms. We describe how applications of solvent-assisted linker exchange, powder X-ray diffraction in capillaries and activation via supercritical CO2 drying, can address some of these challenges.

Synthese und Charakterisierung von funktionalisierten Metall-organische Gerüste

Metal-organic frameworks have attracted extraordinary amounts of research attention, as they are attractive candidates for numerous industrial and ...

Constructing Thioether/Vinyl Sulfide-tethered Helical Peptides Via Photo-induced Thiol-ene/yne Hydrothiolation

Here, we describe a detailed protocol for the preparation of thioether-tethered peptides using on-resin intramolecular/intermolecular thiol-ene hydrothiolation. In addition, this protocol describes the preparation of vinyl-sulfide-tethered peptides using in-solution intramolecular thiol-yne hydrothiolation between amino acids that possess alkene/alkyne side chains and cysteine residues at i, i+4 positions. Linear peptides were synthesized using a standard Fmoc-based solid-phase peptide synthesis (SPPS). Thiol-ene hydrothiolation is carried out using either an intramolecular thio-ene reaction or an intermolecular thio-ene reaction, depending on the peptide length. In this research, an intramolecular thio-ene reaction is carried out in the case of shorter peptides using on-resin deprotection of the trityl groups of cysteine residues following the complete synthesis of the linear peptide. The resin is then set to UV irradiation using photoinitiator 4-methoxyacetophenone (MAP) and 2-hydroxy-1-[4-(2-hydroxyethoxy)-phenyl]-2-methyl-1-propanone (MMP). The intermolecular thiol-ene reaction is carried out by dissolving Fmoc-Cys-OH in an N,N-dimethylformamide (DMF) solvent. This is then reacted with the peptide using the alkene-bearing residue on resin. After that, the macrolactamization is carried out using benzotriazole-1-yl-oxytripyrrolidinophosphonium hexafluorophosphate (PyBop), 1-hydroxybenzotriazole (HoBt), and 4-Methylmorpholine (NMM) as activation reagents on the resin. Following the macrolactamization, the peptide synthesis is continued using standard SPPS. In the case of the thio-yne hydrothiolation, the linear peptide is cleaved from the resin, dried, and subsequently dissolved in degassed DMF. This is then irradiated using UV light with photoinitiator 2,2-dimethoxy-2-phenylacetophenone (DMPA). Following the reaction, DMF is evaporated and the crude residue is precipitated and purified using high-performance liquid chromatography (HPLC). These methods could function to simplify the generation of thioether-tethered cyclic peptides due to the use of the thio-ene/yne click chemistry that possesses superior functional group tolerance and good yield. The introduction of thioether bonds into peptides takes advantage of the nucleophilic nature of cysteine residues and is redox-inert relative to disulfide bonds.

We present a protocol for the construction of thioether/vinyl sulfide-tethered helical peptides using photo-induced thiol-ene/thiol-yne hydrothiolation.

Bau von Thioether/Vinyl-sulfid-angebunden spiralförmige Peptide über Foto-induzierte Thiol-ene/Yne Hydrothiolation

Here, we describe a detailed protocol for the preparation of thioether-tethered peptides using on-resin intramolecular/intermolecular thiol-ene ...

Synthesis of Information-bearing Peptoids and their Sequence-directed Dynamic Covalent Self-assembly

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded oligomeric strands mediated by paired dynamic covalent interactions in a manner mimicking the thermal cycling commonly employed for the self-assembly of complementary nucleic acid sequences. Primary amine monomers bearing aldehyde and amine pendant moieties are functionalized with orthogonal protecting groups for use as dynamic covalent reactant pairs. Using a modified automated peptide synthesizer, the primary amine monomers are encoded into oligo(peptoid) strands through solid-phase submonomer synthesis. Upon purification by high-performance liquid chromatography (HPLC) and characterization by electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS), sequence-specific oligomers are subjected to high-loading of a Lewis acidic rare-earth metal triflate which both deprotects the aldehyde moieties and affects the reactant pair equilibrium such that strands completely dissociate. Subsequently, a fraction of the Lewis acid is extracted, enabling annealing of complementary sequence-specific strands to form information-encoded molecular ladders characterized by matrix assisted laser desorption/ionization mass spectrometry (MALDI-MS). The simple procedure outlined in this report circumvents kinetic traps commonly experienced in the field of dynamic covalent assembly and serves as a platform for the future design of robust, complex architectures.

A protocol is presented for the synthesis of information-encoded peptoid oligomers and for the sequence-directed self-assembly of these peptoids into molecular ladders using amines and aldehydes as dynamic covalent reactant pairs and Lewis acidic rare-earth metal triflates as multi-role reagents.

Synthese von informationstragenden Peptoiden und deren sequenzgesteuerter dynamischer kovalenter Selbstmontage

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded ...

Constructing Cyclic Peptides Using an On-Tether Sulfonium Center

In recent years, cyclic peptides have attracted increasing attention in the field of drug discovery due to their excellent biological activities, and, as a consequence, they are now used clinically. It is, therefore, critical to seek effective strategies for synthesizing cyclic peptides to promote their application in the field of drug discovery. This paper reports a detailed protocol for the efficient synthesis of cyclic peptides using on-resin or intramolecular (intermolecular) bisalkylation. Using this protocol, linear peptides were synthesized by taking advantage of solid-phase peptide synthesis with cysteine (Cys) and methionine (Met) coupled simultaneously on the resin. Further, cyclic peptides were synthesized via bisalkylation between Met and Cys using a tunable tether and an on-tether sulfonium center. The whole synthetic route can be divided into three major processes: the deprotection of Cys on the resin, the coupling of the linker, and the cyclization between Cys and Met in a trifluoroacetic acid (TFA) cleavage solution. Furthermore, inspired by the reactivity of the sulfonium center, a propargyl group was attached to the Met to trigger thiol-yne addition and form a cyclic peptide. After that, the crude peptides were dried and dissolved in acetonitrile, separated, and then purified by high-performance liquid chromatography (HPLC). The molecular weight of the cyclic peptide was confirmed by liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS), and the stability of the cyclic peptide combination with the reductant was further confirmed using HPLC. In addition, the chemical shift in the cyclic peptide was analyzed by 1H nuclear magnetic resonance (1H NMR) spectra. Overall, this protocol aimed to establish an effective strategy for synthesizing cyclic peptides.

This protocol presents the synthesis of cyclic peptides via bisalkylation between cysteine and methionine and the facile thiol-yne reaction triggered by the propargyl sulfonium center.

Konstruktion zyklischer Peptide mit einem On-Tether-Sulfoniumzentrum

In recent years, cyclic peptides have attracted increasing attention in the field of drug discovery due to their excellent biological activities, and, as ...

<meta charset="utf8"></head><body> Peptid-Hydrogele: Methoden zur umweltverträglichen Gelierung von ECF-5

Preparation of Mechanically Stable Self-Assembled Peptides Hydrogels

Peptide hydrogels are highly hydrophilic, three-dimensional network gels formed by the self-assembly of nanofibers or polymers, creating water-locking networks. Their morphology closely resembles that of the extracellular matrix, allowing them to exhibit both the biological functions of peptides and responsive gelation properties. These unique characteristics have led to their extensive application in tissue engineering, three-dimensional cell culture, cancer therapy, regenerative medicine, and other biomedical fields. This article describes three methods for preparing ECF-5 peptide hydrogels using self-assembling peptides with environmentally responsive gelation processes: (1) pH-responsive gelation: varying pH levels induce the protonation or deprotonation of amino acid residues, altering electrostatic interactions between peptide molecules and promoting their self-assembly into hydrogels; (2) Metal ion addition: polyvalent metal ions chelate with negatively charged amino acid residues, acting as bridges between peptides to form a network hydrogel; (3) Solvent exchange: hydrophobic peptides are initially dissolved in non-polar organic solvents and subsequently induce self-assembly into hydrogels upon transitioning to a polar aqueous environment. These methods utilize conventional experimental procedures to facilitate peptide self-assembly into hydrogels. By designing peptide sequences to align with specific gelation-inducing conditions, it is possible to achieve finely tuned micro/nanostructures and biological functions, highlighting the significant potential of peptide hydrogels in the biomedical domain.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Verbesserung der Produktion von selbstorganisierenden Fasern und Peptid-Hydrogelen für überlegene Biokompatibilität

This protocol presents three fast and simple preparation methods that use environmental conditions to trigger the self-assembly of peptides into hydrogels. Additionally, the characterization of peptide hydrogels is described, demonstrating that mechanically stable peptide hydrogels can be formed under these straightforward conditions.

Herstellung von mechanisch stabilen selbstorganisierten Peptiden, Hydrogelen

Peptide hydrogels are highly hydrophilic, three-dimensional network gels formed by the self-assembly of nanofibers or polymers, creating water-locking ...

Synthese und Charakterisierung von 1,2-Dithiolane geändert selbstorganisierende Peptide

Zusammenfassung

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Bildung geordneter Strukturen Biomolekulare durch die Selbstorganisation von kurzen Peptiden

Split-and-Pool-Synthese und Charakterisierung von Peptid-Amid-Tertiär-Bibliothek

Nucleosidtriphosphaten - von der Synthese zur biochemischen Charakterisierung

Synthese und Charakterisierung von funktionalisierten Metall-organische Gerüste

Bau von Thioether/Vinyl-sulfid-angebunden spiralförmige Peptide über Foto-induzierte Thiol-ene/Yne Hydrothiolation

Synthese von informationstragenden Peptoiden und deren sequenzgesteuerter dynamischer kovalenter Selbstmontage

Konstruktion zyklischer Peptide mit einem On-Tether-Sulfoniumzentrum

Herstellung von mechanisch stabilen selbstorganisierten Peptiden, Hydrogelen

Herstellung von mechanisch stabilen selbstorganisierten Peptiden, Hydrogelen

Herstellung von mechanisch stabilen selbstorganisierten Peptiden, Hydrogelen