Die Autoren möchten das Labor von Dr. Howard Crawford (University of Michigan) für technische Unterstützung und Bereitstellung von Materialien und Ausrüstung für diese Studie und Alan Kelleher für den technischen Support zu danken.
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse von der University of Michigan Rogel Cancer Center Core Grant CA046592-26S3, NIH K08 CA201335-01A1 (PLP), BCAN Jia (PLP), NIH R01 CA17483601A1 (DMS) finanziert.

(1) wachsenden Krebs Sphäroide
<ol><li>
Anbau von Zelllinien
	<ol>
<li>Kultur menschlichen Blase Krebszellen unter herkömmlichen Anhänger Zelle Kulturbedingungen und pflegen in einem 37 ° C Inkubator mit 5 % CO2geliefert. Halten Zellen an < 90 % Konfluenz. Hinweis: Kulturmedien verwendet ist Dulbeccos minimalen wesentlichen Medien (DMEM) mit 4,5 g/L D-Glucose, L-Glutamin, 110 mg/L Natrium Pyruvat, modifiziert und mit 10 % fetalen bovine Serum (FBS) in dieses Protokoll geliefert.</li>
		<li>Einen Tag vor Beginn des Experiments, trypsinize (mit 0,25 % Trypsin-EDTA) Zellen, Zellkonzentration zu quantifizieren und 1 x 106 Zellen in 3 mL Kulturmedien in jede Vertiefung eine 6-Well ultraniedriger Befestigungsplatte zu verteilen.</li>
		<li>Inkubieren Sie Zellen in niedrigen Anlage Bedingungen bei 37 ° C ≥16 h. Dies sollte ausreichend Zeit für die Zellen ermöglichen, Aggregat in Sphäroide für die meisten Blase Krebs-Zelllinien. Hinweis: Die Bildung der Sphäroide kann durch invertierte Hellfeld-Mikroskop beobachtet werden. Die optimale Größe und Anzahl der Sphäroide können auf einzelne Experimente abhängen, aber wir finden, dass Sphäroide mit Durchmessern von 50 µm bis 150 µm in der Regel für Zeitraffer-Bildgebung mit einem 20 X Objektiv geeignet sind.</li>
		<li>Weitere Zelltypen, wie z. B. Fibroblasten oder Immunzellen in die Sphäroide integrieren mischen die gewünschten Zellen mit Krebszellen im gewünschten Verhältnis (1:1, 01:10, etc..) in einer ultra-niedrigen Anlage Platte und Inkubation bei 37 ° C ≥16 h Bildung ermöglichen gemischte Zelle Typ Sphäroide.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Anbau von Primärtumoren Hinweis: Tumor Sphäroide auch primäre Blase Tumor abgeleitet werden können Quellen, wie z. B. Tumoren von karzinogen induzierten Blase Tumor Modelle8entwickelt. Zum Beispiel Blase Tumoren erzeugt von Mäusen gefüttert mit N-Butyl - N-(4-Hydroxybutyl) Nitrosaminen (BBN), können geerntet und in kleine Stücke (ca. 0,5 mm3) mit sterilen chirurgischen Instrumenten zerkleinert. Verdaut Primärproben menschliche Blase Krebs auch in diesem System studiert werden können.<ol>
<li>Sammeln und 0,5 mm3 Tumor Stücke in 5 mL eiskaltes Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) waschen. Zentrifugation bei 200 X g für 5 min bei 4 ° C. Wiederholen Sie waschen einmal.</li>
		<li>Sammeln Sie Tumor Stücke durch Zentrifugation bei 200 X g für 10 min bei 4 ° C. Entfernen den überstand und 5 mL DMEM mit 10 % FBS. Übertragen Sie Tumor Sphäroid/Medien Mischung auf eine 6-Well ultraniedriger Befestigungsplatte. Inkubation bei 37 ° C ≥16 h vor dem Einbetten in Kollagen-Matrix (siehe Punkt 2.3).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Vorbereitung der 3-d-Kultur-Kammer
<ol><li>
Typ-1-Kollagen (abgeleitet von Rattenschwanz) in DMEM mit 10 % verdünnen FBS, eine Mischung von 2 mg/mL nach Herstellerangaben zu machen.
	<ol>
<li>Kurzum, Kollagen mit entsprechenden Menge 1 N NaOH-Lösung mischen und DMEM durch sanfte pipettieren basiert auf den Anweisungen des Herstellers, physiologischen pH-Wert zu erreichen.</li>
		<li>Nach dem Mischen Kollagen und DMEM schnell Beschichten der Brunnen von der Kammer-Folie (für die meisten Anwendungen, Kammer-Folien mit einem Deckglas Nummer 1.5 ist optimal) mit dem Kollagen-DMEM-Gemisch vor Erstarrung (200 µL/Well). Ermöglichen Sie die beschichteten Kammer Folie stationär bei Raumtemperatur 15 Minuten. Hinweis: Die Zusammensetzung des Kollagen-basierten Matrix kann geändert werden durch Zugabe von anderen extrazellulären Matrix Zutaten wie Fibronektin und Laminin, entsprechend im Sinne des Experiments.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sanft pipettieren 500 µL Medium mit Sphäroide (oder Tumor Stücke, wenn primäre tumorprobe verwendet wird) aus der 6-Well ultraniedriger Befestigungsplatte in eine leere 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch. Warten Sie 2 min der Sphäroide auf den Boden des Röhrchens abrechnen zu lassen.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig den überstand aus der Tube. Bereiten Sie eine andere Röhre von Typ-1-Kollagen (2 mg/mL) gemischt mit DMEM mit 10 % FBS und schnell die Sphäroide 500 µL dieser Mischung hinzufügen. Mischen Sie vorsichtig die Sphäroide und Kollagen durch langsame pipettieren.</li>
	<li>Geben Sie 250 µL Sphäroide/Kollagen-Mischung in eine Kammer Kollagen-Pre-beschichtete Folie. Lassen Sie die Kollagen-Matrix mit Sphäroide vollständig zu festigen (ca. 30 min bei 37 ° C).</li>
	<li>Nachdem die Kollagenmatrix erstarrt ist, fügen Sie 1 mL DMEM mit 10 % FBS in jede Vertiefung (Abbildung 1B). Inkubieren Sie die Kammer Folie in einem 37 ° C Inkubator bis bereit für die Bildgebung mit 5 % CO2 geliefert.</li>
</ol>(3) Zeitraffer live Cell Imaging
<ol><li>Schalten Sie das konfokale Mikroskop nach den Anweisungen des Herstellers und sicherzustellen Sie, dass der Klimakammer 37 ° C erreicht und wird mit 5 % CO2geliefert. Hinweis: Unser Mikroskop und Kammer erfordern in der Regel 1 h System Gleichgewicht zu erreichen.</li>
	<li>Sorgfältig übertragen der Kammer-Folie auf die Folie-Adapter am Mikroskop befestigt.</li>
	<li>Suchen Sie die Sphäroide mit einem low-Power-Ziel (z. B.5 X) und starten Sie Imaging mit dem Ziel, höhere Macht (in aktuellen Protokoll 20 X Objektiv wird verwendet für die meisten das live Cell Imaging für die bessere Bildqualität). Hinweis: Für primäre Blase tumorproben, können 5 X und 10 X Ziele benötigt werden um größere imaging-Bereich zu decken. Für unsere Zeitraffer-Aufnahmen der bildgebende Intervall wird als 30 min festgelegt und ein Z-Stapel wird verwendet, um das ganze Sphäroid Bild. In der Regel ist der Abstand zwischen Z-Scheiben bis 4 µm eingestellt für die 20 X Objektive und die Gesamtstrecke der Z-Achse ist rund 200 µm. Bilder mit DIC gewonnen werden können und mit Fluoreszenz wenn Gewebe bzw. Zellen fluoreszierende Protein Marker Hafen.</li>
	<li>Durchführen Sie Time-Lapse Bildgebung für 24-72 h. Hinweis: Die Dauer richtet sich nach dem Zelltyp und die Bedürfnisse des Experiments.</li>
</ol>4. Vorbereitung der Probenblock mit Krebs Sphäroide für gefrorenes Gewebe schneiden
<ol><li>Heben Sie vorsichtig den Block der Kollagen-Gel und Sphäroide aus der Kammer Folien mithilfe von kleinen Zange. Platzieren Sie den Kollagen Gel Block in einer Kunststoff-Histologie-Form.</li>
	<li>Spülen Sie das Kollagen-Gel mit 1 X PBS kurz, und dann fix it mit 4 % Paraformaldehyd (PFA) mit PBS-Puffer für 30 min bei Raumtemperatur. Achtung: PFA potentiellen karzinogen und sollten mit Vorsicht behandelt werden.</li>
	<li>Waschen Sie dem Kollagen-Gel mit 1,5 mL 1 X PBS auf einen Shaker für 15 min. ersetzen die PBS und wiederholen Sie den vorherigen Waschschritt 3 X.</li>
	<li>Tragen Sie dünn auf (ca. 3 mm) der optimale Arbeitstemperatur (OCT) Verbindung unten eine neue Form der Kunststoff Histologie abdecken. Legen Sie die feste und Betten Sie Kollagen Gel oben auf das Office-Anpassungstool zusammengesetzte gewaschen ein, dann sorgfältig das ganze Gel durch das Ausfüllen der Formwerkzeugs mit zusammengesetzten unter Vermeidung der Bildung von Luftblasen im Office-Anpassungstool OCT.</li>
	<li>Lassen Sie die Form bei 4 ° C für 1 h.</li>
	<li>Legen Sie die Form mit der Probe und OCT Verbindung auf einer 100 mm Petrischale schwimmend auf flüssigem Stickstoff. Lassen Sie die Probe vollständig Schockfrosten.</li>
	<li>Die gefrorenen probenblock bei-80 ° C für eine spätere Verwendung zu speichern.</li>
</ol>5. Immunfluoreszenz Imaging für gefrorene geschnittenen Krebs Sphäroide
<ol><li>Übertragen Sie die gefrorenen probenblock von-80 ° C Gefrierschrank auf-20 ° C-Kammer von einem Kryostat.</li>
	<li>
Führen Sie konventionelle gefrorenes Schneiden durch Festlegen des Intervalls Abschnitt bis 7 µm. Lufteinschlüsse oder geschnittenen Proben an der Glas-Folie ohne Falten befestigen lassen.
	<ol>
<li>Speichern Sie die Folien bei-80 ° C vor der Durchführung weiterer Färbung. Hinweis: Verschiedene Intervalle können zur experimentellen Anforderungen anpassen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Folien für 1 h bei Raumtemperatur Lufttrocknen.</li>
	<li>Permeabilize die Proben mit PBS mit 0,5 % Triton x-100 für 15 Minuten.</li>
	<li>Wash Proben 3 X mit PBS für 10 min pro Waschgang.</li>
	<li>Umschließen Sie die Proben auf der Folie mit hydrophoben Barrieren mithilfe eine hydrophobe Barriere-Pen.</li>
	<li>Behandeln Sie die Proben mit blockierenden Lösung (1 X PBS mit 5 % Rinderserumalbumin (BSA)), für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Jede Probe auf der Folie zuweisen Sie 40 µL der primäre Antikörper enthaltende Lösung (1 X PBS mit 5 % BSA mit 1: 100 Verdünnung der Primärantikörper).</li>
	<li>Inkubieren Sie die Folien in der primären Antikörper bei 37 ° C für 1 h oder bei Raumtemperatur über Nacht (Inkubationszeit und Bedingungen variieren je nach Primärantikörper).</li>
	<li>Wash Proben 3 X mit PBS für 15 min (pro Waschgang).</li>
	<li>Jede Probe auf der Folie zuweisen Sie 40 µL sekundäre Antikörper enthaltende Lösung (1 X PBS mit 5 % BSA mit 1: 300 Sekundärantikörper Verdünnung).</li>
	<li>Wash Proben 3 X mit PBS für 15 min (pro Waschgang).</li>
	<li>Färben Sie die Proben mit Hoechst 33342 Lösung (1 µg/mL, verdünnt mit PBS-Puffer) bei Raumtemperatur für 10 Minuten. Dann waschen Sie Proben mit PBS 5 min.</li>
	<li>Montieren Sie die Proben mit Eindeckmittel und bedecke sie mit entsprechend großen Deckel rutscht. Verlassen Sie die Folien im Dunkeln bei Raumtemperatur für 24 h zu, und führen Sie dann konfokalen Mikroskopie.</li>
</ol>

<ol>
	<li>American Cancer Society. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Society. , (2018).</li><li>Knowles, M. A., Hurst, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+biology+of+bladder+cancer:+new+insights+into+pathogenesis+and+clinical+diversity.">Molecular biology of bladder cancer: new insights into pathogenesis and clinical diversity.</a> Nature Reviews Cancer. 15 (1), 25-41 (2015).</li><li>DeGeorge, K. C., Holt, H. R., Hodges, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Cancer:+Diagnosis+and+Treatment.+American+Family+Physician.">Bladder Cancer: Diagnosis and Treatment. American Family Physician.</a> American Family Physician. 96 (8), 507-514 (2017).</li><li>Repesh, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+in+vitro.+assay+for+quantitating+tumor+cell+invasion.">A new in vitro. assay for quantitating tumor cell invasion.</a> Invasion Metastasis. 9 (3), 192-208 (1989).</li><li>Doillon, C. J., Gagnon, E., Paradis, R., Koutsilieris, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+culture+system+as+a+model+for+studying+cancer+cell+invasion+capacity+and+anticancer+drug+sensitivity.">Three-dimensional culture system as a model for studying cancer cell invasion capacity and anticancer drug sensitivity.</a> Anticancer Research. 24 (4), 2169-2177 (2004).</li><li>Duong, H. S., Le, A. D., Zhang, Q., Messadi, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+3-dimensional+culture+system+as+an+in+vitro.+model+for+studying+oral+cancer+cell+invasion.">A novel 3-dimensional culture system as an in vitro. model for studying oral cancer cell invasion.</a> International Journal of Expermintal Pathology. 86 (6), 365-374 (2005).</li><li>Rebelo, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D-3-culture:+A+tool+to+unveil+macrophage+plasticity+in+the+tumour+microenvironment.">3D-3-culture: A tool to unveil macrophage plasticity in the tumour microenvironment.</a> Biomaterials. , 185-197 (2018).</li><li>Vasconcelos-Nobrega, C., Colaco, A., Lopes, C., Oliveira, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review:+BBN+as+an+urothelial+carcinogen.">Review: BBN as an urothelial carcinogen.</a> In Vivo. 26 (4), 727-739 (2012).</li><li>Palmbos, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ATDC/TRIM29+Drives+Invasive+Bladder+Cancer+Formation+through+miRNA-Mediated+and+Epigenetic+Mechanisms.">ATDC/TRIM29 Drives Invasive Bladder Cancer Formation through miRNA-Mediated and Epigenetic Mechanisms.</a> Cancer Research. 75 (23), 5155-5166 (2015).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ATDC+induces+an+invasive+switch+in+KRAS-induced+pancreatic+tumorigenesis.">ATDC induces an invasive switch in KRAS-induced pancreatic tumorigenesis.</a> Genes &amp; Development. 29 (2), 171-183 (2015).</li><li>Fife, C. M., McCarroll, J. A., Kavallaris, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Movers+and+shakers:+cell+cytoskeleton+in+cancer+metastasis.">Movers and shakers: cell cytoskeleton in cancer metastasis.</a> British Journal of Pharmacology. 171 (24), 5507-5523 (2014).</li><li>Akhmanova, A., Steinmetz, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+microtubule+organization+and+dynamics:+two+ends+in+the+limelight.">Control of microtubule organization and dynamics: two ends in the limelight.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 16 (12), 711-726 (2015).</li><li>Cheung, K. J., Gabrielson, E., Werb, Z., Ewald, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+invasion+in+breast+cancer+requires+a+conserved+basal+epithelial+program.">Collective invasion in breast cancer requires a conserved basal epithelial program.</a> Cell. 155 (7), 1639-1651 (2013).</li><li>Kidd, M. E., Shumaker, D. K., Ridge, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+vimentin+intermediate+filaments+in+the+progression+of+lung+cancer.">The role of vimentin intermediate filaments in the progression of lung cancer.</a> American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (1), 1-6 (2014).</li><li>Lowery, J., Kuczmarski, E. R., Herrmann, H., Goldman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intermediate+Filaments+Play+a+Pivotal+Role+in+Regulating+Cell+Architecture+and+Function.">Intermediate Filaments Play a Pivotal Role in Regulating Cell Architecture and Function.</a> Journal of Biological Chemistry. 290 (28), 17145-17153 (2015).</li><li>Papafotiou, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KRT14+marks+a+subpopulation+of+bladder+basal+cells+with+pivotal+role+in+regeneration+and+tumorigenesis.">KRT14 marks a subpopulation of bladder basal cells with pivotal role in regeneration and tumorigenesis.</a> Nature Communications. 7, 11914 (2016).</li><li>Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanistic+adaptability+of+cancer+cells+strongly+affects+anti-migratory+drug+efficacy.">Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy.</a> Journal of the Royal Society Interface. 11 (99), (2014).</li><li>Goddette, D. W., Frieden, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+polymerization.+The+mechanism+of+action+of+cytochalasin+D.">Actin polymerization. The mechanism of action of cytochalasin D.</a> Journal of Biological Chemistry. 261 (34), 15974-15980 (1986).</li><li>Berrier, A. L., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-matrix+adhesion.">Cell-matrix adhesion.</a> Journal of Cellular Physiology. 213 (3), 565-573 (2007).</li><li>Lee, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen+gel+three-dimensional+matrices+combined+with+adhesive+proteins+stimulate+neuronal+differentiation+of+mesenchymal+stem+cells.">Collagen gel three-dimensional matrices combined with adhesive proteins stimulate neuronal differentiation of mesenchymal stem cells.</a> Journal of the Royal Society Interface. 8 (60), 998-1010 (2011).</li><li>LeBleu, V. S., Macdonald, B., Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+function+of+basement+membranes.">Structure and function of basement membranes.</a> Experimental Biology and Medicine. 232 (9), 1121-1129 (2007).</li><li>Rakha, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasion+in+breast+lesions:+the+role+of+the+epithelial-stroma+barrier.">Invasion in breast lesions: the role of the epithelial-stroma barrier.</a> Histopathology. , (2017).</li><li>Erler, J. T., Weaver, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+context+regulation+of+metastasis.">Three-dimensional context regulation of metastasis.</a> Clinical &amp; Experimental Metastasis. 26 (1), 35-49 (2009).</li></ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Hier beschreiben wir eine 3-d-Tumor-Sphäroid-Modell, die Echtzeit-Beobachtung der Blase Krebs Invasion ermöglicht die für Krebs Progression und Metastasierung von entscheidender Bedeutung ist. Dieses System ist offen für die Einbeziehung der verschiedenen Stromazellen und zellulären Komponenten erlauben Ermittler besser zusammenfassend Gewebe Mikroumgebung wo Blase Krebs Invasion stattfindet. Blase Krebs Sphäroide können aus verschiedenen Quellen wie Zell-Linien (einschließlich genetisch veränderter Zelllinien f...

Invasion ist ein wichtiger Schritt bei Tumorprogression, die Metastasen gefordert, und ist verbunden mit niedrigeren überleben und schlechter Prognose bei Patienten. In der menschlichen Blasenkrebs, am häufigsten Malignome der Harnwege verursacht etwa 165.000 Todesfälle pro Jahr weltweit, krebsstadium, Behandlung und Prognose direkt das Vorhandensein oder Fehlen von Invasion1beziehen sich auf. Rund 75 % der Fälle von Blasenkrebs werden nicht-Muskel invasive und sind mit lokalen Resektion verwaltet. Im Gegensatz dazu Muskel-invasive Blase Krebs (ca. 25 % aller Fälle) sind aggressive Tumoren mit hoher metastasierendem und werden mit aggressiven Multimodalität Therapie2,3behandelt. Daher ist es wichtig, um das Risiko der invasiven Progression besser charakterisieren und therapeutische Interventionen zu entwickeln, die invasive Fortschreiten verhindern können, Verständnis der molekularen Signalwege, die Invasion auslösen.
Invasive Tumorprogression tritt in einem komplexen Umfeld für dreidimensionale (3D) und beinhaltet Tumor Zelle Interaktion mit anderen Tumorzellen, Stroma, Basalmembran und andere Arten von Zellen wie Immunzellen, Fibroblasten, Muskelzellen und vaskuläre Endothelzellen. Durchlässige Unterstützung (z.B.Transwell) Assay-Systeme werden häufig eingesetzt, um Krebs Zelle Invasion4, aber diese Systeme quantitate sind begrenzt, weil sie nicht erlauben, mikroskopische Überwachung des Invasion in Echtzeit und die Entnahme von Proben für weitere Färbung und molekulare Analyse ist eine Herausforderung. Entwicklung eines 3-d-Blase Tumor Sphäroid Invasion zu studieren ist wünschenswert, weil dadurch die Aufnahme von definierten microenvironmental Komponenten mit dem Komfort einer in-vitro- Systeme.
In diesem Protokoll beschreiben wir ein System, um die invasiven Prozesse der menschlichen Blase Krebszellen mit einem 3-d-Sphäroid Invasion Assay mit Kollagen-basierten Gel Matrizen und konfokalen Mikroskopie damit Ermittler Zelle Motilität überwachen zu verhören und Invasion in Echtzeit (Abb. 1A). Dieses System ist vielseitig und kann geändert werden, um verschiedene Stromatumoren Tumor/Einstellungen zu befragen. Es kann die meisten Blase Krebs-Zell-Linien oder primäre Blase Tumoren und zusätzliche Stromazellen Zellen enthalten, wie z. B. Krebs Fibroblasten und Immunzellen5,6,7verbunden. Dieses Protokoll beschreibt eine Matrix, bestehend aus Kollagen Typ 1, aber kann geändert werden, um andere Moleküle wie FIBRONEKTIN, Laminin oder andere Proteine Kollagen zu integrieren. Invasive Verfahren können für 72 h oder länger je nach der Fähigkeit, das Mikroskop und das verwendete verfolgt werden. Fixierung und Immunfluoreszenz-Färbung des Tumors in der 3-d-Matrix eingebettet, vor, während und nach dem Einmarsch ermöglicht das Verhör von Proteinen hochreguliert in invasive Zellen, wodurch wichtige Informationen, die normalerweise nicht vorhanden oder schwierig zu sammeln Verwendung von anderen 3-d-Kultur-Modellen. Dieses System kann auch genutzt werden, zu Bildschirm-Verbindungen, die Invasion zu blockieren und Signalwege, die solche Verbindungen betroffen abzugrenzen.

<table><tbody><tr><td>Human bladder cancer cell lines UM-UC9, UM-UC13, UM-UC14, UM-UC18, 253J</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM cell culture medium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11995065</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum&amp;nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic-Antimycotic (100x)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3803</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4&amp;nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Costar Ultral-low attachment 6-well cluster&amp;nbsp;</td><td>Corning</td><td>3471</td><td></td></tr><tr><td>Conventional inverted microscope&amp;nbsp;</td><td>Carl Zeiss</td><td>491206-0001-000</td><td>General use for cell culture and checking spheroids</td></tr><tr><td>Collagen type 1 from rat tail, high concentration&amp;nbsp;</td><td>Corning</td><td>354249</td><td></td></tr><tr><td>Nunc Lab-Tek II Chambered Coverglass</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>155382</td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope&amp;nbsp;</td><td>Carl Zeiss</td><td>LSM800</td><td>A confocal miscoscope with climate chamber, multi-location imaging, and Z-stack scanning function&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cryostat micromtome</td><td>Leica Biosystems</td><td>CM3050 S</td><td></td></tr><tr><td>Zen 2 Image processing software&amp;nbsp;</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde solution</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>ImmEdge Hydrophobic Barrier PAP Pen</td><td>Vector Laboratories&amp;nbsp;</td><td>H4000</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T compound&amp;nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>23730571</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342 solution&amp;nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>62249</td><td></td></tr><tr><td>Anti-ATDC (Trim29) antibody</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HPA020053</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Cytokeratin 14 antibody</td><td>Abcam</td><td>ab7800</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Vimentin antibody</td><td>Abcam</td><td>ab24525</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Diamond&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Mounting medium</td></tr></tbody></table>

3-d cell culture system for studying invasion and evaluating therapeutics in bladder cancer

Blasenkrebs ist eine erhebliche gesundheitliche Problem. Es wird geschätzt, dass mehr als 16.000 Menschen in diesem Jahr in den Vereinigten Staaten von Blasenkrebs sterben. Während 75 % der Krebserkrankungen der Blase sind nicht-invasiv und unwahrscheinlich zu metastasieren, Fortschritte machen etwa 25 % ein invasives Wachstum Muster. Bis zur Hälfte der Patienten mit invasiven Krebsarten entwickeln tödliche Metastasen Rückfall. Daher ist es entscheidend, Vorhersagen, Behandlungsergebnisse zu vermeiden tödliche Metastasen, Verständnis des Mechanismus der invasiven Progression bei Blasenkrebs. In diesem Artikel präsentieren wir ein dreidimensionales Krebs Invasion Modell, das ermöglicht die Einbindung von Tumorzellen und Stromazellen Komponenten, in Vivo Bedingungen, die in der Blase Tumor Mikroumgebung zu imitieren. Dieses Modell bietet die Möglichkeit, den invasiven Prozess mit Zeitraffer Bildgebung in Echtzeit beobachten, befragen die molekulare Bahnen beteiligt mit konfokale immunofluorescent Bildgebung und Bildschirm-Verbindungen mit dem Potenzial, Block-Invasion. Während dieses Protokoll auf Blasenkrebs konzentriert, ist es wahrscheinlich, dass ähnliche Methoden zur Untersuchung von Invasion und Motilität in sowie andere Tumorarten eingesetzt werden könnte.

Erfolgreiche Gestaltung von invasiven Blase Krebs Tumor Sphäroid erfordert die Bildung von geeigneter Größe Tumor Sphäroide aus Zell-Linien oder Primärtumoren. Abbildung 2 A zeigt entsprechend dimensionierte Sphäroide aus vier menschliche Blase Krebszelllinien (UM-UC9, UM UC13, UM UC14, 253J und UM UC18) entwickelt. Abbildung 2 B zeigt ein Tumor Sphäroid von einem BBN generiert Maus Blase ...

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3-D Cell Culture System for Studying Invasion and Evaluating Therapeutics in Bladder Cancer

3-d-Zellkultursystem für die Invasion zu studieren und Bewertung Therapeutika bei Blasenkrebs

Die Prozesse für die Blase Krebs Invasion darstellen Biomarker und therapeutische Entwicklungsmöglichkeiten. Hier präsentieren wir eine Blase Krebs Invasion Modell mit 3-d-Kultur der Tumor Sphäroide, Time-Lapse Bildgebung und konfokalen Mikroskopie. Diese Technik ist nützlich für die Definition der Merkmale des invasiven Verfahrens und für das screening von Therapeutika.

Bladder cancer is a significant health problem. It is estimated that more than 16,000 people will die this year in the United States from bladder cancer. ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

8.9K Aufrufe.  University of Michigan Medical Center. Die Prozesse für die Blase Krebs Invasion darstellen Biomarker und therapeutische Entwicklungsmöglichkeiten. Hier präsentieren wir eine Blase Krebs Invasion Modell mit 3-d-Kultur der Tumor Sphäroide, Time-Lapse Bildgebung und konfokalen Mikroskopie. Diese Technik ist nützlich für die Definition der Merkmale des invasiven Verfahrens und für das screening von Therapeutika.

Serie: 3-D Cell Culture System for Studying Invasion and Evaluating Therapeutics in Bladder Cancer

Spheroid Assay to Measure TGF-&#946;-induced Invasion

TGF-&beta; has opposing roles in breast cancer progression by acting as a tumor suppressor in the initial phase, but stimulating invasion and metastasis at later stage1,2. Moreover, TGF-&beta; is frequently overexpressed in breast cancer and its expression correlates with poor prognosis and metastasis 3,4. The mechanisms by which TGF-&beta; induces invasion are not well understood.
TGF-&beta; elicits its cellular responses via TGF-&beta; type II (T&beta;RII) and type I (T&beta;RI) receptors. Upon TGF-&beta;-induced heteromeric complex formation, T&beta;RII phosphorylates the T&beta;RI. The activated T&beta;RI initiates its intracellular canonical signaling pathway by phosphorylating receptor Smads (R-Smads), i.e. Smad2 and Smad3. These activated R-Smads form heteromeric complexes with Smad4, which accumulate in the nucleus and regulate the transcription of target genes5. In addition to the previously described Smad pathway, receptor activation results in activation of several other non-Smad signaling pathways, for example Mitogen Activated Protein Kinase (MAPK) pathways6.
To study the role of TGF-&beta; in different stages of breast cancer, we made use of the MCF10A cell system. This system consists of spontaneously immortalized MCF10A1 (M1) breast epithelial cells7, the H-RAS transformed M1-derivative MCF10AneoT (M2), which produces premalignant lesions in mice8, and the M2-derivative MCF10CA1a (M4), which was established from M2 xenografts and forms high grade carcinomas with the ability to metastasize to the lung9. This MCF10A series offers the possibility to study the responses of cells with different grades of malignancy that are not biased by a different genetic background.
For the analysis of TGF-&beta;-induced invasion, we generated homotypic MCF10A spheroid cell cultures embedded in a 3D collagen matrix in vitro (Fig 1). Such models closely resemble human tumors in vivo by establishing a gradient of oxygen and nutrients, resulting in active and invasive cells on the outside and quiescent or even necrotic cells in the inside of the spheroid10. Spheroid based assays have also been shown to better recapitulate drug resistance than monolayer cultures11. This MCF10 3D model system allowed us to investigate the impact of TGF-&beta; signaling on the invasive properties of breast cells in different stages of malignancy.

An assay to quantitatively measure Transforming Growth Factor (TGF)-&#x03B2;-induced invasion in 3-dimensional collagen gels is described. This assay takes advantage of the MCF10A series of cell lines, which represent different stages of breast cancer development. This method can be adopted to be used with other cell lines and might be used to investigate other potential activators or inhibitors of invasion.

Spheroid Assay zur TGF-β-induzierte Invasion Measure

TGF-&beta; has opposing roles in breast cancer progression by acting as a tumor suppressor in the initial phase, but stimulating invasion and metastasis ...

Forschung

Medizin

Modeling and Imaging 3-Dimensional Collective Cell Invasion

A defining characteristic of cancer malignancy is invasion and metastasis 1. In some cancers (e.g. glioma 2), local invasion into surrounding healthy tissue is the root cause of disease and death. For other cancers (e.g. breast, lung, etc.), it is the process of metastasis, in which tumor cells move from a primary tumor mass, colonize distal sites and ultimately contribute to organ failure, that eventually leads to morbidity and mortality 3. It has been estimated that invasion and metastasis are responsible for 90&#37; of cancer deaths 4. As a result, there has been intense interest in identifying the molecular processes and critical protein mediators of invasion and metastasis for the purposes of improving diagnosis and treatment 5.
A challenge for cancer scientists is to develop invasion assays that sufficiently resemble the in vivo situation to enable accurate disease modeling 6. Two-dimensional cell motility assays are only informative about one aspect of invasion and do not take into account extracellular matrix (ECM) protein remodeling which is also a critical element. Recently, research has refined our understanding of tumor cell invasion and revealed that individual cells may move by elongated or rounded modes 7. In addition, there has been greater appreciation of the contribution of collective invasion, in which cells invade in strands, sheets and clusters, particularly in highly differentiated tumors that maintain epithelial characteristics, to the spread of cancer 8.
We present a refined method 9 for examining the contributions of candidate proteins to collective invasion 10. In particular, by engineering separate pools of cells to express different fluorescent proteins, it is possible to molecularly dissect the activities and proteins required in leading cells versus those required in following cells. The use of RNAi provides the molecular tool to experimentally disassemble the processes involved in individual cell invasion as well as in different positions of collective invasion. In this procedure, mixtures of fluorescently-labeled cells are plated on the bottom of a Transwell insert previously filled with Matrigel ECM protein, then allowed to invade "upwards" through the filter and into the Matrigel. Reconstruction of z-series image stacks, obtained by confocal imaging, into three-dimensional representations allows for visualization of collectively invading strands and analysis of the representation of fluorescently-labeled cells in leading versus following positions.

Models of tumor cell invasion into three-dimensional extracellular matrix better reflect the in vivo situation than two-dimensional motility assays. Using matrix invasion assays combined with confocal imaging of fluorescently-labeled cells, detailed information on invasion modes and the distinct contributions of leading versus following cells can be obtained.

Modeling and Imaging 3-Dimensional Collective Zellinvasion

A defining characteristic of cancer malignancy is invasion and metastasis 1. In some cancers (e.g. glioma 2), local invasion into surrounding healthy ...

Culture, Manipulation, and Orthotopic Transplantation of Mouse Bladder Tumor Organoids

The development of advanced tumor models has long been encouraged because current cancer models have shown limitations such as lack of three-dimensional (3D) tumor architecture and low relevance to human cancer. Researchers have recently developed a 3D in vitro cancer model referred to as tumor organoids that can mimic the characteristics of a native tumor in a culture dish. Here, experimental procedures are described in detail for the establishment of bladder tumor organoids from a carcinogen-induced murine bladder tumor, including culture, passage, and maintenance of the resulting 3D tumor organoids in vitro. In addition, protocols to manipulate the established bladder tumor organoid lines for genetic engineering using lentivirus-mediated transduction are described, including optimized conditions for the efficient introduction of new genetic elements into tumor organoids. Finally, the procedure for orthotopic transplantation of bladder tumor organoids into the wall of the murine bladder for further analysis is laid out. The methods described in this article can facilitate the establishment of an in vitro model for bladder cancer for the development of better therapeutic options.

This protocol provides detailed experimental steps to establish a three-dimensional in vitro culture of bladder tumor organoids derived from carcinogen-induced murine bladder cancer. Culture methods including passaging, genetic engineering, and orthotopic transplantation of tumor organoids are described.

Kultur, Manipulation und orthotopische Transplantation von Mausblase Tumororganoiden

The development of advanced tumor models has long been encouraged because current cancer models have shown limitations such as lack of three-dimensional ...

Krebsforschung

Monitoring Cancer Cell Invasion and T-Cell Cytotoxicity in 3D Culture

Significant progress has been made in treating cancer with immunotherapy, although a large number of cancers remain resistant to treatment. A limited number of assays allow for direct monitoring and mechanistic insights into the interactions between tumor and immune cells, amongst which, T-cells play a significant role in executing the cytotoxic response of the adaptive immune system to cancer cells. Most assays are based on two-dimensional (2D) co-culture of cells due to the relative ease of use but with limited representation of the invasive growth phenotype, one of the hallmarks of cancer cells. Current three-dimensional (3D) co-culture systems either require special equipment or separate monitoring for invasion of co-cultured cancer cells and interacting T-cells.
Here we describe an approach to simultaneously monitor the invasive behavior in 3D of cancer cell spheroids and T-cell cytotoxicity in co-culture. Spheroid formation is driven by enhanced cell-cell interactions in scaffold-free agarose microwell casts with U-shaped bottoms. Both T-cell co-culture and cancer cell invasion into type I collagen matrix are performed within the microwells of the agarose casts without the need to transfer the cells, thus maintaining an intact 3D co-culture system throughout the assay. The collagen matrix can be separated from the agarose cast, allowing for immunofluorescence (IF) staining and for confocal imaging of cells. Also, cells can be isolated for further growth or subjected to analyses such as for gene expression or fluorescence activated cell sorting (FACS). Finally, the 3D co-culture can be analyzed by immunohistochemistry (IHC) after embedding and sectioning. Possible modifications of the assay include altered compositions of the extracellular matrix (ECM) as well as the inclusion of different stromal or immune cells with the cancer cells.

The presented approach simultaneously evaluates cancer cell invasion in 3D spheroid assays and T-cell cytotoxicity. Spheroids are generated in a scaffold-free agarose multi-microwell cast. Co-culture and embedding in type I collagen matrix are performed within the same device which allows to monitor cancer cell invasion and T-cell mediated cytotoxicity.

Überwachung der Krebszellinvasion und T-Zell-Zytotoxizität in der 3D-Kultur

Significant progress has been made in treating cancer with immunotherapy, although a large number of cancers remain resistant to treatment. A limited ...

Culture of Bladder Cancer Organoids as Precision Medicine Tools

Current in vitro therapeutic testing platforms lack relevance to tumor pathophysiology, typically employing cancer cell lines established as two-dimensional (2D) cultures on tissue culture plastic. There is a critical need for more representative models of tumor complexity that can accurately predict therapeutic response and sensitivity. The development of three-dimensional (3D) ex vivo culture of patient-derived organoids (PDOs), derived from fresh tumor tissues, aims to address these shortcomings. Organoid cultures can be used as tumor surrogates in parallel to routine clinical management to inform therapeutic decisions by identifying potential effective interventions and indicating therapies that may be futile. Here, this procedure aims to describe strategies and a detailed step-by-step protocol to establish bladder cancer PDOs from fresh, viable clinical tissue. Our well-established, optimized protocols are practical to set up 3D cultures for experiments using limited and diverse starting material directly from patients or patient-derived xenograft (PDX) tumor material. This procedure can also be employed by most laboratories equipped with standard tissue culture equipment. The organoids generated using this protocol can be used as ex vivo surrogates to understand both the molecular mechanisms underpinning urological cancer pathology and to evaluate treatments to inform clinical management.

Patient-derived organoids (PDOs) are a powerful tool in translational cancer research, reflecting both the genetic and phenotypic heterogeneity of the disease and response to personalized anti-cancer therapies. Here, a consolidated protocol to generate human primary bladder cancer PDOs in preparation for the evaluation of phenotypic analyses and drug responses is detailed.

Kultur von Blasenkrebs-Organoiden als Werkzeuge der Präzisionsmedizin

Current in vitro therapeutic testing platforms lack relevance to tumor pathophysiology, typically employing cancer cell lines established as ...

Quantification of Breast Cancer Cell Invasiveness Using a Three-dimensional (3D) Model

It is now well known that the cellular and tissue microenvironment are critical regulators influencing tumor initiation and progression. Moreover, the extracellular matrix (ECM) has been demonstrated to be a critical regulator of cell behavior in culture and homeostasis in vivo. The current approach of culturing cells on two-dimensional (2D), plastic surfaces results in the disturbance and loss of complex interactions between cells and their microenvironment. Through the use of three-dimensional (3D) culture assays, the conditions for cell-microenvironment interaction are established resembling the in vivo microenvironment. This article provides a detailed methodology to grow breast cancer cells in a 3D basement membrane protein matrix, exemplifying the potential of 3D culture in the assessment of cell invasion into the surrounding environment. In addition, we discuss how these 3D assays have the potential to examine the loss of signaling molecules that regulate epithelial morphology by immunostaining procedures. These studies aid to identify important mechanistic details into the processes regulating invasion, required for the spread of breast cancer.

Quantification of Breast Cancer Cell Invasiveness Using a Three-dimensional 3D Model

This article provides detailed methodologies for the use of three-dimensional (3D) assays to quantify breast cancer cell invasion. Specifically, we discuss the procedures required to set up such assays, quantification, and data analysis, as well as methods to examine the loss of membrane integrity that occurs when cells invade.

Quantifizierung der Brustkrebs-Zelle Invasivität Mit einem Drei-dimensionale (3D) Modell

It is now well known that the cellular and tissue microenvironment are critical regulators influencing tumor initiation and progression. Moreover, the ...

3D-Modelle in der Krebsbiologie: Invasionsdynamik in Heterospheroiden

Alternative Strategy to Analyze In Vitro Cell Invasion of 3D Cultures

Spheroid culture is a 3D model that provides an improved replication of the in vivo microenvironment compared to traditional two-dimensional (2D) cultures. Invasion is a cellular outcome of utmost interest in cancer biology. In this protocol, we have devised an alternative strategy for evaluating cancer cell invasion in vitro, employing heterospheroids comprised of oral squamous cell carcinoma (OSCC), cancer-associated fibroblasts (CAF), and monocytes. These heterospheroids aim to mimic the tumor microenvironment (TME), including two relevant non-neoplastic cell types alongside the cancer cells. Each cell type was labeled with vital fluorescent markers emitting in distinct wavelengths before spheroid formation. Once formed, heterospheroids were seeded onto a layer of human leiomyoma-derived extracellular matrix in the upper compartment of a microporous membrane. Invasion was assessed in the z-axis using confocal microscopy. Digital images were obtained in the corresponding fluorescent channels at 10 &#181;m intervals, covering a depth of 90 &#181;m in the z-axis. Analysis was performed using freeware image software by calculating the integrated fluorescence intensity in each image and fluorescence channel. This approach enables a more dynamic analysis of cell invasion patterns in a multilayered context, as well as the examination of spatial co-localization of different cell types during invasion.

Autor im Rampenlicht: Entschlüsselung der Wechselwirkung zwischen Krebs und Immunzellen während des Fortschreitens von Kopf- und Halskrebs

Invasion is a major biological phenomenon in the development and progression of cancer. This process is influenced by non-neoplastic cells and components of the tumor microenvironment. The purpose of this study is to describe an alternative method for analyzing tumor cell invasion in vitro using three-dimensional (3D) cultures.

Alternative Strategie zur Analyse der in vitro Zellinvasion von 3D-Kulturen

Spheroid culture is a 3D model that provides an improved replication of the in vivo microenvironment compared to traditional two-dimensional (2D) ...

Three-Dimensional (3D) Tumor Spheroid Invasion Assay

Invasion of surrounding normal tissues is generally considered to be a key hallmark of malignant (as opposed to benign) tumors. For some cancers in particular (e.g., brain tumors such as glioblastoma multiforme and squamous cell carcinoma of the head and neck &#8211; SCCHN) it is a cause of severe morbidity and can be life-threatening even in the absence of distant metastases. In addition, cancers which have relapsed following treatment unfortunately often present with a more aggressive phenotype. Therefore, there is an opportunity to target the process of invasion to provide novel therapies that could be complementary to standard anti-proliferative agents. Until now, this strategy has been hampered by the lack of robust, reproducible assays suitable for a detailed analysis of invasion and for drug screening. Here we provide a simple micro-plate method (based on uniform, self-assembling 3D tumor spheroids) which has great potential for such studies. We exemplify the assay platform using a human glioblastoma cell line and also an SCCHN model where the development of resistance against targeted epidermal growth factor receptor (EGFR) inhibitors is associated with enhanced matrix-invasive potential. We also provide two alternative methods of semi-automated quantification: one using an imaging cytometer and a second which simply requires standard microscopy and image capture with digital image analysis.

Three-Dimensional 3D Tumor Spheroid Invasion Assay

Invasion of surrounding normal tissues is a defining characteristic of malignant tumors. We provide here a simple, semi-automated micro-plate assay of invasion into a natural 3D biomatrix that has been exemplified with a number of models of advanced human cancers.

Dreidimensionale (3D) Tumor Spheroid Invasionsassay

Invasion of surrounding normal tissues is generally considered to be a key hallmark of malignant (as opposed to benign) tumors. For some cancers in ...

3-d-Zellkultursystem für die Invasion zu studieren und Bewertung Therapeutika bei Blasenkrebs

Zusammenfassung

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Spheroid Assay zur TGF-β-induzierte Invasion Measure

Modeling and Imaging 3-Dimensional Collective Zellinvasion

Kultur, Manipulation und orthotopische Transplantation von Mausblase Tumororganoiden

Überwachung der Krebszellinvasion und T-Zell-Zytotoxizität in der 3D-Kultur

Kultur von Blasenkrebs-Organoiden als Werkzeuge der Präzisionsmedizin

Quantifizierung der Brustkrebs-Zelle Invasivität Mit einem Drei-dimensionale (3D) Modell

Alternative Strategie zur Analyse der in vitro Zellinvasion von 3D-Kulturen

Alternative Strategie zur Analyse der in vitro Zellinvasion von 3D-Kulturen

Alternative Strategie zur Analyse der in vitro Zellinvasion von 3D-Kulturen

Dreidimensionale (3D) Tumor Spheroid Invasionsassay