Die Autoren möchten die finanzielle Unterstützung von der National Natural Science Foundation of China (61822505; 11774101; 61627827; 81630046), The Science and Technology Planning Project of Guangdong Province, China (2015B020233016) und The Science and Technology Program of Guangzhou (Nr. 2019020001) würdigen.

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des institutionellen Tierpflege- und Nutzungsausschusses der South China Normal University, Guangzhou, China, durchgeführt.
1. System-Setup
<ol><li>Optischer Pfad (Abbildung 1)<ol>
<li>Verwenden Sie einen 532 nm Pulslaser als Systemlaserquelle. Stellen Sie die Wiederholungsrate des Lasers auf 10 kHz, die Ausgangsenergie auf 100 % und die Triggereinstellung auf externe Trigger mit einem benutzerdefinierten Programm ein.</li>
		<li>Koppeln Sie den Laserstrahl über einen Optischen Faserkoppler (FC1) mit Singlemode Fiber (SMF). Kollimieren Sie den Laserstrahl mit einem optischen Faserkollimator (FC2) auf einer zweidimensionalen motorisierten Bühne (Motor, Höchstgeschwindigkeit: 20 mm/s).</li>
		<li>Lenken Sie den Laserstrahl mit einem zweiachsigen Galvanometerscanner (Galva). Verwenden Sie einen beweglichen Spiegel (M1), um den Strahl zu reflektieren. Fokussieren Sie den Strahl durch eine 4× Objektivlinse (OL, Numerische Blende: 0,1).</li>
		<li>Verwenden Sie eine XY-Übersetzerhalterung (TM), um den selbstgebauten Hohlultraschallwandler (UT, Zentralfrequenz: 25 MHz; Bandbreite: mehr als 90%; Mittelloch: 3 mm) auf der Unterseite des OL12. Passieren Sie den fokussierten Strahl durch das Mittelloch des Ultraschallwandlers.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Scanpfad<ol>
<li>Sperren Sie die Galva mit einem feldprogrammierbaren Gate-Array (FPGA 2) während WIM. Legen Sie den entsprechenden Scanbereich und die Scangeschwindigkeit durch ein benutzerdefiniertes Programm fest.</li>
		<li>Sperren Sie den Motor mit einem feldprogrammierbaren Gate-Array (FPGA 1) während RIM. Legen Sie die Scanhäufigkeit und die Anzahl der Scanpunkte mit FPGA 2 fest. Verwenden Sie ein benutzerdefiniertes Programm, um den Start zu steuern und den Scanvorgang zu beenden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Datenerfassung<ol>
<li>Verwenden Sie einen 50-dB-Verstärker (AMP), um das PA-Signal zu verstärken. Digitalisieren Sie das Signal durch die Datenerfassungskarte (DAQ). Erhalten Sie das Triggersignal über FPGA 1 oder FPGA 2.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Grafikverarbeitungseinheit (GPU), um Daten zu verarbeiten und Bilder parallel13anzuzeigen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>CCD-Bildgebungssystem<ol>
<li>Verwenden Sie eine ringförmige weiße LED (Farbtemperatur: 6500 K; Beleuchtungsstärke: 40000 Lux; Durchmesser: 7,5 cm) als Lichtquelle. Entfernen Sie M1, verwenden Sie einen festen Spiegel (M2), um das Licht zu reflektieren.</li>
		<li>Zeichnen Sie die Bilder mit einer CCD-Kamera (6,3 Millionen Pixel) auf dem PA-Bildgebungssystem auf. Zeigen Sie die Bilder mit einer Anzeigesoftware an.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Systemausrichtung
<ol><li>Wählen Sie einen Wassertank (10 cm × 10 cm × 4,4 cm; unteres Fenster: 3 cm × 3 cm). Bedecken Sie den gesamten Wassertank mit einer Polyethylenmembran (Membrandicke: 10 m). Fügen Sie ausreichend Reinstwasser hinzu.</li>
	<li>Stellen Sie den Wassertank auf die Arbeitsbühne.</li>
	<li>Schalten Sie den Laserschalter ein. Wählen Sie das Lasersteuerungsprogramm aus. Vorheizen für 5 min. Drücken Sie die Taste "ON" am Pumpenschalter. Stellen Sie die Laserparameter gemäß Schritt 1.1.1 ein. Öffnen Sie die Blende des Lasers.</li>
	<li>Wählen Sie das gesammelte Programm A-Line aus. Drücken Sie die "Start"-Taste, um das Einzelpunktsignal zu erfassen und Amplitude und Spektrum des aktuellen A-Liniensignals anzuzeigen.</li>
	<li>Legen Sie eine Klinge an den Boden des Wassertanks. Tauchen Sie den unteren Teil der UT in den Wassertank für die akustische Kopplung ein. Vermeiden Sie Blasen im unteren Teil der UT.</li>
	<li>Stellen Sie die Position von Galva ein, passen Sie den XY-Übersetzer zwischen UT und OL an, um Einschwingsignale zu vermeiden, und stellen Sie sicher, dass dies konfokale ist.</li>
	<li>Passen Sie die Höhe der Arbeitsstufe an, um die Amplitude des Signals zu maximieren, und bestimmen Sie die Fokusposition.</li>
</ol>3. Tierversuch
<ol><li>Verwenden Sie eine 5-u20126 Wochen alte BALB/c-Maus mit einem Körpergewicht von 20-u201230 g.</li>
	<li>Anästhetisieren Sie das Tier mit Urethan (1 g/kg), das vor dem Experiment intraperitoneal injiziert wurde.</li>
	<li>Führen Sie den Übergang zwischen WIM und RIM.<ol>
<li>Verwenden Sie einen planaren Ultraschallwandler. Rasieren Sie das Fell auf der Rückseite der Maus mit einem Trimmer und Enthaarungscreme. Legen Sie die Maus auf den Halter (8 cm × 2,8 cm × 2 cm) in anfälliger Position.</li>
		<li>Lassen Sie den Bildbereich mit Ultraschallgel mit der Polyethylenmembran in Kontakt kommen. Vermeiden Sie Blasen im Kontaktteil.</li>
		<li>Stellen Sie den Halter für die akustische Kopplung auf die Arbeitsbühne. Befolgen Sie die Schritte 2.3-u20122.4, um den Laser zu starten und ein A-Liniensignal zu sammeln. Führen Sie die Schritte 2.6-u20122.7 aus, um sie auszurichten. Drücken Sie "Stop", um die Auflistung nach der Ausrichtung zu beenden.</li>
		<li>Wählen Sie das WIM-Programm aus. Benennen Sie den neu erstellten Ordner. Stellen Sie den Scanparameter auf 20 mm/s in der Registerkarte "Scangeschwindigkeit", "20 mm*20 mm" in der Registerkarte "Scanbereich" und "20" in der Registerkarte "Schritt" ein. Klicken Sie auf die Schaltfläche Sammeln, um mit dem Scannen zu beginnen.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Stopp, um den Scanvorgang nach der Erfassung zu beenden. Klicken Sie auf Return to Zero, um den Motor auf Null zu bringen. Schließen Sie die Laserblende. Legen Sie die Triggereinstellung auf internen Trigger fest. Drücken Sie die AUS-Taste für den Pumpschalter.</li>
		<li>Ersetzen Sie den WIM-Trigger als RIM-Trigger und schließen Sie ihn an den externen Laserauslöser an. Drücken Sie die ON-Taste für den Pumpschalter. Legen Sie die Triggereinstellung auf den externen Trigger fest. Klicken Sie auf die Schaltfläche Beenden, um das WIM-Programm zu beenden.</li>
		<li>Verwenden Sie Schritt 2.4, um das A-Liniensignal zu erfassen. Öffnen Sie die Laserblende. Führen Sie die Schritte 2.6-u20122.7 aus, um sie auszurichten. Drücken Sie Stop to end collection after alignment.</li>
		<li>Wählen Sie das RIM-Programm aus. Benennen Sie den neu erstellten Ordner. Klicken Sie auf die Schaltfläche Sammeln, um mit dem Scannen zu beginnen.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Stopp, um den Scanvorgang nach Abschluss der Erfassung zu beenden. Klicken Sie auf die Schaltfläche Beenden, um das RIM-Programm zu beenden.</li>
		<li>Euthanisieren Sie das Tier mit Zervix-Dislokation am Ende der Bildgebung.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie WIM der vaskulären Visualisierung durch.<ol>
<li>Verwenden Sie einen fokussierten Ultraschallwandler (Zentralfrequenz: 25 MHz; Bandbreite: mehr als 90%; Brennweite: 8 mm). Entfernen Sie die Haare von Mäuseohr oder Kopfhaut.<ol>
<li>Verwenden Sie ein Skalpell, um einen kleinen Schnitt auf der Seitlichen Seite der Schädel-Temporal-Oberseite der Maus (Tiefe zum Schädel) zu machen. Verwenden Sie die Augenschere, um von diesem Schnitt aus zu beginnen. Schneiden Sie die Kopfhaut um die Außenseite des Schädels. Komprimieren Sie den Blutungspunkt, um die Blutung zu stoppen. Waschen Sie die Wunde mit normaler Saline. Legen Sie die Maus auf den Halter.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Lassen Sie den Bildbereich mit Ultraschallgel mit der Polyethylenmembran in Kontakt kommen. Vermeiden Sie Blasen im Kontaktbereich (Ergänzende Abbildung 1).</li>
		<li>Stellen Sie den Halter für die akustische Kopplung auf die Arbeitsbühne. Verwenden Sie die Schritte 2.3-u20122.4, um den Laser zu öffnen und ein A-Liniensignal zu erfassen. Verwenden Sie Schritt 2.6-u20122.7, um sie auszurichten. Drücken Sie Stop to end collection after alignment.</li>
		<li>Wählen Sie Das WIM-Programm aus. Benennen Sie den neu erstellten Ordner. Stellen Sie den Scanparameter auf "10 mm/s" in der Registerkarte "Scangeschwindigkeit", "10 mm*10 mm" unter der Registerkarte "Scanbereich" und "10" in der Registerkarte "Schritt" ein. Klicken Sie auf die Schaltfläche Sammeln, um mit dem Scannen zu beginnen.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Stopp, um den Scanvorgang nach Abschluss der Erfassung zu beenden. Klicken Sie auf Return to Zero, um den Motor auf Null zurück zu bringen. Klicken Sie auf die Schaltfläche Beenden, um das WIM-Programm zu beenden.</li>
		<li>Euthanisieren Sie das Tier am Ende des Verfahrens, während das Tier noch unter Anästhesie ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie RIM für die dynamische Überwachung von Kleintieren.<ol>
<li>Rasieren Sie die Haare des Mausbauchs. Platzieren Sie die Maus auf dem Halter in Supine-Position.</li>
		<li>Lassen Sie den Bildbereich mit Ultraschallgel mit der Polyethylenmembran in Kontakt kommen. Vermeiden Sie Blasen im Kontaktbereich.</li>
		<li>Stellen Sie den Halter für die akustische Kopplung auf die Arbeitsbühne. Führen Sie die Schritte 2.3-u20122.4 aus, um den Laser zu starten und ein A-Liniensignal zu sammeln. Führen Sie schritt 2.6-u20122.7 aus, um es auszurichten. Drücken Sie Stop to end collection after alignment.</li>
		<li>Wählen Sie das RIM-Programm aus. Benennen Sie den neu erstellten Ordner. Klicken Sie auf die Schaltfläche Sammeln, um mit dem Scannen zu beginnen.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Stopp, um den Scanvorgang nach Abschluss der Erfassung zu beenden. Klicken Sie auf die Schaltfläche Beenden, um das RIM-Programm zu beenden.</li>
	</ol></li>
	<li>Verwenden Sie die RIM-Daten für die Rekonstruktion der maximalen Amplitudenprojektion (MAP) entlang der Tiefenrichtung durch ein benutzerdefiniertes Programm. Beobachten Sie die dynamischen Veränderungen im Tier.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-impulse+panoramic+photoacoustic+computed+tomography+of+small-animal+whole-body+dynamics+at+high+spatiotemporal+resolution.">Single-impulse panoramic photoacoustic computed tomography of small-animal whole-body dynamics at high spatiotemporal resolution.</a> Nature Biomedical Engineering. 1 (5), 0071 (2017).</li><li>Jeon, S., Kim, J., Lee, D., Baik, J. W., Kim, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review+on+practical+photoacoustic+microscopy.">Review on practical photoacoustic microscopy.</a> Photoacoustics. 15, 100141 (2019).</li><li>Baik, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Super+wide-field+photoacoustic+microscopy+of+animal+and+humans+in+vivo.">Super wide-field photoacoustic microscopy of animal and humans in vivo.</a> IEEE Transactions on Medical Imaging. 39 (4), 975-984 (2019).</li><li>Omar, M., Aguirre, J., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optoacoustic+mesoscopy+for+biomedicine.">Optoacoustic mesoscopy for biomedicine.</a> Nature Biomedical Engineering. 3 (5), 354-370 (2019).</li><li>Lin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-breath-hold+photoacoustic+computed+tomography+of+the+breast.">Single-breath-hold photoacoustic computed tomography of the breast.</a> Nature Communications. 9 (1), 2352 (2018).</li><li>Yang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wide-field+monitoring+and+real-time+local+recoding+microvascular+networks+on+small+animals+with+a+dual-raster-scanned+photoacoustic+microscope.">Wide-field monitoring and real-time local recoding microvascular networks on small animals with a dual-raster-scanned photoacoustic microscope.</a> Journal of Biophotonics. 13 (6), 202000022 (2020).</li><li>Sun, J., Zhou, Q., Yang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Label-free+photoacoustic+imaging+guided+sclerotherapy+for+vascular+malformations:+a+feasibility+study.">Label-free photoacoustic imaging guided sclerotherapy for vascular malformations: a feasibility study.</a> Optics Express. 26 (4), 4967-4978 (2018).</li><li>Xu, D., Yang, S., Wang, Y., Gu, Y., Xing, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+and+high-resolving+photoacoustic+dermoscopy+of+human+skin.">Noninvasive and high-resolving photoacoustic dermoscopy of human skin.</a> Biomedical Optics Express. 7 (6), 2095-2102 (2016).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniaturized+photoacoustic+probe+for+in+vivo+imaging+of+subcutaneous+microvessels+within+human+skin.">Miniaturized photoacoustic probe for in vivo imaging of subcutaneous microvessels within human skin.</a> Quantitative Imaging in Medicine and Surgery. 9 (5), 807-814 (2019).</li><li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultracompact+high-resolution+photoacoustic+microscopy.">Ultracompact high-resolution photoacoustic microscopy.</a> Optics Letters. 43 (7), 1615-1618 (2018).</li><li>Lan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+widefield+photoacoustic+microscopy+of+small-animal+hemodynamics.">High-speed widefield photoacoustic microscopy of small-animal hemodynamics.</a> Biomedical Optics Express. 9, 4689-4700 (2018).</li><li>Ma, H., Yang, S., Cheng, Z., Xing, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoacoustic+confocal+dermoscope+with+a+waterless+coupling+and+impedance+matching+opto-sono+probe.">Photoacoustic confocal dermoscope with a waterless coupling and impedance matching opto-sono probe.</a> Optics Letters. 42 (12), 2342-2345 (2017).</li><li>Kang, H., Lee, S. W., Lee, E. S., Kim, S. H., Lee, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+GPU-accelerated+processing+and+volumetric+display+for+wide-field+laser-scanning+optical-resolution+photoacoustic+microscopy.">Real-time GPU-accelerated processing and volumetric display for wide-field laser-scanning optical-resolution photoacoustic microscopy.</a> Biomedical Optics Express. 6 (12), 4650-4660 (2015).</li></ol>

Alle Tierversuche wurden nach den genehmigten Richtlinien und Vorschriften des Institutionellen Tierpflege- und Nutzungsausschusses durchgeführt. Die Autoren haben keine relevanten finanziellen Interessen an dem Manuskript und keine anderen potenziellen Interessenkonflikte offenzulegen.

Hier präsentierten wir einen dualen Raster-Scanning-Photoakustischen Kleintier-Imager für nichtinvasive Gefäßvisualisierung, der entwickelt und entwickelt wurde, um die Struktur der Vaskulatur und die damit verbundene dynamische Veränderung des Blutes zu erfassen. Der Vorteil von DRS-PAI ist, dass es die WIM und den RIM in ein System integriert, was es einfacher macht, die vaskuläre dynamische und vaskuläre Netzwerkstruktur von Kleintieren zu untersuchen. Das System bietet hochauflösende Weitfeld-Gefäßvisualisi...

Im grundlegenden biomedizinischen Bereich können Kleintiere die physiologische Funktion des Menschen simulieren. Daher spielt die Kleintierbildgebung eine wichtige Rolle bei der Erforschung von humanen homologen Krankheiten und der Suche nach einer wirksamen Behandlung1. Photoakustische Bildgebung (PAI) ist eine nicht-invasive Bildgebungstechnik, die die Vorteile der optischen Und Ultraschall-Bildgebung2kombiniert. Die Photoakustische Mikroskopie (PAM) ist ein wertvolles bildgebendes Verfahren für die Grundlagenforschung von Kleintieren3. PAM kann problemlos hochauflösende, tiefdurchdrungene, hochspezifische und kontrastreiche Bilder auf Basis optischer Anregung und Ultraschallerkennungerhalten 4.
Ein Pulslaser mit einer bestimmten Wellenlänge wird von endogenen Chromophoren des Gewebes absorbiert. Anschließend steigt die Temperatur des Gewebes, was zur Produktion von photoinduzierten Ultraschallwellen führt. Die Ultraschallwellen können von einem Ultraschallwandler erfasst werden. Nach Signalaufnahme und Bildrekonstruktion kann die räumliche Verteilung des Absorbers5erreicht werden. Einerseits erfordert die Visualisierung des ganzorganären Gefäßnetzes ein weites Sichtfeld. Der Prozess des Breitfeld-Scannens dauert in der Regel eine lange Zeit, um eine hohe Auflösung6,7,8zu gewährleisten. Andererseits erfordert die Beobachtung der hämodynamischen Aktivitäten von Kleintieren eine schnelle Echtzeit-Bildgebung. Die Echtzeit-Bildgebung ist vorteilhaft, um die Vitalzeichen von Kleintieren in Echtzeit9,10,11zu studieren. Das Sichtfeld der Echtzeit-Bildgebung ist in der Regel ausreichend klein, um eine hohe Aktualisierungsrate zu gewährleisten. Daher gibt es oft einen Kompromiss zwischen der Erzielung eines weiten Sichtfeldes und der Echtzeit-Bildgebung. Zuvor wurden zwei verschiedene Systeme für Weitfeld-Bildgebung oder Echtzeit-Bildgebung verwendet, getrennt.
Diese Arbeit berichtet über einen dualen Raster-Scanning Photoacoustic Imager (DRS-PAI), der Weitfeld-Bildgebung auf Basis einer zweidimensionalen motorisierten Übersetzungsstufe und Echtzeit-Bildgebung auf Basis eines zweiachsigen Galvanometerscanners integriert hat. Der Wide-Field Imaging Mode (WIM) wird durchgeführt, um vaskuläre Morphologie anzuzeigen. Für den Echtzeit-Imaging-Modus (RIM) gibt es derzeit zwei Funktionen. Zunächst kann RIM B-Scan-Bilder in Echtzeit bereitstellen. Durch die Messung der Verschiebung der Vaskulatur entlang der Tiefenrichtung können die Eigenschaften der Atmung oder des Pulses aufgedeckt werden. Zweitens kann der RIM den spezifischen Bereich im WIM-Bild quantitativ messen. Durch die Bereitstellung vergleichbarer Bilder lokaler WIM-Regionen können die Details der lokalen Veränderung genau aufgedeckt werden. Das System entwirft einen flexiblen Übergang zwischen weiträumiger Bildgebung der Gefäßvisualisierung und Echtzeit-Bildgebung der lokalen Dynamik. Das System ist in der biomedizinischen Grundlagenforschung wünschenswert, wenn eine Kleintierbildgebung erforderlich ist.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>12 bit multi-purpose digitizer</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td>M3i.3221</td>
			<td>Data acquisition card</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A-line collected program</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>User-defined program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>RF Bay</td>
			<td>LNA-650</td>
			<td>Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Depilatory Cream</td>
			<td>Veet</td>
			<td>33-II</td>
			<td>Animal depilatory</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiberport Coupler</td>
			<td>Thorlab</td>
			<td>PAF-X-7-A</td>
			<td>Fiber Coupler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Field Programmable Gate Array</td>
			<td>Altera</td>
			<td>Cyclone IV</td>
			<td>Trigger Control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixed Focus Collomation Packages</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>F240FC-532</td>
			<td>Fiber Collimator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foused ultrasonic transducer</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graphics Processing Unit</td>
			<td>NVIDIA</td>
			<td>GeForce GTX 1060</td>
			<td>Processing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holder</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td>Animal fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser control program</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>User-defined program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice</td>
			<td>Guangdong Medical Laboratory Animal Center</td>
			<td>BALB/c</td>
			<td>Animal Model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope camera</td>
			<td>Mshot</td>
			<td>MS60</td>
			<td>CCD camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Objective</td>
			<td>Daheng Optics</td>
			<td>GCO-2111</td>
			<td>Objective Lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mirror</td>
			<td>Daheng Optics</td>
			<td>GCC-1011</td>
			<td>Moveable/Fixed Mirror</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moving Magnet Capacitive Detector Galvanometer Scanner</td>
			<td>Century Sunny</td>
			<td>S8107</td>
			<td>real-time scanner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mshot image analysis system</td>
			<td>Mshot</td>
			<td></td>
			<td>Display software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Saline</td>
			<td>CR DOUBLE-CRANE</td>
			<td>H34023609</td>
			<td>Normal Saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic Scissors</td>
			<td>SUJIE</td>
			<td></td>
			<td>Scalp Remove</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Planar ultrasonic transducer</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Wrap</td>
			<td>HJSJLSL</td>
			<td></td>
			<td>Polyethylene Membrane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Program Control Software</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>User-defined Program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulsed Q-swithched Laser</td>
			<td>Laser-export</td>
			<td>DTL-314QT</td>
			<td>532-nm pulse Laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Real-time imaging program</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>User-defined program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ring-shaped white LED</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaver</td>
			<td>Codos</td>
			<td>CP-9200</td>
			<td>Animal Shaver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-Mode Fibers</td>
			<td>Nufern</td>
			<td>460-HP</td>
			<td>Single-mode fiber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Blade</td>
			<td>SUJIE</td>
			<td>11</td>
			<td>Blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scalpel</td>
			<td>SUJIE</td>
			<td>7</td>
			<td>Scalp Remove</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Translation Stage</td>
			<td>Jiancheng Optics</td>
			<td>LS2-25T</td>
			<td>wide-field scanning stage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Transducer</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound gel</td>
			<td>GUANGGONG PAI</td>
			<td>ZC4252418</td>
			<td>Acoustic Coupling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urethane</td>
			<td>Tokyo Chemical Industry</td>
			<td>C0028</td>
			<td>Animal Anestheized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water tank</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide-field imaging program</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>User-defined program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XY Translator Mount</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dual raster-scanning photoacoustic small-animal imager for vascular visualization

Die Bildgebung von Gefäßnetzwerken an Kleintieren hat in der biomedizinischen Grundlagenforschung eine wichtige Rolle gespielt. Die photoakustische Bildgebungstechnologie hat ein großes Anwendungspotenzial in der Bildkunde von Kleintieren. Die großfläbige photoakustische Bildgebung von Kleintieren kann Bilder mit hoher raumzeitlicher Auflösung, tiefem Eindringen und mehreren Kontrasten liefern. Auch das photoakustische Bildgebungssystem in Echtzeit ist wünschenswert, um die hämodynamischen Aktivitäten der Kleintiervaskulatur zu beobachten, die zur Erforschung der dynamischen Überwachung der physiologischen Merkmale von Kleintieren verwendet werden kann. Hier wird ein photoakustischer Imager mit dualem Rasterscannen vorgestellt, der über eine schaltbare Doppelmodus-Bildgebungsfunktion verfügt. Die Weitfeld-Bildgebung wird durch eine zweidimensionale motorisierte Übersetzungsstufe angetrieben, während die Echtzeit-Bildgebung mit Galvanometern realisiert wird. Durch die Einstellung verschiedener Parameter und Bildgebungsmodi kann die In-vivo-Visualisierung des kleintierischen Gefäßnetzwerks durchgeführt werden. Die Echtzeit-Bildgebung kann verwendet werden, um Pulswechsel und Durchblutungsänderungen von medikamenteninduzierten, etc. zu beobachten. Die Weitfeldbildgebung kann verwendet werden, um die Wachstumsveränderung der Tumorvaskulatur zu verfolgen. Diese lassen sich in verschiedenen Bereichen der biomedizinischen Grundlagenforschung leicht anwenden.

Der Schaltplan des DRS-PAI ist in Abbildung 1dargestellt. Das System ermöglicht ein flexibles und wiederholbares Umschalten zwischen WIM und RIM. Das erfasste PA-Signal wird schnell verarbeitet, um PA B-Scan- und MAP-Images zu erzeugen. Die CCD-Kamera kann Fotos von Proben zur Verfügung stellen.
Alle Komponenten des DRS-PAI sind integriert und in einem Imager-Setup montiert (Abbildung 2), wodurch die Montage und Bedienung einfach is...

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Dual Raster-Scanning Photoacoustic Small-Animal Imager for Vascular Visualization

Es wurde ein doppelter Raster-Scanning-Foto-Imager entwickelt, der Weitfeld-Bildgebung und Echtzeit-Bildgebung integriert.

Dual Raster-Scanning Photoakustischer Kleintier-Imager für Vaskuläre Visualisierung

Imaging of vascular networks on small animals has played an important role in basic biomedical research. Photoacoustic imaging technology has great ...

dual-raster-scanning-photoacoustic-small-animal-imager-for-vascular

Research

JoVE Journal

Bioengineering

4.0K Aufrufe.  South China Normal University. Es wurde ein doppelter Raster-Scanning-Foto-Imager entwickelt, der Weitfeld-Bildgebung und Echtzeit-Bildgebung integriert.

Serie: Dual Raster-Scanning Photoacoustic Small-Animal Imager for Vascular Visualization

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Dreidimensionale Optische Auflösung photoakustische Mikroskopie

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Forschung

Biotechnik

Detection and Isolation of Circulating Melanoma Cells using Photoacoustic Flowmetry

Circulating tumor cells (CTCs) are those cells that have separated from a macroscopic tumor and spread through the blood and lymph systems to seed secondary tumors1,2,3. CTCs are indicators of metastatic disease and their detection in blood samples may be used to diagnose cancer and monitor a patient&prime;s response to therapy. Since CTCs are rare, comprising about one tumor cell among billions of normal blood cells in advanced cancer patients, their detection and enumeration is a difficult task. We exploit the presence of pigment in most melanoma cells to generate photoacoustic, or laser induced ultrasonic waves in a custom flow cytometer for detection of circulating melanoma cells (CMCs)4,5. This process entails separating a whole blood sample using centrifugation and obtaining the white blood cell layer. If present in whole blood, CMCs will separate with the white blood cells due to similar density. These cells are resuspended in phosphate buffered saline (PBS) and introduced into the flowmeter. Rather than a continuous flow of the blood cell suspension, we induced two phase flow in order to capture these cells for further study. In two phase flow, two immiscible liquids in a microfluidic system meet at a junction and form alternating slugs of liquid6,7. PBS suspended white blood cells and air form microliter slugs that are sequentially irradiated with laser light. The addition of a surfactant to the liquid phase allows uniform slug formation and the user can create different sized slugs by altering the flow rates of the two phases. Slugs of air and slugs of PBS with white blood cells contain no light absorbers and hence, do not produce photoacoustic waves. However, slugs of white blood cells that contain even single CMCs absorb laser light and produce high frequency acoustic waves. These slugs that generate photoacoustic waves are sequestered and collected for cytochemical staining for verification of CMCs.

We have developed a flow cytometer using laser induced ultrasound to detect circulating melanoma cells as an early indicator of metastatic disease.

Erkennung und Isolierung von zirkulierenden Melanomzellen mit Photoakustische Flowmetrie

Circulating tumor cells (CTCs) are those cells that have separated from a macroscopic tumor and spread through the blood and lymph systems to seed ...

Integrated Photoacoustic Ophthalmoscopy and Spectral-domain Optical Coherence Tomography

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging technologies. Existing retinal imaging modalities, such as fundus photography1, confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO)2, and optical coherence tomography (OCT)3, have significant contributions in monitoring disease onsets and progressions, and developing new therapeutic strategies. However, they predominantly rely on the back-reflected photons from the retina. As a consequence, the optical absorption properties of the retina, which are usually strongly associated with retinal pathophysiology status, are inaccessible by the traditional imaging technologies.
Photoacoustic ophthalmoscopy (PAOM) is an emerging retinal imaging modality that permits the detection of the optical absorption contrasts in the eye with a high sensitivity4-7 . In PAOM nanosecond laser pulses are delivered through the pupil and scanned across the posterior eye to induce photoacoustic (PA) signals, which are detected by an unfocused ultrasonic transducer attached to the eyelid. Because of the strong optical absorption of hemoglobin and melanin, PAOM is capable of non-invasively imaging the retinal and choroidal vasculatures, and the retinal pigment epithelium (RPE) melanin at high contrasts 6,7. More importantly, based on the well-developed spectroscopic photoacoustic imaging5,8 , PAOM has the potential to map the hemoglobin oxygen saturation in retinal vessels, which can be critical in studying the physiology and pathology of several blinding diseases 9 such as diabetic retinopathy and neovascular age-related macular degeneration.
Moreover, being the only existing optical-absorption-based ophthalmic imaging modality, PAOM can be integrated with well-established clinical ophthalmic imaging techniques to achieve more comprehensive anatomic and functional evaluations of the eye based on multiple optical contrasts6,10 . In this work, we integrate PAOM and spectral-domain OCT (SD-OCT) for simultaneously in vivo retinal imaging of rat, where both optical absorption and scattering properties of the retina are revealed. The system configuration, system alignment and imaging acquisition are presented.

Photoacoustic ophthalmology (PAOM), an optical-absorption-based imaging modality, provides the complementary evaluation of the retina to the currently available ophthalmic imaging technologies. We report the using of PAOM integrated with spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) for simultaneous multimodal retinal imaging in rats.

Integrierte Photoakustische Ophthalmoskopie und Spectral-Domain Optical Coherence Tomography

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging ...

Photoacoustic Cystography

Conventional pediatric cystography, which is based on diagnostic X-ray using a radio-opaque dye, suffers from the use of harmful ionizing radiation. The risk of bladder cancers in children due to radiation exposure is more significant than many other cancers. Here we demonstrate the feasibility of nonionizing and noninvasive photoacoustic (PA) imaging of urinary bladders, referred to as photoacoustic cystography (PAC), using near-infrared (NIR) optical absorbents (i.e. methylene blue, plasmonic gold nanostructures, or single walled carbon nanotubes) as an optical-turbid tracer. We have successfully imaged a rat bladder filled with the optical absorbing agents using a dark-field confocal PAC system. After transurethral injection of the contrast agents, the rat's bladders were photoacoustically visualized by achieving significant PA signal enhancement. The accumulation was validated by spectroscopic PA imaging. Further, by using only a laser pulse energy of less than 1 mJ/cm2 (1/20 of the safety limit), our current imaging system could map the methylene-blue-filled-rat-bladder at the depth of beyond 1 cm in biological tissues in vivo. Both in vivo and ex vivo PA imaging results validate that the contrast agents were naturally excreted via urination. Thus, there is no concern regarding long-term toxic agent accumulation, which will facilitate clinical translation.

Photoacoustic cystography (PAC) has a great potential to map urinary bladders, a radiation sensitive internal organ in pediatric patients, without using any ionizing radiation or toxic contrast agent. Here we demonstrate the use of PAC for mapping urinary bladders with an injection of optical-opaque tracers in rats in vivo.

Photoakustische Zystographie

Conventional pediatric cystography, which is based on diagnostic X-ray using a radio-opaque dye, suffers from the use of harmful ionizing radiation. The ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and other matrix-modifying oxidants/enzymes released during inflammation) are implicated in triggering pathological changes in cellular function, phenotype and viability in a number of diseases. Here, we describe how cell-substrate impedance and live cell imaging approaches can be readily employed to accurately quantify real-time changes in cell adhesion and de-adhesion induced by matrix modification (using endothelial cells and myeloperoxidase as a pathophysiological matrix-modifying stimulus) with high temporal resolution and in a non-invasive manner. The xCELLigence cell-substrate impedance system continuously quantifies the area of cell-matrix adhesion by measuring the electrical impedance at the cell-substrate interface in cells grown on gold microelectrode arrays. Image analysis of time-lapse differential interference contrast movies quantifies changes in the projected area of individual cells over time, representing changes in the area of cell-matrix contact. Both techniques accurately quantify rapid changes to cellular adhesion and de-adhesion processes. Cell-substrate impedance on microelectrode biosensor arrays provides a platform for robust, high-throughput measurements. Live cell imaging analyses provide additional detail regarding the nature and dynamics of the morphological changes quantified by cell-substrate impedance measurements. These complementary approaches provide valuable new insights into how myeloperoxidase-catalyzed oxidative modification of subcellular extracellular matrix components triggers rapid changes in cell adhesion, morphology and signaling in endothelial cells. These approaches are also applicable for studying cellular adhesion dynamics in response to other matrix-modifying stimuli and in related adherent cells (e.g., epithelial cells).

Here, we present a protocol to continuously quantify cell adhesion and de-adhesion processes with high temporal resolution in a non-invasive manner by cell-substrate impedance and live cell imaging analyses. These approaches reveal the dynamics of cell adhesion/de-adhesion processes triggered by matrix modification and their temporal relationship to adhesion-dependent signaling events.

Benutzen Sie die Cell-Substrat-Impedanz und Live Cell Imaging, um Echtzeit-Änderungen in der Zelladhäsion und De-Haftung durch Matrix Änderung Induzierte Messen

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Engineering 3D cellularized Kollagengele für Gefäßgeweberegeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment. 
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient's needs.

The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

We describe a microsurgical approach for the generation of an arteriovenous (AV) loop as a model for analyzing vascularization in vivo in an isolated and well-characterized environment. This model is not only useful for the investigation of angiogenesis, but is also optimally suited for engineering axially vascularized and transplantable tissues.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

Switchable Acoustic and Optical Resolution Photoacoustic Microscopy for In Vivo Small-animal Blood Vasculature Imaging

Photoacoustic microscopy (PAM) is a fast-growing invivo imaging modality that combines both optics and ultrasound, providing penetration beyond the optical mean free path (~1 mm in skin) with high resolution. By combining optical absorption contrast with the high spatial resolution of ultrasound in a single modality, this technique can penetrate deep tissues. Photoacoustic microscopy systems can have either a low acoustic resolution and probe deeply or a high optical resolution and probe shallowly. It is challenging to achieve high spatial resolution and large depth penetration with a single system. This work presents an AR-OR-PAM system capable of both high-resolution imaging at shallow depths and low-resolution deep-tissue imaging of the same sample in vivo. A lateral resolution of 4 &#181;m with 1.4 mm imaging depth using optical focusing and a lateral resolution of 45 &#181;m with 7.8 mm imaging depth using acoustic focusing were successfully demonstrated using the combined system. Here,&#160;in vivo&#160;small-animal blood vasculature imaging is performed to demonstrate its biological imaging capability.

Switchable Acoustic and Optical Resolution Photoacoustic Microscopy for In Vivo Small-animal Blood Vasculature Imaging

Here a switchable acoustic resolution (AR) and optical resolution (OR) photoacoustic microscopy (AR-OR-PAM) system capable of both high resolution imaging at shallow depth and low resolution deep tissue imaging on the same sample in vivo is demonstrated.

Umschaltbare akustische und optische Auflösung Photoakustische Mikroskopie für<em&gt; In vivo</em&gt; Kleintier-Blut-Vaskulatur-Bildgebung

Photoacoustic microscopy (PAM) is a fast-growing invivo imaging modality that combines both optics and ultrasound, providing penetration beyond the ...

A High-performance Compact Photoacoustic Tomography System for In Vivo Small-animal Brain Imaging

In vivo small-animal imaging has an important role to play in preclinical studies. Photoacoustic tomography (PAT) is an emerging hybrid imaging modality that shows great potential for both preclinical and clinical applications. Conventional optical parametric oscillator-based PAT (OPO-PAT) systems are bulky and expensive and cannot provide high-speed imaging. Recently, pulsed-laser diodes (PLDs) have been successfully demonstrated as an alternative excitation source for PAT. Pulsed-laser diode PAT (PLD-PAT) has been successfully demonstrated for high-speed imaging on photoacoustic phantoms and biological tissues. This work provides a visualized experimental protocol for in vivo brain imaging using PLD-PAT. The protocol includes the compact PLD-PAT system configuration and its description, animal preparation for brain imaging, and a typical experimental procedure for 2D cross-sectional rat brain imaging. The PLD-PAT system is compact and cost-effective and can provide high-speed, high-quality imaging. Brain images collected in vivo at various scan speeds are presented.

A High-performance Compact Photoacoustic Tomography System for In Vivo Small-animal Brain Imaging

A compact pulsed-laser diode-based photoacoustic tomography (PLD-PAT) system for high-speed in vivo brain imaging in small animals is demonstrated.

Ein leistungsstarkes kompaktes Fotoakustik-Tomographie-System für<em&gt; In vivo</em&gt; Kleintier Gehirn Bildgebung

In vivo small-animal imaging has an important role to play in preclinical studies. Photoacoustic tomography (PAT) is an emerging hybrid imaging modality ...

Ultrathin Porated Elastic Hydrogels As a Biomimetic Basement Membrane for Dual Cell Culture

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies of endothelial-epithelial bilayers have traditionally relied on permeable support models that enable bilayer culture, but permeable supports are limited in their ability to replicate the diversity of human basement membranes. In contrast, hydrogel models that require chemical synthesis are highly tunable and allow for modifications of both the material stiffness and the biochemical composition via incorporation of biomimetic peptides or proteins. However, traditional hydrogel models are limited in functionality because they lack pores for cell-cell contacts and functional in vitro migration studies. Additionally, due to the thickness of traditional hydrogels, incorporation of pores that span the entire thickness of hydrogels has been challenging. In the present study, we use poly-(ethylene-glycol) (PEG) hydrogels and a novel zinc oxide templating method to address the previous shortcomings of biomimetic hydrogels. As a result, we present an ultrathin, basement membrane-like hydrogel that permits the culture of confluent cellular bilayers on a customizable scaffold with variable pore architectures, mechanical properties, and biochemical composition.

Current bilayer culture models do not allow for functional in vitro studies that mimic in vivo microenvironments. Using polyethylene glycol and a zinc oxide templating method, this protocol describes the development of an ultrathin biomimetic basement membrane with tunable stiffness, porosity, and biochemical composition that closely mimics in vivo extracellular matrices.

Ultradünne derzei-elastischen Hydrogele als eine biomimetische Basalmembran für Dual Zellkultur

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies ...

Dual Raster-Scanning Photoakustischer Kleintier-Imager für Vaskuläre Visualisierung

Zusammenfassung

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