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Resumen

The method described here is used to induce the apoptotic signaling cascade at defined steps in order to dissect the activity of an anti-apoptotic bacterial effector protein. This method can also be used for inducible expression of pro-apoptotic or toxic proteins, or for dissecting interference with other signaling pathways.

Resumen

La técnica presentada aquí permite analizar en qué etapa una proteína diana, o, alternativamente, una molécula pequeña, interactúa con los componentes de una vía de señalización. El método se basa, por un lado, en la expresión inducible de una proteína específica para iniciar un evento de señalización en un paso definido y predeterminado en la cascada de señalización seleccionado. Expresión concomitante, por otro lado, del gen de interés, luego permite al investigador evaluar si la actividad de la proteína diana expresada se encuentra aguas arriba o aguas abajo del evento de señalización iniciada, dependiendo de la lectura de la vía de señalización que se obtiene. Aquí, la cascada apoptótica fue seleccionado como una vía de señalización definido para demostrar la funcionalidad de protocolo. Las bacterias patógenas, tales como Coxiella burnetii, translocación de proteínas efectoras que interfieren con la inducción de la muerte de la célula huésped en la célula huésped para asegurar la supervivencia bacteriana en la célula y para promover sudifusión en el organismo. El C. proteína efectora burnetii CAEB inhibe eficazmente la muerte de la célula huésped después de la inducción de la apoptosis con luz UV o con estaurosporina. Para reducir a la que paso CAEB interfiere con la propagación de la señal apoptótica, proteínas seleccionadas con actividad pro-apoptótica bien caracterizado se expresaron transitoriamente de una manera doxiciclina inducible. Si CAEB actúa aguas arriba de estas proteínas, la apoptosis se procederá sin obstáculos. Si CAEB actúa aguas abajo, se inhibirá la muerte celular. Las proteínas de prueba seleccionadas fueron Bax, que actúa a nivel de la mitocondria, y la caspasa 3, que es la principal proteasa ejecutor. CAEB interfiere con la muerte celular inducida por la expresión de Bax, pero no por la caspasa 3 expresión. CAEB, por lo tanto, interactúa con la cascada apoptótica entre estas dos proteínas.

Introducción

La virulencia de muchos patógenos Gram-negativas bacterias depende de sistemas de secreción especializados para secuestrar células huésped eucariotas. Las bacterias utilizan estos sistemas de secreción para inyectar proteínas de virulencia bacteriana (efectores) en la célula huésped para modular una variedad de actividades celulares y bioquímicos. El estudio de las proteínas efectoras no sólo ha proporcionado notable penetración en los aspectos fundamentales de huésped / patógeno, sino también en la biología básica de las células eucariotas 1. La modulación de la apoptosis de las células huésped ha sido demostrado ser un mecanismo de virulencia importante para muchos patógenos intracelulares, y una serie de proteínas efectoras que modulan la apoptosis se han identificado 2-9. Sin embargo, sus mecanismos moleculares precisos de actividad sigue siendo difícil en muchos casos.

Apoptosis, una forma de muerte celular programada, juega un papel importante en la respuesta inmune a la infección 10. Dos vías principales que conducen a la apoptosis tienenhan identificado: la orientación de la mitocondria (apoptosis intrínseca) o transducción directa de la señal a través de receptores de muerte celular en la membrana plasmática (apoptosis extrínseca). La vía de la muerte celular intrínseca o mediada por mitocondrias se activa por señales intracelulares e implica la activación de Bax y Bak, dos miembros pro-apoptóticos de la familia Bcl-2. Esta familia se compone de proteínas reguladoras pro-y anti-apoptóticos que controlan la muerte celular 11-14. La activación de la apoptosis conduce a la oligomerización de Bax y Bak seguidos por subsiguiente permeabilización de la membrana externa mitocondrial, lo que resulta en la liberación del citocromo C en el citoplasma. La liberación del citocromo C inicia la activación de las caspasas efectoras 3 y 7 a través de la activación de la caspasa 9 en el apoptosome 15. Esto conduce a la proteolisis de sustratos seleccionados que, entre otros, los resultados en la exposición de fosfatidilserina en la superficie celular 16 y libera una DNasa dedicado que fragmenta chromatin 17,18.

Con el fin de determinar dónde dentro de la cascada apoptótica una proteína efectora individuo interfiere, un sistema de expresión inducible se empleó 19. Los sistemas de regulación para la expresión condicional de transgenes han sido una herramienta muy valiosa en el análisis de la función de una proteína dentro de la célula o su importancia para el tejido, órgano y desarrollo del organismo, así como durante la iniciación, progresión y mantenimiento de la enfermedad 20-23. Típicamente, los sistemas de control inducibles, tales como el sistema Tet 24 empleado aquí, forman una unidad de transcripción artificial (véase la Figura 1). Uno de los componentes es un factor de transcripción diseñados artificialmente llamada tTA (activador de la transcripción dependiente de tetraciclina), formado por la fusión del represor de la transcripción bacteriana TetR 25 a un dominio de proteína de mamífero que media la activación transcripcional o silenciar 24,26. El segundo componente es un híbridopromotor, denominado TRE (elemento sensible a la tetraciclina), que consiste en un promotor mínimo eucariota, que contiene al menos una caja TATA y un sitio de iniciación de la transcripción, unido a múltiples repeticiones del sitio de unión al ADN cognado para TetR, tetO 24,25. El tercer componente es el ligando natural de TetR, tetraciclina o uno de sus derivados, tales como anhidrotetraciclina o doxiciclina 25. Después de la adición de ligando al medio de cultivo, TetR pierde su afinidad por tetO y se disocia de la TRE. Como resultado, la transcripción del gen diana es abolida. La expresión del transgen puede, por lo tanto, ser estrechamente controlada de una manera tiempo y dependiente de la dosis, tanto en cultivos celulares y en animales 20,23,24. Con tTA, la expresión del transgen se produce constitutivamente, excepto en la presencia de una tetraciclina. Esto puede ser una desventaja en el estudio de proteínas citotóxicas o oncogénicos porque tetraciclina tiene primero que ser eliminado del sistema, antes de expressio transgénn se produce y los efectos de la proteína diana en la célula puede ser monitoreado. Esto puede llevar mucho tiempo y no siempre es completa, especialmente en animales transgénicos 27. Para abordar esta limitación, se usó un mutante TetR con una respuesta inversa a la presencia de doxiciclina para generar un nuevo factor de transcripción, rtTA (inversa tTA) 28. Sólo se une a la TRE y, concomitantemente, activa la transcripción en presencia de doxiciclina. Leakiness residual del sistema, es decir., La expresión del transgen en ausencia de factor de transcripción unido a la TRE, originando ya sea (i) a partir de los efectos de posición en un sitio de integración genómica, (ii) de la propia TRE 29, o (iii) de la no específico de unión de tTA / rtTA 28, fue abordado mediante la introducción de un silenciador transcripcional adicional, denominado TTS (silenciador transcripcional dependiente de tetraciclina) 30 al sistema. Se forma una red regulador dual junto con rtTA (véase la Figura 1).En ausencia de doxiciclina, TTS se une a TRE y activamente apaga cualquier transcripción restante. En presencia de doxiciclina, TTS se disocia de TRE y ata el rtTA inducir simultáneamente la expresión del gen diana. Esta capa adicional de rigor es a menudo necesario para expresar proteínas citotóxicas altamente activos 31-34.

Usando este sistema de doble regulador estrechamente controlada, la cascada apoptótica puede iniciarse en una etapa definida que permite el análisis de si la proteína efectora dado puede interferir con la inducción de apoptosis. Este método no sólo se puede utilizar para estudiar la actividad anti-apoptótica de proteínas efectoras bacterianas sino también para la expresión inducible de proteínas pro-apoptóticas o tóxicos, o para la disección de la interferencia con otras vías de señalización.

Protocolo

1. Generación de líneas celulares estables que expresan la proteína de interés

  1. Preparar los medios de comunicación mediante la adición de FCS inactivado por calor y 1% de penicilina / estreptomicina al comercialmente disponible Dulbecco medio Eagle modificado (DMEM) suplementado con GlutaMAX-I, el piruvato, y 4,5 g / L de D-glucosa.
  2. Cultivar las células HEK293 en medios a 37 ° C en 5% de CO 2. Sub-cultivar células cada tercer día. Retire los medios de comunicación y resuspender las células en 15 ml de medio fresco. Pipeta 1 ml en un nuevo 75 cm 2 frasco de cultivo celular y añadir 14 ml de medio.
  3. Analizar el número de células utilizando un hemocitómetro.
  4. Semilla células HEK293 en una placa de 6 pocillos a una densidad de 2 x 10 5 células por pocillo y se incuban durante 24 horas.
  5. Para la transfección utilizar el protocolo proporcionado por el fabricante del reactivo de transfección. Transfectar células con pEGFP-C2 o pEGFP-C2-CAEB utilizando el reactivo de transfección. Antes de su uso, calentar el reag transfecciónent y los medios necesarios para RT. Utilice una proporción de 3: 1 de reactivo de transfección con el ADN.
    1. En detalle, pipeta 1,5 l de reactivo de transfección directamente en 50 l de medio DMEM libre de suero. Para la formación del complejo, una pipeta 0,5 g de ADN que codifica GFP o GFP-CAEB a la mezcla que contiene el reactivo de la transfección y se incuba durante 15 min a TA.
    2. Transfectar células mediante la adición de la mezcla de reacción de una manera gota a gota y se incuba a 37 ° C en 5% de CO 2 durante 24 horas.
  6. Añadir 1 mg / ml de geneticina para la selección de clones GFP-positivas a 37 ° C en 5% de CO 2.
  7. Después de 6 días, aislar células individuales mediante citometría de flujo de clasificación en una placa de 96 pocillos que alberga medio y HEK293 sobrenadante en una relación 1: 1. Generar HEK293 sobrenadante de las células HEK293 confluentes cultivadas que se centrifugaron durante 15 min a 4966 x g.
  8. Al día siguiente, reemplazar medio de cultivo con medio que contiene 1,50; mg / ml de geneticina. Cambie los medios una vez por semana. Si las células forman una monocapa confluente, transferirlos a una placa de 24 pocillos. Sub-cultivar las células dos veces a la semana en una proporción de 1: 5 en medio que contenía 1,5 mg / ml de geneticina. Por último, analizar el porcentaje de células positivas para GFP mediante análisis de inmunotransferencia y citometría de flujo.

2. Análisis de líneas celulares estables mediante análisis de inmunotransferencia

  1. Eliminar el sobrenadante y lavar las células adheridas una vez con PBS caliente. Resuspender las células en 100 l de tampón de muestra 2x Laemmli, el calor durante 5 minutos a 95 ° C y se almacena a -20 ° C.
  2. Cargar aproximadamente 4 x 10 4 células por muestra en un gel de SDS-PAGE 12%. Además, la carga de 6 l de una escalera proteína comercial como un marcador de peso molecular. Ejecutar geles en un sistema de electroforesis en gel en un voltaje constante de 180 V durante 45-60 min con tampón de Laemmli 1x.
  3. Proteínas Blot a membranas de PVDF (tamaño de poro de 0.45 m) a un voltaje constante de 16 V durante 60 min utilizando una célula de transferencia Semi-Dry Trans-Blot SD.
  4. Membranas bloque en 10 ml de leche en polvo desnatada al 5% en PBS / 0,05% de Tween 20 (MPT) para 1 hr a RT.
  5. Diluir 4 l de anticuerpo anti-GFP en 4 ml de MPT e incubar las membranas O / N a 4 ° C.
  6. Realizar tres etapas de lavado 10 min con 10 ml de PBS / 0,05% de Tween 20.
  7. Incubar membranas con 0,8 l de conjugados con peroxidasa de rábano picante anticuerpos secundarios en 4 ml de MPT.
  8. Después de 1 h de incubación a TA, lavar las membranas tres veces con PBS / 0,05% de Tween 20 (como se describe en 2.6) y detectar la actividad de peroxidasa de rábano picante con un kit comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. Aplicar equipo estándar para el desarrollo de la película para visualizar las bandas de proteínas.

3. Analizar las células utilizando un citómetro de flujo.

  1. Resuspender las células en PBS. Utilice células HEK293 como control negativo para ajustar hacia adelante scatter (FSC) y dispersión lateral (SSC), de modo que las células están en escala. Dibuja una puerta en las células vivas mediante la exclusión de dobletes de células, agregados y restos celulares.
  2. Ajuste el tubo fotomultiplicador (PMT) de ganancia para que las células no teñidas están en el extremo izquierdo del histograma para el canal FL1 (láser de argón de 488 nm).
  3. Para analizar la intensidad de fluorescencia de las células HEK293-GFP y HEK293-GFP-CAEB abrir el histograma del canal FL1 y adquirir 10.000 eventos en la población cerrada.
  4. Analizar los datos mediante FACS comerciales de software de análisis.

4. La transfección de la línea celular estable con el sistema de vector de expresión inducible

  1. Células de semillas HEK293 que expresan establemente GFP o GFP-CAEB en una placa de 12 pocillos a una densidad de 1 x 10 5 células / pocillo.
  2. 19 horas después de la siembra, co-transfectar las células con plásmido regulador y plásmido respuesta sea que codifica Bax o caspasa 3 activada.
    1. Co-transfectar las células HEK293 establescon 100 ng de plásmido regulador pWHE125-P (Figura 2) y 100 ng de los plásmidos de respuesta pWHE655-hBax o pWHE655-revCasp3 (Figura 3) y 0,4 l de polietilenimina.
    2. Preparar el ADN y reactivo de transfección polietilenimina cada uno en 75 l de medio Opti-MEM e incubar durante exactamente 5 min a TA. Para la formación del complejo, incubar ambas mezclas juntos durante 15 min a TA.
  3. Añadir la solución de polietilenimina / DNA gota a gota a las células y se incuba a 37 ° C en 5% de CO 2.

5. inducción de la apoptosis

  1. 5 horas después de la transfección, inducir la expresión de las proteínas pro-apoptóticas mediante la adición de 1 mg / ml de doxiciclina al medio de cultivo. Se incuban las células durante 18 horas a 37 ° C en 5% de CO 2.

6. Análisis de Host Cell Apoptosis por análisis de inmunotransferencia

  1. Inspeccione las células antes de harvesting bajo el microscopio óptico para comprobar la inducción de muerte celular. Las células apoptóticas son detectable por la presencia de cuerpos apoptóticos que rodea la célula moribunda.
  2. Eliminar el sobrenadante y lavar las células adheridas una vez con PBS caliente. Resuspender las células en 100 l de tampón de muestra 2x Laemmli, el calor durante 5 minutos a 95 ° C y se almacena a -20 ° C.
  3. Cargar aproximadamente 4 x 10 4 células por muestra en un gel de SDS-PAGE 12%. Además, la carga de 6 l de una escalera proteína comercial como un marcador de peso molecular. Ejecutar geles en un sistema de electroforesis en gel en un voltaje constante de 180 V durante 45-60 min con tampón de Laemmli 1x.
  4. Proteínas Blot a membranas de PVDF (tamaño de poro de 0,45 micras) en una tensión constante de 16 V durante 60 minutos usando una célula de transferencia semi-seco Trans-Blot SD.
  5. Membranas bloque en 10 ml de leche en polvo desnatada al 5% en PBS / 0,05% de Tween 20 (MPT) para 1 hr a RT.
  6. Diluir 4 μl de poli anticuerpo anti-escindido ADP-ribosa polimerasa (PARP) en 4 ml de MPT e incubar O / N a 4 ° C.
  7. Realizar tres etapas de lavado 10 min con 10 ml de PBS / 0,05% de Tween 20.
  8. Incubar membranas con 0,8 rábano anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa mu l diluido en 4 ml MPT.
  9. Después de 1 h de incubación a TA, lavar las membranas tres veces con PBS / 0,05% de Tween 20 (como se describe en 6.7) y detectar la actividad de peroxidasa de rábano picante con un kit comercial según el protocolo del fabricante. Aplicar equipo estándar para el desarrollo de la película para visualizar las bandas de proteínas.
  10. Retire anticuerpos unidos por 30 minutos de incubación a temperatura ambiente con 7 ml Western Blot Stripping Buffer.
  11. Después de tres lavados con PBS / 0,05% de Tween 20 (como se describe en 6.7), sondear las membranas con 4 l de anticuerpo anti-actina en 4 ml de MPT O / N a 4 ° C.
  12. Después de tres etapas de lavado con MPT (como se describe en 6.7), se incuban las membranas con 0,8 l de hoanticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa rseradish diluidas en 4 ml de MPT.
  13. Después de 1 h de incubación a TA, lavar las membranas tres veces con PBS / 0,05% de Tween 20 (como se describe en 6.7 y detectar la actividad de peroxidasa de rábano picante con un kit comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. Aplicar equipo estándar para desarrollo de la película para visualizar las bandas de proteínas.
    Nota: Todas las etapas de incubación se realizaron en un agitador de placas durante el tiempo indicado y la temperatura.

Resultados

En primer lugar, se establecieron líneas de células HEK293 que expresan establemente la proteína de interés (CAEB) como una proteína GFP-fusión. Como control, también se generaron líneas de células HEK293 que expresan establemente GFP. La expresión de GFP y GFP-CAEB se verificó mediante análisis de inmunotransferencia. El representante de inmunotransferencia (Figura 4A) demuestra la expresión estable y claramente detectable de GFP y GFP-CAEB. Sin embargo, este ensayo no puede determinar si ...

Discusión

Muchas bacterias patógenas albergan sistemas de secreción para secretar o translocar proteínas efectoras bacterianas en la célula huésped. Estas proteínas efectoras tienen la capacidad de modular los procesos y vías en la célula huésped, permitiendo que las bacterias para sobrevivir y replicarse dentro de su respectivo nicho intracelular. La comprensión de las actividades bioquímicas y los mecanismos moleculares de las proteínas efectoras ayudará a una mejor comprensión de la patogenicidad y puede ayudar a...

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Agradecimientos

This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) through the Collaborative Research Initiative 796 (SFB796) to A.L. and C.B., and through the ERA-NET PathoGenoMics 3rd call to A.L.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
DMEMlife technologies31966-021
FCSBiochromS0115
Pen/Streplife technologies15140-122
OptiMEMlife technologies51985
X-tremeGENE 9Roche6365752001
GeneticinRothCP11.3
PolyethyleniminePolyscienes23966
DoxycyclineSigma AldrichD9891
Mini-PROTEAN Tetra CellBio-Rad165-8000EDU
Trans-Blot SD Semi-Dry Transfer CellBio-Rad170-3940
PageRuler Prestained Protein LadderThermo Scientific26616
PVDF membraneMilliporeIPVH00010
anti-GFP life technologiesA6455
anti-cleaved PARPBD Bioscience611038
anti-actinSigma AldrichA2066
Mouse IgG (H+L)-HRPODianova111-035-062
Rabbit IgG (H+L)-HRPODianova111-035-045
ECL Western Blotting SubstrateThermo Scientific32106
Restore Plus Western Blot Stripping BufferThermo Scientific46428

Referencias

  1. Galán, J. E. Common themes in the design and function of bacterial effectors. Cell Host Microbe. 5 (6), 571-579 (2009).
  2. Banga, S., et al. Legionella pneumophila inhibits macrophage apoptosis by targeting pro-death members of the Bcl2 protein family. Proc Natl Acad Sci USA. 104 (12), 5121-5126 (2007).
  3. Laguna, R. K., Creasey, E. A., Li, Z., Valtz, N., Isberg, R. R. A Legionella pneumophila-translocated substrate that is required for growth within macrophages and protection from host cell death. Proc Natl Acad Sci USA. 103 (49), 18745-18750 (2006).
  4. Schmid, M. C., et al. A translocated bacterial protein protects vascular endothelial cells from apoptosis. PLoS Pathog. 2 (11), e115 (2006).
  5. Nogueira, C. V., Carey, K. L., Roy, C. R. Inhibition of pathogen-induced apoptosis by a Coxiella burnetiitype IV effector protein. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (44), 18997-19001 (2010).
  6. Rudel, T., Kepp, O., Kozjak-Pavlovic, V. Interactions between bacterial pathogens and mitochondrial cell death pathways. Nat Rev Microbiol. 8 (10), 693-705 (2010).
  7. Klingenbeck, L., Eckart, R. A., Berens, C., Lührmann, A. The Coxiella burnetii type IV secretion system substrate CaeB inhibits intrinsic apoptosis at the mitochondrial level. Cell Microbiol. 15 (4), 675-687 (2012).
  8. Raymond, B., et al. Subversion of trafficking, apoptosis, and innate immunity by type III secretion system effectors. Trends Microbiol. 21 (8), 430-441 (2013).
  9. Eckart, R. A., et al. Antiapoptotic activity of Coxiella burnetii effector protein AnkG is controlled by p32-dependent trafficking. Infect Immun. 82 (7), 2763-2771 (2014).
  10. Byrne, G. I., Ojcius, D. M. Chlamydia and apoptosis: life and death decisions of an intracellular pathogen. Nat Rev Microbiol. 2 (10), 802-808 (2004).
  11. Delft, M. F., Huang, D. C. S. How the Bcl-2 family of proteins interact to regulate apoptosis. Cell Res. 16 (2), 203-213 (2006).
  12. Willis, S. N., Adams, J. M. Life in the balance: how BH3-only proteins induce apoptosis. Curr Opin Cell Biol. 17 (6), 617-625 (2005).
  13. Shamas-Din, A., Kale, J., Leber, B., Andrews, D. W. Mechanisms of action of Bcl-2 family proteins. Cold Spring Harb Perspect Biol. 5 (4), a008714 (2013).
  14. Cory, S., Adams, J. M. The Bcl2 family: regulators of the cellular life-or-death switch. Nat Rev Cancer. 2 (9), 647-656 (2002).
  15. Adams, J. M., Cory, S. Apoptosomes: engines for caspase activation. Curr Opin Cell Biol. 14 (6), 715-720 (2002).
  16. Suzuki, J., Denning, D. P., Imanishi, E., Horvitz, H. R., Nagata, S. Xk-related protein 8 and CED-8 promote phosphatidylserine exposure in apoptotic cells. Science. 341 (6144), 403-406 (2013).
  17. Cory, S. Cell death throes. Proc Natl Acad Sci USA. 95 (21), 12077-12079 (1998).
  18. Enari, M., et al. A caspase-activated DNase that degrades DNA during apoptosis, and its inhibitor ICAD. Nature. 391 (6662), 43-50 (1998).
  19. Fussenegger, M. The impact of mammalian gene regulation concepts on functional genomic research, metabolic engineering, and advanced gene therapies. Biotechnol Prog. 17 (1), 1-51 (2001).
  20. Felsher, D. W. Reversibility of oncogene-induced cancer. Curr Opin Genet Dev. 14 (1), 37-42 (2004).
  21. Maherali, N., et al. A high-efficiency system for the generation and study of human induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 3 (3), 340-345 (2008).
  22. Kozlova, E. N., Berens, C. Guiding differentiation of stem cells in vivo by tetracycline-controlled expression of key transcription factors. Cell Transplant. 21 (12), 2537-2554 (2012).
  23. Reijmers, L., Mayford, M. Genetic control of active neural circuits. Front Mol Neurosci. 2, 27 (2009).
  24. Gossen, M., Bujard, H. Tight control of gene expression in mammalian cells by tetracycline-responsive promoters. Proc Natl Acad Sci USA. 89 (12), 5547-5551 (1992).
  25. Hillen, W., Berens, C. Mechanisms underlying expression of Tn10 .encoded tetracycline resistance. Annu Rev Microbiol. 48, 345-369 (1994).
  26. Deuschle, U., Meyer, W. K., Thiesen, H. J. Tetracycline-reversible silencing of eukaryotic promoters. Mol Cell Biol. 15 (4), 1907-1914 (1995).
  27. Robertson, A., Perea, J., Tolmachova, T., Thomas, P. K., Huxley, C. Effects of mouse strain, position of integration and tetracycline analogue on the tetracycline conditional system in transgenic mice. Gene. 282 (1-2), 65-74 (2002).
  28. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268 (5218), 1766-1769 (1995).
  29. Rang, A., Will, H. The tetracycline-responsive promoter contains functional interferon-inducible response elements. Nucleic Acids Res. 28 (5), 1120-1125 (2000).
  30. Freundlieb, S., Schirra-Müller, C., Bujard, H. A tetracycline controlled activation/repression system with increased potential for gene transfer into mammalian cells. J Gene Med. 1 (1), 4-12 (1999).
  31. Knott, A., et al. An optimized conditional suicide switch using doxycycline-dependent expression of human tBid. Cancer Biol Ther. 4 (5), 532-536 (2005).
  32. Danilchanka, O., et al. An outer membrane channel protein of Mycobacterium tuberculosis with exotoxin activity. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (18), 6750-6755 (2014).
  33. Danke, C., et al. Adjusting transgene expression levels in lymphocytes with a set of inducible promoters. J Gene Med. 12 (6), 501-515 (2010).
  34. Maueröder, C., Chaurio, R. A., Platzer, S., Munoz, L. E., Berens, C. Model systems for rapid and slow induction of apoptosis obtained by inducible expression of pro-apoptotic proteins. Autoimmunity. 46 (5), 329-335 (2013).
  35. Srinivasula, S. M., et al. Generation of constitutively active recombinant caspases-3 and -6 by rearrangement of their subunits. J Biol Chem. 273 (17), 10107-10111 (1998).
  36. Baron, U., Freundlieb, S., Gossen, M., Bujard, H. Co-regulation of two gene activities by tetracycline via a bidirectional promoter. Nucleic Acids Res. 23 (17), 3605-3606 (1995).
  37. Anastassiadis, K., et al. A predictable ligand regulated expression strategy for stably integrated transgenes in mammalian cells in culture. Gene. 298 (2), 159-172 (2002).
  38. Qu, Z., et al. Homogeneity and long-term stability of tetracycline-regulated gene expression with low basal activity by using the rtTA2S-M2 transactivator and insulator-flanked reporter vectors. Gene. 327 (1), 61-73 (2004).
  39. Spencer, S. L., Gaudet, S., Albeck, J. G., Burke, J. M., Sorger, P. K. Non-genetic origins of cell-to-cell variability in TRAIL-induced apoptosis. Nature. 459 (7245), 428-432 (2009).
  40. Agha-Mohammadi, S., et al. Second-generation tetracycline-regulatable promoter: repositioned tet operator elements optimize transactivator synergy while shorter minimal promoter offers tight basal leakiness. J Gene Med. 6 (7), 817-828 (2004).
  41. Pluta, K., Luce, M. J., Bao, L., Agha-Mohammadi, S., Reiser, J. Tight control of transgene expression by lentivirus vectors containing second-generation tetracycline-responsive promoters. J Gene Med. 7 (6), 803-817 (2005).
  42. Hoffmann, A., Villalba, M., Journot, L., Spengler, D. A novel tetracycline-dependent expression vector with low basal expression and potent regulatory properties in various mammalian cell lines. Nucleic Acids Res. 25 (5), 1078-1079 (1997).
  43. Loew, R., Heinz, N., Hampf, M., Bujard, H., Gossen, M. Improved Tet-responsive promoters with minimized background expression. BMC Biotechnol. 10, 81 (2010).
  44. Heinz, N., et al. Retroviral and transposon-based tet-regulated all-in-one vectors with reduced background expression and improved dynamic range. Hum Gene Ther. 22 (2), 166-176 (2011).
  45. Toniatti, C., Bujard, H., Cortese, R., Ciliberto, G. Gene therapy progress and prospects: transcription regulatory systems. Gene Ther. 11 (8), 649-657 (2004).
  46. Ye, H., Fussenegger, M. Synthetic therapeutic gene circuits in mammalian cells. FEBS Lett. 588 (15), 2537-2544 (2014).

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