Sola célula microfluídicos análisis de Bacillus subtilis

Resumen

Se presenta un método para el análisis de microfluídica de linajes de células bacterianas individuales utilizando Bacillus subtilis como ejemplo. El método supera las deficiencias de los tradicionales métodos analíticos en Microbiología por lo que permite la observación de cientos de generaciones de celular bajo condiciones de crecimiento muy uniforme y controlable.

Resumen

Tecnología de microfluidos supera muchas de las limitaciones a los métodos analíticos tradicionales en Microbiología. A diferencia de los métodos de cultivo a granel, ofrece resolución de unicelular y observación larga épocas que abarca cientos de generaciones; a diferencia de agarosa microscopia basada en pad, tiene condiciones de crecimiento uniforme que pueden ser bien controladas. Porque el continuo flujo de medio de cultivo aísla las células en un dispositivo de microfluidos de variaciones impredecibles en el ambiente químico local causado por el crecimiento celular y metabolismo, auténticos cambios en la expresión génica y crecimiento celular en respuesta a estímulos específicos pueden observarse con más confianza. Bacillus subtilis se utiliza aquí como una especie bacteriana de modelo para demostrar una "máquina de la madre"-tipo de método para el análisis celular. Mostramos cómo construir vertical un dispositivo de microfluidos, cargar con las células, iniciar la proyección de imagen microscópica y exponer las células a un estímulo por la conmutación de un medio a otro. Un reportero sensible al estrés se utiliza como ejemplo para revelar el tipo de datos que pueden obtenerse por este método. También discutimos brevemente más aplicaciones de este método para otros tipos de experimentos, tales como análisis de esporulación bacteriana.

Introducción

Una de las características más llamativas de la vida en la tierra es su gran resistencia y variedad. Una meta central de la biología molecular es comprender la lógica por la que las células utilizan genes y proteínas para maximizar su crecimiento y aptitud bajo una amplia variedad de condiciones ambientales. Para lograr este objetivo, los científicos deben ser capaces de observar con confianza cómo las células individuales crecen, dividirán y expresan sus genes en un conjunto dado de condiciones, observando cómo las células responden a los cambios posteriores en su entorno. Sin embargo, los métodos analíticos tradicionales en Microbiología tienen limitaciones técnicas que afectan los tipos de preguntas que pueden abordarse. Por ejemplo, a granel los análisis basados en la cultura han sido muy útiles en los años, sin embargo, ofrecen sólo datos a nivel de población que pueden enmascarar variaciones significativas de célula a célula o los comportamientos de las subpoblaciones más pequeñas de las células en una población total. Análisis unicelular de bacteria viva basada en microscopía de luz revelan comportamiento unicelular pero también técnicamente limitados. Las bacterias generalmente son inmovilizadas sobre soportes de agarosa que contienen medio de cultivo, pero multitudes de crecimiento y la división de la célula Vista microscópica y agotan los nutrientes disponibles después de pocos ciclos de célula, limitando sustancialmente el tiempo de observación^{1, 2}. Por otra parte, la depleción local de nutrientes y la acumulación concomitante de subproductos metabólicos debido al crecimiento de la célula cambian constantemente el ambiente de crecimiento de célula local en formas que son difíciles de medir o predecir. Tales cambios ambientales usando teclas de agarosa representan un desafío a los estudios de comportamiento de estado estacionario o de respuestas celulares a cambios específicos en las condiciones de crecimiento³.

Tecnología de microfluidos, en el que un medio líquido continuamente es atravesado recientemente dispositivos, ofrece una solución a las limitaciones experimentales clásicos. Un dispositivo microfluídico puede mantener células individuales en posición para microscopía de células vivas, mientras que el flujo del medio de cultivo constante proporciona células con nutrientes frescos y remueve exceso células, creando así un crecimiento más uniforme y subproductos metabólicos medio ambiente. En condiciones de constante crecimiento, se observan comportamientos celulares en aislamiento de la influencia de factores ambientales, que permite una vista sin obstáculos de la lógica interna de las células. Como el fluido evita que el dispositivo de microfluidos cada vez lleno de células, observación de los linajes de la célula para decenas o cientos de generaciones se convierte en posible^4,5. Los tiempos de observación largos permiten la detección de comportamientos de otra manera imperceptible celular a largo plazo o rara. Finalmente, la composición del medio que fluye a través del dispositivo puede modificarse a voluntad, permitiendo que las células a observar como responden a la aparición de un estrés o a la introducción o extracción de un compuesto particular.

Microfluídica ya ha disfrutado de una serie de aplicaciones importantes. Por ejemplo, se ha utilizado en tejido, órgano o cuerpo-en-un-chip de dispositivos, en el que varios tipos de células humanas se cultivan conjuntamente para simular un en vivo condición⁶; para el estudio de nematodos movimiento en entornos microestructurada⁷; examinar las interacciones entre biopelículas bacterianas (p. ej., ⁸); y para la encapsulación y la manipulación de volúmenes pequeños de las células o sustancias químicas (p. ej., ⁹). Dispositivos microfluídicos también han hecho cada vez más populares en el campo de la microbiología (por excelentes críticas, véase ¹⁰ y ¹¹), especialmente como su físico y las propiedades de flujo son bien emparejados a nichos microbianos naturales¹². Por ejemplo, microfluídica ha sido recientemente empleada por microbiólogos para tales fines como célula crecimiento y la división^13,14,15, análisis de movimiento del patógeno¹⁶, que mide precisamente control de detección de quórum¹⁷ y¹⁸de las transiciones fisiológicas y para la proteína contando¹⁹, entre muchos otros ejemplos. El método presentado aquí está diseñado específicamente para el análisis de los linajes de la célula bacteriana en lugar de combinaciones de cepas o especies. El dispositivo de microfluidos demostrado aquí utiliza una variación de la "máquina de la madre" diseño⁴, en el cual las células se cultivan solo archivo dentro de una zanja de microfluidos con un extremo cerrado y un extremo abierto; División y crecimiento celular empuja a las células de la progenie arriba y hacia afuera el extremo abierto en el fluido. Los análisis suelen centran sólo en la célula "madre" que se limita en el extremo cerrado de la zanja. Consideramos este método como un adelanto sobre anteriores luz basadas en microscopia sola célula técnicas analíticas, tales como inmovilización de células en agarosa almohadillas. Mientras que B. subtilis se utiliza como un modelo, el método es también aplicable a otras especies bacterianas (Escherichia coli es otro modelo común, algunas especies con células diferentes tamaños y morfologías pueden requerir la fabricación de nuevos dispositivos con diferentes dimensiones). El uso de reporteros fluorescentes para marcar las células y visualizar los cambios en la expresión génica requiere el uso de especies genéticamente manejables; sin embargo, los análisis de morfología y crecimiento de la célula son posibles incluso sin marcadores fluorescentes.

El presente Protocolo excluye el proceso de fabricación del maestro de silicio mediante Fotolitografía, que ha sido ampliamente descrito en otra parte⁵; maestros también pueden ser fácilmente subcontratados de microfabricación instalaciones. Incluye el moldeado de un dispositivo PDMS de un maestro de silicio reforzada; vinculación el dispositivo a un pedazo de vidrio de la cubierta; montaje de la entrada de microfluidos y tubería de salida, válvulas de pellizco incluido para permitir el cambio de medio; apaciguando el dispositivo, preparar células bacterianas y cargar el dispositivo con las células bacterianas; al conectar las tuberías para el dispositivo y equilibra las células; y cargar el dispositivo en un microscopio de fluorescencia para la proyección de imagen. Porque muchos de imagen diferente de adquisición y procesamiento software herramientas pueden utilizarse para visualizar y analizar diferentes datos de interés^4,5, se muestran imágenes de ejemplo, pero los métodos de captura de imagen no están incluidos en este protocolo.

Protocolo

1. PDMS dispositivo Casting

1. En un ambiente libre de polvo, mezclar polímeros PDMS y agente endurecedor en una proporción 10:1 y desgasificación bajo vacío durante al menos 10 minutos.
2. Coloque un maestro de silicio (o una réplica de epoxy o de poliuretano mismo) en un pedazo de papel de aluminio intacto en una placa de Petri de poliestireno. Vierta la mezcla desgasificada de PDMS sobre el amo a una profundidad de aproximadamente 5 mm. Degas la placa de Petri durante al menos 10 min uso un chorro suave de aire para romper burbujas superficiales.
   Nota: Las dimensiones de los dos niveles del dispositivo utilizado son proporcionadas de los CAD archivo⁵ (véase la archivo adicional 1). Una réplica de plástico master puede flotar parcialmente durante la desgasificación; Si esto ocurre, presione hacia abajo la réplica con un aplicador de plástico.
3. Cura la PDMS para al menos 1 h en una estufa a 60 ° C y enfriar a temperatura ambiente. Quitar la lámina de aluminio que contiene el PDMS maestro y curado de la placa de Petri. Retire cuidadosamente el papel de aluminio de la parte posterior del maestro, luego Pelar cuidadosamente el PDMS del maestro.
   Nota: Como alternativa, PDMS puede curar durante la noche a temperatura ambiente. La relativa fragilidad de un maestro de la oblea de silicio se puede superar mediante el uso de adhesivo epoxi para unir permanentemente la oblea a un 1/16 de pulgada-disco de aluminio de espesor de la misma medida de la oblea.
4. Como una oblea por lo general incluye varios dispositivos microfluídicos con dimensiones ligeramente diferentes (véase la archivo adicional 1), corte de un solo dispositivo a la medida utilizando un bisturí limpio y afilado.
   Nota: Para la rutina de trabajo B. subtilis , utilizar dispositivos con trincheras de 1.0 μm de toda célula, que están marcados con una C o F en el archivo de CAD.

2. dispositivo de perforación y de la vinculación

1. Lugar un pedazo de oficina translúcida de la cinta (véase Tabla de materiales) sobre el lado del estampado del dispositivo para mejorar la visibilidad de las características modeladas. Los puertos de entrada y salida se identifican como áreas circulares en los extremos opuestos de los canales fluídicos visibles (figura 1). Para mejorar su visibilidad al perforar los agujeros en el dispositivo para los pines de entrada y de salida, marque las entradas y salidas con puntos con un marcador de punta fina.
   Nota: Para asegurarse de que los pines de entrada y salida no se llena de gente, todos los otros canales es perforado, empezando con el canal justo debajo el designador alfabético para el dispositivo.
2. El dispositivo PDMS del tirón por lo que es la parte estampada hacia abajo y perforar a través del dispositivo a los puntos marcados con un punzón de biopsia de 0,75 mm; descartar la rotura.
   Nota: Los dispositivos se perforan con el estampado hacia abajo porque el agujero generado por el punzón de biopsia típicamente ligeramente acampanado en el punzón entra en el polímero. El dispositivo en una orientación invertida de perforación asegura que el agujero en el lado estampado tiene un borde afilado.
3. Mediante un estereomicroscopio, asegúrese de que los orificios perforados se traslapan con las áreas de entrada y salida del dispositivo. Utilice unas pinzas de punta fina para quitar cualquier fragmentos extraños de PDMS de los agujeros perforados.
4. Utilice cinta adhesiva para quitar el polvo de ambos lados del dispositivo y coloque en una placa de Petri Poliestireno limpio. Preparar un vaso de tapa 22 x 40 mm mojando con 100% de alcohol isopropílico y frotando con un trapo para salas blancas; seca con un chorro de aire libre de polvo o de nitrógeno.
5. Colóquela perforado PDMS dispositivo característica lo para arriba junto con el cristal limpio en un plasma de oxígeno.
   1. Plasma-tratar el dispositivo con los ajustes siguientes: vacío, mTorr 70; O presión de₂ , 200 mTorr; duración, 15 s; potencia 30 w. inmediatamente después de que termine el período de tratamiento de plasma, quite el dispositivo y la cubierta de vidrio del plasma limpiador.
   2. Invierta el PDMS y coloque en el centro del vidrio de cubierta de modo que el lado estampado contacto con el vidrio; Asegúrese de que los canales de alimentación (corriente entre la entrada y salida) están alineados con el eje largo del cubierta de vidrio. Presione muy suavemente para asegurar los sellos PDMS contra el vidrio.
6. Hornear el dispositivo montado en un horno por al menos 1 h a 60 ° C. Después de la cocción, verificar manualmente que el PDMS es adheridos al vidrio presionando suavemente en una esquina del dispositivo.
   Nota: Una vez que el dispositivo se enlaza, se debe utilizar dentro de 24 h, como el polímero será cada vez más hidrofóbico con el aumento de tiempo después del tratamiento de plasma.

3. Preparación-Plomería de microfluidos

1. Cortar tiras de polímero (diámetro interno (ID) 0.02 pulgadas, diámetro exterior (OD) 0.06 pulgadas) de la tubería en longitudes apropiadas para llegar a de la bomba de jeringa al aparato de conmutación (si se utiliza) y el dispositivo cuando se monta en el microscopio. Cortar tantas tiras como carriles de microfluidos.
2. Ensamblar a uniones Y válvulas de manguito (si se usa) por el corte y colocación longitudes de 2 cm de silicona flexible tubo (0,03 pulgadas ID, 0,065 pulgada OD) las lengüetas superiores de la "Y" y longitudes de 1 cm de tubo de silicona a la lengüeta de la parte inferior de la "Y".
3. Cortar tiras de 10 cm (o adecuados) de tubería de polímero; unirlos en un extremo para el interruptor de cruce, insertándolos en los segmentos de tubo de silicona de 1 cm de la lengüeta de la parte inferior de la "Y". Conectar en el otro extremo las agujas 21G que se han quitado de sus adaptadores de jeringa de plástico y doblado aproximadamente 90 ° aproximadamente 9 mm desde el extremo de la aguja.
4. Conectar agujas embotadas 21G a uno de los extremos de los segmentos de tubería que se desarrollará desde las jeringas al aparato interruptor insertando las agujas en la tubería. Inserte los otros extremos de cada tramo de tubería en los segmentos de tubo de silicona en las barbas de la entrada de las ensambladuras Y.
   Nota: Usar a algún tipo de aparato para fijar las válvulas de manguito y uniones; Esto puede hacerse fácilmente de una caja de punta de micropipeta (Figura 2D).
5. Corte longitudes de tubería de polímero para llevar residuos desde la salida del dispositivo de un vaso de precipitados de residuos. Conecte en un extremo para doblado agujas de 21G, preparado como se describió anteriormente. Con cinta adhesiva el otro extremo de los tubos en un vaso de residuos.
6. Preparar volúmenes apropiados de los medios de comunicación que contiene 0,1 mg/mL albúmina sérica bovina (BSA) y llenar el tamaño y el número de jeringuillas. Conectar las jeringas cargadas de BSA para las agujas de 21G preparado adjunta a las jeringuillas de la tubería y la carga de entrada en las bombas de jeringa.
   Nota: para los experimentos típicos se utilizan 5 canales del dispositivo, cada uno con una jeringa de 20 mL. Un experimento en el que esté en el medio requiere 2 bancos de 5 jeringas. Aquí, la bomba que contiene el primer banco se conoce como la bomba de la fase 1 y la bomba que contiene el segundo banco, con el interruptor posterior al medio, se conoce como la bomba de la fase 2.
7. Purgar el aire de las tuberías de entrada mediante la ejecución de las bombas de jeringa a una velocidad de flujo alta (> 500 μl/min), comenzando por las bombas de jeringa de orientación vertical y golpeando ligeramente la jeringa para hacer burbujas de aire en la parte superior. Una vez que ha sido purgar el aire de las jeringas, coloque la bomba de jeringa horizontalmente y progresivamente tap u hojear las líneas de polímeros de las jeringuillas hasta el aparato conmutador para desalojar las burbujas de aire. Repita este proceso para el segundo banco de jeringas (si el cambio de los medios de comunicación).
8. Después se purgan las burbujas de aire, ajustar la bomba de jeringa de fase-2 (es decir, con el medio que se utilizará en segundo lugar, después el interruptor) a 1,5 μl/min, luego hacer una pausa en el flujo. Colocar clips de carpeta pequeño en los segmentos de tubería flexible en la rama de las ensambladuras Y correspondiente a la segunda fase media. Continuar funcionando la bomba de la jeringuilla de la fase 1 con un modesto caudal (por ejemplo, 10 μl/min) durante al menos 30 minutos purgar el segundo medio de la tubería de entrada aguas abajo de la intersección Y.

4. célula cultura preparación

1. Crecen durante la noche, planas de la cepa de interés en el medio deseado para la fase estacionaria. La cepa bacteriana debe contener una mutación que hace que las células inmóviles, por lo que las células no bañarse fuera de los canales del dispositivo.
   Nota: En el presente Protocolo, la cepa bacteriana es B. subtilis 3610 que contiene un hag_A233V sustitución (esta mutación hace que el flagelo sea recto en lugar de motilidad celular helicoidal, prevención), un P_rsbV- mNeonGreen reportero de células estresadas y constitutiva P_hyperspank- mNeptune (rojo) reportero para resaltar celdas. Medio de Lennox LB se utiliza en el protocolo de ejemplo. Las cepas típicas para experimentos de microfluídica contienen uno o más reporteros transcripcionales fluorescentes y una proteína fluorescente constitutivamente producida, citoplásmica para facilitar la detección automatizada de las células. Defectos de crecimiento no fueron observados cuando se utilizó medio rico LB Lennox, pero puede inhibir crecimiento de B. subtilis en medio mínimo bajo condiciones de microfluidos porque secretan sideróforos son arrastrados por el flujo medio. En tales circunstancias, crecimiento puede restaurarse mediante la adición de citrato de sodio y cloruro férrico en el medio, según lo divulgado para S7₅₀ medio¹¹.
2. La mañana del experimento, diluir las células B. subtilis 1:50 a un desconcertado matraz de 250 mL conteniendo 25 mL de medio de cultivo. Crecen las células para 5-6 h en agitación cultivo a 37 ° C a una densidad óptica de más de 1.
   Nota: Un cultivo denso celular es preferible porque la fase estacionaria B. subtilis células son más pequeñas y menos con frecuencia encontrados en células cadenas, facilitando la carga de dispositivo. Diferentes especies bacterianas pueden requerir otras condiciones medio o crecimiento de carga óptima.
3. Utilizando una jeringa equipada con un filtro de 5 μm tamaño de poro, filtro de aproximadamente 15 mL de cultivo de células en un tubo cónico de 15 mL para eliminar cadenas de células B. subtilis (no es necesaria para e. coli y puede no ser necesario con otras especies).
   Nota: Deben removerse relativamente pocas células; el filtrado debe ser turbio.
4. Centrifugar el filtrado cultura durante 10 min a 4.000 x g a temperatura ambiente. Retirar el sobrenadante y resuspender el precipitado de células en el líquido sobrenadante residual restante en el tubo, agregar aproximadamente 500 μl de medio fresco si es necesario para facilitar el pipeteo de la suspensión de células.

5. dispositivo carga

1. Suavemente Coloque vacíela fina micropipeta de carga de gel tips (véase Tabla de materiales) en los orificios de salida del dispositivo de microfluidos.
2. Utilizando finas puntas de carga de gel con una micropipeta de P200, apaciguar el dispositivo mediante la inyección de medio que contiene 1 mg/mL BSA en los orificios de entrada, observando las puntas en los orificios de salida para controlar el relleno de los canales de microfluidos (figura 2A). Incubar el dispositivo a temperatura ambiente durante aproximadamente 5 minutos.
   Nota: BSA se utiliza comúnmente como un agente bloqueando o estabilización que se unen a la superficie del polímero PDMS, aumentando su hidrofilicidad y reduciendo la fijación de otras proteínas o de células (a través de moléculas de superficie celular).
3. Utilizando finas puntas de gel-cargamento, carga cada canal con el resuspendido células (sección 4), con las puntas en el canal de salida para monitorear el progreso de las células a través del dispositivo (figura 2B).
   Nota: Carga facilita el ajuste de las Micropipetas P200 a su volumen máximo 200 μl y luego aspirando un cojín de aire antes de aspirar un volumen pequeño (aproximadamente la mitad el volumen de la sección fina de la punta de la pipeta) de las células. El volumen de las células resuspendidos no necesita ser exacto, como el volumen del dispositivo PDMS es pequeño en relación a la de la micropipeta. Conocemos ningún límite superior a la densidad de las células resuspendidas, como la suspensión de células se puede pipetearse en el dispositivo. Grupos de células pueden obstruir el y deben evitarse por pipeteo cuidadoso o vórtice de mezcla.
4. Retire suavemente las puntas de carga de gel de los orificios de salida, uno a la vez para evitar daños en el dispositivo de trabajo.
5. Centrifugue el dispositivo en una microcentrífuga de sobremesa en un adaptador rotor correspondiente a aproximadamente 6.000 x g por 10 min (figura 2).
   Nota: Se utilizó un adaptador de rotor de aluminio trabajados a máquina de encargo que fue diseñado para caber en un rotor de microcentrífuga (figura 2); modelos diferentes centrífuga pueden utilizarse con los adaptadores correspondientes del rotor. La característica importante del adaptador es que proporciona fuerza lateral en la dirección de los extremos cerrados de las trincheras de la célula, obligando así a las células en los canales laterales.
6. Verificar carga exitosa bajo el microscopio (figura 3) pero sin poner el dispositivo a la escena titular diapositiva insertar.
   Nota: En este protocolo, un 60 X, 1.4 objetivo de inmersión en aceite NA Ph3 se utiliza para la verificación de ambos en esta etapa y para la proyección de imagen posterior.

6. montaje, equilibrado y montaje de dispositivo

1. Montar cuidadosamente el dispositivo cargado en una etapa de inserción con una cinta del vidrio de cubierta en ambos lados de PDMS en la parte inferior de la inserción de la etapa (es decir, invertir el inserto de fase antes de conectar el dispositivo). Invierta la Asamblea de insertar dispositivo de etapa para que el PDMS es hacia arriba y coloque sobre una superficie blanda, como un paño libre de polvo (Figura 2D).
2. Ajustar el caudal de la bomba de la jeringuilla de la fase 1 a 35 μl/min trabajando con un carril a la vez, inserte la aguja de entrada y luego la aguja de salida (es decir, que el vaso de precipitados de residuos; Figura 2E).
3. Limpie cualquier medio exceso con un trapo limpio libre de polvo y visualmente Inspeccione el dispositivo para fugas. Examinar el tubo de salida para la aparición de células exceso (normalmente aparece como una franja turbia) y el menisco medio, que se moverá lentamente hacia el vaso de precipitados de residuos.
4. Permitir que el dispositivo para ejecutar a 35 μl/min durante aproximadamente 15-30 min, hasta que todos los carriles conectados se drenan en el vaso de precipitados de residuos.
5. Ajustar la bomba de jeringa de fase 1 a 1,5 μl/min y el flujo de la pausa. Traer todo el aparato de bomba y dispositivo para el microscopio (este proceso es ayudado por colocar todo en un carro rodante) y reiniciar la fase-1 flujo medio en 1,5 μl/min montar cuidadosamente el inserto de la etapa con el dispositivo en un microscopio de fluorescencia invertido, utilizando cinta cuando sea necesario para la entrada y la tubería de salida de la ruta.
6. Busque posiciones deseadas en el dispositivo para la proyección de imagen y comienza la proyección de imagen deseada. Tenga en cuenta que las células normalmente requieren unas horas (aproximadamente 10 generaciones) hasta llegar a estado estable fase exponencial crecimiento y puede retrasarse el inicio de la adquisición de la imagen como deseada para que la proyección de imagen comienza después del periodo de equilibrio.
   Nota: El crecimiento de estado estacionario de células en fase exponencial debe verificarse durante el análisis de la imagen posterior seguimiento tiempos de división celular y asegurando que han alcanzado un valor mínimo constante.

7. medio de conmutación

1. Entre las rondas sucesivas de proyección de imagen, hacer una pausa en el flujo de la bomba de la jeringuilla de la fase 1. Cuidadosamente retire los clips de la carpeta de la fase-2 silicona tubo, moviendo cada uno de los tubos de silicona en la rama de fase 1 de la ensambladura Y. Pausa el flujo de la fase 2 la jeringuilla de la bomba (que se estableció en 1,5 μl/min en el paso 3.8) y continuar la proyección de imagen.
   Nota: A 1,5 μm/min con una longitud de 10 cm de polímero de la tubería aguas abajo de las uniones Y, el medio de la segunda fase llega el dispositivo en aproximadamente 50 minutos. El tiempo para el dispositivo puede probarse empíricamente utilizando los medios que contienen partículas trazadoras fluorescentes.

Resultados

Acertado de la célula inicial de carga, según lo determinado por microscopía de contraste de fase antes de conectar las tuberías de microfluidos al dispositivo, se consideraría que todos o casi todos los canales laterales de microfluidos que contiene una o más células bacterianas ( Figura 3A). Carga óptima mostraría varias células en cada canal y canales, sin embargo, se llenarán de células debido al crecimiento de la célula durante el período d...

Discusión

Este protocolo de la microfluídica es flexible en que muchos de los pasos pueden ser modificados para optimizar su uso con una determinada especie o cepa o para un propósito específico. De hecho, en este protocolo hemos hecho modificaciones a la "máquina de la madre" original concepto de⁴ para optimizar su uso con B. subtilis. A menudo, las trincheras que se limitan las células constituyen una característica de una sola capa, mientras que en el presente Protocolo utilizan zanjas de ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit	Dow Corning	(240)4019862	This is referred to as PDMS in the protocol. There are 2 components that are mixed at a 10:1 ratio
0.75-mm biopsy punch	World Precision Instruments	504529
22 x 40 mm No. 1.5 cover glass	VWR	48393 172
Plasma Etch PE-50	Plasma Etch Inc.	PE-50	Instrument used to bond PDMS to glass using oxygen plasma treatment
Tygon flexible tubing ID 0.02", OD 0.06"	Saint-Gobain PPL Corp.	AAD04103	For the main part of the tubing, e.g. attached to the needles
Silicone Tubing, 0.04" ID, 0.085" OD	HelixMark Standard Silicone Tubing	60-795-05	For pinch valves and Y-junction connection
Bovine Serum Albumin	Sigma-Aldrich	A7906-100G	Used as passivation agent
ART Gel Pipet Tips (P200)	Molecular BioProducts	2155	For loading the device with medium and cells
Acrodisc 32-mm syringe filter with 5-μm Supor membrane	Pall Life Sciences	4560	For filtering cultures before device loading
21-ga blunt needles, 1"	McMaster-Carr	75165A681
Y connector with 200-series barbs, 1/16" ID tubing, polypropylene	Nordson Medical	Y210-6005	The company is AKA Value Plastics
Eclipse Ti-E inverted microscope	Nikon		This unit has been discontinued by the manufacturer and is replaced by the Ti 2 E.
LB Lennox	Sigma-Aldrich	L3022
Microfuge 18	Beckman Coulter	367160
Bacillus subtilis strain NCIB3610	Bacillus Genetic Stock Center	3A1	wild-type parental strain modified for use in the experiments shown in this protocol
Gravity convection oven	VWR	414005-106	for curing PDMS and baking assembled devices
Scotch-Weld Epoxy Kit	3M	2216 B/A	may be used to bond a silicon wafer to an aluminum backing plate
Scotch Magic tape, 3/4" width	3M		to clean dust from PDMS devices and to place over features to increase visibility (denoted "office tape" or "adhesive tape" in protocol)
Stereomicroscope	Nikon	SMZ800N	listed here as an example; nearly any stereomicroscope will do
Isopropyl alcohol	Sigma-Aldrich	W292907	To clean cover glass
Syring pump, 6 channel	New Era Pump Systems Inc.	NE-1600
Kimwipes	Kimberly-Clark	34120	a brand of dust-free wipes