Un método para cuantificar artrópodos que habitan en el follaje

Resumen

Describimos cómo cuantificar los artrópodos de morada de las hojas sellando las hojas y el extremo de las ramas en una bolsa, cortando y congelando el material embolsado, y encerrando el material previamente congelado en agua para separar los artrópodos del sustrato para la cuantificación.

Resumen

Los artrópodos terrestres juegan un papel importante en nuestro entorno. La cuantificación de los artrópodos de una manera que permita un índice preciso o estimaciones de densidad requiere un método con alta probabilidad de detección y un área de muestreo conocida. Si bien la mayoría de los métodos descritos proporcionan una estimación cualitativa o semicuantitativa adecuada para describir la presencia, la riqueza y la diversidad de las especies, pocos proporcionan una probabilidad de detección adecuadamente consistente y áreas de muestreo conocidas o consistentes para proporcionar un índice o estimación con la precisión adecuada para detectar diferencias en abundancia entre variables ambientales, espaciales o temporales. Describimos cómo cuantificar artrópodos que habitan en las hojas sellando las hojas y el extremo de las ramas en una bolsa, cortando y congelando el material embolsado, y encerrando el material previamente congelado en agua para separar los artrópodos del sustrato y cuantificarlos. Como demostramos, este método se puede utilizar a escala paisajística para cuantificar artrópodos que habitan en las hojas con la precisión adecuada para probar y describir cómo las variables espaciales, temporales, ambientales y ecológicas influyen en la riqueza y abundancia de los artrópodos. Este método nos permitió detectar diferencias en densidad, riqueza y diversidad de artrópodos que habitan en las hojas entre 5 géneros de árboles que se encuentran comúnmente en los bosques caducifolios del sureste.

Introducción

Los artrópodos terrestres desempeñan un papel importante en nuestro ecosistema. Además de ser de interés científico, los artrópodos pueden ser perjudiciales y beneficiosos para los cultivos, las plantas hortícolas y la vegetación natural, así como proporcionar una función trófica importante en las redes alimentarias. Por lo tanto, comprender los factores que influyen en el desarrollo y la abundancia de la comunidad de artrópodos es fundamental para los agricultores, gerentes de control de plagas, biólogos de plantas, entomólogos, ecologistas de vida silvestre y biólogos de conservación que estudian la dinámica comunitaria y manejar organismos insectívoros. Comprender los factores que influyen en las comunidades y abundancias de artrópodos a menudo requiere la captura de individuos. Las técnicas de captura generalmente se pueden clasificar en técnicas cualitativas que sólo detectan la presencia de una especie para estimaciones de rango de especies, riqueza y diversidad, o técnicas semicuantitativas y cuantitativas que permiten un índice o estimación de abundancia y densidad de individuos dentro de un grupo taxonómico.

Las técnicas cualitativas que sólo permiten inferencias con respecto a la presencia de una especie o estructura comunitaria tienen una probabilidad de detección desconocida o intrínsecamente baja o carecen de inferencia con respecto a la probabilidad de detección y el tamaño del área muestreada. Debido a que la probabilidad de detección con estas técnicas es baja, la variabilidad asociada con la detección impide una precisión adecuada para inferir cómo las variables explicativas influyen en las métricas de población de artrópodos. Las técnicas cualitativas utilizadas para estimar la presencia incluyen muestreo de succión¹, trampas de luz², trampas de emergencia³, patrones de alimentación en las raíces⁴, tubos de salmuera⁵, cebos⁶, feromonas³, trampas de trampas ⁷, trampas de malestar⁸, trampas de^{ventanas 9}, trampas de succión¹⁰, bandejas de batidos¹¹, telarañas¹², minas de hojas, frass¹³, agallas artrópodas¹⁴, vegetación y daño de raíz¹⁵ .

Alternativamente, las técnicas semicuantitativas y cuantitativas permiten a los investigadores estimar o al menos de forma consistente muestrear un área de muestra especificada y estimar la probabilidad de detección o asumir que la probabilidad de detección no es direccional y adecuada para no oscurecer la capacidad del investigador para detectar la variación espacial o temporal en la abundancia. Las técnicas semicuantitativas y cuantitativas incluyen redes de barrido¹⁶, muestreo de aspiración o vacío^17,conteo sistemático de artrópodos visibles¹⁸, trampas pegajosas^19,varias trampas tipo maceta^20,entrada o agujeros emergentes²¹, derribo químico²², trampas de color pegajosas y llenas de agua^23,y embolsado y recorte de ramas^24.

Los recientes cambios antropogénicos inducidos en los regímenes climáticos y perturbaciones han dado lugar a cambios dramáticos en las comunidades vegetales, haciendo de las interacciones entre la composición de especies planta-comunidad y las comunidades artrópodas un área activa de estudio. Entender cómo las comunidades de artrópodos varían con la composición de las especies vegetales es un componente crítico para entender los posibles impactos económicos y ambientales de los cambios en las comunidades vegetales. Se necesitan métodos semicuantitativos o cuantitativos de cuantificación de la abundancia de artrópodos con la precisión adecuada para detectar diferencias entre las especies de plantas. En este artículo, describimos un método para indexar artrópodos que habitan en el follaje que, con un esfuerzo razonable, proporcionó una precisión adecuada para identificar las diferencias en la abundancia y la biomasa individual, la diversidad y la riqueza entre 5 taxones de árboles que se encuentran comúnmente en los bosques caducifolios del sureste de América del Norte²⁵. Este enfoque proporcionaba una precisión adecuada para estimar la abundancia para permitir la inferencia en cuanto a cómo los cambios en la composición de las especies de las comunidades de plantas forestales debido a los regímenes antrópicos modificados de perturbación influyen en la composición de los artrópodos, potencialmente influenciando la abundancia y distribución de aves y mamíferos insectívoros tróficos más altos. Más específicamente, mediante el uso de una técnica de embolsado modificada descrita por Primera vez por Crossley et al.²⁴, estimamos la densidad de la superficie, artrópodos que habitan en el follaje y probamos la predicción de que detectaríamos diferencias en diversidad, riqueza y abundancia de artrópodos en el follaje de especies más xeric de crecimiento más rápido de árboles en relación con el crecimiento más lento de especies más mesicas. El objetivo de este artículo es proporcionar instrucciones detalladas de la técnica.

Realizamos el estudio sobre el Bosque Nacional Shawnee (SNF) en el sur de Illinois. El SNF es un bosque de 115.738 ha ubicado en la región de Maderas Centrales de las divisiones naturales de Ozarks y Shawnee Hills^26. El bosque comprende un mosaico de 37% de roble/hickory, 25% de maderas duras mixtas, 16% de haya/maple y 10% de maderas de fondo. El SNF está dominado por el segundo crecimiento de roble / nogal en áreas xeric al tilos y arce de azúcar, haya americana, y tulipán(Liriodendron tulipifera) en valles mesicos protegidos^27,28.

La selección del sitio para este método dependerá de los objetivos generales del estudio. Por ejemplo, el objetivo principal de nuestro estudio original era proporcionar una idea de cómo los cambios en la comunidad arbórea podrían influir en organismos tróficos más altos comparando métricas de la comunidad de artrópodos que habitan en el follaje entre las comunidades de árboles adaptados al mesico y al xeric. Por lo tanto, nuestro objetivo principal era cuantificar la comunidad de artrópodos en árboles individuales ubicados dentro de la comunidad de árboles xeric o mesic. Seleccionamos 22 sitios de estudio a lo largo de un gradiente dominado por roble/hickory (xeric) a haya/maple (mesic) utilizando mapas de portada de soporte USFS (allveg2008.shp) en ArcGIS 10.1.1. Para evitar posibles efectos de confunción, seleccionamos sitios que utilizan los siguientes criterios: no se encuentran en áreas ribereñas, 12 ha, y se encuentran dentro de un hábitat forestal detierras al uplos contiguo (es decir, elevación por encima de 120 m). Todos los sitios contenían árboles maduros >50 años de edad en terreno montañoso, comprendía así pendientes y aspectos similares. Mientras que los límites del sitio de haya/maple se distinguieron en función de la transición de las comunidades de árboles, los límites del sitio de roble/nogal se identificaron artificialmente utilizando mapas de portada SNF y ArcGIS 10.1.1. Todos los sitios eran grandes bloques forestales dentro de terrenos no glaciares; sus diferencias en la composición de las especies arbóreas no se debieron a diferencias en la ubicación en el paisaje, sino que fueron representativas del uso de la tierra anterior (por ejemplo, cortes claros o cosecha selectiva). Hemos cargado los mapas mediante la carga de shapefiles de polígonodiscretos de cada sitio de estudio a un sistema de posicionamiento global (GPS) portátil y verificando la composición de especies de árboles. Seleccionamos al azar los puntos de muestreo (n.o 5) en cada sitio. En cada punto, tomamos muestras de tres árboles de 0600 a 1400 horas durante el 23 de mayo al 25 de junio de 2014. Para localizar árboles de muestra, buscamos hacia afuera a un radio de 30 m desde puntos de vegetación hasta que se encontraron árboles maduros (>20 cm d.b.h.) con ramas lo suficientemente bajas como para muestrear. Típicamente, los tres árboles maduros que representaban tres de los cinco géneros(Acer, Carya, Fagus, Liriodendron, y Quercus) de interés y fueron más cercanos al punto central fueron muestreados.

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Protocolo

1. Construir el dispositivo de muestreo antes de ir al campo

1. Usando cortadores de pernos, cortadores de alambre grandes o un disco de molienda eléctrico, retire la parte inferior 1/3 de la jaula de tomate de alambre de 30 cm para que tenga aproximadamente 55 cm de longitud.
2. Corte dos tirantes de 50 cm hechos de aluminio o material similarmente semirrígido para utilizarlos como varillas de fijación y aparatos ortopédicos a cada lado del extremo más grande de la jaula de tomate. A 38 cm del extremo, utilice un vicio de mesa o una herramienta de agarre grande, como bloqueos de canal, para doblar la llave a un ángulo de aproximadamente 30o. Coloque el extremo más largo de cada una de las dos varillas de fijación en lados opuestos de la jaula de tomate con lazos de cremallera y conducto o cinta eléctrica asegurando que la cinta esté envuelta alrededor de al menos 6 cm de la jaula y la varilla. Asegúrese de envolver la cinta alrededor de la jaula y la varilla numerosas veces para asegurarse de que la jaula está permanentemente unida a la varilla.
3. Coloque el otro extremo de cada una de las dos varillas de fijación en los lados opuestos del extremo de un poste extensible con lazos de cremallera y conducto o cinta eléctrica. Como antes, envuelva la cinta varias veces para colocarla permanentemente asegurando que la cinta se superponga al lado 6 cm. Asegúrese de que la abertura de la jaula esté en contacto con el extremo del poste telescópico cuando la jaula esté unida.
4. Coloque la jaula directamente en el extremo del poste con lazos de cremallera y cinta eléctrica o de conducto. Fije las tiras de fijación de gancho y lazo en 3 puntos a la abertura de la jaula 90o desde el poste previamente conectado.
   NOTA: Estas tiras se utilizarán más adelante para mantener la bolsa abierta.

2. Encerrando la rama

1. Fije 2 piezas de cierre de gancho y lazo a la abertura exterior de la bolsa para que se alineen con el cierre de gancho y lazo unido a la abertura de la jaula. Estos se utilizarán para mantener la abertura de la bolsa en su lugar mientras se lleva sobre una rama de muestra. Asegúrese de que el cierre de gancho y lazo esté alineado de modo que cuando se inserte y se conecte la bolsa, la abertura de las cuerdas de tracción de la bolsa corra paralela al poste telescópico.
2. Inserte una bolsa de basura de cocina de 49 l en la jaula de tomate de alambre. Coloque un clip de caimán en cada lado respectivo de la parte inferior de la bolsa y conecte los clips a la bolsa y a la jaula de alambre para sujetar la bolsa contra la jaula. Repita el mismo procedimiento para la parte superior de la bolsa con un clip de caimán unido a la cuerda de tracción y la jaula de alambre frente al poste.
3. Fije el cable para a la cuerda de dibujo de la bolsa más cercana al poste. Corte cuatro piezas de tubos de plástico o caucho duro en secciones de 4 cm y adjúntelas con conducto o cinta eléctrica en cuatro ubicaciones. El primero debe colocarse en la parte extensible del poste a unos 0,5 m del extremo del poste más cercano a la jaula de tomate.  Los 3 restantes deben colocarse equidistancia a lo largo de la sección inferior del polo de extensión a partir de unos 5 cm de la parte superior de la sección inferior (es decir, uno cada uno a lo largo de la parte superior, media e inferior). Enrosque el extremo del cable para que no esté unido a la bolsa a través del tubo de plástico.
4. Para cada árbol de muestra, utilice un generador de números aleatorios para seleccionar una altura de muestra que esté dentro de la altura del polo de extensión cuando se extienda a la longitud máxima. Utilice un generador de números aleatorios para seleccionar una distancia de muestra del tronco del árbol. Identifique una rama que cabe en la bolsa con una mínima perturbación en el follaje y es la altura y la distancia desde el tronco en función de los números generados por el generador de números aleatorios.
5. Elevar el poste de muestreo a una altura paralela a la rama deseada. Deslice rápidamente la bolsa sobre la rama y, a continuación, tire rápidamente de las cuerdas del cable de para unidas a las cuerdas de extracción en la bolsa para sellar la bolsa. Practique esto unas cuantas veces antes del primer intento de ser eficiente en la incorporación del follaje con mínima perturbación a las hojas.
6. Pida a una segunda persona que corte la rama en la ubicación adyacente a la abertura de la bolsa con la podadora de postes de extensión. Lleve cuidadosamente la bolsa de muestra al suelo y ate rápidamente las cuerdas de dibujo de la bolsa cerradas. Intente completar los pasos de embolsado, corte y ateo de bolsas lo más rápido posible para evitar que los insectos escapen.
7. Almacene la rama embolsada en un congelador hasta que esté lista para realizar el análisis de artrópodos de laboratorio.

3. Análisis de artrópodos

1. Sostenga la bolsa congelada y agite la rama de la muestra mientras está en la bolsa para desalojar los artrópodos en la bolsa. Retire cuidadosamente la rama y enjuague en una bandeja de recolección grande para eliminar los artrópodos restantes. Vacíe el material restante de la bolsa en la bandeja de recogida. Retire los restos no artrópodos.
2. Separe los artrópodos en los grupos taxonómicos deseados. Tenga en cuenta las diferencias entre larvas y adultos.
3. Cuantifique los artrópodos como desee. Si la biomasa es de interés, mida la longitud de los artrópodos y utilice la tabla de masas de longitud publicada para estimar la biomasa, o coloque artrópodos en pequeñas bandejas de secado, seque en el horno de secado durante 24 horas a 45 oC y pese en un equilibrio electrónico.

4. Estimación de la densidad

1. Para estimar la densidad y el control de la variación en la estructura de las hojas y la densidad de las hojas entre las muestras dentro de las especies arbóreas y entre las especies arbóreas:
2. Cuente y mida el área de superficie de las hojas de cada muestra.
3. Secar las hojas en un horno de secado durante 48 h a 45oC y pesar las hojas en un balance electrónico.
4. Mida la longitud de toda la rama leñosa dentro de la muestra.
   NOTA: Las diferencias diel se producen en las comunidades de artrópodos, por lo que el muestreo debe llevarse a cabo durante todo el período de inferencia.

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Resultados

Recolectamos 626 muestras de 323 árboles individuales que componen 5 grupos de árboles. Para las estimaciones de la biomasa total de los artrópodos por metro de rama muestreada, el error estándar osciló entre el 12% y el 18% de la media para los 5 grupos de árboles(Tabla 1). Este nivel de precisión fue adecuado para detectar variaciones entre los grupos arbóreos y un cambio cuadrático en la biomasa con fecha^25. Esta técnica proporcionó m...

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Discusión

Dos necesidades de cuantificar con precisión las comunidades de artrópodos son probabilidades de detección relativamente altas y áreas de muestreo conocidas o consistentes. Al tomar muestras para artrópodos, menos del 100% de probabilidad de detección se puede atribuir a artrópodos individuales evitando trampas o a algunos individuos que quedaron atrapados sin ser detectados durante el procesamiento. Las trampas interceptoras que interceptan artrópodos voladores (trampas de malayo/ventana, trampas pegajosas, etc....

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
13 gallon garbage bags	Glad	78374
Aluminum rod	Grainger	48ku20
Pruner	Bartlet arborist supply	pp-125b-2stick
Telescoping pole	BES	TPF620
Tomato Cage	Gilbert and Bennet	42 inch galvanized