Une méthode pour quantifier les arthropodes foliage-dwelling

Résumé

Nous décrivons comment quantifier les arthropodes d'habitation de feuille en scellant les feuilles et l'extrémité des branches dans un sac, coupant et congelant le matériel ensaché, et en rinçant le matériel précédemment congelé dans l'eau pour séparer des arthropodes du substrat pour la quantification.

Résumé

Les arthropodes terrestres jouent un rôle important dans notre environnement. La quantification des arthropodes d'une manière qui permet un indice précis ou des estimations de la densité nécessite une méthode avec une forte probabilité de détection et une zone d'échantillonnage connue. Bien que la plupart des méthodes décrites fournissent une estimation qualitative ou semi-quantitative adéquate pour décrire la présence, la richesse et la diversité des espèces, peu offrent une probabilité de détection suffisamment cohérente et des zones d'échantillonnage connues ou cohérentes pour fournir un indice ou une estimation avec une précision suffisante pour détecter les différences d'abondance entre les variables environnementales, spatiales ou temporelles. Nous décrivons comment quantifier les arthropodes à feuilles en scellant les feuilles et l'extrémité des branches dans un sac, en coupant et en congelant le matériau ensaché, et en rinçant le matériau précédemment congelé dans l'eau pour séparer les arthropodes du substrat et les quantifier. Comme nous le démontrons, cette méthode peut être utilisée à l'échelle du paysage pour quantifier les arthropodes vivant aux feuilles avec une précision suffisante pour tester et décrire comment les variables spatiales, temporelles, environnementales et écologiques influencent la richesse et l'abondance des arthropodes. Cette méthode nous a permis de détecter des différences de densité, de richesse et de diversité d'arthropodes foliaires parmi 5 genres d'arbres que l'on trouve couramment dans les forêts à feuilles caduques du sud-est.

Introduction

Les arthropodes terrestres jouent un rôle important dans notre écosystème. En plus d'être d'intérêt scientifique, les arthropodes peuvent être à la fois nuisibles et bénéfiques pour les cultures, les plantes horticoles et la végétation naturelle, ainsi que fournir une fonction trophique importante dans les réseaux alimentaires. Ainsi, il est essentiel pour les agriculteurs, les gestionnaires de lutte antiparasitaire, les biologistes végétaux, les entomologistes, les écologistes de la faune et les biologistes de la conservation qui étudient la dynamique et la conservation des maladies d'art et de nature. gérer les organismes insectivores. Comprendre les facteurs qui influencent les communautés et les abondances d'arthropodes exige souvent la capture d'individus. Les techniques de capture peuvent généralement être classées dans des techniques qualitatives qui ne détectent la présence d'une espèce que pour des estimations de l'aire de répartition, de la richesse et de la diversité des espèces, ou des techniques semi-quantitatives et quantitatives qui permettent un indice ou une estimation de l'abondance et la densité des individus au sein d'un groupe taxonomique.

Les techniques qualitatives qui ne permettent que d'inférer la présence d'une espèce ou d'une structure communautaire ont une probabilité de détection inconnue ou intrinsèquement faible ou qui ne permettent pas de fournir des inférences quant à la probabilité de détection et à la taille de la zone échantillonnée. Étant donné que la probabilité de détection avec ces techniques est faible, la variabilité associée à la détection empêche une précision suffisante pour déduire comment les variables explicatives influencent les mesures de population d'arthropodes. Les techniques qualitatives utilisées pour estimer la présence comprennent l'échantillonnage par aspiration¹, pièges à lumière², pièges d'émergence³, les habitudes d'alimentation sur les racines⁴, tuyaux de saumure⁵, appâts⁶, phéromone³, pièges à pièges ⁷, Pièges Malaise⁸, pièges de fenêtre⁹, pièges d'aspiration¹⁰, plateaux de battement¹¹, toiles d'araignée¹², mines de feuilles, frass¹³, galles d'arthropode¹⁴, végétation et dommages aux racines¹⁵ .

Alternativement, les techniques semi-quantitatives et quantitatives permettent aux chercheurs d'estimer ou du moins d'échantillonner de façon cohérente une zone d'échantillon spécifiée et d'estimer la probabilité de détection ou de supposer que la probabilité de détection n'est pas directionnelle et adéquate pour ne pas la capacité du chercheur à détecter les variations spatiales ou temporelles de l'abondance. Les techniques semi-quantitatives et quantitatives incluent les filets de balayage¹⁶, l'aspiration ou l'échantillonnage sous vide¹⁷, le comptage systématique des arthropodes visibles¹⁸, les pièges collants¹⁹, divers pièges de type pot²⁰, entrée ou trous émergents²¹, chimique knockdown²², collant et rempli d'eau pièges de couleur²³, et branche ensachage et de découpage²⁴.

Les récents changements anthropiques des régimes climatiques et de perturbation ont entraîné des changements spectaculaires dans les communautés végétales, faisant des interactions entre la composition des espèces végétales et les communautés d'arthropodes une zone d'étude active. Comprendre comment les communautés d'arthropodes varient en fonction de la composition des espèces végétales est un élément essentiel pour comprendre les impacts économiques et environnementaux potentiels des changements dans les communautés végétales. Des méthodes semi-quantitatives ou quantitatives de quantification de l'abondance des arthropodes avec une précision suffisante pour détecter les différences entre les espèces de plantes sont nécessaires. Dans cet article, nous décrivons une méthode d'indexation des arthropodes de feuillage qui, avec un effort raisonnable, a fourni une précision suffisante pour identifier les différences dans l'abondance individuelle et la biomasse, la diversité et la richesse parmi 5 taxons d'arbres couramment trouvés dans forêts à feuilles caduques du sud-est de l'Amérique du Nord²⁵. Cette approche a fourni une précision adéquate pour estimer l'abondance afin de permettre d'inférer comment les changements dans la composition des espèces des communautés de plantes forestières en raison des régimes de perturbation modifiés anthropiques influencent la composition des arthropodes, l'abondance et la répartition des oiseaux et des mammifères insectivores trophiques plus élevés. Plus précisément, en utilisant une technique d'ensachage modifiée décrite pour la première fois par Crossley et coll.²⁴, nous avons estimé la densité des arthropodes de surface, des feuillages et testé la prédiction que nous détecterions des différences dans la diversité, la richesse, et l'abondance d'arthropodes dans le feuillage des espèces plus xériques d'arbres de plus en plus rapide par rapport à la croissance plus lente des espèces plus mésiques. Le but de cet article est de fournir des instructions détaillées de la technique.

Nous avons mené l'étude sur la forêt nationale de Shawnee (SNF) dans le sud de l'Illinois. Le SNF est une forêt de 115 738 ha située dans la région centrale des bois durs des divisions naturelles ozarks et Shawnee Hills²⁶. La forêt comprend une mosaïque de chênes/hickory à 37 %, de feuillus mixtes de 25 %, de hêtres/érables de 16 % et de 10 % de feuillus des terres dures. Le SNF est dominé par le chêne/hickory de deuxième croissance dans les secteurs xériques de upland et l'érable de sucre, le hêtre américain, et le tulipier (Tulipifera de Liriodendron)dans les vallées mésiques abritées^27,28.

La sélection des sites pour cette méthode dépendra des objectifs généraux de l'étude. Par exemple, l'objectif principal de notre étude initiale était de donner un aperçu de la façon dont les changements dans la communauté des arbres pourraient influencer les organismes trophiques plus élevés en comparant les mesures de la communauté des arthropodes vivant dans le feuillage entre les communautés d'arbres adaptés aux images mésiques et les communautés d'arbres adaptés xériques. Ainsi, notre objectif principal était de quantifier la communauté des arthropodes sur les arbres individuels situés dans la communauté des arbres xériques ou mésiques. Nous avons sélectionné 22 sites d'étude le long d'un gradient dominé par le chêne/hickory (xérique) le hêtre/érable (mesic) à l'aide de cartes de couverture de support USFS (allveg2008.shp) dans ArcGIS 10.1.1. Pour éviter d'éventuels effets de confusion, nous avons sélectionné des sites en utilisant les critères suivants : non situés dans des zones riveraines, 12 ha, et situés dans un habitat forestier contigu à feuilles caduques des hautes terres (c.-à-d. élévation au-dessus de 120 m). Tous les sites contenaient des arbres matures vieux de 50 ans en terrain vallonné, comprenant ainsi des pentes et des aspects similaires. Bien que les limites des sites de hêtres et d'érables aient été distinguées en fonction de la transition des communautés d'arbres, les limites des sites de chênes et de hickory ont été identifiées artificiellement à l'aide de cartes de couverture SNF et d'ArcGIS 10.1.1. Tous les sites étaient de grands blocs forestiers à l'intérieur d'un terrain non glacié; leurs différences dans la composition des espèces d'arbres n'étaient pas dues à des différences d'emplacement dans le paysage, mais étaient représentatives de l'utilisation passée des terres (p. ex., coupes claires ou récolte sélective). Nous avons mis les cartes au sol en téléchargeant des fichiers discrets de polygonede de chaque site d'étude sur un système de positionnement global (GPS) portatif et en vérifiant la composition des espèces d'arbres. Nous avons choisi au hasard des points d'échantillonnage (n ' 5) à chaque site. À chaque point, nous avons échantillonné trois arbres de 6 h à 14 h du 23 mai au 25 juin 2014. Pour localiser des arbres échantillonnés, nous avons cherché vers l'extérieur jusqu'à un rayon de 30 m à partir des points de végétation jusqu'à ce que des arbres matures (20 cm d.b.h.) avec des branches assez basses pour être échantillonnées aient été trouvés. Typiquement, les trois arbres matures qui représentaient trois des cinq genres (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron et Quercus) d'intérêt et étaient les plus proches du point central ont été échantillonnés.

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Protocole

1. Construire le dispositif d'échantillonnage avant d'aller sur le terrain

1. À l'aide de coupe-boulons, de gros coupeurs de fils ou d'un disque de broyage électrique, retirez le tiers inférieur de la cage de tomate fildeuse de 30 cm de sorte qu'il mesure environ 55 cm de longueur.
2. Coupez deux accolades de 50 cm en aluminium ou en matériau semi-rigide pour les utiliser comme tiges d'attache et accolades de chaque côté de la plus grande extrémité de la cage à tomate. À 38 cm de l'extrémité, utilisez un vice de table ou un grand outil de prédilement, comme des serrures de canal, pour plier l'accolade à un angle d'environ 30 degrés. Fixez l'extrémité la plus longue de chacune des deux tiges d'attache aux côtés opposés de la cage de tomate avec des attaches zippées et du conduit ou du ruban adhésif électrique, en veillant à ce que le ruban soit enroulé autour d'au moins 6 cm de la cage et de la tige. Assurez-vous d'enrouler le ruban adhésif autour de la cage et la tige de nombreuses fois pour s'assurer que la cage est fixée en permanence à la tige.
3. Fixez l'autre extrémité de chacune des deux tiges d'attache sur les côtés opposés de l'extrémité d'un poteau extensible avec des attaches zippées et du conduit ou du ruban adhésif électrique. Comme auparavant, enveloppez le ruban plusieurs fois pour l'apposer de façon permanente en s'assurant que le ruban chevauche le poteau et les tiges d'au moins 6 cm. Assurez-vous que l'ouverture de la cage est en contact avec l'extrémité du poteau télescopique lorsque la cage est attachée.
4. Fixez la cage directement sur l'extrémité du poteau à l'aide de traverses zippées et de ruban adhésif électrique ou de conduit. Attachez les bandes de fixation de crochet et de boucle à 3 points à l'ouverture de la cage à 90 degrés du poteau précédemment attaché.
   REMARQUE: Ces bandes seront utilisées plus tard pour garder le sac ouvert.

2. Enfermer la branche

1. Attachez 2 pièces de fixation crochet et boucle à l'ouverture extérieure du sac afin qu'elles s'alignent avec la fixation crochet-et-boucle attachée à l'ouverture de la cage. Ceux-ci seront utilisés pour maintenir l'ouverture du sac en place pendant qu'il est apporté sur une branche d'échantillon. Assurez-vous que la fixation crochet-et-boucle est alignée de sorte que lorsque le sac est inséré et attaché, l'ouverture aux cordes de traction du sac courir parallèlement au poteau télescopique.
2. Insérez un sac à ordures de cuisine de 49 L dans la cage de tomate filaire. Placez un clip de gator de chaque côté respectif du fond du sac et attachez les pinces à la fois le sac et la cage de fil pour tenir le sac contre la cage. Répétez la même procédure pour le haut du sac avec un clip de gator attaché à la corde de traction et la cage métallique en face du poteau.
3. Fixez le cordon para à la corde de tirage du sac la plus proche du poteau. Couper quatre morceaux de tubes en plastique ou en caoutchouc dur en sections de 4 cm et les attacher avec du conduit ou du ruban adhésif électrique à quatre endroits. Le premier doit être placé sur la partie d'extension du poteau à environ 0,5 m de l'extrémité du poteau le plus proche de la cage à tomates.  Les 3 autres doivent être placés à distance le long de la partie inférieure du poteau d'extension à partir d'environ 5 cm du haut de la partie inférieure (c.-à-d. un le long du haut, du milieu et du bas). Enfiler l'extrémité du cordon para qui n'est pas attaché au sac à travers le tube en plastique.
4. Pour chaque arbre échantillonné, utilisez un générateur de nombres aléatoires pour sélectionner une hauteur d'échantillon qui se trouve à l'intérieur de la hauteur du poteau d'extension lorsqu'elle est prolongée à une longueur maximale. Utilisez un générateur de nombres aléatoires pour sélectionner une distance d'échantillon du tronc de l'arbre. Identifier une branche qui s'adaptera dans le sac avec un minimum de perturbation du feuillage et est la hauteur et la distance du tronc en fonction des nombres générés par le générateur de nombres aléatoires.
5. Élever le poteau d'échantillonnage à une hauteur parallèle à la branche désirée. Faites glisser rapidement le sac sur la branche, puis tirez rapidement les cordes de para cordon attachées aux cordes de tirage sur le sac pour sceller le sac. Pratiquez ceci quelques fois avant la première tentative pour devenir efficace à incorporer le feuillage avec la perturbation minimale aux feuilles.
6. Demandez à une deuxième personne de couper la branche à l'endroit adjacent à l'ouverture du sac avec le tailleur de poteau d'extension. Amenez soigneusement le sac d'échantillon au sol et attachez rapidement les cordes de tirage du sac fermées. Essayez de terminer les étapes d'ensachage, de coupe et de ligotage du sac le plus rapidement possible pour empêcher les insectes de s'échapper.
7. Conserver la branche ensachée dans un congélateur jusqu'à ce qu'elle soit prête à effectuer l'analyse des arthropodes de laboratoire.

3. Analyse de l'arthropode

1. Tenez le sac congelé et branchez-le à la verticale et secouez la branche de l'échantillon dans le sac pour déloger les arthropodes dans le sac. Retirer soigneusement la branche et rincer dans une grande casserole de collecte pour enlever les arthropodes restants. Vider le reste du matériel du sac dans la casserole de collecte. Enlever les débris non arthropodes.
2. Séparer les arthropodes en groupes taxonomiques souhaités. Notez les différences entre les larves et les adultes.
3. Quantifier les arthropodes au goût. Si la biomasse est intéressante, mesurez la longueur des arthropodes et utilisez un tableau de masse de longueur publié pour estimer la biomasse, soit placez les arthropodes dans de petites casseroles de séchage, séchez dans le four à sec pendant 24 h à 45 oC, et pesez sur un solde électronique.

4. Estimation de la densité

1. Estimer la densité et le contrôle de la variation de la structure des feuilles et de la densité des feuilles entre les échantillons au sein des espèces d'arbres et parmi les espèces d'arbres :
2. Compter et mesurer la surface des feuilles de chaque échantillon.
3. Sécher les feuilles dans un four à sécher pendant 48 h à 45 oC et peser les feuilles sur un solde électronique.
4. Mesurer la longueur de toute branche ligneuse à l'intérieur de l'échantillon.
   REMARQUE : Les différences de diel se produisent dans les communautés d'arthropodes, ainsi l'échantillonnage devrait être effectué tout au long de la période entière de l'inférence.

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Résultats

Nous avons recueilli 626 échantillons provenant de 323 arbres individuels, qui composent 5 groupes d'arbres. Pour les estimations de la biomasse totale des arthropodes par mètre de branche échantillonnée, l'erreur standard variait de 12 % à 18 % de la moyenne pour les 5 groupes d'arbres (tableau 1). Ce niveau de précision était suffisant pour détecter les variations entre les groupes d'arbres et un changement quadratique de la biomasse à la date^...

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Discussion

Deux nécessités pour quantifier avec précision les communautés d'arthropodes sont des probabilités de détection relativement élevées et des zones d'échantillonnage connues ou cohérentes. Lors de l'échantillonnage des arthropodes, moins de 100 % de probabilité de détection peuvent être attribuées soit à des arthropodes individuels qui évitent les pièges, soit à certaines personnes qui ont été piégées sans être détectées pendant le traitement. Les pièges intercepteurs qui interceptent les arthrop...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
13 gallon garbage bags	Glad	78374
Aluminum rod	Grainger	48ku20
Pruner	Bartlet arborist supply	pp-125b-2stick
Telescoping pole	BES	TPF620
Tomato Cage	Gilbert and Bennet	42 inch galvanized