Uso del análogo de pirimidina, 5-yodo-2′-desoxiuridina (IdU) con marcadores de ciclo celular para establecer fases del ciclo celular en una plataforma de citometría de masas

Resumen

Este protocolo adapta las mediciones del ciclo celular para su uso en una plataforma de citometría de masas. Con las capacidades multiparamétricas de la citometría de masas, la medición directa de la incorporación de yodo permite la identificación de células en fase S, mientras que los marcadores de ciclo intracelular permiten la caracterización de cada estado del ciclo celular en una variedad de condiciones experimentales.

Resumen

La regulación de la fase del ciclo celular es un aspecto importante de la proliferación celular y la homeostasis. La interrupción de los mecanismos reguladores que rigen el ciclo celular es una característica de una serie de enfermedades, incluido el cáncer. El estudio del ciclo celular requiere la capacidad de definir el número de células en cada porción de la progresión del ciclo celular, así como de delinear claramente entre cada fase del ciclo celular. El advenimiento de la citometría de masas (MCM) proporciona un enorme potencial para el análisis de células individuales de alto rendimiento a través de mediciones directas de isótopos elementales, y el desarrollo de un método para medir el estado del ciclo celular por MCM amplía aún más la utilidad de MCM. Aquí describimos un método que mide directamente la 5-yodo-2′-desoxiuridina (IdU), similar a la 5-bromo-2'-desoxiuridina (BrdU), en un sistema MCM. El uso de este MCM basado en IdU proporciona varias ventajas. En primer lugar, IdU se incorpora rápidamente en el ADN durante su síntesis, lo que permite una medición fiable de las células en la fase S con incubaciones tan cortas como 10-15 minutos. En segundo lugar, IdU se mide sin la necesidad de anticuerpos secundarios o la necesidad de degradación del ADN. En tercer lugar, la tinción de IdU se puede combinar fácilmente con la medición de ciclina B1, proteína de retinoblastoma fosforilada (pRb) e histona fosforilada H3 (pHH3), que colectivamente proporciona una delineación clara de las cinco fases del ciclo celular. La combinación de estos marcadores de ciclo celular con el alto número de parámetros posibles con MCM permite la combinación con muchas otras métricas.

Introducción

La citometría de masas permite la detección de aproximadamente 40 parámetros aprovechando la alta resolución y la naturaleza cuantitativa de la espectroscopia de masas. Se utilizan anticuerpos marcados con metales en lugar de anticuerpos conjugados fluoróforos que permiten un mayor número de canales y producen un derrame mínimo ^1,2. MCM tiene ventajas y desventajas con respecto al análisis del ciclo celular en comparación con la citometría de flujo. Una ventaja importante de MCM es que el gran número de parámetros permite la medición simultánea del estado del ciclo celular a través de un gran número de tipos de células T inmunofenotípicamente distintos en muestras altamente heterogéneas. MCM se ha utilizado con éxito para medir el estado del ciclo celular durante la hematopoyesis normal en médula ósea humana³ y modelos murinos transgénicos de deficiencia de telomerasa⁴. El análisis del estado del ciclo celular en la leucemia mieloide aguda (LMA) mostró que el ciclo celular se correlacionó con respuestas conocidas a terapias clínicas, proporcionando una visión in vivo de las características funcionales que pueden informar las selecciones de terapia⁵. Una segunda ventaja del análisis del ciclo celular citométrico masivo es la capacidad de medir un gran número de otros marcadores funcionales que pueden estar correlacionados con el estado del ciclo celular. Trabajos recientes han podido correlacionar la síntesis de proteínas y ARN con el estado del ciclo celular mediante el uso de IdU y anticuerpos marcados con metales contra BRU y rRNA⁶. Este tipo de análisis altamente paramétrico que mide el estado del ciclo celular en numerosas poblaciones en un continuo de diferenciación sería casi imposible con la tecnología actual de citometría de flujo. La principal desventaja de MCM es la falta de tinciones de ADN o ARN comparables a las utilizadas en la citometría de flujo fluorescente (por ejemplo, DAPI, Hoechst, Pyronin Y, etc.). Los colorantes fluorescentes pueden dar mediciones relativamente precisas del contenido de ADN y ARN, pero esta precisión solo es posible debido a los cambios en las propiedades fluorescentes de estos colorantes que ocurren al intercalar entre las bases de nucleótidos. Por lo tanto, el análisis MCM no puede medir el contenido de ADN o ARN con una precisión similar. En cambio, el análisis del ciclo celular citométrico masivo se basa en mediciones de proteínas relacionadas con el estado del ciclo celular, como la ciclina B1, la proteína de retinoblastoma fosforilada (pRb) y la histona fosforilada H3 (pHH3) combinada con la medición directa del átomo de yodo a partir de la incorporación de IdU en células de fase S. Estos dos enfoques de medición producen resultados muy similares durante la proliferación celular normal, pero pueden ser potencialmente discordantes cuando se interrumpe la progresión del ciclo celular.

La medición del número de células en cada fase del ciclo celular es importante para comprender el desarrollo normal del ciclo celular, así como la interrupción del ciclo celular, que se observa comúnmente en cánceres y enfermedades inmunológicas. MCM proporciona una medición confiable de factores extracelulares e intracelulares utilizando anticuerpos marcados con metales; sin embargo, la medición de la fase S fue limitada ya que el intercalador de ADN basado en iridio no pudo diferenciar entre el ADN 2N y 4N. Para definir las fases del ciclo celular, Behbehani desarrolló un método que utiliza IdU con una masa de 127, que cae dentro del rango del citómetro de masas y permite la medición directa de células en la fase S³. Esta medición directa evita la necesidad de anticuerpos secundarios o el uso de agentes desnaturalizantes del ADN como ácido o DNasa. Junto con marcadores de ciclo intracelular, permite una alta resolución de la distribución del ciclo celular en modelos experimentales.

Este protocolo adapta las mediciones del ciclo celular de los protocolos comunes de citometría de flujo para MCM. Nuestros métodos proporcionan una manera conveniente y sencilla de incluir parámetros del ciclo celular. La incorporación de IdU de muestras in vitro requiere solo de 10 a 15 minutos de incubación a 37 °C, que es más corto que la mayoría de los protocolos de tinción BrdU que recomiendan tiempos de incubación de varias horas ^3,7. Las muestras incorporadas a IdU y BrdU pueden fijarse utilizando un estabilizador proteómico y luego almacenarse durante algún tiempo en un congelador de -80 °C. Esto permite archivar un gran número de muestras teñidas con IdU para el análisis por lotes sin reducir la calidad de la muestra.

Protocolo

1. Preparación de las existencias de IdU

1. Disuelva la 5-yodo-2'-desoxiuridina (IdU) en DMSO a una concentración de 50 mM. Filtro estéril, alícuota en tubos de 10-50 μL y conservar a -80 °C
2. Retire la IdU del congelador y descongele a temperatura ambiente. Diluir IdU en RPMI-1640 para hacer una solución de trabajo a una concentración final de 1 mM. Pipetear hacia arriba y hacia abajo o vórtice para mezclar.
   1. Por lo general, diluya la IdU concentrada en el medio en el que se cultivan las células (por ejemplo, DMEM, IMDM, etc.) o la diluya en PBS para agregarla directamente a muestras de aspirado de sangre periférica o médula ósea. Este paso de predilución facilita la mezcla del DMSO con los medios acuosos de las células de interés.
      NOTA: La concentración final de IdU durante la incubación debe ser de 10 μM; se puede agregar una solución de 1 mM en una proporción de 10 μL por cada 1 ml de medio.

2. Incubación de IdU y conservación de muestras

1. Mantener las muestras en una incubadora humidificada a 37 °C. Retire la muestra de la incubadora y muévala a una campana de bioseguridad.
2. Añadir 10 μL de IdU de 1 mM a cada 1 ml de muestra.
   1. Para una placa de 6 pocillos, agregue 30 μL de IdU de 1 mM a los 3 ml de medios de cultivo en cada pocillo. La IdU también se puede utilizar directamente en aspirados de médula ósea, así como en estudios murinos⁴.
3. Vuelva a colocar la muestra en la incubadora a 37 °C durante 10-15 min. Mantener las células bajo las condiciones óptimas de crecimiento de interés durante la exposición a IdU para obtener la medición más precisa de la fase S.
4. Después de la incubación de IdU, retire la muestra y transfiérala a un tubo cónico.
5. Girar la muestra a 400 x g durante 10 min a temperatura ambiente.
6. Aspirar el sobrenadante y resuspender en 200 μL de PBS.
   1. Si es necesario, realice una tinción viva/muerta (usando cisplatino) en este paso para marcar las células muertas antes de la fijación y congelación.
      NOTA: La tinción de rodio vivo / muerto no funciona bien después de la permeabilización del metanol, por lo que no se recomienda su uso en análisis del ciclo celular.
7. Agregue 18.75 μL de paraformaldehído (PFA) al 16% al PBS para una concentración final de 1.5% PFA. Incubar a temperatura ambiente durante 10 min. Girar la muestra a 400 x g durante 10 min a temperatura ambiente.
8. Aspirar la solución de PBS/PFA y volver a suspender la muestra en 500 μL de medios de tinción celular (CSM; 1x PBS con BSA al 0,5% y azida sódica al 0,02%) + DMSO al 10% antes de la congelación.
   1. Si utiliza un estabilizador proteómico comercial, añadir 280 μL de estabilizador proteómico a la muestra resuspendida en 200 μL de PBS (1:1.4). Incubar las muestras a temperatura ambiente durante 10 min y luego colocarlas directamente en -80 °C.
      NOTA: Se ha demostrado que IdU se incorpora eficazmente dentro de 10-15 minutos de incubación a 37 °C. Las incubaciones de IdU de más de 10-15 min reducirán progresivamente la resolución de las poblaciones de las fases S y G2, ya que las células marcadas con IdU abandonan la fase S y progresan a la fase G2 o M. También hemos observado que la incubación a largo plazo con IdU puede causar la muerte celular y artefactos del ciclo celular. El procesamiento celular posterior y la tinción de anticuerpos después de la incorporación de IdU es suficiente para eliminar la IdU residual que no se incorporó a las células de fase S. No hemos observado antecedentes significativos de yodo cuando se utiliza el protocolo in vitro descrito aquí; Sin embargo, muy raramente hemos observado contaminación por yodo en muestras clínicas. Esto puede ocurrir a partir de procedimientos médicos, como el contraste de yodo en una tomografía computarizada, o de productos farmacéuticos que contienen yodo. Si se observan grandes cantidades de fondo de IdU, la muestra no debe ejecutarse para evitar daños en el detector del citómetro de masas.

3. Tinción de muestras para citometría de masas

1. Retirar las muestras de los -80 °C y dejar descongelar antes de la tinción superficial.
   1. Si utiliza el método de fijación SmartTube, descongele las muestras a 0-4 °C para evitar una fijación adicional a medida que las muestras se calientan.
2. Después de descongelar las muestras, transfiera aproximadamente 1-2 millones de células a un tubo FACS de 5 ml.
3. Centrifugar el tubo FACS a 600 x g durante 5 min, y llenar el tubo FACS con medios de tinción celular (CSM) para lavar las células. Repita una vez más.
   1. Si se sabe que las células se adhieren entre sí, agregue 400 U / ml de heparina a los lavados CSM para evitar el contacto de célula a célula, pero esto no es estrictamente necesario.
4. Incubar las células con agente bloqueador de FC, 5 μL del agente por 100 μL de células, durante 10 min a temperatura ambiente.
5. Prepare una mezcla de anticuerpos que mancharán la superficie, o porción extracelular, de las células. La mezcla total de tinción ascenderá a 100 μL por 1-2 millones de células en cada prueba. La mezcla de tinción se equilibrará en consecuencia con CSM y heparina en el cóctel y el tubo FACS.
   NOTA: La adición de CSM en este paso también reducirá los artefactos de tinción no específicos⁸. Esta mezcla de tinción depende completamente de los objetivos de interés y del fenotipo superficial (por ejemplo, un estudio con células T utilizará una mezcla superficial de CD45, CD3, CD4, CD8, etc.). Un protocolo detallado de procesamiento y tinción de muestras se puede encontrar en Behbehani y McCarthy et ^al.9,10.
6. Agregue la mezcla de tinción superficial a las celdas e incube a temperatura ambiente con agitación continua durante 30-60 min.
7. Después de la tinción, llene el tubo FACS con CSM y gire a 600 x g durante 5 min.
8. Lavar dos veces más con CSM, girando la muestra a 600 x g durante 5 min y aspirando cada lavado CSM.
9. Arregle los anticuerpos extracelulares agregando 1 ml de PBS con 10% de CSM y 1.5% de PFA.
10. Llene el tubo FACS que contiene la mezcla PBS/CSM/PFA con CSM. Girar a 600 x g durante 5 min y aspirar el sobrenadante.
11. Añadir metanol a -20 °C.
12. Vortex la muestra durante 1-2 min para lograr una suspensión de una sola célula y verificar que todos los grupos celulares hayan sido resuspendidos.
13. Mientras la muestra está girando lentamente, agregue rápidamente 1 ml de metanol helado usando una pipeta de 1,000 μL con una punta de filtro.
14. Sostenga el tubo de FACs hacia la luz y asegúrese de que no haya grumos visibles; Es de esperar nubosidad. Cualquier grumo hará que la muestra sea inutilizable para el posterior análisis de MCM.
15. Conservar la muestra a -20 °C durante 10-20 min.
16. Prepare la mezcla de tinción intracelular durante este tiempo. La mezcla de tinción intracelular dependerá de los objetivos de interés. Para el análisis del ciclo celular, incluya CyclinB1, pRb, Ki67 y pHH3 en esta mezcla de tinción, pero se pueden agregar otros marcadores intracelulares según sea necesario.
17. Después de 10-20 min a -20 °C, retire la muestra, agregue 1,5 ml de PBS y llene el resto con CSM.
18. Centrifugar la muestra 600 x g durante 5 min, y aspirar el sobrenadante.
19. Lavar dos veces más con CSM, girando la muestra a 600 x g durante 5 min y aspirando el sobrenadante cada vez.
20. Después del último lavado CSM, centrifugar la muestra y dejar un volumen residual de aproximadamente 50 μL.
21. Agregue la mezcla de anticuerpos preparada (típicamente agregue 50 μL de cóctel de tinción de anticuerpos para lograr un volumen de tinción final de 100 μL) a la muestra e incube en una plataforma de agitación durante 30 a 60 minutos a temperatura ambiente.
22. Después de la tinción, agregue CSM y centrifugar a 600 x g durante 5 min.
23. Aspirar el CSM, lavar de nuevo con CSM, girar a 600 x g durante 5 min, aspirar el CSM, luego añadir PBS.
24. Después de completar la tinción intracelular, coloque las células en una solución intercaladora que fije los anticuerpos a las células y tiñe el ADN de cada célula para permitir la identificación. La solución intercaladora contiene intercalador de iridio no isotópicamente puro (pentametilciclopentadienil-Ir(III)-dipiridofenazina) añadido de la solución madre del fabricante a una concentración de 500 μM. Diluir la cepa de iridio 1:4000 en una solución de PBS y PFA al 1,5%. Agregue la solución intercaladora de iridio a 100-200 μL por millón de células para teñir uniformemente y evitar la tinción excesiva.
    NOTA: El iridio en esta solución intercaladora está destinado a identificar células para la activación singlete, no debe usarse para manchas vivas / muertas. Si se desean manchas vivas/muertas, deben realizarse antes de la fijación como se señaló anteriormente y en McCarthy et ^al.9.
25. Conservar las muestras en solución intercaladora en nevera a 4 °C durante un máximo de dos semanas antes de la adquisición de la muestra en el CyTOF.

4. Funcionamiento del citómetro de masas

NOTA: La operación de citometría de masas puede ser específica de la máquina. Siempre es aconsejable consultar el manual del usuario de CyTOF antes de operar. Además, actualmente hay dos artículos de JoVE que tratan sobre la puesta en marcha y el mantenimiento de máquinas ^9,11.

1. Revise el nebulizador en busca de obstrucciones, grietas y otras irregularidades antes de operar el citómetro de masas.
2. Conecte el nebulizador al citómetro y comience el procedimiento de calentamiento. No encienda el citómetro de masas sin el nebulizador en su lugar.
3. Deje correr agua a través de las líneas de muestra una vez que el citómetro de masas haya terminado de calentarse. La cámara de pulverización debe alcanzar aproximadamente 200 °C antes de realizar el ajuste o el análisis de la muestra.
4. Agua corriente durante 5-10 min. Después de 5-10 minutos, cargue la solución de ajuste y seleccione el administrador de ajuste. La solución de ajuste es una solución que contiene concentraciones fijas de metales y se utiliza para optimizar el citómetro de masa antes de la adquisición de la muestra.
5. En el administrador de ajuste, seleccione Vista previa una vez que la solución de ajuste haya alcanzado un registro de aciertos de estado estable para comenzar el proceso de ajuste automatizado.
6. Una vez finalizado el ajuste, cargue el muestreador con agua y permita que el agua corra a través de las líneas de muestra durante el procesamiento de la muestra. El protocolo detallado para la operación y sintonización diaria del citómetro se puede encontrar en Leipold¹¹.
7. Ocasionalmente, el ajuste automatizado no se ajustará al rendimiento óptimo de la máquina. Repita el procedimiento de ajuste para corregir esto.
8. Lave la muestra con CSM una vez y con agua desionizada pura dos veces antes de la adquisición de la muestra. El lavado con agua es importante para eliminar la sal residual del PBS/CSM.
9. Verifique la sensibilidad y el flujo de muestra utilizando perlas de equilibrio suministradas por el fabricante, perlas de poliestireno cargadas con concentraciones de metal conocidas.
10. Cambie el modo de adquisición de ajuste al modo de captura de eventos. Establezca el límite de tiempo para detener la adquisición en 120 s. Espere 45 s antes de seleccionar Grabar.
11. El citómetro de masas detendrá la adquisición de muestras automáticamente después de 120 segundos. Utilice el visor de gráficos de lluvia para comprobar la intensidad de Eu151 y Eu153.
12. Perlas de equilibrio diluidas en agua desionizada pura en una proporción de 1:20.
13. Antes de la adquisición de muestras, compruebe el administrador de experimentos. Utilice el administrador de experimentos para asignar nombres a los canales y agregar canales para grabar.
    1. Asegúrese de que se agrega el canal 127-I si usa IdU.
    2. Tenga en cuenta que es esencial configurar el citómetro de masa para medir los parámetros necesarios (por ejemplo, IdU) antes de la adquisición de la muestra. Si los canales no se seleccionan de antemano, no se recopilarán datos de ningún canal no seleccionado y no se podrán recuperar.
14. Diluir las células a una concentración de aproximadamente 1-2 x 10⁶/ml utilizando el agua desionizada pura 1:20 y la mezcla de perlas de equilibrio. Pase las células a través del tubo FACS con tapa del filtro para eliminar cualquier grumo residual.
15. Cargue la muestra y cambie el tiempo de adquisición.
16. Presione Vista previa y espere a que el recuento de eventos por segundo se estabilice.
    1. No ejecute eventos que excedan los 400 eventos por segundo, esto conducirá a cantidades significativas de dobletes y escombros. Por lo general, recolectamos al menos 20,000 a 50,000 eventos celulares, pero el número óptimo dependerá del diseño experimental. La tinción de hasta 2 millones de células producirá típicamente de 300,000 a 400,000 eventos celulares. Tenga en cuenta que no todos los eventos serán celdas (habrá eventos de escombros y cuentas incluidos en el recuento de eventos).
17. Una vez que se realiza la adquisición de la muestra, cargue una solución de lavado, comience la inducción de la muestra y corra durante 5-10 minutos. Después de 5-10 minutos, detenga la inducción de la muestra y haga correr el agua durante 10-20 minutos. La solución de lavado es una solución débil de ácido fluorhídrico diseñada para eliminar el metal residual de las líneas de muestra.
18. Apague el citómetro de masas y retire el nebulizador. El nebulizador estará caliente, tenga cuidado durante el manejo.

5. Análisis de datos

1. Para eliminar las perlas y también para corregir la desviación de la señal durante la adquisición de muestras, normalice los archivos FCS utilizando el software Fluidigm o la aplicación desarrollada por Finck¹².
2. Cargue el FCS en Cytobank u otro software de análisis de citometría de flujo. Los archivos FCS se pueden usar en cualquier software compatible, para los fines de este protocolo, se han realizado todos los análisis de acceso y análisis adicionales en Cytobank¹³.
3. Antes de que se puedan dibujar las puertas del ciclo celular, excluya cualquier doblete o desecho celular del análisis posterior, esto se puede hacer utilizando la gráfica biaxial de Longitud del evento vs 191-Ir (Figura 1a). Las células formarán una población distinta y^{brillante que se} puede usar para excluir dobletes y desechos. Esta es la puerta singlete. Este método de activación generalmente elimina alrededor del 50-60% de los eventos de celdas dobles, por lo que es posible que se requieran estrategias adicionales para eliminar los eventos de celda doblete restantes.
   1. Cambie la escala de longitud del evento (mínimo y máximo) para que las celdas aparezcan más prominentes para ayudar en la clasificación singlete.
   2. Elimine aún más los dobletes y los residuos mediante el uso de parámetros gaussianos, Residual y Offset. Un residuo más alto con un desplazamiento más bajo también es escombros y dobletes, y la activación alrededor de esta población puede eliminar aún más dobletes y escombros (Figura 1b, c).
4. Puerta de fase S: la fase S es la puerta más fácil de dibujar, pero también la más importante. Dibuje esta puerta usando una gráfica biaxial de IdU vs pRb, Ki67 o cyclinB1. Las células IdU⁺ de fase S formarán una población distinta al observar estos gráficos biaxiales (Figura 2b).
5. G0/G1-phase, G2/M-phase gating – Establezca las puertas de fase G0/G1 y G2/M en la gráfica IdU vs CyclinB1 y el uso de la incorporación IdU es crucial para establecer el límite entre las puertas de fase G0/G1 y G2/M. La fase G0/G1 será CyclinB1 baja/IdU- y la fase G2/M será^{CyclinB1 alta}/IdU^-. Una buena tinción de CyclinB1 mostrará una población natural entre las poblaciones G0-G1 y G2-M; Sin embargo, esto variará según los tipos de muestra y células en condiciones experimentales. En condiciones experimentales donde la distribución del ciclo celular puede verse afectada y hay menos separación entre la fase G0 / G1 de CyclinB1 y la fase G2 / M, el uso de la fase S permitirá una activación consistente para tipos de células particulares en cada experimento específico. Este método se detalla a continuación.
   1. Trazar solo las células de fase S en CyclinB1 vs IdU para ayudar a establecer la separación entre la fase G0 / G1 y la fase G2 / M. Dibuje una puerta en la población^alta de CyclinB1 y ajuste hasta que aproximadamente el 5% superior de la población de la fase S esté dentro de la puerta (Figura 2c). Esto establece el punto de ruptura entre las compuertas de fase G0/G1 y G2/M (Figura 2e,f). La población activa se cambiará a la población de interés y la porción que reside dentro de la puerta anterior será la población de la fase G2 / M, mientras que el resto será la población de la fase G0 / G1.
6. G0-phase gating – Establezca la fase G0 en la gráfica pRb vs IdU. La fase G0 estará representada por una población^{pRb baja}/IdU^- . La población ciclista activa tendrá una alta expresión de incorporación de pRb e IdU, la puerta de fase G0 se puede dibujar en este límite, ya que normalmente se expresa en dos poblaciones distintas (Figura 2g,i).
   1. Defina la fase G0 haciendo que la población de fase S dibujada previamente (Figura 2b) sea la población activa y dibujando una puerta que incorpore el 90-100% superior de la población^alta de pRb. Esta es la población ciclista de pRb+ (Figura 2i), la población^baja de pRb fuera de esta puerta es la población G0 (Figura 2j).
   2. Si pRb no está disponible o no se puede registrar, use Ki67 vs IdU para establecer la población de fase G0. Dibujando una puerta que represente a la mayoría de la población de la fase S y usando esa puerta como límite para el Ki67 vs IdU, el resto de la población será la fase G0 (Figura 3a).
7. Activación de fase M: establezca la fase M en la gráfica biaxial IdU vs pH3. La fase M representa una fracción muy pequeña de las células y está cerrada en la población^alta de pH 3 (Figura 2d).
8. La incorporación de IdU falló o no fue posible: si IdU no está disponible, defina el ciclo de celdas y no las fracciones de ciclo utilizando Ki67 y pRb. Ki67 y pRb, en condiciones normales, forman dos poblaciones distintas: Ki67 alto/pRb^alto y Ki67 bajo/pRb^bajo. La población doble positiva representa la población ciclista activa, correlacionándose con la fase G1, la fase S, la fase G2 y la fase M. La población doble baja representa la población no ciclista, correlacionándose con la fase G0 (Figura 3b).
   NOTA: No es posible delinear cada fase individual utilizando el Ki67 vs pRb, pero se pueden determinar los efectos experimentales en las poblaciones relativas de ciclismo / no ciclismo.
9. Análisis del ciclo celular: una vez que se hayan establecido las puertas, exporte los valores numéricos de las puertas para su posterior análisis. Los porcentajes en cada ciclo se pueden lograr restando las poblaciones individuales de las poblaciones combinadas. La fase G0, dibujada en el porcentaje de puertade IdU bajo bajo de pRb, se puede restar de la fase G0 / G1, dibujada en CyclinB1^{bajoIdU neg}, para encontrar el porcentaje^de fase G1. Del mismo modo, el porcentaje de fase G2 se deriva de la sustracción de la compuerta de fase M de la puerta de fase G2/M. Esto generará valores numéricos para cada fase individual del ciclo celular; G0, G1, S, G2 y M. Los valores numéricos generados para cada fase individual del ciclo celular se pueden utilizar para análisis adicionales, como gráficos y análisis estadísticos.

Resultados

Utilizando células HL-60 y un aspirado de médula ósea humana, es posible mostrar cómo las condiciones experimentales pueden afectar la distribución y el análisis del ciclo celular. En primer lugar, se debe establecer la estrategia de compuerta para demostrar cómo se derivan las fases del ciclo celular. En la Figura 1 mostramos el establecimiento de la puerta singlete, que es importante para separar los desechos celulares y los dobletes, estableciendo una población unicelular. Para la...

Discusión

Los ejemplos presentados aquí demuestran cómo utilizar una plataforma MCM para analizar la distribución del ciclo celular. También se ha demostrado que el análisis del ciclo celular es sensible a condiciones experimentales como el tiempo y la temperatura, lo cual es una consideración importante que los investigadores deben tener al considerar MCM para su análisis del ciclo celular¹⁴. Las muestras almacenadas durante un corto período de tiempo, no más de una hora, tendrán una incorporaci?...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Bovine Serum Albumin (BSA)	Sigma	A3059	Component of CSM
Centrifuge	Thermo Scientific	75-217-420	Sample centrifugation
Cleaved-PARP (D214)	BD Biosciences	F21-852	Identification of apoptotic cells
Cyclin B1	BD Biosciences	GNS-1	G2 Resolution
Dimethylsulfoxide (DMSO)	Sigma	D2650	Cryopreservative
EQ Four Element Calibration Beads	Fluidigm	201078	Internal metal standard for CyTOF performance
FACS Tube w/ mesh strainer	Corning	08-771-23	Cell strainer to remove clumps/debris before CyTOF run
Fetal Bovine Serum (FBS)	VWR	97068-085	Cell culture growth supplement
Helios	Fluidigm		CyTOF System/Platform
Heparin	Sigma	H3393	Staining additive to prevent non-specific staining
IdU (5-Iodo-2′-deoxyuridine)	Sigma	I7125	Incorporates in S-phase
Ki-67	eBiosciences	SolA15	Confirmation of G0/G1
MaxPar Multi Label Kit	Fluidigm	201300	Metal labeling kit, attaches metals to antibodies
Microplate Shaker	Thermo Scientific	88880023	Mixing samples during staining
Paraformaldehyde (PFA)	Electron Microscopy Services	15710	Fixative
pentamethylcyclopentadienyl-Ir(III)-dipyridophenazine	Fluidigm	201192	Cell identification during CyTOF acquisition
p-H2AX (S139)	Millipore	JBW301	Detection of DNA damage
p-HH3 (S28)	Biolegend	HTA28	M-phase Resolution
Phosphate Buffered Saline (PBS)	Gibco	14190-144	Wash solution for cell culture and component of fixative solution
p-Rb (S807/811)	BD Biosciences	J112906	G0/G1 Resolution
Proteomic Stabilizer	SmartTube Inc	PROT1	Sample fixative
RPMI 1640	Gibco	21870-076	Cell culture growth medium
Sodium Azide	Acros Organics	AC447810250	Component of CSM/Antibody buffer, biocide