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Resumen

Hemos desarrollado un protocolo para la generación y evaluación de un modelo de ratón NOG infectado por el virus de inmunodeficiencia humana y humanizado basado en el trasplante de células madre, la exposición al virus de inmunodeficiencia humana intravaginal y el ARN PCR digital de gotas Cuantificación.

Resumen

Los ratones humanizados proporcionan una plataforma sofisticada para estudiar la virología del virus de inmunodeficiencia humana (VIH) y para probar los medicamentos antivirales. Este protocolo describe el establecimiento de un sistema inmunitario humano en ratones NOG adultos. Aquí, explicamos todos los pasos prácticos desde el aislamiento de las células CD34+ humanas derivadas de la sangre del cordón umbilical y su posterior trasplante intravenoso en ratones, hasta la manipulación del modelo a través de la infección por VIH, la terapia antirretroviral combinada ( cART), y el muestreo de sangre. Aproximadamente 75.000 células hCD34+ se inyectan por vía intravenosa en los ratones y el nivel de chimerismo humano, también conocido como humanización, en la sangre periférica se estima longitudinalmente durante meses por citometría de flujo. Un total de 75.000 células hCD34+ produce entre un 20% y un 50% de células CD45+ humanas en la sangre periférica. Los ratones son susceptibles a la infección intravaginal con VIH y la sangre se puede tomar muestras una vez por semana para su análisis, y dos veces al mes durante períodos prolongados. Este protocolo describe un ensayo para la cuantificación de la carga viral plasmática utilizando PCR digital de gotas (ddPCR). Mostramos cómo los ratones pueden ser tratados eficazmente con un régimen de cART estándar de cuidado en la dieta. La entrega de cART en forma de chow de ratón regular es un refinamiento significativo del modelo experimental. Este modelo se puede utilizar para el análisis preclínico de compuestos de profilaxis previas a la exposición sistémicas y tópicas, así como para la prueba de nuevos tratamientos y estrategias de curación del VIH.

Introducción

El virus de la inmunodeficiencia humana (VIH) es una infección crónica con más de 37 millones de personas infectadas en todo el mundo1. La terapia antiviral combinada (cART) es una terapia que salva vidas, pero una cura todavía está justificada. Por lo tanto, es necesario modelos animales que reflejen el sistema inmunitario humano y sus respuestas para facilitar la investigación continua en el VIH. Múltiples tipos de ratones humanizados que son capaces de apoyar el injerto celular y tisular se han desarrollado trasplantando células humanas en ratones gravemente inmunodeficientes2. Estos ratones humanizados son susceptibles a la infección por el VIH y proporcionan una alternativa importante a los modelos de virus de inmunodeficiencia simio primateno no humano, ya que son más baratos y más fáciles de usar que los primates no humanos. Los ratones humanizados han facilitado la investigación en transmisión viral del VIH, patogénesis, prevención y tratamiento3,4,5,6,7,8,9,10,11.

Presentamos un sistema modelo humanizado flexible para la investigación del VIH desarrollado mediante el trasplante de células madre humanas derivadas de la sangre de cordón umbilical en ratones del NOD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Sug/JicTac (NOG) fondo. Además de ser de origen no fetal, la bioingeniería práctica de estos ratones es menos técnicamente exigente en comparación con los procedimientos microquirúrgicos involucrados en el trasplante de la construcción de sangre-hígado-timo (BLT).

Mostramos cómo establecer la infección por VIH a través de la transmisión intravaginal y cómo monitorear la carga viral plasmática con una configuración sensible basada en PCR digital de gotas (ddPCR). Posteriormente, describimos el establecimiento de cART estándar dado como parte de la dieta diaria del ratón. El objetivo de estos métodos combinados es reducir el estrés a los animales y facilitar experimentos a gran escala en los que el tiempo dedicado al manejo de cada animal es limitado12.

En los seres humanos, un genotipo CCR532/wt o CCR532/32 provoca una menor susceptibilidad a la infección por VIH con los virus del transmisor/fundador13,y se deben tomar algunas precauciones cuando se deben tomar algunas precauciones cuando se bioingeniería de ratones humanizados con células madre con el fin de realizar estudios sobre el VIH. Esto es especialmente cierto en nuestra región porque las variantes naturales en el gen CCR5, en particular las deleciones de 32, son más frecuentes en las poblaciones nativas escandinavas y bálticas en comparación con el resto del mundo14,15. Por lo tanto, nuestro protocolo incluye un ensayo fácil y de alto rendimiento para el cribado de células madre hematopoyéticas de donantes para variantes ccr5 antes del trasplante.

Para la exposición intravaginal elegimos el virus transmisor/fundador R5 RHPA4259, aislado de una mujer en una etapa temprana de la infección que fue infectada por vía intravaginal16. Explamos a los ratones a una dosis viral que fue suficiente para producir una transmisión exitosa en la mayoría de los ratones, pero por debajo de una tasa de transmisión del 100%. La elección de una dosis de este tipo permite un rango dinámico suficiente en la velocidad de transmisión, de modo que los efectos antivirales de un candidato a un medicamento pueden dar lugar a animales protegidos en experimentos de prevención del VIH y disminución de la carga viral para los estudios de tratamiento.

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Protocolo

Todas las muestras de sangre de cordón umbilical se obtuvieron en estricta conformidad con los protocolos aprobados localmente, incluyendo el consentimiento informado de la donación anónima por parte de los padres. Todos los experimentos con animales fueron aprobados y realizados en estricta conformidad con la normativa nacional danesa bajo la licencia 2017-15-0201-01312.

ADVERTENCIA: Manipule los ratones y la sangre expuestos al VIH con extrema precaución. Descontaminar todas las superficies y líquidos que han estado en contacto con el VIH con un desinfectante confirmado del VIH(Tabla de Materiales).

1. Aislamiento de células madre HUMANAs CD34+

  1. Recopile muestras de sangre de cordón umbilical en tubos de recolección de sangre recubiertos con EDTA después de secciones de cesárea planificadas o partos vaginales y de acuerdo con las aprobaciones éticas locales.
  2. Aísle los PMBC de la sangre del cordón umbilical por separación densidad-gradiente de acuerdo con el protocolo del fabricante.
  3. Aísle las células CD34+ de la población de PBMC enriqueciéndose primero con anticuerpos contra marcadores comunes para células maduras, lo que induce la reticulación de células de linajes no deseados con glóbulos rojos. Esto es seguido por el enriquecimiento de células CD34+ usando cuentas magnéticas, según el protocolo del fabricante.
    1. Determine el recuento de células vivas por exclusión estándar de trypan azul mediante la reposición de 10 sL de suspensión celular en 90 s de color azul trypan. Añadir 10 l de esta solución a un hemacitómetro y contar las células no azules, de acuerdo con el protocolo del fabricante.
    2. Células crioconservación visibilmente CD34+ en 1 ml de DMSO al 10% en suero bovino fetal (FBS) hasta el día del trasplante de ratón.
    3. Crioconserva visitable una pequeña fracción de células aisladas (CD34+) y de flujo (CD34-) por separado para evaluar la pureza de las células madre CD34+ (30.000 células de cada muestra). Alternativamente, pruebe la pureza en células recién enriquecidas (ver paso 2 a continuación).
    4. Congele una fracción de flujo no peletado (CD34-) para determinar el estado CCR5n.o 32. Las células se pueden congelar directamente sin solución de congelación condicionada, pero la presencia de glóbulos rojos en el pellet puede inhibir la PCR posterior si el flujo a través es peletizado.

2. Evaluar la pureza de las células madre CD34+ a través de la citometría de flujo

  1. Descongelar las células aisladas (CD34+) y las células de flujo a través (CD34-). Lavar las células mediante la reanimación de las células de cada vial en 9 ml de tampón FACS a temperatura ambiente (RT), que consiste en 2% de suero bovino fetal (FBS) en solución salina con fosfato (PBS).
  2. Centrífuga durante 5 min a 300 x g a RT a las células de pellets.
  3. Vierta el sobrenadante, resuspenda las células del líquido restante y transfiera a los tubos FACS. Repita el paso de lavado con 3 ml de tampón FACS. Después de la segunda centrifugación, vierta el sobrenadante y resuspenda las células en el líquido restante.
  4. Añadir 5 l de solución de bloqueo del receptor Fc(Tabla de materiales)y dejar durante 10 minutos en RT. No lave la solución de bloqueo del receptor Fc.
  5. Agregue la mezcla que contiene volúmenes predeterminados de anticuerpos contra CD3 humano (clon SK7) BUV395, CD34 (clon AC136), FITC y CD45 (clon 2D1) APC (Tabla 1). Deje las celdas durante 30 minutos en RT en la oscuridad. Los fluoróforos deben elegirse en función de parámetros que puedan evaluarse con los citometros de flujo disponibles sin necesidad de una matriz de compensación.
  6. Lave las células con 3 ml de tampón FACS.
  7. Centrífuga durante 5 min a 300 x g a RT para peletizar las células.
  8. Vierta el sobrenadante y resuspenda las células del líquido restante.
    1. Repita este paso de lavado 2x para asegurarse de que se han eliminado todos los anticuerpos no unidos.
  9. Registre las muestras en el citometro de flujo(Tabla de materiales)y realice el análisis de datos con el software adecuado. La estrategia de gating se presenta en la Figura 1A–F.

3. Examen genético para las variantes ccr532 en la sangre del cordón umbilical

  1. Incubar 1,25 l de flujo no peletado con 11,25 l de mezcla de PCR que contiene 200 m de mezcla dNTP, 0,01 U/L de polimerasa de ADN de alta fidelidad de 0,01 U/L, y las imprimaciones delanteras e inversas detalladas en el Cuadro 2.
    1. Ajuste el volumen con agua libre de nucleasas a aproximadamente 12,5 l para cada reacción de PCR.
  2. Amplifique los fragmentos genómicos con el programa de ciclismo PCR detallado en la Tabla 3.
  3. Separe los productos de PCR en un gel de agarosa del 2%13.
    1. Los productos de PCR de los alelos de tipo salvaje y los alelos 32 producen fragmentos de PCR de 196 pares de base y 164 bandas de pares de base respectivamente, haciéndolos fácilmente distinguibles por electroforesis de gel13 (Figura 1G).

4. Trasplante de células madre intravenosas

NOTA: Hacer que una persona prepare las células en el laboratorio y otra persona prepare los ratones y el espacio de trabajo para los trasplantes es un enfoque eficiente.

  1. En una instalación animal, 4-6 h antes del trasplante planeado de las células madre, irradiar DE 6 a 7 semanas de edad hembra NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTac (NOG)ratones (Tabla de materiales) con 0.75 Gy con una fuente Cs137. La mejor dosis de preacondicionamiento puede variar en función de la edad del ratón, la fuente de radiación y otros factores. Este proceso condiciona a los animales para un injerto exitoso con células madre humanas.
  2. En una instalación animal, prepare el espacio de trabajo del banco de flujo y todos los reactivos antes de llevar los ratones o celdas al espacio de trabajo.
    1. Coloque una almohadilla azul estéril para cubrir la superficie de trabajo del banco de flujo. Prepare una gasa estéril y un recipiente para objetos punzantes.
    2. Coloque una lámpara de calefacción desinfectada con 70% de etanol en el banco de flujo con una jaula de ratón estéril vacía debajo del calor.
  3. En el laboratorio, descongelar las células CD34+ aisladas y diluirlas en 9 ml de RPMI simple de 37 oC.
  4. Centrifugar las células a 350 x g durante 5 min a RT, desechar el sobrenadante por aspiración y resuspender el pellet en 1 ml de RPMI normal a 37 oC.
  5. Determine el recuento de celdas mediante la exclusión azul de trypan y ajuste el volumen a 200 s por ratón. Haga un extra para tener en cuenta la posible pérdida debido a los pasos de manipulación posteriores.
    1. Prepárese para trasplantar 75.000 células CD34+ por cada ratón.
    2. Las células se pueden mantener a 4 oC durante el transporte a las instalaciones del animal antes del trasplante. Evite mantener las células en hielo para reducir la agregación o el aglutinamiento.
  6. En las instalaciones de animales, lleve la jaula con los ratones al banco de flujo y transfiera los ratones a la jaula bajo la lámpara de calentamiento para dilatar los vasos sanguíneos. Deje un extremo de la jaula lejos de la fuente de calor para que los ratones puedan alejarse del calor al calentarse. Los ratones que se han movido al final de la jaula, lejos de la fuente de calor, están lo suficientemente calientes para una inyección exitosa de vena de cola.
  7. Cargue una jeringa lubricada de 1 ml por encima de la marca de 800 ml con células CD34+ suspendidas. El uso de una jeringa lubricada de 1 ml aliviará drásticamente la inyección intravenosa y aumentará la precisión de esta técnica.
  8. Coloque una aguja de 30 G 13 mm y prepare la aguja y la jeringa para inyección. Este orden de operación permite que la jeringa se cargue más rápido mientras se protege la integridad de las células a trasplantar dado el posible daño que puede ocurrir durante la rápida aspiración de las células a través de una aguja de calibre tan pequeño. Llene el cubo de la aguja con líquido presionando el émbolo y retire el líquido hasta la marca de 200 ml de la aguja.
  9. Coloque un ratón calentado (paso 4.6) en un restrainer utilizado para administrar inyecciones intravenosas. Inyecte cuidadosamente 200 s de la suspensión celular en la vena de la cola del ratón. Pasar 2 s realizando la inmersión y mantener la aguja insertada durante aproximadamente 2 s después de la finalización de la inyección. Esto garantiza que las células hayan migrado adecuadamente lejos del lugar de inyección antes de retirar la aguja.
  10. Según sea necesario, limpie la cola del ratón con gasa estéril para eliminar cualquier sangre visible. Vuelva a colocar el ratón en su jaula doméstica no calentada. Repita el procedimiento de inyección con los ratones restantes.

5. Recolección y procesamiento de sangre para análisis

NOTA: El injerto de células humanas en la sangre periférica se puede evaluar a través de la citometría de flujo 3-5 meses después del trasplante de células madre humanas.

  1. Extraiga muestras de sangre de los ratones utilizando técnicas locales aprobadas por la IACUC.
  2. Recoger un máximo de 70–100 l de sangre total en tubos estériles de microcentrífuga de PCR que contengan 10 ml de 0,5 M EDTA (pH a 8,0) para evitar la coagulación de la sangre.

6. Evaluación del injerto humano a través de la citometría de flujo

  1. Transfiera de 40 a 50 l de sangre a los tubos FACS.
  2. Añadir 5 l de solución de bloqueo del receptor Fc para evitar la unión inespecífica de anticuerpos y dejar durante 10 minutos en RT.
  3. Añadir la mezcla de anticuerpos antihumanos del ratón que contiene CD4 (clon SK3) BUV 496, CD8 (clon RPA-T8) BV421, CD3 (clon OKT3) FITC, CD19 (clon sj25c1) PE-Cy7, CD45 (clon 2D1) APC(Tabla 4) y dejar manchar en la oscuridad a RT durante 30 min. Los fluoróforos deben elegirse en función de parámetros que puedan evaluarse con los citometros de flujo disponibles sin necesidad de una matriz de compensación.
  4. Agregue 2 ml de un tampón de lising de glóbulos rojos apropiado a cada tubo para cargar los glóbulos rojos. Utilice un tampón de lisis formulado específicamente para la tinción de anticuerpos antes de la lisis de glóbulos rojos (un ejemplo adecuado se da en la Tabla de Materiales). Vortex brevemente para asegurar la distribución equitativa de las células en la solución de lising y dejar durante 10 minutos en RT. La distribución igual de las células es importante.
  5. Agregue 2 ml de búfer FACS para detener la reacción de lisis.
  6. Centrífuga durante 5 min a 300 x g a RT para peletizar las células.
  7. Vierta suavemente el sobrenadante y el vórtice hasta que las células se resuspendan.
  8. Añadir 3 ml de tampón FACS y centrífuga durante 5 min a 300 x g en RT.
  9. Vierta el sobrenadante y resuspenda las células.
  10. Registre las muestras en un citómetro de flujo adecuado y analice utilizando el software adecuado(Tabla de materiales). El análisis y los resultados representativos se describen en la Figura 2 y la Figura 3.

7. Exposición intravaginal al VIH

NOTA: El virus utilizado para la exposición intravaginal de los ratones se puede producir utilizando los protocolos17publicados anteriormente. El virus se mantiene a -80 oC y se transporta entre lugares mientras se almacena en hielo seco siguiendo protocolos aprobados localmente. El virus se almacena en hielo seco hasta inmediatamente antes de la exposición de los ratones. El virus se puede diluir en RPMI simple (evitar RPMI que tiene antibióticos o aditivos séricos) para lograr la concentración adecuada inmediatamente antes de la exposición (se utilizaron 21.400 UUs para esta exposición al IVAG). Una vez generado, mantener el stock diluido sobre hielo húmedo durante todo el procedimiento para evitar los ciclos de congelación de descongelación que se producirían si el virus diluido se coloca de nuevo en hielo seco una vez descongelado.

  1. Prepare todo el equipo y el espacio de trabajo del banco de flujo como se presenta en la Figura 4 antes de llevar los ratones o virus al banco de flujo (similar al paso 4.2).
    1. Coloque el foco de la lámpara de calefacción en el centro del espacio de trabajo donde se ubicará el ratón durante el procedimiento de exposición al VIH. La lámpara de calentamiento garantizará que no disminuya la temperatura corporal de los ratones. También se pueden utilizar otros equipos que controlan la temperatura (por ejemplo, una almohadilla de gel caliente o una manta de agua caliente circulante, de acuerdo con las regulaciones locales de la IACUC18).
    2. Lleve las puntas estériles de la pipeta de 20 l y una pipeta apropiada en el banco. Colocar un recipiente con desinfectante líquido(Tabla de Materiales)en el banco para la inactivación inmediata de materiales y líquidos que hayan estado en contacto con el virus.
  2. Coloque un ratón en una cámara con un 3% de gas isoflurano y toallas de papel. Este porcentaje de gas anestesiará a los animales en un plazo de 2-4 min. Al igual que con todos los demás materiales utilizados con ratones inmunodeficientes, el aparato de anestesia debe desinfectarse adecuadamente antes de su uso.
  3. Una vez anestesiado, transfiera el ratón a una almohadilla azul estéril debajo de la lámpara de calentamiento. Inserte el hocico del ratón en una máscara que suministra gas isoflurano continuo al 3% para mantener la anestesia. Sostenga el ratón en la base de la cola, el estómago mirando hacia arriba, con la mano apoyando el ratón hacia atrás como se muestra en la Figura 4.
  4. Con una punta de pipeta estéril, estimula el área genital acariciando suavemente hacia arriba hacia el ano para inducir el vaciado del recto, aliviando la presión en la vagina.
  5. Deslumbra cuidadosamente la abertura vaginal envolviendo la cola del ratón a través de los dedos de tal forma que la vulva se abra naturalmente, tal vez con un ligero empujón usando una punta de pipeta estéril.
  6. Cambie la punta de la pipeta y la pipeta de 20 ml de virus atraumaticalmente en la vagina del ratón sin crear burbujas. No inserte la punta profundamente en la vagina. Más bien, con la vulva abierta, coloque la punta de la pipeta a nivel de la abertura vaginal, evite profundizar para eliminar el potencial de abrasiones durante el proceso de inoculación, libere el virus y permita que la gravedad tire del virus hacia la vagina. Alternativamente, utilice una aguja recta de extremo romo de 22 G 1,25 mm, como se describe en Veselinovic et al.6.
  7. Conservar el ratón en esta posición con la vagina hacia arriba durante 5 minutos después de la exposición para evitar fugas inducidas por gravedad de la suspensión del virus.
    1. Coloque cuidadosamente el ratón en la jaula de casa, teniendo cuidado de colocar el ratón sobre su espalda.

8. Procesamiento de muestras de sangre antes del análisis de carga viral

  1. Recoja la sangre como se describe en la sección 5 anterior.
  2. Centrifugar las muestras de sangre durante 5 min a 500 x g en RT para separar el plasma y las células.
  3. Recoger 40 s l de plasma para la medición de la carga viral en un nuevo tubo de microcentrífuga estéril aprobado por PCR y almacenar a -80 oC durante al menos 1 h hasta su posterior procesamiento. Es importante congelar todas las muestras antes de la extracción de ARN para evitar el riesgo de sesgo de comparar los niveles de ARN en muestras que no se han congelado antes del aislamiento del ARN a muestras congeladas antes del aislamiento del ARN.
  4. Ajustar el volumen de sangre de nuevo al volumen original añadiendo 40 l de medios de suspensión (PBS con albúmina sérica bovina 2,5%, 50 U/ml de penicilina G y estreptomicina, y 10 U/ml dNase, filtrado estéril a 0,22 m).
  5. Transfiera 15 ml del volumen sanguíneo ajustado a un nuevo tubo de microcentrífuga aprobado por PCR.
  6. Añadir 1 mL de 1x solución de lisis RBC(Tabla de Materiales),vórtice, e incubar durante 10 min a RT.
  7. Centrífuga durante 1 min a 9.600 x g a RT a las células de pellets.
  8. Aspirar sobrenadante y dejar sólo el pequeño pellet de células blancas, porque la contaminación de glóbulos rojos puede inhibir la PCR.
  9. Conservar el pellet a -80oC durante al menos 1 h hasta su posterior procesamiento.
    NOTA: Opcionalmente, cualquier sangre restante del paso 8.4 se puede utilizar para el análisis de citometría de flujo, como se describe anteriormente en el paso 6.

9. Extracción de ADN mediante un método de extracción de proteinasa K

  1. Extraer ADN de pellets de células periféricas (generados en el paso 8.8) utilizando un método de extracción de proteinasa K como se describe a continuación. Este método se ha demostrado para extraer el mayor rendimiento de ADN de un pequeño volumen de sangre como el requerido para las colecciones de sangre en serie utilizadas en este estudio19.
  2. Añadir 25 ml de proteinasa K (20 g/ml) a 1 ml de tampón Tris de 0,1 M.
  3. Vortex la solución de proteinasa K brevemente.
  4. Añadir 50 l de la solución de proteína K a cada pellet celular a digerir.
  5. Mezclar pipeteando hacia arriba y hacia abajo y confirmar la resuspensión del pellet celular.
  6. Agitar en un termoagitador(Tabla de Materiales)a 400 rpm (dependiendo del instrumento) a 56 oC durante 1 h. Tubos de cinta hacia abajo para mantenerlos en su lugar, si es necesario.
  7. Inmediatamente y en el mismo termoagitador, inactivar la proteinasa K con un cambio de temperatura a 95 oC mientras el temblor continúa durante 20 minutos adicionales.
  8. Vórtice cada muestra.
  9. Coloque cada muestra a -80 oC durante un mínimo de 30 min.
  10. Descongelar, luego centrifugar las muestras a 17.000 x g durante 1 min a RT para pellet fragmentos celulares no deseados.
  11. Coloque el sobrenadante que contiene ADN en un nuevo tubo de microcentrífuga.
  12. La plantilla de ADN está lista para PCR. Las plantillas de ADN se pueden almacenar a -80 oC.

10. Extracción de ARN, síntesis de ADNc y cuantificación ddPCR del ARN viral

  1. Aísle el ARN del plasma del ratón descongelado con un kit de aislamiento de ARN de virus siguiendo el protocolo del fabricante(Tabla de materiales).
  2. Después de añadir la muestra a la columna, agregue un paso de tratamiento DNase en la columna para asegurar la eliminación de todo el ADN en la muestra de plasma.
    1. Para cada muestra, agregue 95 ml de solución de DNase libre de RNase (mezcle 2 SNase libre de ARN y tampón de reacción de 98 l) a la columna e incubar durante 15 minutos a RT.
  3. Almacene las muestras de ARN a -80 oC durante al menos 1 h antes de su posterior procesamiento. Es importante congelar todas las muestras después de la extracción de ARN evitar el riesgo de sesgo al comparar muestras que no se han congelado con muestras que se congelaron.
  4. Sintetizar cDNA usando un paso de transcriptasa inversa utilizando reactivos como se describió anteriormente20. Asegúrese de añadir 0,5 ml de un inhibidor de la RNase a la reacción de ADNc para evitar la degradación del ARN.
    1. Realice la síntesis de ADNc con el programa detallado en la Tabla 5.
  5. Almacene las muestras de ADNc a -80 oC durante al menos 1 h. Es importante congelar todas las muestras después de la síntesis de ADNc evitar el riesgo de sesgo al comparar muestras que no se han congelado con muestras que se congelaron.
  6. Prepare las muestras para ddPCR de la siguiente manera20:
    1. Mezclar 3 l de la muestra de ADN con 11 l de la mezcla de sonda ddPCR (sin dUTP)20, 250 nM sonda de unión de ranuras menores, y 900 nM de cada una de las imprimaciones delanteras e inversas, tal como se detalla en el Cuadro 6.
    2. Ajuste el volumen total de PCR a 22 l con agua libre de nucleasas.
  7. Emulsionar las mezclas de PCR con el aceite de generación de gotas para sondas en un generador de gotas de acuerdo con el protocolo del fabricante y las descripciones anteriores20.
  8. Ejecute el programa PCR como se detalla en la Tabla 7.
    NOTA: Las secuencias de imprimación/sonda y los programas de PCR que se muestran aquí han sido diseñados y optimizados específicamente para la detección sensible de la cepa de VIH RHPA4259. Las secuencias de imprimación y sonda se pueden ajustar fácilmente para detectar cualquier otra cepa de VIH de su elección.
  9. Detecte la fluorescencia de las gotas de las muestras en un lector de gotas y analice los resultados con el software adecuado de acuerdo con el protocolo del fabricante.

11. Tratamiento con chow que contiene cART

  1. Ratones piensos con pellets que contengan un régimen estándar de cART que contenga 4.800 mg/kg de raltegravir (RAL), 720 mg/kg de tenofovir disoproxilo fumarato (TDF) y 520 mg/kg de emtricitabina (FTC)21 (Tabla 8). Estas dosis se determinaron suponiendo que un ratón pesa 25 g y come 4 g de comida por día. Esto corresponde a una dosis diaria de 768 mg/kg RAL, 2,88 mg/kg TDF y 83 mg/kg FTC21.
  2. Utilice una dieta cART que ha sido preparada por un proveedor externo (Ver Tabla de Materiales)de medicamentos recetados. Otras empresas potencialmente también podrían producir este régimen. Utilice una dieta cART de color rojo para distinguirla fácilmente de la comida normal de ratón.
    1. Producir una dieta de comida de control sin cART en un color marrón estándar para una fácil distinción.
  3. Para iniciar el cART, preparar jaulas de ratón estériles con la adición de dieta de chow que contiene cART, y luego transferir los ratones de la vieja jaula a la nueva jaula.
    1. Supervisar el peso de los ratones y el consumo de chow que contiene cART mediante inspección visual para asegurarse de que los ratones se están ajustando al cambio.

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Resultados

La estrategia de gating para el análisis de la pureza de las células madre se muestra en la Figura 1. La Figura 1A–C muestra la población CD34+ purificada y la Figura 1D–F el flujo-a través del CD34 utilizado para ilustrar que la cantidad mínima de la población CD34+ se pierde en el proceso de aislamiento. La pureza de las células madre aisladas CD34+ fue de entre 85%-95% con menos del 1%...

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Discusión

El ratón gravemente inmunocomprometido tensa NOD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Sug/JicTac (NOG) es extremadamente adecuado para el trasplante de células y tejidos humanos. Las vías inmunitarias innatas y adaptativas en estos ratones están comprometidas. Los ratones NOG y NSG albergan una mutaciónscid de Prkdc que da como resultado una función celular T y B defectuosa. Además, estos ratones carecen de una cadena funcional de receptor de interleucina-2 (cad...

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Divulgaciones

Los autores no declaran conflictos de intereses.

Agradecimientos

Los autores desean dar las gracias al personal de Biomedicine Animal Facility de la Universidad de Aarhus, en particular a la Sra. Jani Kor por los esfuerzos de mantenimiento de las colonias y por el seguimiento de los pesos de los ratones. Los autores quieren agradecer al profesor Florian Klein por desarrollar el cART estándar de atención y por su orientación. El siguiente reactivo se obtuvo a través del Programa de Reactivos de SIDA de NIH, División de SIDA, NIAID, NIH: pRHPA.c/2635 (cat-11744) del Dr. John Kappes y la Dra. Christina Ochsenbauer.

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Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
Blue padVWR56616-031Should be sterilized prior to use
Bovine serum albumin (BSA)SigmaA8022
CD19 (clone sj25c1) PE-Cy7BD Bioscience557835
CD3 (clone OKT3) FITCBiolegend317306
CD3 (clone SK7) BUV395BD Bioscience564001
CD34 (clone AC136) FITCMiltenyi130-113-740
CD4 (clone SK3) BUV 496BD Bioscience564652/51
CD45 (clone 2D1) APCBiolegend368511/12
CD8 (clone RPA-T8) BV421BD Bioscience562428
ddPCR Supermix for probes (no dUTP)Bio-Rad1863025
DMSOMerck10,02,95,21,000
DNAseSigmaD4263For suspension buffer
dNTP mixLife TechnologiesR0192
Dulbeccos phosphate-buffered saline (PBS)BiowestL0615-500
EasySep Human Cord Blood CD34 Positive Selection Kit IIStemcell17896
EDTAInvitrogen15575-038
FACS Lysing solution 10XBD349202Dilute 1:10 in dH20 immediately before use
FACS tubes (Falcon 5 mL round-botton)Falcon352052
Fc Receptor blocking solution (Human Trustain FcX)Biolegend422302
Fetal bovine serumSigmaF8192-500
Ficoll-Paque PLUSGE Healthcare17144002
Flowjo v.10
GauzeMesoft157300Should be sterilized prior to use
Heating lampCustom made
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NOG mice NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTacTaconicNOG-F
Nuclease-free waterVWR chemicals436912C
Nucleospin 96 Virus DNA and RNA isolation kitMacherey-Nagel740691
PCR-approved microcentrifuge tubesSarstedt72.692.405
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QX100 Droplet ReaderBio-Rad186-3003
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RNase-free DNAse size F + reaction bufferMacherey-Nagel740963
RNAseOUT Recombinant Ribonuclease inhibitorThermoScientific10777-019
RPMIBiowestL0501-500Dissolve in H20
Softject 1 mL syringeHenke Sass Wolf5010-200V0
Superscript III Reverse TranscriptaseThermoFisher Scientific18080044
ThermoshakerVWR89370-910
Trypane blueSigmaT8154
Ultrapure 0.5 EDTA, pH 8.0ThermoFisher Scientific15575-020
Virkon S (virus disinfectant)Dupont7511

Referencias

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