Implantación de bombas osmóticas e inducción del estrés para establecer un modelo sintomático de ratón farmacológico para la distonía DYT/PARK-ATP1A3

Resumen

Proporcionamos un protocolo para generar un modelo farmacológico de ratón de distonía DYT/PARK-ATP1A3 mediante la implantación de cánulas en ganglios basales y cerebelo conectados a bombas osmóticas. Describimos la inducción de movimientos similares a la distonía a través de la aplicación de un desafío motor y la caracterización del fenotipo a través de sistemas de puntuación conductual.

Resumen

Los modelos de ratón modificados genéticamente se enfrentan a limitaciones, especialmente cuando se estudian trastornos del movimiento, donde la mayoría de los modelos de roedores transgénicos disponibles no presentan un fenotipo motor que se asemeje a los aspectos clínicos de la enfermedad humana. Los modelos farmacológicos de ratón permiten un estudio más directo de los pathomecanismos y su efecto en el fenotipo conductual. Las bombas osmóticas conectadas a las cánulas cerebrales abren la posibilidad de crear modelos farmacológicos de ratón a través de la administración de fármacos locales y crónicos. Para el trastorno del movimiento hereditario del disctonismo-parkinsonismo de inicio rápido, la mutación de pérdida de función en la subunidad de 3 de la Na⁺/K⁺-ATPase puede ser simulada por un bloqueo altamente específico a través de la ouabaína de glucósido. Con el fin de bloquear localmente la subunidad de 3o en los ganglios basales y el cerebelo, que son las dos estructuras cerebrales que se cree que están muy involucradas en la patogénesis del distonismo-parkinsonismo de inicio rápido, una cánula bilateral se implanta estereotizaxóxamente en el estriado y se introduce una canula única adicional en el cerebelo. Las cánulas están conectadas a través de tubos de vinilo a dos bombas osmóticas, que se implantan por vía subcutánea en la parte posterior de los animales y permiten la entrega crónica y precisa de ouabain. El modelo farmacológico del ratón para el distonismo-parkinsonismo de inicio rápido tiene la ventaja adicional de recapitular las características clínicas y patológicas de los portadores de mutaciones asintomáticas y sintomáticas. Al igual que los portadores de mutaciones del parkinsonismo de distonía de inicio rápido, los ratones perfundidos con ouabaína desarrollan movimientos similares a la distonía sólo después de una exposición adicional al estrés. Demostramos un paradigma de estrés suave e introducimos dos sistemas de puntuación modificados para la evaluación de un fenotipo motor.

Introducción

Las ventajas de una entrega continua de medicamentos directamente en el cerebro son numerosas. Inyecciones repetitivas y frecuentes, que representan un factor de estrés innecesario para los animales, se puede evitar y se puede lograr una concentración intracerebral más constante de la droga. Esto es especialmente válido cuando los medicamentos administrados sistémicamente no logran penetrar fácilmente la barrera hematoencefálica. Por otra parte, la administración de fármacos crónicos a través de bombas osmóticas permite la entrega localizada de sustratos que de otro modo tendrían efectos secundarios en todo el sistema. Los fármacos pueden ser entregados de una manera dirigida a las estructuras cerebrales deseadas, el efecto resultante puede ser rastreado directamente. Esto se puede utilizar para una serie de aplicaciones, tales como el estudio de efectos terapéuticos, así como el estudio de los pathomecanismos. Esta última aplicación se utilizó en el proyecto aquí presente con el fin de crear un modelo de ratón farmacológico para la distonía.

El análisis y la comprensión de los síndromes distónicos, que representan el tercer trastorno de movimiento más común, se han visto muy limitados por el hecho de que los modelos genéticos animales en gran medida no reproducen el fenotipo de la enfermedad que se encuentra en el ser humano enfermo, así como la fisiopatología. Este problema no se limita a los síndromes distónicos, pero de hecho se refiere a muchos modelos de roedores transgénicos en el campo de los trastornos del movimiento^1,2. La razón de la falta de un fenotipo en los modelos de roedores transgénicos podría basarse en mecanismos compensatorios altamente eficaces³. En el caso de la distonía, la enfermedad se caracteriza por contracciones musculares involuntarias que causan movimientos de torsión y posturas anormales⁴. El estudio de las causas secundarias (es decir, lesiones cerebrales) de los síntomas distónicos, ha ayudado a identificar las estructuras implicadas en la manifestación de estas anomalías motoras, como los ganglios basales⁵. Los estudios de imágenes cerebrales de formas hereditarias de distonía han mostrado anomalías funcionales en casi todas las regiones cerebrales responsables del control motor y la integración sensorial^6,,7. Sin embargo, todavía se necesitan modelos de roedores para profundizar la comprensión de las disfunciones neuronales a nivel de red molecular y a gran escala, así como para el desarrollo de opciones terapéuticas. Aquí es donde los modelos farmacológicos de ratón ofrecen la posibilidad de replicar las características clínicas y patológicas de una enfermedad de una manera más precisa.

Distonismo de inicio rápido (DYT/PARK-ATP1A3; RDP; DYT12) es una de las formas hereditarias de distonía. Es causada por mutaciones de pérdida de función en el gen ATP1-3, que codifica para la subunidad de 3 de la Na⁺/K⁺-ATPase⁸. Además, se reconoce que los portadores de mutaciones genéticas pueden estar libres de síntomas durante años antes de desarrollar agudamente distonía generalizada persistente y Parkinson después de la exposición a un evento estresante. De hecho, la penetración de DYT/PARK-ATP1A3 es incompleta y eventos estresantes que actúan como un rango desencadenante desde el sobreesfuerto físico y las temperaturas extremas hasta el consumo excesivo de alcohol e infecciones^9,,10. Con el fin de estudiar DYT/PARK-ATP1A3 y encontrar posibles intervenciones terapéuticas, se ha intentado numerosas veces imitar el desarrollo de la enfermedad dependiente del estrés en modelos de roedores. Sin embargo, aparte del modelo genético existente de ratón DYT/PARK-ATP1A3, donde los movimientos transitorios anormales y convulsionados fueron inducidos por hipotermia, todos los modelos de ratón genético publicados para DYT/PARK-ATP1A3 no han podido producir síntomas dónicos^1,,11,,12. Antes, Calderón y otros demostraron que el bloqueo bilateral de la subunidad 3 en los ganglios basales y el cerebelo a través del glucósido cardíaco ouabain en ratones de tipo salvaje resulta en una alteración leve de la marcha¹³. La exposición adicional a las descargas eléctricas del pie en un ambiente cálido condujo a un fenotipo dismónico y bradicinético, lo que demuestra que la perfusión crónica y dirigida de ouabain seguida de estrés imita con éxito el fenotipo DYT/PARK-ATP1A3.

Sin embargo, exponer a los animales a descargas eléctricas en los pies en un ambiente cálido de 38-40 oC durante un período de dos horas induce dolor y ansiedad en los animales, que representan factores confusos, especialmente para la evaluación de los cambios en el sistema de catecolaminas relacionados con el desarrollo de la distonía. Por lo tanto, aquí describimos un tipo diferente de paradigma de estrés con alto valor traslacional, que se relaciona con el hecho de que el ejercicio leve a moderado se han descrito como desencadenantes en los pacientes DYT/PARK-ATP1A3⁹. Además, el ejercicio repetitivo es un desencadenante bien conocido para la distonía focal¹⁴. Los ratones fueron sometidos repetidamente a desafiantes tareas motoras compuestas por tres descendientes de un poste de madera ("prueba de polo") y tres corridas en un aparato Rotarod ("prueba de rendimiento de Rotarod"). La colocación de animales en la parte superior de un poste de madera de 50 cm se utilizó para obligar a los animales a descender, el aparato Rotarod fue empleado para someter a los ratones a la actividad forzada colocándolos en una varilla giratoria.

La caracterización del fenotipo motor de un modelo de ratón para la distonía es particularmente difícil debido a la falta de pruebas y puntuaciones predefinidas. Sin embargo, una variación de una evaluación de la discapacidad motora se ha utilizado repetidamente en los últimos años con el fin de evaluar la gravedad y la distribución de los movimientos similares a la distonía en roedores^13,,15,,16. Aquí presentamos una versión modificada de la escala de clasificación de distonía, que resultó ser eficaz en la evaluación del fenotipo similar a la distonía de los animales cuando se observa durante un período de tiempo de cuatro minutos. Como segundo método para evaluar los movimientos similares a la distonía, presentamos un sistema de puntuación recientemente desarrollado para la evaluación de movimientos anormales durante una prueba de suspensión de cola. Permite la evaluación de la frecuencia y duración de los movimientos y posturas similares a la distonía de las extremidades delanteras, las extremidades posteriores, así como el tronco.

Protocolo

Todos los procedimientos se realizaron de conformidad con las directrices internacionales, nacionales y/o institucionales aplicables para el cuidado y uso de animales. Las autoridades locales del Regierung von Unterfranken, Wurzburgo, Alemania, aprobaron todos los experimentos con animales.

1. Priming de bombas osmóticas

NOTA: Este paso debe realizarse al menos 48 horas antes de la cirugía. Las bombas osmóticas ALZET deben rellenarse previamente para garantizar que la velocidad de bombeo alcance un estado estable antes de la implantación.

1. Prepare previamente la solución deseada para la perfusión crónica. Asegúrese de que el disolvente y el agente sean compatibles con las bombas osmóticas y los catéteres. Para el proyecto en el presente documento, descongele una solución de 10x en stock de ouabain (almacenada a -20 oC) a temperatura ambiente y vórtice durante 10 s.
   ADVERTENCIA: Ouabain es tóxico: debe manipularse únicamente con guantes y abrirse solo bajo una capucha estéril para evitar la inhalación.
2. Encienda la capucha estéril; desinfectar la campana, así como todos los instrumentos y material necesarios antes de ponerlos bajo el capó.
3. Póngase guantes quirúrgicos antes de manipular las bombas osmóticas. Preparar por separado la solución de ouabain designada para las bombas del estriado y el cerebelo.
   NOTA: Tenga en cuenta que la concentración de la solución en la bomba para el estriado debe duplicarse en comparación con la concentración de la solución en la bomba designada para el cerebelo. Esto se debe al hecho de que la bomba para el estriado está conectada a una cánula doble, el caudal, sin embargo, es el mismo que para la bomba del cerebelo, que está conectado a una sola cánula.
4. Calcule la cantidad de solución necesaria utilizando la siguiente fórmula:
   Tipo de entrega en masa (k_o) - tasa de entrega de volumen (Q) x concentración del agente en el vehículo (C_d)
   Para el presente proyecto, las bombas osmóticas se prepararon y llenaron con solución de ouabain a una concentración de 11,2 ng/h o 0,9% de solución salina para el grupo de control.
5. Vortex ambas soluciones de ouabain para 10 s y filtro estéril (es decir, filtro de extremo de jeringa de 0,22 m) en tubos de microcentrífuga nuevos separados, utilizando un filtro diferente para cada solución.
6. Pesar las bombas osmóticas vacías junto con el moderador de flujo (aproximadamente 0,4 g).
7. Llene una jeringa de 1 ml con una cánula de llenado de 27 G (preferiblemente con una punta contundente) con solución estéril de ouabain filtrada o solución para vehículos.
8. Saque todas las burbujas de aire de la jeringa, sostenga la bomba osmótica en posición vertical, inserte la cánula hasta el final en la bomba y llene lentamente el depósito hasta que aparezca un exceso de solución en la parte superior (evitar el llenado rápido, ya que esto puede provocar burbujas de aire en la bomba). A continuación, inserte el moderador de flujo en la bomba (el exceso de solución debe aparecer en la parte superior).
9. Tire del moderador de flujo (alrededor de 5 mm), quite cuidadosamente la brida blanca con tijeras y conecte un trozo de tubo de vinilo al moderador de flujo. Asegúrese de que el catéter tenga una longitud de aproximadamente 2 cm para permitir la movilidad adecuada del animal.
10. Pesar la bomba osmótica llena una vez más para asegurarse de que la diferencia de peso entre la bomba llena y vacía es concordante con el peso esperado de la solución cargada.
    NOTA: Para la mayoría de las soluciones acuosas, este peso es igual al volumen de las microlitros. Si el peso no se corresponde con el volumen esperado, el aire podría quedar atrapado dentro de la bomba, que necesita ser vaciado y rellenado.
11. Para el cebado de las bombas, prepare dos tubos de microcentrífuga de 2 ml, un tubo para el estriado y otro para el cerebelo.
12. Sumerja las bombas en los tubos de microcentrífugas llenos a mitad de camino con una solución salina del 0,9%. No sumerja el extremo abierto del catéter. Coloque los tubos de microcentrífuga en un termociclador durante 48 h a 37 oC para garantizar que la bomba haya alcanzado una velocidad de bombeo constante antes de la implantación y que los catéteres estén precargados.

2. Implantación de cánulas y bombas osmóticas

1. Colocar el ratón (masculino, C57Bl/6N, 11-12 semanas de edad) en una cámara diseñada para la anestesia por inhalación; establecer el caudal de isoflurano en 2-3% y el caudal de oxígeno a 2 L/min.
2. Después de que el ratón está profundamente anestesiado de acuerdo con los protocolos aprobados, afeitar la parte superior de la cabeza del animal, cuello dorsal y tercio proximal de la espalda.
3. Colocar el animal en un marco estereotáctico y continuar la anestesia con isoflurano a través de una máscara de anestesia de ratón diseñada para el instrumento estereotáctico (tasa de flujo de isoflurano 1.5-2%, 2 L/min de oxígeno).
4. Usando puntas de goma o barras de orejas no de ruptura, fija la cabeza del animal en el marco estereotáctico, teniendo cuidado de que la cabeza esté nivelada.
5. Para evitar la hipotermia, coloque una almohadilla de calentamiento debajo del animal, inserte una sonda de temperatura rectal y ajuste la temperatura a 37 oC. Proteja los ojos del animal de secarse usando una gota de pomada oftálmica en cada ojo.
6. Aplicar un analgésico, como carprofeno (5 mg/kg de peso corporal), por vía subcutánea antes de comenzar la cirugía.
7. Con una jeringa inyectar por vía subcutánea hasta 0,2 ml de bupivacaína 0,25% y esperar 30 s para que la anestesia local surta efecto.
8. Desinfectar bien las áreas afeitadas con un antiséptico, como dihidrocloruro de octenidina.
9. Después de una desinfección exhaustiva del área quirúrgica, utilice un bisturí para colocar una incisión en la parte superior de la cabeza y use tijeras para continuar la incisión hasta las extremidades delanteras. Exponga el cráneo con la ayuda de abrazaderas de bulldog y limpie el periosteum con un aplicador estéril con punta de algodón.
10. Alinee un bolígrafo o la punta de una cánula teñida de tinta negra con bregma y utilice las coordenadas adecuadas para marcar los tres puntos de entrada de las cánulas cerebrales en el cráneo (coordenadas para los orificios bilaterales necesarios para la perfusión de los ganglios basales: anterior/posterior: + 0,74 mm, medial/lateral: +/- 1.50 mm (+ indicando el lado derecho, - el lado izquierdo en relación con bregma); coordenadas para el agujero en la línea media del cerebelo: anterior/posterior: - 6.90 mm). A continuación, taladre cuidadosamente los orificios para la doble cánula designada para los ganglios basales y la cánula única designada para el cerebelo (Figura 1A).
11. Taladre un cuarto agujero para un pequeño tornillo entre el estriado y el cerebelo. Este tornillo eventualmente se incrustará en el cemento dental y proporcionará sujeción adicional para las cánulas. Usando fórceps finos y un destornillador, introduzca cuidadosamente el tornillo en el agujero pequeño hasta que esté firmemente fijado en el cráneo. No implante el tornillo demasiado profundamente, ya que esto daña el tejido cerebral.
    NOTA: Se recomienda continuar con la implantación de la bomba osmótica antes de insertar las cánulas osmóticas. Esto evita causar daños accidentales a las cánulas al implantar las bombas.
12. Con el fin de crear un pequeño bolsillo para la bomba osmótica en cada lado de los animales de la espalda, utilice fórceps de tejido para separar las capas de tejido subcutáneo. Avance los fórceps hacia una pata trasera y abra ligeramente los fórceps para ensanchar el bolsillo subcutáneo. Repita el mismo procedimiento para el otro lado, primero retirando los fórceps de la incisión y luego empujándolos suavemente hacia la segunda pata trasera.
    NOTA: El bolsillo debe permitir que la bomba se deslice fácilmente, sin embargo, no debe tener demasiado espacio para moverse debajo de la piel.
13. Con la ayuda de fórceps de tejido tomar la primera bomba junto con la pieza conectada de tubo y deslizarlo en un bolsillo subcutáneo. Repita el mismo procedimiento con la segunda bomba.
14. Usando un soporte de minibomp, introduzca una sola cánula osmótica con una longitud personalizada de 3,0 mm en el orificio perforado en la línea media del cerebelo. Separe el cabezal de la cánula con cuidado y fije la cánula, así como el pequeño tornillo con cemento dental, teniendo cuidado de no cubrir la pieza de conexión para el tubo de la bomba osmótica. Asegúrese de que el cemento dental que rodea la cánula se ha secado completamente antes de continuar con la cirugía.
15. Antes de insertar una cánula doble con una distancia centro-centro de 3,0 mm y una longitud a medida de 4,0 mm en los orificios perforados bilateralmente por encima de los ganglios basales, adjunte dos trozos cortos de tubo de vinilo (0,5 cm) a las dos piezas de conexión de la cánula doble. Conecte los tubos de vinilo con un adaptador de bifurcación y rellene cuidadosamente todo el sistema de tubos, incluido el adaptador y la cánula con solución de ouabain o vehículo (temperatura ambiente, estéril filtrada previamente). Esto se puede hacer mejor con una jeringa de 1 ml y una cánula de llenado de 27 G introducida en el extremo trasero único del adaptador de bifurcación(Figura 1B).
16. Con un soporte de minibomp, inserte cuidadosamente la cánula doble en los orificios bilaterales. Utilice una abrazadera para separar la cabeza de la cánula y fijar la cánula doble con cemento dental.
17. Conecte los catéteres de las bombas osmóticas al adaptador de bifurcación, así como a la cánula única, respectivamente. Asegúrese de que los catéteres tengan una fuerte sujeción en los trozos de conexión de las cánulas.
    NOTA: Ambas bombas tienen un caudal igual, así que tenga cuidado de conectar la bomba osmótica con la solución doble concentrada al adaptador de bifurcación para asegurarse de que la misma concentración alcance tanto el ganglio basal como el cerebelo.
18. Cerrar la incisión en la parte posterior de los animales con puntos de sutura en la medida de lo posible en la dirección del cráneo, teniendo cuidado de no estirar demasiado la piel(Figura 1C).
19. Inyectar por vía subcutánea 0,5 ml de 0,9% de solución salina, que debe tener temperatura corporal, en un pliegue de la piel a cada lado de la parte posterior de los animales con el fin de evitar la deshidratación de los ratones, evitando cuidadosamente las bombas.

3. Desafío del motor

1. Los ratones sujetos con problemas de ouabain o vehículos a tareas motoras desafiantes como una forma de exposición leve al estrés 4 h después de la cirugía y repetitivamente cada 24 h después con el fin de inducir movimientos similares a la distonía. Esto no incluye una caracterización del comportamiento; su propósito es inducir un mayor nivel de estrés en comparación con el mantenimiento normal de la jaula.
2. Coloque el ratón sobre un poste de madera de superficie rugosa de 50 cm con un diámetro de 1 cm, mirando hacia abajo. Asegúrese de que el poste se coloca en una jaula grande con suficiente ropa de cama en caso de caídas. No es necesario medir el tiempo de descenso, pero mirar hacia fuera para las hiperextensiones involuntarias de las extremidades delanteras y las extremidades posteriores presentadas por los animales perfundidos con ouabain mientras desciende el polo. Deje que los ratones desciendan el polo tres veces y permitan 2 minutos de recuperación entre los descensos.
   NOTA: Los ratones con perfusión de Ouabain deben presentar los primeros síntomas como bradiquinesia 4 h después de la cirugía. Sin embargo, 24 h después de la cirugía los ratones deben comenzar a presentar hiperextensiones involuntarias de las extremidades delanteras y las extremidades posteriores como un signo de movimientos similares a la distonía durante la descender.
3. Para la segunda tarea motora, coloque los ratones en la varilla giratoria como se hace para la prueba de rendimiento de Rotarod. El aparato Rotarod no se utiliza como medida de la latencia a caer, el objetivo es someter a los ratones a la actividad forzada. Coloque los ratones en la varilla giratoria tres veces y permita 2 minutos de recuperación entre las pruebas.
   NOTA: Para aumentar la exposición al estrés, utilice un aparato Rotarod acelerado. Para el proyecto descrito en el presente documento, la varilla acelera de 5 a 50 rpm durante un período de tiempo establecido de 300 seg.
4. Deje que los animales se recuperen durante 30 minutos entre la prueba de polo y la prueba de rendimiento de Rotarod y de nuevo otros 30 minutos antes de anotar para movimientos similares a la distonía como se describe en el paso de protocolo 4. Entre las exposiciones de tensión repetitivas, permita que los ratones se recuperen durante intervalos de 24 h.

4. Sistemas de puntuación para la evaluación de movimientos similares a la distonía

NOTA: El experimentador debe estar cegado a la asignación de grupo analizada para evitar sesgos. Las pruebas conductuales utilizadas para caracterizar el fenotipo de los ratones son dos sistemas de puntuación: una escala de clasificación de distonía que califica movimientos anormales, movimientos similares a la distonía y una puntuación de comportamiento mediante la prueba de suspensión de la cola. Evaluar los movimientos similares a la distonía después de un tiempo de recuperación de 30 minutos después de la exposición al estrés leve.

1. Escala de clasificación de distonía
   NOTA: Debido a la falta de tareas de comportamiento predefinidas, la escala de clasificación de distonía se estableció como un sistema de puntuación basado en observadores similar a las escalas de calificación clínica de la distonía humana. Es una versión modificada de la escala de clasificación de distonía utilizada por Calderón et al.¹³.
   1. Registre la postura y la marcha de los animales durante un período de 4 minutos después de que los animales hayan sido colocados en una caja de plástico o madera.
   2. Puntuación para la frecuencia y distribución de movimientos similares a la distonía de 0 a 4 puntos: (0) comportamiento motor normal; (1) comportamiento motor anormal, sin movimientos similares a la distonía; (2) deterioro motor leve con movimientos focales leves similares a la distonía; (3) deterioro motor moderado con movimientos focales graves similares a la distonía; (4) deterioro grave, con movimientos sostenidos y generalizados similares a la distonía (Figura 2). Considera los siguientes movimientos o posturas como distonía: hiperextensión de las extremidades frontales, postura ancha o hiperextensión de las extremidades traseras, así como cifosis. Considere la distonía como focal en caso de que una sola parte del cuerpo se vea afectada y como generalizada en caso de que el tronco y al menos otras dos partes del cuerpo se vean afectados.
2. Prueba de suspensión de cola
   NOTA: La prueba de suspensión de la cola se utiliza a menudo para observar y puntuar para el cierre de la extremidad posterior. Sin embargo, se trata de un fenotipo altamente inespecífico que indica una deficiencia motora. El siguiente protocolo propone un sistema de puntuación específico para movimientos similares a la distonía. Debido a la generalización de la distonía en pacientes con DYT/PARK-ATP1A3, los movimientos similares a la distonía deben evaluarse en las extremidades delanteras, tronco y extremidades posteriores. Se desarrolló un sistema de puntuación recién desarrollado de 0-8 puntos, una puntuación total < 2 indicó que no había movimientos similares a la distonía (Figura 3).
   1. Levante el ratón por la cola cerca de su base y levante al animal. Grabe un vídeo de 2 minutos de la prueba de suspensión de cola y asigne una puntuación en un análisis posterior y exhaustivo de la grabación.
   2. Puntuar las extremidades delanteras de 0 a 4 puntos, donde las retracciones tónicas repetidas o sostenidas de una o ambas extremidades delanteras, así como una hiperextensión combinada con el cruce de las extremidades delanteras, se clasificaron como distonía: (0) no hay movimientos anormales; (1) reducción del movimiento de las extremidades delanteras con hiperextensión de las patas observadas al 50% del tiempo registrado; (2) movimientos leves similares a la distonía de las extremidades delanteras < 50% del tiempo registrado; (3) movimientos leves similares a la distonía de las extremidades delanteras a 50% del tiempo registrado o graves < 50% del tiempo registrado; (4) movimientos graves similares a la distonía de las extremidades delanteras a 50% del tiempo registrado.
      NOTA: El cierre de hindlimb es un movimiento anormal que no debe ser puntuado como distonía.
   3. Puntuar las extremidades posteriores de 0 a 3 puntos, donde la retracción y el apretamiento de las extremidades traseras, así como la hiperextensión sostenida, se evaluaron como distonía: (0) no hay movimientos anormales; (1) reducción del movimiento de las extremidades posteriores con hiperextensión de las patas observadas al 50% del tiempo registrado; (2) movimientos similares a la distonía de una extremidad posterior; (3) movimientos similares a la distonía de ambas extremidades posteriores.
   4. En caso de distorsión truncal > 80% del tiempo registrado, se añade un punto adicional a la puntuación.
   5. Coloque al animal de nuevo en su jaula.

Resultados

La Figura 4 ha sido modificada de Rauschenberger et al.¹⁷. Para el análisis de datos tanto de la escala de clasificación de distonía (A) como de la prueba de suspensión de cola (B), calcule la puntuación total para cada punto de tiempo para cada animal. La media de cada punto de tiempo y cada grupo debe trazarse en un gráfico adecuado. Debe investigarse la distribución de los valores y debe aplicarse la prueba estadística adecuada para determinar la importancia. Con un número suficiente de animales, se puede detectar un fenotipo motor tanto con la escala de clasificación de distonía como con la evaluación de movimientos anormales en la prueba de suspensión de la cola. El fenotipo similar a la distonía se demuestra por la puntuación motora significativamente más alta en ambas evaluaciones en el grupo de ouabain-perfused, estresado en comparación con los ratones con oabain-perfused, no estresados, así como en los ratones de control.

Figura 1: Los principales pasos quirúrgicos para la implantación de cánulas y bombas osmóticas. (A) Para las coordenadas indicadas, los agujeros deben perforarse bilateralmente para la doble cánula designada para los ganglios basales y para la cánula única colocada en la línea media del cerebelo. Las dos bombas osmóticas completamente construidas se muestran a cada lado del animal. (B) La imagen muestra una cánula única implantada en el cerebelo, fijada con cemento dental. La cánula doble de los ganglios basales debe conectarse al adaptador de bifurcación y rellenarse previamente con ouabain antes de la implantación. (C) Imagen del procedimiento terminado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Evaluación de movimientos similares a la distonía con una escala de clasificación de distonía. Durante un video de 4 min, se puntuaron movimientos similares a la distonía basados en la distribución corporal y la duración. La hiperextensión involuntaria de las extremidades delanteras, una postura amplia o hiperextensión de las extremidades posteriores, así como la cifosis, fueron calificadas como similares a la distonía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Evaluación de movimientos similares a la distonía durante una prueba de suspensión de la cola. El sistema de puntuación recientemente desarrollado para movimientos anormales durante una prueba de suspensión de cola de 2 minutos evalúa movimientos similares a la distonía en las extremidades delanteras, las extremidades traseras y el tronco de 0 a 8 puntos en total. Para las extremidades delanteras, una hiperextensión y cruce de las extremidades delanteras, así como una flexión tónica hacia el tronco calificado como distonía. Para las extremidades posteriores la hiperextensión involuntaria, así como la retracción con extensión sobre la línea media se puntúan como distonía. Una distorsión truncal superior al 80% del tiempo registrado se anotó con un punto. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Gráficos representativos de la escala de clasificación de distonía y la prueba de suspensión de cola. (A) El gráfico muestra la escala de clasificación de la distonía para ratones con perfumo NaCl (línea negra punteada), ratones con perfusias, no estresados (línea naranja punteada) y ratones con estresado yfuentes de ouabain (línea azul oscura). Para cada punto de tiempo, se muestran los valores medios - error estándar de la media (SEM). (B) El diagrama muestra la evaluación de los movimientos anormales durante una prueba de suspensión de cola de 2 minutos para ratones con forfuente NaCl, estresados (línea negra punteada), ratones sin estresados, sin estrés (línea naranja punteada) y ratones con estresado y estresados (línea azul oscuro). Se realizó un análisis estadístico para la escala de clasificación de distonía y la puntuación de la prueba de suspensión de cola utilizando la prueba Mann-Whitney de dos colas. La corrección de Bonferroni-Holm de los valores p mostró una diferencia significativa para el período observacional de 72 h. Azul oscuro * denotan diferencias significativas entre los ratones con oabaína, los ratones estresados y los ratones sin estresados, los ratones no estresados, el negro * denotan diferencias significativas entre ratones con forfuentes naCl, ratones estresados y ratones con estrés, así como entre ratones con forfusia naCl, estresados y sin estresados. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Este modelo farmacológico farmacológico DYT/PARK-ATP1A3 permite el análisis detallado de los cambios estructurales y neuroquímicos intracerebrales inducidos únicamente por la inhibición de la bomba de iones de sodio-potasio en los ganglios basales y el cerebelo, así como alteraciones relacionadas con la exposición al estrés. En el caso de ratones, se puede implantar por vía subcutánea un máximo de dos bombas osmóticas. Aquí presentamos un método que detalla la administración crónica de fármacos a múltiples estructuras cerebrales mediante la implementación de una doble cánula conectada a un adaptador de bifurcación además de una sola cánula. Esta metodología se puede utilizar para cualquier aplicación que requiera múltiples estructuras cerebrales para ser perfundido simultáneamente y crónicamente.

Presentamos un modelo de ratón de un trastorno de movimiento raro, donde los pacientes desarrollan síntomas permanentes después de la exposición al estrés. Esta presunta interacción genético-ambiental todavía no se entiende bien, pero podría representar uno de los pathomecanismos clave en el desarrollo de DYT/PARK-ATP1A3. En el pasado se han publicado diferentes métodos de exposición de ratones al estrés que incluyen descargas eléctricas de pies, retención, ambiente frío o cálido y exposición a diversos olores^11,,12,,13. En un esfuerzo por exponer a los ratones a un factor de estrés leve con valor traslacional, aquí describimos la sujeción repetitiva de ratones a tareas motoras desafiantes. Para la prueba de polos, los animales perfundidos con ouabain revelaron hiperextensión involuntaria de extremidades delanteras y extremidades traseras. Estos movimientos fueron muy similares a los movimientos similares a la distonía observados durante la grabación de vídeo de 4 minutos de los animales, así como la prueba de suspensión de la cola. La aplicación de estrés leve en forma de tareas motoras desafiantes podría resultar útil en otros modelos de ratón que muestran síntomas motores o neurodegeneración, donde las interacciones genoambien influyen masivamente en el grado de progresión de la enfermedad.

Hay una falta general de tareas de comportamiento predefinidas, así como escalas de clasificación para clasificar movimientos y posturas anormales en ratones. La mayoría de las tareas motoras disponibles revelan anomalías inespecíficas, como el cierre de la extremidad posterior, que es un fenómeno bien conocido en muchos modelos de ratón de trastornos del movimiento con neurodegeneración^18,19. Sin embargo, para la caracterización adecuada de un fenotipo, es necesario analizar si el modelo de ratón recapitula las características más destacadas de la enfermedad. Aquí, presentamos la versión modificada de una escala de clasificación de distonía utilizada anteriormente para la evaluación de la discapacidad motora en los modelos de ratón de distonía^15,,16. Además, desarrollamos un sistema de puntuación basado en observadores para la prueba de suspensión de cola, que se estableció de forma similar a las escalas de clasificación clínica de la distonía humana. Ambas escalas de clasificación muestran una puntuación significativamente más alta en ratones con infusifundidos con ouabain, estresados en comparación con los animales perfusores de ouabain, así como los animales con perfumo de vehículo. Los inconvenientes de cualquier sistema de puntuación basado en observadores son la formación necesaria de los calificadores para garantizar una puntuación coherente y reducir la variabilidad de los observadores, así como el peligro de un posible sesgo del calificador si no está completamente cegado al grupo analizado. Sin embargo, los sistemas de puntuación basados en observadores todavía presentan un método de fácil acceso para caracterizar un fenotipo y se pueden adaptar al modelo de ratón analizado, como se hace en el presente proyecto para la evaluación de movimientos similares a la distonía. Para garantizar una puntuación coherente entre los diferentes calificadores, los videos de capacitación deben estar disponibles. Para reducir cualquier sesgo potencial, se recomienda que los diferentes calificadores puntúan los mismos clips de vídeo y que se promedian las puntuaciones individuales. Ambos sistemas de puntuación mencionados en este trabajo registran la presencia de movimientos similares a la distonía en animales. Las escalas de clasificación se pueden adaptar de acuerdo con los requisitos específicos dentro de un proyecto, como se hizo anteriormente por Ip et al., donde únicamente las extremidades posteriores se puntuaron para movimientos similares a la distonía en un modelo de ratón para distonía 1 (DYT-TOR1A)²⁰. Las escalas de clasificación pueden complementarse con otros sistemas de puntuación publicados anteriormente, evaluando, por ejemplo, el grado de bradiquinesia en roedores como se hace con la puntuación de discapacidad de la locomoción por Calderón et al.¹³.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% saline	Fresenius Kabi		PZN06178437
Alzet osmotic pumps	Durect	4317	model 1002, flowrate 0.25 μL/h
Anchor Screws	AgnTho's	MCS1x2	2 mm long with a thread of 1mm O.D.
Bulldog Clamps	AgnTho's	13-320-035	straight, 3.5 cm
Bupivacain 0.25% Jenapharm	mibe GmbH Arzneimittel
Cannula and Minipump Holder	Stoelting Co.	51636	designed to hold 3.4 mm cannula heads
Cannula Bifurcation	Plastics One	21Y	custom made
Cannula tubing	Plastics One	C312VT/PKG	vinyl, 0.69 mm x 1.14 mm
Dumont #5SF forceps	Fine Science Tools	11252-00	fine forceps
eye cream Bepanthen	Bayer Vital GmbH
Gas Anesthesia Mask for Stereotaxic, Mouse	Stoelting Co.	56109M
Hardened fine scissors	Fine Science Tools	14090-09
High Speed Rotary Micromotor Kit	Foredom	K.1070-2
Isoflurane CP 1 mL/mL, 250 mL	cp-pharma	1214	prescription needed
Isoflurane System Dräger Vapor 19.3	Dr. Wilfried Müller GmbH
Kallocryl A/C	Speiko	1615	dental cement, liquid
Kallocryl CPGM rot	Speiko	1692	dental cement, red powder
Mouse and neonates adaptor	Stoelting Co.	51625	adaptor for mice for a traditional U-frame
needle holder	KLS Martin Group	20-526-14
Non-Rupture Ear Bars and Rubber Tips f/ Mouse Stereotaxic	Stoelting Co.	51649
Octenisept	Schülke	118211
Osmotic Pump Connector Cannula for Mice, double	Plastics One	3280PD-3.0/SPC	28 Gauge, length 4.0 mm, c/c distance 3.0 mm
Osmotic Pump Connector Cannula for Mice, single	Plastics One	3280PM/SPC	28, Gauge, custom length 3.0 mm
Ouabain octahydrate 250 mg	Sigma-Aldrich	03125-250MG	CAUTION: toxic
Precision balance	Kern & Sohn	PFB 6000-1
Rectal Thermal Probe	Stoelting Co.	50304
Rimadyl 50 mg/mL, injectable	Zoetis		Carprofen, prescription needed
Rodent Warmer X1 with Mouse Heating Pad	Stoelting Co.	53800M
RotaRod Advanced	TSE Systems
screw driver set	AgnTho's	30090-6
Stainless Steel Burrs	AgnTho's	HM71009	0.9 mm Ø burr
Stainless Steel Burrs	AgnTho's	HM71014	1.4 mm Ø burr
StereoDrive	Neurostar		software
Stereotaxic instrument	Stoelting Co.		custom made by Neurostar
Stereotaxic robot	Neurostar
suture: coated vicryl, polyglatin 910	Ethicon	V797D
ThermoMixer C	Eppendorf AG	5382000015