Un modelo de entrenamiento crónico de intervalos de alta intensidad y obesidad inducida por la dieta para maximizar el esfuerzo de ejercicio e inducir cambios fisiológicos en ratas

Resumen

Este artículo presenta las respuestas morfométricas y los resultados del rendimiento del entrenamiento de un protocolo de entrenamiento en intervalos de alta intensidad (HIIT) en un modelo de rata Sprague-Dawley de obesidad inducida por la dieta. El propósito de este protocolo fue maximizar la intensidad del ejercicio y determinar las respuestas fisiológicas al HIIT en ratas delgadas y obesas.

Resumen

En comparación con el entrenamiento continuo-moderado o de baja intensidad, el entrenamiento en intervalos de alta intensidad (HIIT) es un método alternativo más eficiente en el tiempo que da como resultado beneficios fisiológicos similares. Este artículo presenta un protocolo HIIT que se puede utilizar para evaluar varios marcadores de salud en un modelo de rata Sprague-Dawley de obesidad inducida por la dieta. Las ratas hembras de Sprague Dawley de 21 días de edad fueron asignadas aleatoriamente a los siguientes grupos: control (CON, n = 10), entrenamiento con ejercicio (TRN, n = 10), dieta alta en grasas (HFD, n = 10) y entrenamiento con dieta/ejercicio alto en grasas (HFD/TRN, n = 10). Las dietas de control consistieron en comida de laboratorio comercial con un 10% de kilocalorías (kcal) de grasa (3,82 kcal/g), y las dietas altas en grasa (HFD) consistieron en un 45% de kcal de grasa (4,7 kcal/g). Los animales tuvieron acceso ad libitum a su dieta asignada durante todo el estudio. Después de un período de inducción a la dieta de 8 semanas, las cohortes de ejercicio completaron cuatro sesiones de HIIT por semana durante 8 semanas. Cada sesión de HIIT consistió en 10 intervalos de 1 minuto de sprints/2 minutos de descanso utilizando una cinta de correr para roedores con una correa accionada por motor. Después de las 8 semanas de entrenamiento, los animales fueron sacrificados para la recolección de tejidos. Los resultados no revelaron diferencias en la distancia recorrida entre los grupos TRN y HFD/TRN, y la velocidad de entrenamiento aumentó constantemente a lo largo del estudio, con una velocidad final de carrera de 115 cm/s y 111 cm/s para los grupos TRN y HFD/TRN, respectivamente. La ingesta calórica semanal disminuyó (p < 0,05) en el grupo TRN en relación con el grupo CON, pero aumentó (p < 0,05) en el grupo HFD/TRN en relación con el grupo HFD. Por último, los animales en el HFD tuvieron mayor adiposidad (p < 0,05) y los animales entrenados tuvieron una adiposidad reducida (p < 0,05) en relación con los controles. Este protocolo demuestra un método eficiente para evaluar los efectos del HIIT en varios resultados fisiológicos en un modelo de obesidad inducida por la dieta.

Introducción

La obesidad y las afecciones comórbidas, como las enfermedades cardiovasculares, las enfermedades metabólicas y el cáncer, siguen siendo algunos de los resultados de salud más graves, costosos y prevenibles. Actualmente, más de un tercio de los adultos en los Estados Unidos y más de 1.6 mil millones de adultos en todo el mundo se clasifican como obesos de acuerdo con su índice de masa corporal (IMC; definido como el peso en kilogramos dividido por el cuadrado de altura en metros)¹. La obesidad como enfermedad es el resultado de una predisposición genética, exposiciones ambientales y una ruptura en los mecanismos normales que regulan la ingesta y el gasto energético²_. A medida que los costos humanos y financieros de la epidemia de obesidad continúan aumentando, se ha intensificado el enfoque en tratar de comprender los mecanismos involucrados en el equilibrio energético y los efectos de la dieta y el ejercicio en la lucha contra las enfermedades metabólicas.

Estudios previos han demostrado que la exposición a dietas altamente apetecibles y densas en energía estimula el consumo excesivo de alimentos^{en modelos de} ratas. El acceso ad libitum a dietas altamente apetecibles conduce a un aumento excesivo de peso como resultado del aumento de la ingesta calórica⁴. Los estudios también han demostrado que el ejercicio puede modular el apetito y mejorar la sensibilidad de la señalización de la saciedad en individuos obesos⁵. Se teoriza que esta recuperación de la sensibilidad de la señalización de la saciedad con el ejercicio está parcialmente mediada por el impacto del entrenamiento físico en la reactividad de los tejidos centrales y periféricos a la leptina, una hormona reguladora clave derivada de los adipocitos que suprime el apetito y estimula el gasto energético⁵. Si bien estos estudios han investigado una variedad de protocolos de ejercicio, no existe un consenso claro sobre qué intervención es superior ^6,7. Existe cierta evidencia que sugiere que el entrenamiento en intervalos de alta intensidad (HIIT, por sus siglas en inglés), que implica ráfagas repetidas de ejercicio extenuante entrelazadas con intervalos de recuperación, puede mejorar la regulación del apetito más que otras formas de ejercicio, como el entrenamiento con ejercicio continuo de intensidad moderada (MICT, por sus siglas en inglés), el entrenamiento continuo de intensidad vigorosa^{o la actividad} física voluntaria. Sin embargo, existen lagunas en el conocimiento sobre la interseccionalidad del entrenamiento en intervalos de alta intensidad, la dieta y la regulación del apetito.

Estudios previos también han demostrado que el ejercicio es un poderoso mediador de las comorbilidades relacionadas con la inactividad, particularmente desde la perspectiva de las alteraciones en el músculo y el tejido adiposo 9,10,11. Se plantea la hipótesis de que estos cambios en la composición conducen a la promoción de un estado antiinflamatorio que puede ser responsable de la mejora del riesgo de enfermedad observado con el ejercicio¹². Se ha postulado que las mioquinas, que son citoquinas, otras proteínas pequeñas y péptidos proteoglicanos liberados por el músculo esquelético durante las contracciones musculares, moderan los resultados antiinflamatorios asociados con la actividad física. Por el contrario, se ha demostrado que las adipocinas, moléculas de señalización celular producidas por el tejido adiposo, desempeñan principalmente un papel más deletéreo y contribuyen a la promoción de un estado inflamatorio^13,14,15,16. Si bien existe evidencia significativa que demuestra que las alteraciones de la composición observadas con MICT promueven resultados positivos para la salud, se ha realizado menos trabajo para evaluar los beneficios potenciales del HIIT^{1 7,18}.

Por último, las enfermedades cardiovasculares están bien establecidas como la principal causa de morbilidad en humanos y están altamente correlacionadas con la obesidad, la dieta y la actividad física¹. Este protocolo proporciona una forma eficiente de entrenar roedores para la evaluación de los efectos del entrenamiento cardiovascular en numerosos sistemas. En particular, la hipertrofia cardíaca es una marcada adaptación que se produce con el ejercicio cardiovascular. Esta hipertrofia permite contracciones cardíacas más robustas y el suministro de sangre y oxígeno a los tejidos que se ejercitan. Investigaciones anteriores sugieren que el ejercicio de alta intensidad tiene más probabilidades de inducir hipertrofia cardíaca que el ejercicio de intensidad moderada¹⁹.

Este protocolo ayuda a llenar los vacíos en la literatura al proporcionar un enfoque para examinar los efectos del HIIT en la regulación del apetito, los cambios en la composición (por lo tanto, los cambios en las mioquinas y adipoquinas) y las adaptaciones cardiovasculares en un modelo murino de obesidad inducida por la dieta. Además, los aumentos de intensidad basados en el rendimiento maximizan los resultados del entrenamiento y aseguran que los animales no se adapten al entrenamiento de ejercicio y se acerquen a una intensidad moderada más adelante en el protocolo de entrenamiento.

El objetivo general de este método es maximizar el esfuerzo de ejercicio e identificar los cambios fenotípicos en ratas Sprague-Dawley en respuesta al HIIT, la obesidad inducida por la dieta y la interacción de estos estímulos. Este protocolo es único en comparación con otras técnicas debido a su capacidad para maximizar el esfuerzo durante todo el período de entrenamiento, incluso con aumentos en los niveles de habilidad y condición física de las ratas. También permite el análisis simultáneo del ejercicio y la obesidad, en lugar de centrarse únicamente en uno u otro. En concreto, este estudio pretendía poner a prueba las siguientes hipótesis. (1) Las velocidades de ejercicio pueden aumentar a lo largo del entrenamiento, y la distancia recorrida por las ratas en el grupo TRN puede ser mayor que en el grupo HFD/TRN²⁰. (2) La ingesta calórica semanal promedio de las ratas entrenadas puede ser mayor que la de los controles, y esto puede ser evidente dentro de cada cohorte de dieta²¹. (3) La ganancia media diaria de masa puede ser mayor en las ratas de control que en las ratas ejercitadas, y las ratas de control pueden tener una mayor masa grasa en el momento del sacrificio²¹. (4) La masa del corazón y del hígado puede ser mayor en las ratas HFD/TRN que en las ratas TRN¹⁹.

Protocolo

Todos los procedimientos descritos en el presente estudio siguieron la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, 8ª Edición. El diseño experimental fue aprobado por la Oficina de Investigación y Programas Patrocinados (ORSP, por sus siglas en inglés) bajo el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus siglas en inglés) 2019-5 en la Escuela de Medicina Osteopática de Virginia Occidental. Consulte la Tabla de Materiales y la Tabla 1 para obtener detalles adicionales sobre todos los materiales utilizados en este protocolo. En la Figura 1 se muestra un esquema general de la línea de tiempo del protocolo.

1. Diseño experimental

1. Utilice 40 ratas hembras Sprague-Dawley de 21 días de edad de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales).
2. Use el equipo de protección adecuado cuando manipule a los animales de acuerdo con las pautas de la IACUC. Estas medidas de seguridad incluyen, entre otras, el uso de guantes estériles de un solo uso, una bata de laboratorio, cubrezapatos, etc.
3. Pesar cada animal y calcular la media y el error estándar de la media para asegurarse de que los grupos no difieran en peso. Si los grupos difieren, haga coincidir los grupos con el peso corporal redistribuyendo los individuos más pesados en los grupos más ligeros y los individuos más ligeros en los grupos más pesados.
4. Divida aleatoriamente a los animales en cuatro grupos: control (CON, n = 10), control con dieta/entrenamiento con ejercicio (TRN, n = 10), dieta/control alto en grasas (HFD, n = 10) y dieta alta en grasas/entrenamiento con ejercicio (HFD/TRN, n = 10).
5. Aloje a las ratas en jaulas individuales (un animal por jaula) en un ambiente controlado (ciclos de luz/oscuridad de 12 h, 21 °C ± 2 °C, 60% ± 10% de humedad), y destete a todas las ratas a una dieta de control de comida de laboratorio comprada comercialmente (ver Tabla de Materiales) durante un período de aclimatación de 1 semana. Suministre a cada jaula dispositivos de enriquecimiento (refugio, roedores y material de anidación).
   NOTA: La dieta CON consiste en comida de laboratorio comprada comercialmente (consulte la Tabla de Materiales y la Tabla 1 para obtener detalles adicionales) con 10% de kcal de grasa (3,82 kcal/g).
6. Permita el acceso ad libitum a la comida y al agua durante todo el experimento.
7. Después del período de aclimatación de 1 semana, comience el período de dieta de 8 semanas suministrando a los grupos HFD y HFD/TRN comida HFD. El HFD chow (ver Tabla de Materiales y Tabla 1 para más detalles) consiste en un 45% de kcal de grasa (4,7 kcal/g), que representa la descomposición de macronutrientes que se encuentra en una dieta occidental típica. Garantizar que todos los animales continúen teniendo acceso ad libitum a alimentos y agua.
   1. Al comienzo de cada semana, pesa y registra la masa de comida que se le da a cada animal. Use 140 g de comida para alimentar a cada animal durante una semana completa.
   2. Para pesar la comida, coloque un bote de pesaje en una báscula digital electrónica de precisión (consulte la Tabla de materiales) y tara la báscula presionando el botón de "tara". Coloque 140 g de comida en el bote de pesaje y registre el peso (g) de la báscula. Este es el peso "antes".
   3. Coloque la comida en el comedero en la jaula de cada animal.
   4. Si un animal comienza a quedarse sin comida, pese una porción adicional (20 g por cada día restante) y agregue esa comida a la bandeja de comida. Registre la cantidad de comida adicional que se le da a cada animal. Es posible que sea necesario agregar peso en la parte superior de la comida en la tolva para permitir una mayor facilidad de consumo si los animales tienen dificultades para consumir los gránulos (como lo demuestran los gránulos redondeados en la tolva).
8. Al final de cada semana, pesa el alimento restante para cada animal. Todos los animales deberían tener sobras de comida para asegurarse de que pudieran comer ad libitum. Usando la misma escala, registre la comida restante. Este es el peso "posterior".
9. Reste el peso "después" del "peso anterior" para cada animal individual para registrar la ingesta de alimentos (g) por semana.
10. Después del período de inducción a la dieta de 8 semanas, comience el protocolo de entrenamiento HIIT para ratas en TRN y HFD / TRN. Consiste en un régimen HIIT de 8 semanas con sesiones de entrenamiento cada semana los lunes, martes, jueves y viernes (consulte el "Protocolo de entrenamiento HIIT" a continuación) entre las 08:00 a.m. y las 10:00 a.m. Asegúrese de que todos los animales tengan acceso ad libitum a sus dietas experimentales asignadas durante todo el protocolo.
    NOTA: No existe una estandarización del protocolo entre los grupos, ya que este protocolo está diseñado para maximizar el rendimiento de cada cohorte, y cada cohorte puede diferir (debido a los fenotipos inducidos por la dieta).
11. Sacrificar a las ratas 48 h después de su última sesión de ejercicio a través de la extracción de tejido vital después de la inducción de la anestesia con isoflurano inhalado (5%).
    1. Comience por asegurarse de que haya suficiente oxígeno e isoflurano en el sistema para inducir la anestesia. Abra el tanque de oxígeno girando la válvula principal (generalmente en la parte superior del tanque) en sentido contrario a las agujas del reloj. Puede o no haber una válvula reguladora que también deba abrirse en el tanque de oxígeno, dependiendo del tamaño del tanque de oxígeno. Además, verifique que el tubo de escape esté bien asegurado y que el recipiente de recolección no tenga sobrepeso.
    2. Pesa el envase antes de usarlo y anota la fecha y el peso en el costado del envase. Verifique que la llave de paso esté abierta a la cámara de inducción y que la llave de paso al cono de la nariz esté cerrada.
    3. Para inducir la anestesia, coloque al animal en la cámara de inducción y selle la cámara asegurando los dispositivos de bloqueo. Ajuste el isoflurano al 5% presionando el bloqueo de seguridad y girando el dial en sentido contrario a las agujas del reloj.
    4. A continuación, gire el dial en la base del medidor de flujo de oxígeno en sentido contrario a las agujas del reloj hasta que el medidor marque entre 1,5 y 2 L/min.
    5. Después de 1-2 minutos, cuando el animal ya no esté consciente, apague el isoflurano girando el dial en el sentido de las agujas del reloj mientras presiona el bloqueo de seguridad. Enjuague la cámara de inducción con oxígeno presionando la válvula de liberación de oxígeno durante 3-5 s. Desbloquea la cámara de inducción y retira al animal inconsciente.
    6. Coloque al animal inconsciente boca arriba y asegure un cono de nariz para administrar más anestesia. Abra la llave de paso para la entrega de la mascarilla y cierre la llave de paso para la cámara de inducción. Administre isoflurano al 5% con oxígeno al 100% para la anestesia a través de la máscara facial hasta que los reflejos del pedal estén ausentes.
       1. Compruebe los reflejos pedales aplicando una presión de pellizco en los dedos de los pies del animal anestesiado y buscando una respuesta refleja.
12. Sacrificar al animal de acuerdo con los métodos aprobados por la IACUC (que pueden variar según el estudio) y diseccionar cuidadosamente los tejidos diana para su medición y posterior análisis (tejido adiposo subcutáneo, tejido adiposo perirrenal, músculo esquelético, hígado, gónadas y corazón). Dependiendo de los protocolos de la IACUC, la eutanasia puede completarse con la decapitación con guillotina o mediante la extracción de tejido vital (corazón).
    1. Para recoger el corazón, haga una incisión debajo de las costillas y a través del diafragma.
       1. Localice el corazón y corte la vasculatura (aorta, vena cava, arteria pulmonar, vena pulmonar) con unas tijeras quirúrgicas. Agarre el corazón con fórceps y corte cualquier tejido conectivo para liberar el corazón. Trabajando rápidamente, enjuague el corazón con solución salina, limpie el exceso de líquido con una gasa y registre el peso. Si es necesario, separe el ventrículo izquierdo, el ventrículo derecho y el tabique con unas tijeras quirúrgicas y péselos individualmente.
       2. Coloque las muestras de tejido cardíaco en un criovial y congélelas rápidamente en nitrógeno líquido.
    2. A continuación, haga una incisión longitudinal en el abdomen con un bisturí y dos incisiones laterales desde la región umbilical hasta el lado lateral del animal para permitir el acceso a los órganos abdominales.
       1. Con fórceps y tijeras quirúrgicas, extirpe cualquier órgano de interés.
          NOTA: Para este estudio, se recolectaron el hígado, el tejido adiposo visceral (abdominal), el páncreas y el gastrocnemio. El tejido adiposo abdominal se extirpó en una o dos secciones grandes recortando suavemente el tejido conectivo alrededor de los órganos y la pared de la cavidad corporal. La grasa subcutánea no fue recolectada, similar a los métodos anteriores²²_.
       2. En el caso de los órganos, después de la extracción, colóquelos en un bote de pesaje limpio en una báscula tarada. Registre el peso (g) y coloque las muestras en crioviales para la congelación instantánea.
    3. Para el gastrocnemio, haga dos incisiones en los lados laterales de la parte inferior de la pierna y una horizontalmente en el tendón de Aquiles.
       1. Cortar o desgarrar el tejido conectivo que conecta la piel con la musculatura para exponer el gastrocnemio. Corta el tendón de Aquiles con unas tijeras quirúrgicas lo más cerca posible del músculo y agarra el gastrocnemio con unas pinzas.
       2. Sigue el gastrocnemio hasta el punto de conexión superior y haz un corte similar para liberar el músculo.
       3. Pesar la muestra en un bote de pesaje limpio y tarado, colocarla en un criovial y congelarla rápidamente en nitrógeno líquido.
13. Coloque inmediatamente cualquier otra muestra de tejido recolectada en crioviales, congele rápidamente en nitrógeno líquido y almacene a -80 °C. Estos tejidos se pueden guardar para futuros análisis de laboratorio, como PCR, Western blot u otros métodos, de acuerdo con los objetivos de la investigación.

2. Protocolo de entrenamiento HIIT

1. Para comenzar una sesión de entrenamiento, encienda la cinta de correr (consulte la Tabla de materiales) accionando el interruptor de encendido en la parte posterior de la unidad de control.
2. Ajuste el amortiguador de la cinta de correr a 0,00 mA girando el dial de la unidad de control en sentido contrario a las agujas del reloj hasta que el monitor marque 0,00 mA.
3. Ajuste la inclinación de la cinta de correr al 5.0% aflojando la tuerca de bloqueo en la parte inferior de la cinta de correr y ajustando la inclinación a la primera muesca. Vuelva a apretar la tuerca de bloqueo para asegurar la inclinación de la cinta de correr en esta posición.
4. Sosteniendo el cuerpo del animal con una mano, agarre suavemente la base de la cola con la otra mano y coloque al animal en un carril individual en la cinta de correr.
5. Repita el proceso hasta que los cinco carriles individuales de la cinta de correr estén ocupados por una rata de la misma cohorte.
6. Ajuste la velocidad de la cinta de correr a 45 cm/s girando el dial de velocidad en el sentido de las agujas del reloj hasta que el monitor marque 45 cm/s. Presione el botón Stop/Run para iniciar la cinta de correr y déjela correr durante 5 minutos. Presione el botón Stop/Run nuevamente para detener la cinta de correr después de 5 minutos. No se utiliza ninguna descarga eléctrica durante este tiempo.
   NOTA: Es posible que los animales necesiten estímulo con cepillos de cerdas duras para mantenerse fuera de la rejilla de choque durante las primeras etapas del protocolo para facilitar su aprendizaje de cómo usar la cinta de correr.
7. Al final de los 5 minutos, permita un descanso de 2 minutos antes de comenzar el período de entrenamiento. Gire el dial de la unidad de control en el sentido de las agujas del reloj hasta que el monitor lea la velocidad de inicio correspondiente de la sesión de entrenamiento. Utilice una velocidad de carrera inicial para la primera sesión de 55 cm/s. Para el primer sprint de cada nuevo día de entrenamiento, utiliza una velocidad inicial que sea 4 cm/s más lenta que la velocidad más alta alcanzada el día anterior.
   1. Encienda la caminadora presionando el botón Inicio , haga que los animales corran hasta que el monitor marque 1:00 (1 min) y luego detenga la caminadora presionando el botón Detener/Correr nuevamente.
   2. Agite a los animales con cepillos para estimular el movimiento hacia adelante si el animal llega a la rejilla de choque (ubicada en la parte trasera de la cinta de correr). Si algún animal por grupo de entrenamiento no responde a los cepillos más de dos veces por sesión de entrenamiento, encienda la rejilla de choque a 2.0 mA durante el resto de la sesión.
8. Después del sprint, deja que los animales descansen durante 2 min. Al final del descanso de 2 minutos, comience el siguiente sprint iniciando la cinta de correr presionando el botón Stop/Run en la unidad de control. Los detalles sobre la velocidad de la cinta de correr se definen a continuación.
   1. Aumente la velocidad en 4 cm/s para el siguiente intervalo de sprint de la velocidad anterior utilizada si los cinco animales de una cohorte completan el intervalo de sprint sin necesidad de motivación (estímulo con un cepillo de cerdas duras o tocar la rejilla de choque más de cinco veces) durante un intervalo de sprint completo de 1 minuto. La velocidad se incrementa girando la perilla de velocidad en la unidad de control en el sentido de las agujas del reloj.
   2. Utilice la misma velocidad de intervalo que el intervalo de sprint anterior si los cepillos se utilizan para animar a correr o si algún animal toca la rejilla de choque más de cinco veces en un solo sprint de 1 minuto.
   3. Reduzca la velocidad para el siguiente intervalo en 4 cm/s si un animal lucha excesivamente durante un intervalo de sprint (más de 20 s de tiempo acumulado en la rejilla de choque).
      NOTA: En nuestra experiencia, el 100% de los animales pudieron completar la carrera requerida. Sin embargo, es posible que sea necesario retirar a los animales del estudio a discreción del investigador si demuestran que no están dispuestos a correr o experimentan descargas excesivas.
   4. Registre la velocidad y la distancia recorrida para cada combate.
9. Repita el proceso para un total de 10 sesiones de entrenamiento HIIT cada día de entrenamiento. Cada sesión de entrenamiento consiste en 1 minuto de carrera de alta intensidad seguido de 2 minutos de descanso.
10. Al final de la sesión de entrenamiento, retire a cada animal de la cinta de correr y colóquelo en su jaula individual.
11. Por cada nuevo día de entrenamiento, la velocidad de carrera inicial para la primera sesión comienza a 4 cm/s más lenta que la velocidad más rápida obtenida en el entrenamiento del día anterior, con una velocidad mínima de 55 cm/s.

3. Análisis estadístico

1. Reporte la morfometría y otras medidas de resultado como medias y errores estándar.
2. Determine las diferencias entre los grupos en un software de análisis (ver Tabla de Materiales) utilizando un modelo de efectos mixtos que permita múltiples comparaciones.
   NOTA: La corrección de Šidák se implementó para tener en cuenta las comparaciones múltiples. Se implementó un modelo de medidas repetidas cuando correspondió. Las diferencias significativas se determinaron con p < 0,05.

Resultados

La figura 2 muestra que el rendimiento del entrenamiento aumentó a lo largo de la duración del protocolo. Las velocidades finales de carrera de los grupos TRN y HFD/TRN fueron de 115 cm/s y 111 cm/s respectivamente. La distancia total de carrera no difirió entre los grupos TRN y HFD/TRN (Figura 3).

La ingesta media semanal de alimento para los animales con dieta control fue mayor (p < 0,0001) que para los que siguieron la dieta alta en grasas (103 g/semana ± 1,0 g/semana frente a 91 g/semana ± 1,0 g/semana, respectivamente). La ingesta media semanal de alimento también fue mayor (p < 0,001) en los grupos entrenados que en los grupos no entrenados (98 g/semana ± 1,3 g/semana frente a 92,2 g/semana ± 1,0 g/semana, respectivamente). Al observar las interacciones, los grupos CON versus TRN no difirieron entre sí, pero tuvieron una ingesta semanal mayor (p < 0,05) que el grupo HFD/TRN, que comió más (p < 0,05) que el grupo HFD (Figura 4). Al traducir la ingesta de alimento a la ingesta de kcal, los animales con la dieta alta en grasas tuvieron una ingesta calórica más alta (p < 0,0001) que los de la dieta de control (430 kcal/semana ± 4,6 kcal/semana frente a 396 kcal/semana ± 3,7 kcal/semana, respectivamente). Esto dio lugar a diferencias (p < 0,05) en la ingesta calórica semanal entre los cuatro grupos, siendo el grupo HFD/TRN el que mostró la mayor ingesta calórica semanal, seguido de los grupos HFD, CON y TRN secuencialmente (Figura 5).

El peso corporal no difirió entre los grupos hasta la semana 8 del período de alimentación, cuando los grupos HFD y HFD/TRN alcanzaron una masa mayor (p < 0,05) que los grupos CON y TRN (293 g ± 10,1 g y 298 g ± 13,1 g vs. 270 g ± 8,6 g y 264 g ± 6,8 g, respectivamente). Los grupos HFD y HFD/TRN permanecieron más pesados (p < 0,05) que los grupos CON y TRN durante el resto del estudio (alcanzando 332 g ± 14,4 g, 347 g ± 16,3 g, 304 g ± 10,3 g y 304 g ± 10,1 g para los grupos HFD, HFD/TRN, CON y TRN, respectivamente). La ganancia media diaria (GMD) fue mayor (p < 0,05) en los animales entrenados frente a los no entrenados durante la parte de ejercicio del estudio (0,8 g/día ± 0,11 g/día frente a 0,5 g/día ± 0,09 g/día, respectivamente), y no hubo diferencias en la GMD entre los grupos CON frente a los de HFD durante este período. En conjunto, esto dio lugar a una mayor (p < 0,05) GMD en el grupo HFD/TRN que en el grupo HFD y no hubo diferencias entre los grupos CON y TRN (Figura 6) durante el período de entrenamiento. Sin embargo, el período de entrenamiento de 8 semanas no indujo una diferencia de peso entre los grupos HFD/TRN y HFD (347 g ± 16,3 g frente a 331,5 g ± 14,4 g, respectivamente).

Después de completar el protocolo de entrenamiento, la recuperación de tejido reveló que los animales en el HFD tenían mayor adiposidad visceral (p < 0,05) que el grupo CON (25 g ± 2,1 g vs. 19 g ± 1,5 g, respectivamente), y los animales entrenados con ejercicio tenían una adiposidad visceral reducida (p < 0,05) en relación con los animales control (21 g ± 2,4 g frente a 25 g ± 2,1 g. respectivamente). El grupo HFD presentó una adiposidad visceral mayor (p < 0,05) que los grupos TRN y HFD/TRN (Figura 7). La masa cardíaca fue mayor en el grupo HFD/TRN que en los grupos CON, TRN y HFD (p < 0,05; 1,3 g ± 0,2 g vs. 1,1 g ± 0,1 g, 1,1 g ± 0,1 g y 1,0 g ± 0,1 g, respectivamente). No se observaron diferencias en la masa hepática entre los grupos. No se identificaron diferencias en la masa de ningún otro órgano o tejido.

Figura 1: Cronograma del protocolo de estudio por edad del animal en días. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Velocidad HIIT a lo largo del protocolo de entrenamiento para los animales TRN y HFD/TRN por sesión. El HIIT se realizó en cuatro días diferentes cada semana durante 8 semanas, lo que resultó en 32 sesiones de entrenamiento. Se presentan los datos medios por entrenamiento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Distancia media recorrida por sprint en los grupos TRN y HFD/TRN a lo largo del protocolo de entrenamiento. El HIIT se realizó en cuatro días diferentes cada semana durante 8 semanas, lo que resultó en 32 sesiones de entrenamiento. Los datos se presentan como media ± SEM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Consumo semanal promedio de alimento de las cohortes CON, TRN, HFD y HFD/TRN. Los datos se presentan como media ± error estándar de la media (SEM). ^a,b,cLas medias con letras diferentes difieren (p < 0,05). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5: Ingesta calórica semanal de las cohortes CON, TRN, HFD y HFD/TRN. Los datos se presentan como media ± SEM. ^a,b,c,dLas medias con diferentes letras difieren (p < 0,05). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6: Aumento de peso diario promedio en las cohortes CON, TRN, HFD y HFD/TRN. Los datos se presentan como media ± SEM. ^a,bLos grupos con letras diferentes difieren (p < 0,05). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 7: Masa grasa visceral media en la necropsia. Los datos se presentan como media ± SEM. ^a,bLos grupos con letras diferentes difieren (p < 0,05). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Composiciones de las dietas utilizadas en el protocolo. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Discusión

Este protocolo proporciona un método eficaz para examinar los efectos del HIIT en varios marcadores de salud en un modelo de obesidad inducida por la dieta. El procedimiento se basa en estudios previos para permitir un método más eficiente en el tiempo para examinar múltiples variables de resultado, como variables de entrenamiento con ejercicio, marcadores de regulación del apetito y análisis invasivos de la composición corporal 3,7,8,18,23,24_. El contenido de la dieta, la duración y el protocolo de intervención con ejercicio fueron consistentes con publicaciones previas^23,24_. En este estudio, se compraron alimentos de laboratorio disponibles comercialmente (ver Tabla de Materiales). La comida de laboratorio para las dietas altas en grasas y de control contenía la misma cantidad de proteínas y micronutrientes. El contenido de carbohidratos y grasas de las dietas se modificó para proporcionar un método seguro de inducción de la obesidad en el grupo experimental (ver Tabla 1).

El período de inducción de la obesidad de 8 semanas utilizado en el presente estudio se modeló con base en investigaciones previas que mostraron cambios significativos en el peso después de la provisión de comida de laboratorio comercial que consiste en 45% de kcal de grasa (4,7 kcal/g), lo que representa la descomposición de macronutrientes encontrada en la dieta occidental típica²³. Además, estudios previos han demostrado la eficacia de un protocolo HIIT de 8 semanas para influir en la ingesta de alimentos^7,8, los perfiles adiposos ^18,23 y la ganancia muscular ¹⁸. Los resultados del protocolo descrito en este estudio fueron consistentes con estudios previos que informaron que el HIIT afecta la regulación del apetito, así como los cambios en la composición de la adiposidad y la masa muscular.

Un beneficio de este protocolo es que maximiza la intensidad del entrenamiento de ejercicios en los animales y mantiene el máximo esfuerzo durante todo el protocolo. A medida que los animales aprenden continuamente a usar la cinta de correr de manera competente y obtienen ganancias de condición física, la velocidad de la cinta de correr aumenta en consecuencia en relación con su rendimiento. Además, el uso de la inclinación del 5,0% permite que los animales alcancen la máxima intensidad en cada sesión y a lo largo del protocolo más rápidamente de lo que se lograría sin el uso de la inclinación. Como resultado, el rendimiento del ejercicio se maximiza para cada entrenamiento y durante la duración del protocolo.

Durante el estudio, un animal no pudo completar el protocolo experimental debido a la enfermedad, lo que resultó en que n = 39 animales completaran el estudio, con solo n = 9 ratas en la cohorte HFD. Este protocolo se diseñó inicialmente para evaluar los cambios en los perfiles de citocinas en respuesta al ejercicio y la dieta, y el análisis de potencia resultó en un poder estadístico superior al 90% para identificar una diferencia (p < 0,05) en la citocina diana primaria (irisina). Los estudios futuros que utilicen este modelo deben basarse en análisis de potencia únicos para determinar los tamaños de muestra adecuados.

Este estudio fue diseñado principalmente para examinar los resultados fisiológicos del HIIT en un modelo de roedores de obesidad inducida por la dieta y para maximizar la intensidad del ejercicio. Este protocolo fue capaz de demostrar la variación en la GMD y la adiposidad en respuesta a la dieta y al HIIT (Figura 6 y Figura 7). Los estudios futuros podrían identificar específicamente las respuestas endocrinas, miocinas y adipocinas al HIIT. La elucidación de estos mecanismos puede resultar beneficiosa en el tratamiento y prevención de la obesidad y sus comorbilidades.

Este estudio también demostró el impacto de la dieta y el HIIT en la ingesta de alimento. Los resultados indicaron que cuando los animales consumieron una dieta alta en grasas, los animales entrenados consumieron más calorías que los animales no entrenados. Por el contrario, cuando los animales comieron la dieta de control, los animales entrenados consumieron menos calorías que los animales no entrenados, demostrando diferentes respuestas de regulación del apetito dependiendo de la composición de la dieta. Por lo tanto, las estrategias para perder peso que utilizan HIIT pueden ser menos efectivas para aquellos que consumen simultáneamente una dieta alta en grasas, ya que pueden ser más propensos a consumir calorías en exceso. Por el contrario, la ingesta equilibrada de macronutrientes durante el HIIT puede promover una ingesta baja de calorías y, por lo tanto, facilitar la pérdida de peso. Este modelo puede facilitar los esfuerzos de investigación para desarrollar una comprensión más profunda de los mecanismos detrás del equilibrio energético y los esfuerzos para desarrollar estrategias efectivas de pérdida de peso.

Finalmente, este protocolo demostró la variación en el tejido cardíaco entre las cohortes, reflejando cambios adaptativos en la composición corporal en respuesta a la dieta y el entrenamiento físico. Estos datos sugieren que la inducción de la obesidad seguida de HIIT puede predisponer a los individuos a la hipertrofia miocárdica sin que se acompañen alteraciones en el tamaño hepático. Los análisis futuros para determinar los mecanismos detrás de estos hallazgos podrían ser útiles para investigar la hipertrofia miocárdica y las conexiones metabólicas entre la obesidad, el HIIT y las enfermedades cardiovasculares.

El protocolo descrito en este estudio tiene varias limitaciones. En primer lugar, la cinta de correr utilizada en este estudio tenía cinco carriles, lo que permitía correr a cinco ratas a la vez. Si bien esta forma de ejecutar el protocolo fue eficiente, fue difícil para un solo investigador atender a cada uno de los animales a la vez. Hubo ocasiones en las que fue difícil para el encargado de la cinta de correr dividir su atención entre los múltiples animales que necesitaban estimulación con cepillos de cerdas. En el futuro, será prioritario garantizar que haya más personal investigador disponible para ayudar con los protocolos de formación. Además, el modelo de cinta rodante de cinco carriles no tiene la capacidad de medir el intercambio de gases y, por lo tanto, no se pudo evaluar el metabolismo aeróbico/anaeróbico de los animales durante el protocolo. La empresa que proporcionó la cinta de correr para roedores (ver Tabla de materiales) ofrece una cinta de correr con la capacidad de medir el intercambio de gases, pero es una cinta de correr de un solo carril y, por lo tanto, requeriría mucho más tiempo y esfuerzo. Sin embargo, ese esfuerzo puede valer la pena para los investigadores que necesitan medir o controlar los resultados específicos de la calorimetría indirecta. Además, hay muy poca evidencia disponible sobre cómo la rejilla de choque puede afectar el rendimiento del ejercicio, lo que debe tenerse en cuenta al interpretar los resultados de este modelo. Por último, el protocolo de ejercicio descrito en este estudio se diseñó con ratas hembras jóvenes de Sprague-Dawley. Estudios previos han demostrado efectos dimórficos sexuales, especialmente en lo que respecta al HIIT y a la regulación del apetito ^3,7. Aunque se prevén resultados similares, este protocolo no probó animales de diferentes especies, edades, sexos o resultados de salud.

En comparación con los modelos anteriores, este protocolo demuestra un método más eficiente en el tiempo para evaluar una variedad de variables de resultado. Por ejemplo, este protocolo fue capaz de identificar interacciones entre el HIIT y la regulación del apetito en un protocolo que implicaba cuatro sesiones de entrenamiento por semana durante 8 semanas, en comparación con estudios anteriores que incluían cinco sesiones de entrenamiento por semana durante 8 semanas²⁴ o incluso 12 semanas de entrenamiento⁸. Además, el diseño de este estudio permitió el análisis de una variedad de marcadores de salud, como datos de ejercicio, marcadores de regulación del apetito y composición corporal. Estos marcadores, así como las adaptaciones del corazón al entrenamiento con ejercicios, representan medios prometedores para evaluar las adaptaciones del sistema cardiovascular también al entrenamiento. Las medidas de la función endotelial, la composición del tipo de fibras musculares y la hipertrofia cardíaca de los miocitos podrían agregarse fácilmente para mejorar la comprensión de estas adaptaciones inducidas por el ejercicio. Además, este protocolo incluía escalamientos de intensidad basados en el rendimiento. Este diseño permitió maximizar los resultados del entrenamiento y aseguró que las ratas no se adaptaran al entorno de ejercicio y se acercaran a un modelo de entrenamiento continuo de intensidad moderada hacia el final de la intervención. Esto se demuestra en la Figura 2; específicamente, las velocidades de sprint de estos animales fueron más del doble de las velocidades alcanzadas en publicaciones anteriores, que demostraron muchas adaptaciones cardiovasculares, músculo esqueléticas y termorreguladoras consistentes con las intervenciones HIIT²⁵.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Commercial laboratory chow for control diet	Research Diets Inc., New Brunswick, NJ	D12450H
Commercial laboratory chow for high-fat diet	Research Diets Inc., New Brunswick, NJ	D12451
GraphPad Prism software	GraphPad Software Inc., San Diego, CA
Precision Electronic Digital Scale	Ohaus Corporation, Pine Brook, NJ	V11P30
Rodent treadmill	Panlab, Barcelona, Spain
Sprague Dawley rats	Charles River, Durham, NC
Table top anesthesia machine	VetEquip Inc., Livermore, CA	V0557