Implantación de un dispositivo de telemetría inalámbrico en un modelo ovino de Fontan para la monitorización hemodinámica continua y a largo plazo

Resumen

Este protocolo describe la metodología quirúrgica para implantar un dispositivo de telemetría inalámbrico para animales grandes que permita la recopilación continua y a largo plazo de datos hemodinámicos, incluida la frecuencia cardíaca, la presión arterial, las presiones de la vena cava inferior y superior y el ritmo cardíaco.

Resumen

Si bien el procedimiento de Fontan mejora drásticamente la esperanza de vida de los pacientes con ventrículo único, es bien sabido que la circulación resultante causa una carga significativa de enfermedad a largo plazo como consecuencia de presiones venosas centrales crónicamente elevadas y disminución del gasto cardíaco. Los modelos animales crónicos de Fontan son un activo valioso para estudiar los resultados fisiológicos tardíos asociados con esta operación y una herramienta necesaria en la evaluación de futuros dispositivos diseñados para aliviar el fracaso de Fontan. Sin embargo, los intentos anteriores de crear modelos de Fontan crónico se han visto obstaculizados por las bajas tasas de supervivencia. Además, la recopilación eficaz de datos hemodinámicos plantea un desafío significativo en los animales que se mueven libremente. Con este fin, el uso de sistemas de telemetría inalámbricos implantables proporciona una solución novedosa para la monitorización en tiempo real y a largo plazo de los datos cardiovasculares. Este protocolo describe la metodología para la implantación quirúrgica de un dispositivo de telemetría inalámbrico en un modelo ovino de supervivencia de Fontan, facilitando el registro continuo y continuo de varios parámetros hemodinámicos, incluyendo la frecuencia cardíaca, la presión arterial y las presiones localizadas en la vena cava inferior (IVC) y superior (VCS). Se implantaron dispositivos de telemetría con canulación de la arteria carótida y la vena yugular interna o de la arteria y la vena femoral, para la colocación de catéteres sensores de presión en la aorta ascendente y la VCS o la aorta abdominal y la VCI, respectivamente. El uso de los sistemas de telemetría inalámbricos permitió una estrecha monitorización postoperatoria después de una operación de Fontan de una sola etapa, lo que contribuyó a mejorar el bienestar y la supervivencia de los animales.

Introducción

El desarrollo del procedimiento de Fontan en 1971 condujo a mejoras significativas en los resultados para los pacientes con ventrículo único¹. El propósito de esta operación es separar el retorno venoso sistémico y pulmonar al corazón, aumentando así la oxigenación sistémica y aliviando la carga de volumen en el ventrículo sistémico. Desde su introducción, se han realizado numerosas modificaciones en el abordaje quirúrgico. En la actualidad, la derivación total del corazón derecho se logra con mayor frecuencia a través de la reconstrucción por etapas ^2,3. Por lo general, la primera etapa se realiza durante la primera semana de vida⁴. A continuación, los pacientes se someten a una segunda etapa, que consiste en el procedimiento de Glenn o hemi-Fontan, para redirigir el flujo sanguíneo desde la vena cava superior (VCS) a la arteria pulmonar (AP)⁵. A esto le sigue el procedimiento de Fontan, que implica la creación de un conducto extracardíaco o túnel lateral entre la vena cava inferior (VCI) y la PA⁶. Avances quirúrgicos como los realizados a lo largo de la historia del procedimiento de Fontán no podrían haberse logrado sin el uso de modelos animales⁷.

Si bien el procedimiento de Fontan mejora drásticamente la esperanza de vida de los pacientes con ventrículo único, es bien sabido que la circulación resultante, que funciona sin una bomba subpulmonar, causa una carga significativa de enfermedad a largo plazo como consecuencia de presiones venosas centrales (CVP) crónicamente elevadas y disminución del gasto cardíaco 8,9,10,11,12 . Los modelos animales crónicos de Fontan son un activo valioso para el estudio de los resultados fisiológicos tardíos asociados con esta operación¹³. La recopilación activa de datos de parámetros cardiovasculares, como CVP, frecuencia cardíaca y otros signos vitales, para capturar los cambios hemodinámicos postoperatorios es esencial para una evaluación integral de la fisiopatología en desarrollo. Además, los modelos animales son una herramienta necesaria para probar la capacidad de nuevos dispositivos de asistencia ventricular diseñados para aliviar las deficiencias hemodinámicas de la circulación de Fontan in vivo 14,15,16,17,18,19.

Sin embargo, la recopilación eficaz de datos plantea un reto importante. Las técnicas invasivas basadas en catéteres están limitadas por su naturaleza transitoria, los riesgos asociados al procedimiento y la incapacidad de monitorear la condición del animal durante períodos prolongados. Por otra parte, los intentos previos de crear un modelo de Fontán de animales grandes se han visto obstaculizados por las bajas tasas de supervivencia, presumiblemente debido a la incapacidad de los corazones normales para adaptarse al establecimiento agudo de la circulación de Fontán ^7,20. Con este fin, el uso de sistemas de telemetría inalámbricos proporciona una solución novedosa para la recopilación de datos cardiovasculares en tiempo real y a largo plazo en animales que se mueven libremente^21,22. Estos dispositivos también pueden permitir un seguimiento postoperatorio estrecho, lo que podría conducir a una mejora del bienestar y la supervivencia de los animales.

En este trabajo se describe la metodología para la implantación y el uso exitoso de un sistema de telemetría inalámbrico²³ en un modelo de ovino Fontan crónico. Esta técnica proporcionó un medio robusto y fiable para la recopilación continua de datos hemodinámicos, lo que permitió el estudio de las presiones venosas y otros parámetros fisiológicos clave. La implementación de esta tecnología en modelos preclínicos es fundamental para avanzar en nuestra comprensión de la fisiología de Fontan y el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas destinadas a mejorar los resultados a largo plazo de los pacientes con Fontan.

Protocolo

Este protocolo experimental fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Investigación Abigail Wexner del Hospital Nacional de Niños (AR20-00121). Todos los procedimientos se adhirieron a las pautas descritas en la Guía para el uso y cuidado de animales de laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud. Esta investigación siguió las directrices de Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments. Las ovejas Dorset, con un rango de peso de 23 a 38 kg y un rango de edad de 2 a 12 meses, se alojaron en un entorno específico libre de patógenos con libre acceso a alimentos y agua durante al menos 1 semana antes de la cirugía. Los equipos y reactivos utilizados en el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación animal

1. Haga que las ovejas se sometan a una evaluación por parte del equipo veterinario 1 semana antes de la cirugía para asegurarse de que puedan someterse a la anestesia de manera segura. Ayuna ovejas sanas y priva de agua durante 12 h antes del procedimiento quirúrgico.
2. Sedado con una combinación de ketamina (4 mg/kg) y diazepam (0,5 mg/kg) inyectado a través de una vena yugular interna (IJ).
3. Afeitar las ovejas de acuerdo con el procedimiento planificado (detallado a continuación) y sobre el muslo para la colocación de la almohadilla de conexión a tierra de electrocauterización. Limpie los sitios quirúrgicos con alcohol.
4. Inserte un tubo endotraqueal de un solo lumen de 8-9 mm en la tráquea.
5. Insertar una sonda orogástrica para la descompresión del estómago y el rumen.
6. Inserte un catéter venoso de un solo lumen (16-18 G) en la vena yugular derecha o en una vena safena lateral para la administración continua de líquidos, la infusión de propofol a tasa continua (IRC) y la inyección de fármaco, según sea necesario.
7. Colocar una vía arterial (22-24 G) en una arteria auricular para un control continuo de la presión arterial.
8. Coloque un manguito de presión arterial en la extremidad delantera derecha para medir la presión arterial de manera no invasiva, una pinza en la oreja o la lengua para monitorear la saturación de oxígeno y electrocardiograma (ECG) en las cuatro extremidades.
9. Durante el procedimiento, mantener la anestesia con isoflurano inhalado al 1%-3% con O₂ al 100% y/o propofol CRI (20-45 mg/kg/h).
10. Limpie asépticamente los sitios quirúrgicos con una preparación a base de clorhexidina y cúbralos de la manera estéril estándar.
11. Administrar cefazolina (25 mg/kg) para la profilaxis antibiótica antes de la incisión y readministrar cada 4 h durante la operación según sea necesario.
12. Administrar una inyección subcutánea de anestésico local, como bupivacaína al 0,25%, en todos los sitios de incisión planificados antes de la incisión.

2. Preparación del dispositivo de telemetría

1. Abra el programa de software de telemetría y encienda el dispositivo de telemetría con el interruptor magnético mientras aún está sellado en su empaque original.
2. Dentro del programa de software, haga clic en Hardware ubicado en la barra superior y seleccione Editar configuración de PhysioTel Digital (CLC) para asignar la unidad de telemetría a un controlador de enlace de comunicación (CLC).
3. Una vez que se selecciona un CLC, se abrirá la página Detalles del CLC . Dentro de esta página, haga clic en Buscar implantes, lo que iniciará una búsqueda de dispositivos de implantes que estén encendidos cerca.
4. Haga clic en Agregar para agregar la unidad de telemetría a la lista Implantes seleccionados . El dispositivo aparecerá ahora en la lista de implantes configurados en la página Detalles de CLC . Haga clic en Guardar y salir.
5. Inicie la adquisición de datos pulsando el botón Reproducir junto al nombre de la unidad de telemetría en la pestaña Control de muestreo . El gráfico que muestra la adquisición de datos en vivo se abrirá automáticamente.
6. Retire el dispositivo de su embalaje exterior y transfiéralo a su embalaje interior estéril en la mesa de operaciones.
7. Ponga a cero el dispositivo mientras permanezca en su embalaje interior. Espere hasta que las mediciones del dispositivo hayan sido estables durante 30 s y utilice los valores de presión media no pulsátil estabilizada (NPMN) como compensación.
8. Dentro de Configuración del sujeto, seleccione el icono de configuración junto al parámetro que se está poniendo a cero y abra la pestaña Desplazamientos . Introduzca el valor de desplazamiento obtenido de las mediciones NPMN en el cuadro de texto.
9. Después de ingresar la compensación, verifique si las lecturas de NPMN son de 0 ± 0,1 mmHg. De lo contrario, repita el paso 2.7 hasta que los valores estén dentro del rango deseado.
10. Realice los pasos 2.7-2.9 para ambos canales de presión.
11. Antes de insertar los catéteres sensores de presión en un vaso sanguíneo, golpee la punta para identificar su canal correspondiente. Las pulsaciones se harán evidentes en la salida de la forma de onda.
12. Utilice el catéter correspondiente al canal de presión ventricular izquierda (LVP) para la medición de la presión arterial y el canal de presión arterial (PA) para la medición de la presión venosa.
13. En la pestaña Atributos estándar del cuadro de diálogo Atributos de análisis de presión arterial , establezca la altura mínima del pulso en 1 mmHg para el canal de PA.

3. Método 1: Canulación de arterias y venas femorales

1. Afeita la oveja en un perímetro amplio alrededor de la ingle derecha y sobre el abdomen y el pecho.
2. Coloque a la oveja en decúbito supino sobre la mesa de operaciones con las extremidades delanteras aseguradas en flexión con un cinturón de tela flexible y las extremidades traseras aseguradas en extensión con un lazo de nudo corredizo para permitir el acceso a la ingle (Figura 1A).
3. Realizar una incisión transversal de 5 cm en la región inguinal derecha centrada sobre la arteria femoral palpable, aproximadamente 1 cm por debajo del pliegue inguinal.
4. Usando una combinación de electrocauterización y disección roma, diseccione a través del tejido subcutáneo hasta el triángulo femoral. Localice los vasos femorales palpando el pulso arterial.
5. Divida entre el músculo sartorio y el músculo aductor largo a lo largo de la dirección de las fibras musculares para exponer los vasos femorales (Figura 1B).
6. Usando una combinación de disección roma y afilada, limpie el tejido conectivo de los vasos femorales circunferencialmente.
7. Pase una brida de seda 2-0 de doble bucle alrededor de ambos vasos proximal y distal hasta el sitio de canulación para la ligadura temporal de los vasos.
8. Realizar una incisión transversal de 6 cm a través de la piel en la parte inferior derecha del abdomen, aproximadamente 3 cm por encima del pliegue inguinal.
9. Usando una combinación de electrocauterización y disección roma, diseccione a través de la grasa subcutánea y el tejido conectivo para crear una bolsa de 6 cm x 4 cm superficial al oblicuo externo.
10. Inserte el dispositivo de telemetría en el bolsillo subcutáneo y asegúrelo en su lugar con una sutura de seda 2-0 (Figura 1C).
11. Tunelice la antena del dispositivo de telemetría debajo del tejido subcutáneo y asegúrela en su lugar con una sutura de seda 2-0.
12. Para la colocación de las derivaciones de biopotencial (ECG), realice contraincisiones de 1 cm en la piel sobre la parte media e inferior del abdomen, así como en la parte inferior y superior del tórax. Túnel subcutáneo para conectar estas incisiones al bolsillo del cuerpo del dispositivo y guiar las derivaciones del ECG hasta la ubicación deseada.
13. Coloque el electrodo positivo en el tejido subcutáneo a la izquierda del esternón inferior. Asegúrese de quitar el tubo de silicona para revelar la punta del cable de acero que se encuentra debajo.
14. Coloque el electrodo negativo en el tejido subcutáneo a la derecha del esternón superior.
15. El cableado excesivo para ambos cables se puede enrollar y asegurar en la ubicación subcutánea con una sutura de seda 2-0.
16. Cree un túnel subcutáneo desde el bolsillo del dispositivo abdominal inferior hasta la incisión inguinal y pase los dos catéteres de presión.
17. Coloque una sutura de cuerda de bolso con una sutura de polipropileno 6-0 alrededor del sitio de canulación de la arteria y la vena femoral, que se puede asegurar con un torniquete de plástico.
18. Llene las puntas de gel del catéter con gel no compresible de alta viscosidad para evitar la coagulación dentro de las puntas del catéter, asegurándose de que no haya burbujas de aire.
19. Administrar una dosis de heparina intravenosa (100 unidades/kg) 3 min antes de la canulación.
20. Apriete los torniquetes de seda 2-0 proximales y distales alrededor de la arteria femoral. Haga una incisión cuidadosa en el vaso en el centro de la puntada de la bolsa con un bisturí de hoja # 11 y dilate ligeramente con la punta de un hemostático curvo.
21. Insertar el catéter de presión correspondiente al canal LVP y avanzarlo hacia la aorta abdominal, aflojando el torniquete de seda proximal para permitir el paso del catéter. Apriete la sutura del cordón de la bolsa y átela alrededor del catéter.
22. Repetir los pasos 3.20 y 3.21 para la canulación de la vena femoral utilizando el catéter de presión correspondiente al canal de PA y avanzarlo hasta la VCI abdominal (Figura 1D).
23. Confirme que las puntas de los catéteres estén ubicadas correctamente en la VCI y la aorta mediante fluoroscopia.
24. Reaproxima el músculo sartorio con una sutura reabsorbible 2-0.
25. Cierre la piel con suturas dérmicas y subcuticulares profundas utilizando suturas absorbibles 3-0 y 4-0, respectivamente.

4. Método 2: Canulación de la arteria carótida y de la vena yugular interna

1. Afeita la oveja en un perímetro amplio alrededor del cuello izquierdo y hacia abajo sobre el pecho.
2. Coloque las ovejas en decúbito lateral derecho en la mesa de operaciones con la extremidad delantera izquierda asegurada en flexión usando una brida de nudo corredizo para exponer el pecho (Figura 2A).
3. Realizar una incisión cutánea longitudinal de 5 cm por encima de la arteria carótida izquierda y la vena IJ, aproximadamente 7 cm craneales hasta la entrada torácica.
4. Mediante electrocauterización, diseccione a través de la grasa subcutánea, el tejido conectivo y el platisma para exponer los vasos del cuello (Figura 2B).
5. Usando una combinación de disección roma y afilada, limpie el tejido conectivo de la arteria carótida izquierda y la vena IJ circunferencialmente.
6. Pase una brida de seda 2-0 de doble bucle alrededor de ambos vasos proximal y distal hasta el sitio de canulación para la ligadura temporal de los vasos.
7. Realiza una incisión longitudinal de 6 cm en la base del cuello izquierdo entre la escápula y la columna cervical.
8. Usando una combinación de electrocauterización y disección roma, diseccione a través de la grasa subcutánea y el tejido conectivo para crear un bolsillo de 6 cm x 4 cm que se extiende hacia la columna vertebral.
9. Inserte el dispositivo de telemetría en el bolsillo subcutáneo y asegúrelo en su lugar con una sutura de seda 2-0.
10. Tunelice la antena del dispositivo de telemetría debajo del tejido subcutáneo y asegúrela en su lugar con una sutura de seda 2-0.
11. Realizar incisiones cutáneas de 1 cm en la base del cuello, así como en la parte inferior izquierda y superior derecha del pecho, para la colocación de las derivaciones del ECG. Túnel subcutáneo para conectar estas incisiones al bolsillo del cuerpo del dispositivo y guiar las derivaciones del ECG hasta la ubicación deseada (Figura 2C).
12. Coloque los cables de ECG de manera similar a los pasos descritos anteriormente para el procedimiento de implante femoral (sección 3).
13. Cree un túnel subcutáneo desde el bolsillo lateral del dispositivo hasta la incisión medial del cuello y pase los dos catéteres de presión. Prepare estos catéteres de presión con gel antes de la canulación, como se detalla en el procedimiento de implante femoral.
14. Con una sutura de polipropileno 6-0, coloque una sutura de cuerda alrededor del sitio de la canulación en ambos vasos y asegúrela con un torniquete de plástico.
15. Administrar una dosis de heparina intravenosa (100 unidades/kg) 3 min antes de la canulación.
16. Apriete los torniquetes de seda 2-0 proximales y distales alrededor de la arteria carótida. Haga una incisión cuidadosa en el vaso en el centro de la puntada de la bolsa con un bisturí de hoja # 11 y dilate ligeramente con la punta de un hemostático curvo.
17. Insertar el catéter de presión correspondiente al canal LVP y avanzarlo hacia la aorta ascendente torácica, aflojando el torniquete de seda proximal para permitir el paso del catéter. Apriete la sutura del cordón de la bolsa y átela alrededor del catéter.
18. Repetir los pasos 4.16 y 4.17 para la canulación de la vena IJ izquierda utilizando el catéter de presión correspondiente al canal de PA y avanzarlo hacia la VCS torácica.
19. Confirmar la ubicación adecuada de las puntas de los catéteres en la VCS torácica y en la aorta ascendente mediante fluoroscopia (Figura 2D).
20. Reaproximar el músculo platisma utilizando una sutura reabsorbible 2-0.
21. Cierre la piel con suturas dérmicas y subcuticulares profundas utilizando suturas absorbibles 3-0 y 4-0, respectivamente.

5. Recuperación

1. Suspenda los anestésicos. Retire la sonda orogástrica y extube cuando la oveja esté respirando sin la ayuda del ventilador. Esto suele ocurrir después de que la oveja muestra signos de excitación (movimiento, parpadeo, respuesta a estímulos dolorosos, tono de la mandíbula, masticación).
2. Retire la línea arterial.
   NOTA: El dispositivo de telemetría puede proporcionar un control continuo de la presión arterial si se ha colocado uno de sus catéteres de presión en la aorta.
3. Transfiera las ovejas a una unidad de alojamiento aislada para su recuperación. Ayude a las ovejas a permanecer en decúbito esternal y luego, finalmente, a ponerse de pie.
4. Administrar banamina intravenosa (2,2 mg/kg) y buprenorfina subcutánea SR (0,03 mg/kg) para el dolor postoperatorio.

Resultados

Resultados quirúrgicos
Un total de 13 ovejas se sometieron a cirugía de Fontan en una sola etapa que implicó conexión cavopulmonar total con desprendimiento de la VCS y la VCI de la aurícula derecha, anastomosis directa de extremo a lado de la VCS a la AP y la colocación de un conducto extracardíaco entre la VCI y la AP. Las ovejas se sometieron a este procedimiento a una edad media de 13,3 ± 7,6 meses. De estas, 3 ovejas se sometieron a la implantación de un...

Discusión

Hemos desarrollado dos métodos quirúrgicos para la implantación de un dispositivo de telemetría inalámbrico en un modelo ovino. El dispositivo se implantó con éxito en 5 ovejas para lograr un monitoreo y registro continuos y a largo plazo de varios parámetros cardiovasculares, incluida la frecuencia cardíaca, la presión arterial y las presiones venosas localizadas de la VCI abdominal y la VCS torácica. Todas las ovejas sobrevivieron a la cirugía para la implantación del disp...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride solution	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Intraoperative fluid resuscitation and wound rinse
16 G intravenous catheter	BD	382259	For fluid and drug administration
22 G intravascular catheter	BD	381423	For arterial  blood pressure monitoring
70% isopropyl alcohol	Aspen Vet	11795782	Topical cleaning solution
ACT cartridge	Abbot Diagnostics	03P86-25	Activated clotting time
Backhaus towel clamp	Medline	MDS1411111	To affix sterile drape
Banamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 50 mg/mL, dose 2.2 mg/kg
Blood pressure cuff	Royal Philips	9.89803E+11	Non-invasive blood pressure monitoring
Bupivacaine hydrochloride	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Local anesthetic: concentration 2.5 mg/mL, dose 2.5 mg/kg
Buprenorphine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 0.3 mg/mL, dose 0.03 mg/kg
Castroviejo needle holder	Medline	MDS0750386	Needle holder when suturing blood vessels
Cautery cleaner pad	Cardinal Health	300-2SS	To clean cautery pencil tip
Cautery pencil	Medline	ESRK3002L	For dissection using electrocautery
Cefazolin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Antibiotic prophylaxis
Cetacaine	Cetylite	220	Topical anesthetic spray for intubation
Chloraprep	BD	930825	Topical antiseptic
Debakey atraumatic forceps	Medline	MDS1130630F	For tissue handling
Diazepam	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 5 mg/mL, dose 0.5 mg/kg
ECG leads	3M	2570	ECG monitoring
Endotracheal tube, size 8-9	Covidien	86452, 86114, or 86454	To secure airway
Hartmann hemostatic forceps	Medline	MDS1221109	To clamp blood vessels and hold small sutures
Heparin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Anticoagulant: 1,000 USP units/mL
Pressure transducer kit	Edwards Lifesciences	VSYPX12N	For arterial  blood pressure monitoring
Pulse oximeter lingual clip	Nellcor	PO736	For pulse oximetry
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Anesthetic: dose 1-3%
Kantrowitz forcep (right angle)	Medline	MDS1243528	For blunt dissection around blood vessels
Ketamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 100 mg/mL, dose 4 mg/kg
Laparotomy drape	Medline	DYNJP3008	Sterile drape
Lubricating jelly	Medline	MDS0322273Z	Endotracheal tube lubricant
Mayo Hegar needle holder	Medline	MDS2418420F	Needle holder when suturing soft tissue
Mayo scissors	Medline	MDS0816121	To cut suture
Metzenbaum curved scissors	Medline	MDS3223226	For sharp dissection
Needles and syringes	Cardinal Health	309604	For intravenous and subcutaneous drug administration
Optixcare	Aventix	OPX-4252	Corneal lubricant
Perma-Hand silk suture	Ethicon	C016D	For blood vessel ligation and attachment of the telemetry device subcutaneously
PhysioTel Digital wireless telemetry device	Data Sciences International	L21 model	Wireless telemetry device implant
Pierce microforceps	Medline	MDG384908	Small needle handling
Plastic tourniquet and suture snare	Medtronic	79013	To facilitate hemostasis during vessel cannulation
Pressure bag	Carefusion	64-10029	For arterial blood pressure monitoring
Prolene 6-0 suture	Ethicon	8307H	Purse string stitch for vessel cannulation
Propofol	Fresenius Kabi	Pharmacy	Anesthetic: concentration 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/h
Scalpel #10 blade	Medline	MDS15310	For skin incisions
Scalpel #11 blade	Medline	CISION11CS	For incision into blood vessels
Schnidt tonsil forceps	Medline	MDS5018719	For blunt dissection through subcutaneous tissue
SoftCarry stretcher	Four Flags Over Aspen	SSTR-4	For animal transportation
Sterile disposable OR towel	Medline	MDT2168201	Sterile drape
Sterile bowl	LSL Industries	5232	To hold saline solution
Sterile cotton X-ray detectable gauze sponge	Medline	NON21430LF	Fluid absorption
Orogastric tube	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	For stomach and rumen decompression
T-port	Medline	DYNDTN0001	Intravenous catheter tubing connector
Urine drainage bag	Covidien	3512	Connects to orogastric tube to collect gastric fluids
Veterinary trocar with stylet	Braintree Scientific, Inc.	TRO-STY 7B-12	To guide telemetry wires through subcutaneous tissue
Vicryl 2-0 suture	Ethicon	VCPB269H	Closure of subcutaneous soft tissue
Vicryl 3-0 suture	Ethicon	VCPB416H	Closure of deep dermal layer
Vicryl 4-0 suture	Ethicon	J494H	Closer of subcuticular layer
Warming blanket	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	To maintain animal's body temperature
Weitlander retractor	Teleflex Medical	165358	For wound retraction
Yankauer bulb tip suction	Medline	DYND50138	Sterile waste management