Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in ein Fontan-Schafmodell zur kontinuierlichen und langfristigen hämodynamischen Überwachung

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Methodik für die Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts für Großtiere, um eine kontinuierliche und langfristige Erfassung hämodynamischer Daten zu ermöglichen, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck, unterer und oberer Hohlvenendruck und Herzrhythmus.

Zusammenfassung

Während das Fontan-Verfahren die Lebenserwartung von Patienten mit einem Ventrikel drastisch verbessert, ist allgemein anerkannt, dass die daraus resultierende Durchblutung als Folge eines chronisch erhöhten zentralvenösen Drucks und eines verminderten Herzzeitvolumens langfristig zu einer erheblichen Krankheitslast führt. Chronische Fontan-Tiermodelle sind eine wertvolle Bereicherung für die Untersuchung der späten physiologischen Ergebnisse dieser Operation und ein notwendiges Werkzeug bei der Bewertung zukünftiger Geräte zur Linderung des Fontan-Versagens. Frühere Versuche, chronische Fontan-Modelle zu erstellen, wurden jedoch durch schlechte Überlebensraten behindert. Darüber hinaus stellt eine effektive hämodynamische Datenerfassung bei frei beweglichen Tieren eine große Herausforderung dar. Zu diesem Zweck bietet der Einsatz von drahtlosen implantierbaren Telemetriesystemen eine neuartige Lösung für die Echtzeit- und Langzeitüberwachung von Herz-Kreislauf-Daten. Dieses Protokoll beschreibt die Methodik für die chirurgische Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in einem Fontan-Überlebensschafmodell, das die kontinuierliche und kontinuierliche Aufzeichnung verschiedener hämodynamischer Parameter ermöglicht, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck und lokalisierter Drücke in der unteren (IVC) und oberen Hohlvene (SVC). Telemetriegeräte wurden mit einer Kanülierung entweder der Halsschlagader und der Vena jugularis interna oder der Arteria femoralis und der Vene femoralis implantiert, um druckempfindliche Katheter in der Aorta ascending und SVC bzw. in der abdominalen Aorta bzw. IVC zu platzieren. Der Einsatz der drahtlosen Telemetriesysteme ermöglichte eine engmaschige postoperative Überwachung nach einer einstufigen Fontan-Operation, was zu einem verbesserten Wohlergehen und Überleben der Tiere beitrug.

Einleitung

Die Entwicklung des Fontan-Verfahrens im Jahr 1971 führte zu einer signifikanten Verbesserung der Ergebnisse bei Patienten mit einem Ventrikel¹. Der Zweck dieser Operation besteht darin, den systemischen und pulmonalvenösen Rückfluss zum Herzen zu trennen, wodurch die systemische Sauerstoffversorgung erhöht und die Volumenbelastung des systemischen Ventrikels verringert wird. Seit seiner Einführung wurden zahlreiche Modifikationen am chirurgischen Ansatz vorgenommen. Gegenwärtig wird der totale Bypass des rechten Herzens am häufigsten durch eine stufenweise Rekonstruktion erreicht ^2,3. In der Regel wird die erste Phase in der ersten Lebenswoche durchgeführt⁴. Die Patienten durchlaufen dann eine zweite Phase, die entweder aus dem Glenn-Verfahren oder der Hemi-Fontan-Behandlung besteht, um den Blutfluss von der oberen Hohlvene (SVC) zur Lungenarterie (PA) ^umzuleiten5. Daran schließt sich das Fontan-Verfahren an, bei dem ein extrakardialer Kanal oder lateraler Tunnel zwischen der Vena cava inferior (IVC) und PA⁶ angelegt wird. Chirurgische Fortschritte, wie sie in der Geschichte des Fontan-Verfahrens erzielt wurden, hätten ohne die Verwendung von Tiermodellen nicht erreicht werden^{können 7}.

Während das Fontan-Verfahren die Lebenserwartung von Patienten mit einem Ventrikel drastisch verbessert, ist allgemein anerkannt, dass der resultierende Kreislauf, der ohne subpulmonale Pumpe auskommt, langfristig eine erhebliche Krankheitslast als Folge eines chronisch erhöhten zentralvenösen Drucks (ZVP) und eines verminderten Herzzeitvolumens verursacht 8,9,10,11,12 . Chronische Fontan-Tiermodelle sind eine wertvolle Bereicherung für die Untersuchung der späten physiologischen Ergebnisse im Zusammenhang mit dieser Operation¹³. Die aktive Datenerfassung von kardiovaskulären Parametern wie ZVP, Herzfrequenz und anderen Vitalparametern zur Erfassung der postoperativen hämodynamischen Veränderungen ist für eine umfassende Bewertung der sich entwickelnden Pathophysiologie unerlässlich. Darüber hinaus sind Tiermodelle ein notwendiges Werkzeug, um die Leistungsfähigkeit neuartiger ventrikulärer Unterstützungssysteme zu testen, die entwickelt wurden, um die hämodynamischen Mängel der Fontan-Zirkulation in vivo^{zu lindern} 14,15,16,17,18,19.

Eine effektive Datenerfassung stellt jedoch eine große Herausforderung dar. Invasive katheterbasierte Techniken sind durch ihre vorübergehende Natur, die damit verbundenen Verfahrensrisiken und die Unfähigkeit, den Zustand des Tieres über längere Zeiträume zu überwachen, begrenzt. Darüber hinaus wurden frühere Versuche, ein Fontan-Modell für Großtiere zu erstellen, durch schlechte Überlebensraten behindert, vermutlich aufgrund des Versagens normaler Herzen, sich an die akute Etablierung des Fontan-Kreislaufs anzupassen ^7,20. Zu diesem Zweck bietet der Einsatz von drahtlosen Telemetriesystemen eine neuartige Lösung für die langfristige Echtzeiterfassung von kardiovaskulären Daten bei frei beweglichen Tieren^21,22. Diese Geräte können auch eine engmaschige postoperative Überwachung ermöglichen, was zu einem verbesserten Tierschutz und Überleben führen könnte.

Hier beschreiben wir die Methodik für die erfolgreiche Implantation und Anwendung eines drahtlosen Telemetriesystems²³ in einem chronischen Fontan-Schafmodell. Diese Technik bot ein robustes und zuverlässiges Mittel zur kontinuierlichen hämodynamischen Datenerfassung, das die Untersuchung des venösen Drucks und anderer wichtiger physiologischer Parameter ermöglichte. Die Implementierung dieser Technologie in präklinischen Modellen ist entscheidend für unser besseres Verständnis der Fontan-Physiologie und die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien, die darauf abzielen, die langfristigen Ergebnisse von Fontan-Patienten zu verbessern.

Protokoll

Dieses Versuchsprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121) genehmigt. Alle Verfahren entsprachen den Richtlinien des National Institute of Health's Guide for the Use and Care of Laboratory Animals. Diese Forschung folgte den Richtlinien für Tierversuche: Berichterstattung über In-vivo-Experimente . Dorset-Schafe mit einem Gewicht von 23-38 kg und einer Altersspanne von 2-12 Monaten wurden vor der Operation mindestens 1 Woche lang in einer spezifisch pathogenfreien Umgebung mit freiem Zugang zu Futter und Wasser untergebracht. Die in der Studie verwendeten Geräte und Reagenzien sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Tiere

1. Lassen Sie das Schaf 1 Woche vor der Operation vom Tierarztteam untersuchen, um sicherzustellen, dass es sicher anästhesiert werden kann. Schnelle gesunde Schafe und 12 Stunden vor dem chirurgischen Eingriff ohne Wasser.
2. Beruhigung mit einer Kombination aus Ketamin (4 mg/kg) und Diazepam (0,5 mg/kg), die durch eine Vena jugularis interna (IJ) injiziert wird.
3. Rasieren Sie das Schaf gemäß dem geplanten Verfahren (siehe unten) und über dem Oberschenkel für die Platzierung des Elektrokauter-Erdungskissens. Reinigen Sie die Operationsstellen mit Alkohol.
4. Führen Sie einen 8-9 mm einlumigen Endotrachealtubus in die Luftröhre ein.
5. Legen Sie eine Magensonde zur Dekompression von Magen und Pansen ein.
6. Führen Sie einen einlumigen Venenkatheter (16-18 G) in die rechte Jugularvene oder eine Vena saphena lateralis ein, um eine kontinuierliche Flüssigkeitsverabreichung, eine kontinuierliche Infusion (CRI) von Propofol und eine Medikamenteninjektion nach Bedarf durchzuführen.
7. Legen Sie einen arteriellen Zugang (22-24 G) in eine Ohrarterie zur kontinuierlichen Blutdrucküberwachung.
8. Platzieren Sie eine Blutdruckmanschette an der rechten vorderen Extremität für die nicht-invasive Blutdruckmessung, einen Clip am Ohr oder an der Zunge zur Überwachung der Sauerstoffsättigung und Elektrokardiogramm (EKG) an allen vier Gliedmaßen.
9. Während des Eingriffs ist die Anästhesie mit inhalativem Isofluran 1%-3% mit 100% O₂ und/oder Propofol CRI (20-45 mg/kg/h) aufrecht zu erhalten.
10. Reinigen Sie die Operationsstellen aseptisch mit einem Präparat auf Chlorhexidin-Basis und bedecken Sie sie auf die übliche sterile Weise.
11. Verabreichen Sie Cefazolin (25 mg/kg) zur Antibiotikaprophylaxe vor der Inzision und dosieren Sie während der Operation alle 4 Stunden nach Bedarf.
12. Verabreichen Sie vor der Inzision eine subkutane Injektion eines Lokalanästhetikums wie Bupivacain 0,25% an allen geplanten Inzisionsstellen.

2. Vorbereitung des Telemetriegeräts

1. Öffnen Sie das Telemetrie-Softwareprogramm, und schalten Sie das Telemetriegerät mit dem Magnetschalter ein, während es noch in der Originalverpackung versiegelt ist.
2. Klicken Sie im Softwareprogramm in der oberen Leiste auf Hardware und wählen Sie Edit PhysioTel Digital (CLC) Configuration , um die Telemetrieeinheit einem Communication Link Controller (CLC) zuzuweisen.
3. Sobald ein CLC ausgewählt ist, wird die Seite mit den CLC-Details geöffnet. Klicken Sie auf dieser Seite auf Nach Implantaten suchen, um eine Suche nach Implantaten zu starten, die in der Nähe eingeschaltet sind.
4. Klicken Sie auf Hinzufügen , um die Telemetrieeinheit zur Liste Ausgewählte Implantate hinzuzufügen. Das Gerät wird nun in der Liste "Konfigurierte Implantate" auf der Seite "CLC-Details " angezeigt. Klicken Sie auf Speichern und beenden.
5. Starten Sie die Datenerfassung, indem Sie auf der Registerkarte Samplingsteuerung auf die Schaltfläche Wiedergabe neben dem Namen der Telemetrieeinheit klicken. Das Diagramm, das die Live-Datenerfassung anzeigt, wird automatisch geöffnet.
6. Nehmen Sie das Gerät aus der Außenverpackung und bringen Sie es in die sterile Innenverpackung auf den Operationstisch.
7. Stellen Sie das Gerät auf Null, während es in der Innenverpackung verbleibt. Warten Sie, bis die Messungen des Geräts 30 s lang stabil waren, und verwenden Sie die stabilisierten NPMN-Druckwerte (Non-Pulsatile Mean) als Offset.
8. Wählen Sie in der Subject-Einrichtung das Einstellungssymbol neben dem Parameter aus, der auf Null gesetzt wird, und öffnen Sie die Registerkarte Offsets . Geben Sie den aus den NPMN-Messungen erhaltenen Versatzwert in das Textfeld ein.
9. Überprüfen Sie nach Eingabe des Offsets, ob die NPMN-Messwerte 0 ± 0,1 mmHg betragen. Wenn nicht, wiederholen Sie Schritt 2.7, bis die Werte im gewünschten Bereich liegen.
10. Führen Sie die Schritte 2.7-2.9 für beide Druckkanäle durch.
11. Bevor Sie die Druckmesskatheter in ein Blutgefäß einführen, klopfen Sie auf die Spitze, um den entsprechenden Kanal zu identifizieren. Taps werden in der Wellenformausgabe sichtbar.
12. Verwenden Sie den Katheter für den linksventrikulären Druckkanal (LVP) für die arterielle Druckmessung und den Blutdruckkanal (BP) für die venöse Druckmessung.
13. Legen Sie auf der Registerkarte Standardattribute des Dialogfelds Attribute für die Blutdruckanalyse die minimale Pulshöhe für den Blutdruckkanal auf 1 mmHg fest.

3. Methode 1: Kanülierung der Oberschenkelarterie und der Venen

1. Rasieren Sie das Schaf in einem breiten Umfang um die rechte Leiste und über Bauch und Brust.
2. Positionieren Sie das Schaf in Rückenlage auf dem Operationstisch, wobei die vorderen Gliedmaßen mit einem flexiblen Stoffgurt in Beugung gesichert sind und die Hintergliedmaßen mit einem Schlupfknoten in Verlängerung gesichert sind, um den Zugang zur Leiste zu ermöglichen (Abbildung 1A).
3. Machen Sie einen 5 cm langen Querschnitt in der rechten Leistenregion, zentriert über der tastbaren Oberschenkelarterie, etwa 1 cm unterhalb der Leistenfalte.
4. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion wird durch das Unterhautgewebe bis zum Femurdreieck präpariert. Lokalisieren Sie die Femurgefäße, indem Sie auf den arteriellen Puls tasten.
5. Teilen Sie zwischen dem Musculus sartorius und dem Musculus adductor longus entlang der Richtung der Muskelfasern, um die Femurgefäße freizulegen (Abbildung 1B).
6. Mit einer Kombination aus stumpfer und scharfer Dissektion wird das Bindegewebe umlaufend von den Oberschenkelgefäßen befreit.
7. Führen Sie eine doppelt geschlungene 2-0-Seidenbinde um beide Gefäße proximal und distal zur Kanülenstelle für eine temporäre Gefäßligatierung.
8. Machen Sie einen 6 cm langen Querschnitt durch die Haut im rechten Unterbauch, etwa 3 cm über der Leistenfalte.
9. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion wird das Unterhautfett und das Bindegewebe durchtrennt, um eine 6 cm x 4 cm große Tasche zu schaffen, die oberflächlich zum äußeren Bauchmuskel reicht.
10. Führen Sie das Telemetriegerät in die Unterhauttasche ein und befestigen Sie es mit einer 2-0-Seidennaht (Abbildung 1C).
11. Tunneln Sie die Antenne des Telemetriegeräts unter das Unterhautgewebe und befestigen Sie sie mit einer 2-0-Seidennaht.
12. Für die Platzierung der Biopotential-Ableitungen (EKG) werden 1 cm lange Gegenschnitte in der Haut über dem Mittel- und Unterbauch sowie der unteren und oberen Brust vorgenommen. Tunneln Sie subkutan, um diese Schnitte mit der Körpertasche des Geräts zu verbinden und die EKG-Ableitungen an die gewünschte Stelle zu führen.
13. Platzieren Sie die positive Elektrode im Unterhautgewebe links vom unteren Brustbein. Stellen Sie sicher, dass der Silikonschlauch entfernt wird, um die Spitze des Stahldrahts darunter freizulegen.
14. Platzieren Sie die negative Elektrode im Unterhautgewebe rechts vom oberen Brustbein.
15. Überschüssige Drähte für beide Elektroden können aufgewickelt und an der subkutanen Stelle mit einer 2-0-Seidennaht gesichert werden.
16. Legen Sie einen subkutanen Tunnel von der unteren Bauchtasche bis zum Leistenschnitt an und fädeln Sie die beiden Druckkatheter durch.
17. Legen Sie einen Taschenstich mit einer 6-0-Polypropylen-Naht um die Kanülenstelle sowohl der Oberschenkelarterie als auch der Vene, die mit einem Kunststoff-Tourniquet gesichert werden kann.
18. Füllen Sie die Kathetergelspitzen mit nicht komprimierbarem, hochviskosem Gel, um eine Koagulation in den Katheterspitzen zu verhindern und sicherzustellen, dass keine Luftblasen entstehen.
19. Verabreichen Sie 3 Minuten vor der Kanülierung eine Dosis intravenöses Heparin (100 Einheiten/kg).
20. Ziehen Sie die proximalen und distalen 2-0 Seidentourniquets um die Oberschenkelarterie fest. Mit einem Skalpell #11 vorsichtig in das Gefäß in der Mitte des Handbeutel-Fadenstichs einschneiden und mit der Spitze eines gebogenen Blutkörpers leicht erweitern.
21. Führen Sie den Druckkatheter ein, der dem LVP-Kanal entspricht, und schieben Sie ihn in die Bauchaorta vor, wobei Sie das proximale Seidentourniquet lösen, um die Passage des Katheters zu ermöglichen. Ziehen Sie die Naht an der Handtasche fest und binden Sie sie um den Katheter.
22. Wiederholen Sie die Schritte 3.20 und 3.21 für die Kanülierung der Oberschenkelvene mit dem Druckkatheter, der dem Blutdruckkanal entspricht, und schieben Sie ihn in die abdominale IVC vor (Abbildung 1D).
23. Vergewissern Sie sich, dass sich die Katheterspitzen in der IVC und der Aorta mit Hilfe der Fluoroskopie befinden.
24. Nähern Sie sich dem Sartorius-Muskel mit einer resorbierbaren Naht 2-0 an.
25. Verschließen Sie die Haut mit tiefen dermalen und subkutikulären Nähten mit resorbierbaren Nähten 3-0 bzw. 4-0.

4. Methode 2: Kanülierung der Halsschlagader und der Vena jugularis interna

1. Rasieren Sie das Schaf in einem weiten Umfang um den linken Hals und über die Brust hinunter.
2. Positionieren Sie das Schaf im rechten lateralen Dekubitus auf dem Operationstisch, wobei das linke vordere Glied mit einem Slipknotbinder in Beugung gesichert ist, um die Brust freizulegen (Abbildung 2A).
3. Machen Sie einen 5 cm langen Längsschnitt über der linken Halsschlagader und der Vene IJ, etwa 7 cm kranial zum thorakalen Einlass.
4. Präparieren Sie mit Elektrokauter das Unterhautfett, das Bindegewebe und das Platysma, um die Halsgefäße freizulegen (Abbildung 2B).
5. Mit einer Kombination aus stumpfer und scharfer Dissektion wird das Bindegewebe von der linken Halsschlagader und der Vena IJ umlaufend entfernt.
6. Führen Sie eine doppelt geschlungene 2-0-Seidenbinde um beide Gefäße proximal und distal zur Kanülenstelle für eine temporäre Gefäßligatierung.
7. Machen Sie einen 6 cm langen Längsschnitt an der Basis des linken Halses zwischen dem Schulterblatt und der Halswirbelsäule.
8. Mit einer Kombination aus Elektrokauter und stumpfer Dissektion das Unterhautfett und das Bindegewebe durchtrennen, um eine 6 cm x 4 cm große Tasche zu schaffen, die sich in Richtung Wirbelsäule erstreckt.
9. Führen Sie das Telemetriegerät in die Unterhauttasche ein und befestigen Sie es mit einer 2-0-Seidennaht.
10. Tunneln Sie die Antenne des Telemetriegeräts unter das Unterhautgewebe und befestigen Sie sie mit einer 2-0-Seidennaht.
11. Nehmen Sie 1 cm lange Gegenhautschnitte an der Basis des Halses sowie an der unteren linken und oberen rechten Brust vor, um die EKG-Ableitungen zu platzieren. Tunneln Sie subkutan, um diese Schnitte mit der Körpertasche des Geräts zu verbinden und die EKG-Ableitungen an die gewünschte Stelle zu führen (Abbildung 2C).
12. Platzieren Sie die EKG-Ableitungen ähnlich wie die oben beschriebenen Schritte für das Verfahren der Femurimplantate (Abschnitt 3).
13. Legen Sie einen subkutanen Tunnel von der lateralen Gerätetasche bis zum medialen Halsschnitt an und fädeln Sie die beiden Druckkatheter durch. Bereiten Sie diese Druckkatheter vor der Kanülierung mit Gel vor, wie im Femurimplantatverfahren beschrieben.
14. Legen Sie mit einer 6-0-Polypropylen-Naht einen Handtaschenstich um die Kanülenstelle an beiden Gefäßen und befestigen Sie ihn mit einem Kunststoff-Tourniquet.
15. Verabreichen Sie 3 Minuten vor der Kanülierung eine Dosis intravenöses Heparin (100 Einheiten/kg).
16. Ziehen Sie die proximalen und distalen 2-0-Seidentourniquets um die Halsschlagader fest. Mit einem Skalpell #11 vorsichtig in das Gefäß in der Mitte des Handbeutel-Fadenstichs einschneiden und mit der Spitze eines gebogenen Blutkörpers leicht erweitern.
17. Führen Sie den Druckkatheter ein, der dem LVP-Kanal entspricht, und schieben Sie ihn in die thorakale aufsteigende Aorta vor, wobei Sie das proximale Seidentourniquet lockern, um den Katheter passieren zu lassen. Ziehen Sie die Naht an der Handtasche fest und binden Sie sie um den Katheter.
18. Wiederholen Sie die Schritte 4.16 und 4.17 für die Kanülierung der linken Vene IJ mit dem Druckkatheter, der dem Blutdruckkanal entspricht, und schieben Sie ihn in das thorakale SVC vor.
19. Bestätigen Sie die geeignete Position der Katheterspitzen in der thorakalen SVC und der aufsteigenden Aorta mittels Fluoroskopie (Abbildung 2D).
20. Nähern Sie sich dem Platysma-Muskel mit einem resorbierbaren 2-0-Naht an.
21. Verschließen Sie die Haut mit tiefen dermalen und subkutikulären Nähten mit resorbierbaren Nähten 3-0 bzw. 4-0.

5. Wiederherstellung

1. Brechen Sie die Anästhetika ab. Entfernen Sie die Magensonde und extubieren Sie, wenn das Schaf ohne Hilfe des Beatmungsgeräts atmet. Dies tritt typischerweise auf, nachdem das Schaf Anzeichen von Erregung zeigt (Bewegung, Blinzeln, Reaktion auf schmerzhafte Reize, Kiefertonus, Kauen).
2. Entfernen Sie den arteriellen Zugang.
   HINWEIS: Das Telemetriegerät kann eine kontinuierliche Blutdrucküberwachung durchführen, wenn einer seiner Druckkatheter in die Aorta eingeführt wurde.
3. Bringen Sie die Schafe zur Genesung in eine isolierte Haltungseinheit. Helfen Sie dem Schaf, in sternaler Liege zu bleiben und schließlich zu stehen.
4. Intravenös Banamin (2,2 mg/kg) und subkutanes Buprenorphin SR (0,03 mg/kg) gegen postoperative Schmerzen verabreichen.

Ergebnisse

Chirurgische Ergebnisse
Insgesamt 13 Schafe wurden einer einstufigen Fontan-Operation unterzogen, die eine vollständige kavopulmonale Verbindung mit Ablösung sowohl des SVC als auch des IVC aus dem rechten Vorhof, einer direkten End-to-Side-Anastomose des SVC zum PA und der Platzierung eines extrakardialen Conduits zwischen IVC und PA umfasste. Schafe wurden diesem Verfahren im Durchschnittsalter von 13,3 ± 7,6 Monaten unterzogen. Von diesen wurden 3 Schafe einer d...

Diskussion

Wir haben zwei chirurgische Methoden für die Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts in ein Schafmodell entwickelt. Das Gerät wurde erfolgreich bei 5 Schafen implantiert, um eine kontinuierliche, langfristige Überwachung und Aufzeichnung verschiedener kardiovaskulärer Parameter zu erreichen, einschließlich Herzfrequenz, arterieller Blutdruck und lokalisierter venöser Drücke von der abdominalen IVC und der thorakalen SVC. Alle Schafe überstanden die Operation zur Implantat...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride solution	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Intraoperative fluid resuscitation and wound rinse
16 G intravenous catheter	BD	382259	For fluid and drug administration
22 G intravascular catheter	BD	381423	For arterial  blood pressure monitoring
70% isopropyl alcohol	Aspen Vet	11795782	Topical cleaning solution
ACT cartridge	Abbot Diagnostics	03P86-25	Activated clotting time
Backhaus towel clamp	Medline	MDS1411111	To affix sterile drape
Banamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 50 mg/mL, dose 2.2 mg/kg
Blood pressure cuff	Royal Philips	9.89803E+11	Non-invasive blood pressure monitoring
Bupivacaine hydrochloride	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Local anesthetic: concentration 2.5 mg/mL, dose 2.5 mg/kg
Buprenorphine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 0.3 mg/mL, dose 0.03 mg/kg
Castroviejo needle holder	Medline	MDS0750386	Needle holder when suturing blood vessels
Cautery cleaner pad	Cardinal Health	300-2SS	To clean cautery pencil tip
Cautery pencil	Medline	ESRK3002L	For dissection using electrocautery
Cefazolin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Antibiotic prophylaxis
Cetacaine	Cetylite	220	Topical anesthetic spray for intubation
Chloraprep	BD	930825	Topical antiseptic
Debakey atraumatic forceps	Medline	MDS1130630F	For tissue handling
Diazepam	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 5 mg/mL, dose 0.5 mg/kg
ECG leads	3M	2570	ECG monitoring
Endotracheal tube, size 8-9	Covidien	86452, 86114, or 86454	To secure airway
Hartmann hemostatic forceps	Medline	MDS1221109	To clamp blood vessels and hold small sutures
Heparin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Anticoagulant: 1,000 USP units/mL
Pressure transducer kit	Edwards Lifesciences	VSYPX12N	For arterial  blood pressure monitoring
Pulse oximeter lingual clip	Nellcor	PO736	For pulse oximetry
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Anesthetic: dose 1-3%
Kantrowitz forcep (right angle)	Medline	MDS1243528	For blunt dissection around blood vessels
Ketamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 100 mg/mL, dose 4 mg/kg
Laparotomy drape	Medline	DYNJP3008	Sterile drape
Lubricating jelly	Medline	MDS0322273Z	Endotracheal tube lubricant
Mayo Hegar needle holder	Medline	MDS2418420F	Needle holder when suturing soft tissue
Mayo scissors	Medline	MDS0816121	To cut suture
Metzenbaum curved scissors	Medline	MDS3223226	For sharp dissection
Needles and syringes	Cardinal Health	309604	For intravenous and subcutaneous drug administration
Optixcare	Aventix	OPX-4252	Corneal lubricant
Perma-Hand silk suture	Ethicon	C016D	For blood vessel ligation and attachment of the telemetry device subcutaneously
PhysioTel Digital wireless telemetry device	Data Sciences International	L21 model	Wireless telemetry device implant
Pierce microforceps	Medline	MDG384908	Small needle handling
Plastic tourniquet and suture snare	Medtronic	79013	To facilitate hemostasis during vessel cannulation
Pressure bag	Carefusion	64-10029	For arterial blood pressure monitoring
Prolene 6-0 suture	Ethicon	8307H	Purse string stitch for vessel cannulation
Propofol	Fresenius Kabi	Pharmacy	Anesthetic: concentration 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/h
Scalpel #10 blade	Medline	MDS15310	For skin incisions
Scalpel #11 blade	Medline	CISION11CS	For incision into blood vessels
Schnidt tonsil forceps	Medline	MDS5018719	For blunt dissection through subcutaneous tissue
SoftCarry stretcher	Four Flags Over Aspen	SSTR-4	For animal transportation
Sterile disposable OR towel	Medline	MDT2168201	Sterile drape
Sterile bowl	LSL Industries	5232	To hold saline solution
Sterile cotton X-ray detectable gauze sponge	Medline	NON21430LF	Fluid absorption
Orogastric tube	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	For stomach and rumen decompression
T-port	Medline	DYNDTN0001	Intravenous catheter tubing connector
Urine drainage bag	Covidien	3512	Connects to orogastric tube to collect gastric fluids
Veterinary trocar with stylet	Braintree Scientific, Inc.	TRO-STY 7B-12	To guide telemetry wires through subcutaneous tissue
Vicryl 2-0 suture	Ethicon	VCPB269H	Closure of subcutaneous soft tissue
Vicryl 3-0 suture	Ethicon	VCPB416H	Closure of deep dermal layer
Vicryl 4-0 suture	Ethicon	J494H	Closer of subcuticular layer
Warming blanket	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	To maintain animal's body temperature
Weitlander retractor	Teleflex Medical	165358	For wound retraction
Yankauer bulb tip suction	Medline	DYND50138	Sterile waste management