Implantation d’un dispositif de télémétrie sans fil dans un modèle de Fontan Ovine pour une surveillance hémodynamique continue et à long terme

Résumé

Ce protocole décrit la méthodologie chirurgicale d’implantation d’un dispositif de télémétrie sans fil pour animaux de grande taille afin de permettre une collecte continue et à long terme de données hémodynamiques, y compris la fréquence cardiaque, la pression artérielle, les pressions inférieures et supérieures de la veine cave et le rythme cardiaque.

Résumé

Bien que la procédure de Fontan améliore considérablement l’espérance de vie des patients atteints d’un ventricule unique, il est bien reconnu que la circulation qui en résulte entraîne un fardeau important de la maladie à long terme en raison d’une pression veineuse centrale chroniquement élevée et d’une diminution du débit cardiaque. Les modèles animaux chroniques de Fontan sont un atout précieux pour étudier les résultats physiologiques tardifs associés à cette opération et un outil nécessaire dans l’évaluation des futurs dispositifs conçus pour atténuer l’échec de Fontan. Cependant, les tentatives précédentes de création de modèles de Fontan chroniques ont été entravées par de faibles taux de survie. De plus, la collecte efficace de données hémodynamiques pose un défi important aux animaux en mouvement libre. À cette fin, l’utilisation de systèmes de télémétrie implantables sans fil offre une solution novatrice pour le suivi en temps réel et à long terme des données cardiovasculaires. Ce protocole décrit la méthodologie d’implantation chirurgicale d’un dispositif de télémétrie sans fil dans un modèle ovin de survie de Fontan, facilitant l’enregistrement continu et continu de plusieurs paramètres hémodynamiques, notamment la fréquence cardiaque, la pression artérielle et les pressions localisées dans la veine cave inférieure (VCI) et la veine cave supérieure (SVC). Des dispositifs de télémétrie ont été implantés avec canulation de l’artère carotide et de la veine jugulaire interne ou de l’artère et de la veine fémorales, pour la mise en place de cathéters sensibles à la pression dans l’aorte ascendante et la CVV ou l’aorte abdominale et la VCI, respectivement. L’utilisation des systèmes de télémétrie sans fil a permis une surveillance postopératoire étroite après une opération Fontan en une seule étape, ce qui a contribué à améliorer le bien-être et la survie des animaux.

Introduction

La mise au point de la procédure de Fontan en 1971 a permis d’améliorer considérablement les résultats pour les patients atteints d’un seul ventricule¹. Le but de cette opération est de séparer le retour veineux systémique et pulmonaire vers le cœur, augmentant ainsi l’oxygénation systémique et soulageant la charge volumique sur le ventricule systémique. Depuis son introduction, de nombreuses modifications ont été apportées à l’approche chirurgicale. Actuellement, le pontage total du cœur droit est le plus souvent réalisé par reconstruction par étapes ^2,3. En règle générale, la première étape est réalisée au cours de la première semaine de vie⁴. Les patients subissent ensuite une deuxième étape, qui consiste soit en la procédure Glenn, soit en l’hémi-fontan, pour rediriger le flux sanguin de la veine cave supérieure (SVC) vers l’artère pulmonaire (PA)⁵. S’ensuit la procédure de Fontan, qui consiste à créer un conduit extracardiaque ou un tunnel latéral entre la veine cave inférieure (VCI) et l’AP6. Des progrès chirurgicaux tels que ceux réalisés tout au long de l’histoire de la procédure de Fontan n’auraient pas pu être réalisés sans l’utilisation de modèles animaux⁷.

Bien que la procédure de Fontan améliore considérablement l’espérance de vie des patients atteints d’un ventricule unique, il est bien reconnu que la circulation qui en résulte, qui fonctionne sans pompe sous-pulmonaire, entraîne une charge de morbidité importante à long terme en raison d’une pression veineuse centrale (CVP) chroniquement élevée et d’une diminution du débit cardiaque 8,9,10,11,12 . Les modèles animaux de Fontan chronique sont un atout précieux pour étudier les résultats physiologiques tardifs associés à cette opération¹³. La collecte active de données sur les paramètres cardiovasculaires, tels que la PVC, la fréquence cardiaque et d’autres signes vitaux, afin de saisir les changements hémodynamiques postopératoires est essentielle pour une évaluation complète de la physiopathologie en développement. De plus, les modèles animaux sont un outil nécessaire pour tester la capacité de nouveaux dispositifs d’assistance ventriculaire conçus pour atténuer les défauts hémodynamiques de la circulation de Fontan in vivo 14,15,16,17,18,19.

Cependant, la collecte efficace des données pose un défi de taille. Les techniques invasives basées sur des cathéters sont limitées par leur nature transitoire, les risques procéduraux associés et l’incapacité de surveiller l’état de l’animal sur de longues périodes. De plus, les tentatives précédentes de création d’un modèle de Fontan chez les grands animaux ont été entravées par de faibles taux de survie, probablement en raison de l’incapacité des cœurs normaux à s’adapter à l’établissement aigu de la circulation de Fontan ^7,20. À cette fin, l’utilisation de systèmes de télémétrie sans fil offre une solution novatrice pour la collecte en temps réel et à long terme de données cardiovasculaires chez les animaux en mouvement libre^21,22. Ces dispositifs peuvent également permettre une surveillance postopératoire étroite, ce qui pourrait améliorer le bien-être et la survie des animaux.

Nous décrivons ici la méthodologie pour l’implantation et l’utilisation réussies d’un système de télémétrie sans fil²³ dans un modèle ovin de Fontan chronique. Cette technique a fourni un moyen robuste et fiable de collecte continue de données hémodynamiques, permettant l’étude des pressions veineuses et d’autres paramètres physiologiques clés. La mise en œuvre de cette technologie dans des modèles précliniques est essentielle pour faire progresser notre compréhension de la physiologie de Fontan et le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques visant à améliorer les résultats à long terme des patients atteints de Fontan.

Protocole

Ce protocole expérimental a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut de recherche Abigail Wexner de l’Hôpital national pour enfants (AR20-00121). Toutes les procédures ont respecté les directives décrites dans le Guide d’utilisation et de soins des animaux de laboratoire de l’Institut national de la santé. Cette recherche a suivi les lignes directrices de la recherche animale : rapport des expériences in vivo . Des moutons Dorset d’un poids de 23 à 38 kg et d’un âge de 2 à 12 mois ont été logés dans un environnement spécifique exempt d’agents pathogènes avec un accès libre à la nourriture et à l’eau pendant au moins 1 semaine avant l’opération. L’équipement et les réactifs utilisés dans l’étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation des animaux

1. Faites évaluer les moutons par l’équipe vétérinaire 1 semaine avant l’intervention chirurgicale pour s’assurer qu’ils peuvent subir une anesthésie en toute sécurité. Jeûnez les moutons en bonne santé et privez-les d’eau pendant 12 heures avant l’intervention chirurgicale.
2. Sédatif avec une combinaison de kétamine (4 mg/kg) et de diazépam (0,5 mg/kg) injectée par une veine jugulaire interne (IJ).
3. Rasez les moutons selon la procédure prévue (détaillée ci-dessous) et sur la cuisse pour la mise à disposition du tampon de mise à la terre par électrocautérisation. Nettoyez les sites chirurgicaux avec de l’alcool.
4. Insérez une sonde endotrachéale à lumière unique de 8 à 9 mm dans la trachée.
5. Insérez une sonde orogastrique pour la décompression de l’estomac et du rumen.
6. Insérez un cathéter veineux à lumière unique (16-18 G) dans la veine jugulaire droite ou une veine saphène latérale pour l’administration continue de liquides, la perfusion à débit continu (IRC) de propofol et l’injection de médicament au besoin.
7. Placez un cathéter artériel (22-24 G) dans une artère auriculaire pour une surveillance continue de la pression artérielle.
8. Placez un brassard de tensiomètre sur le membre avant droit pour une mesure non invasive de la pression artérielle, un clip sur l’oreille ou la langue pour surveiller la saturation en oxygène et des sondes d’électrocardiogramme (ECG) sur les quatre membres.
9. Pendant l’intervention, maintenez l’anesthésie à l’aide d’isoflurane inhalé à 1 % à 3 % avec 100 % d’O₂ et/ou d’IRC au propofol (20 à 45 mg/kg/h).
10. Nettoyez aseptiquement les sites chirurgicaux à l’aide d’une préparation à base de chlorhexidine et drapez de manière stérile standard.
11. Administrer la céfazoline (25 mg/kg) pour l’antibioprophylaxie avant l’incision et redoser toutes les 4 heures pendant l’opération au besoin.
12. Administrer une injection sous-cutanée d’un anesthésique local, tel que la bupivacaïne 0,25 %, à tous les sites d’incision prévus avant l’incision.

2. Préparation de l’appareil de télémétrie

1. Ouvrez le logiciel de télémétrie et allumez-le à l’aide de l’interrupteur magnétique pendant qu’il est encore scellé dans son emballage d’origine.
2. Dans le logiciel, cliquez sur Matériel situé dans la barre supérieure et sélectionnez Modifier la configuration PhysioTel Digital (CLC) pour attribuer l’unité de télémétrie à un contrôleur de liaison de communication (CLC).
3. Une fois qu’un CLC est sélectionné, sa page Détails du CLC s’ouvre. Sur cette page, cliquez sur Rechercher des implants, ce qui lancera une recherche de dispositifs d’implants activés à proximité.
4. Cliquez sur Ajouter pour ajouter l’unité de télémétrie à la liste Implants sélectionnés . Le dispositif apparaîtra désormais dans la liste des implants configurés sur la page Détails du CLC . Cliquez sur Enregistrer et quitter.
5. Démarrez l’acquisition des données en appuyant sur le bouton Lecture à côté du nom de l’unité de télémétrie dans l’onglet Contrôle d’échantillonnage . Le graphique affichant l’acquisition de données en direct s’ouvrira automatiquement.
6. Retirez le dispositif de son emballage extérieur et transférez-le dans son emballage intérieur stérile sur la table d’opération.
7. Mettez l’appareil à zéro pendant qu’il reste dans son emballage intérieur. Attendez que les mesures de l’appareil soient stables pendant 30 s et utilisez les valeurs de pression moyenne non pulsatile stabilisée (NPMN) comme décalage.
8. Dans Configuration du sujet, sélectionnez l’icône des paramètres en regard du paramètre qui est mis à zéro et ouvrez l’onglet Décalages . Entrez la valeur de décalage obtenue à partir des mesures NPMN dans la zone de texte.
9. Après avoir saisi le décalage, vérifiez si les lectures NPMN sont de 0 ± 0,1 mmHg. Si ce n’est pas le cas, répétez l’étape 2.7 jusqu’à ce que les valeurs se situent dans la plage souhaitée.
10. Effectuez les étapes 2.7-2.9 pour les deux canaux de pression.
11. Avant d’insérer les cathéters de détection de pression dans un vaisseau sanguin, tapotez l’embout pour identifier le canal correspondant. Les tapotements deviendront apparents dans la sortie de la forme d’onde.
12. Utilisez le cathéter correspondant au canal de pression ventriculaire gauche (LVP) pour la mesure de la pression artérielle et au canal de pression artérielle (BP) pour la mesure de la pression veineuse.
13. Dans l’onglet Attributs standard de la boîte de dialogue Attributs d’analyse de la pression artérielle , définissez la hauteur minimale du pouls sur 1 mmHg pour le canal BP.

3. Méthode 1 : Canulation de l’artère fémorale et de la veine

1. Rasez le mouton dans un large périmètre autour de l’aine droite et sur l’abdomen et la poitrine.
2. Placez les moutons en décubitus dorsal sur la table d’opération, les membres antérieurs en flexion à l’aide d’une ceinture en tissu souple et les membres postérieurs en extension à l’aide d’un nœud coulant pour permettre l’accès à l’aine (figure 1A).
3. Faites une incision transversale de 5 cm dans la région inguinale droite, centrée sur l’artère fémorale palpable, à environ 1 cm sous le pli inguinal.
4. À l’aide d’une combinaison d’électrocautérisation et de dissection contondante, disséquez à travers le tissu sous-cutané jusqu’au triangle fémoral. Localisez les vaisseaux fémoraux en palpant le pouls artériel.
5. Divisez le muscle sartorius et le muscle long adducteur le long dans la direction des fibres musculaires pour exposer les vaisseaux fémoraux (Figure 1B).
6. À l’aide d’une combinaison de dissection émoussée et nette, dégagez le tissu conjonctif des vaisseaux fémoraux sur la circonférence de la région.
7. Passez une attache en soie 2-0 à double boucle autour des deux vaisseaux proximaux et distaux du site de canulation pour une ligature temporaire des vaisseaux.
8. Faites une incision transversale de 6 cm à travers la peau du bas-ventre droit, à environ 3 cm au-dessus du pli inguinal.
9. À l’aide d’une combinaison d’électrocautérisation et de dissection contondante, disséquez à travers la graisse sous-cutanée et le tissu conjonctif pour créer une poche de 6 cm x 4 cm superficielle à l’oblique externe.
10. Insérez l’appareil de télémétrie dans la poche sous-cutanée et fixez-le en place à l’aide d’une suture en soie 2-0 (Figure 1C).
11. Tunnelisez l’antenne du dispositif de télémétrie sous le tissu sous-cutané et fixez-la en place à l’aide d’une suture en soie 2-0.
12. Pour la mise en place des sondes de biopotentiel (ECG), faites des contre-incisions de 1 cm dans la peau sur le milieu et le bas de l’abdomen, ainsi que sur le bas et le haut du thorax. Creusez un tunnel sous-cutané pour connecter ces incisions à la poche du corps de l’appareil et guider les fils ECG vers l’emplacement souhaité.
13. Placez l’électrode positive dans le tissu sous-cutané à gauche de la partie inférieure du sternum. Assurez-vous que le tube en silicone est retiré pour révéler la pointe du fil d’acier en dessous.
14. Placez l’électrode négative dans le tissu sous-cutané à droite de la partie supérieure du sternum.
15. L’excès de câblage pour les deux sondes peut être enroulé et fixé à l’emplacement sous-cutané à l’aide d’une suture en soie 2-0.
16. Créez un tunnel sous-cutané entre la poche inférieure de l’appareil abdominal et l’incision inguinale et enfilez les deux cathéters de pression.
17. Placez un point de fil de bourse à l’aide d’une suture en polypropylène 6-0 autour du site de canulation de l’artère et de la veine fémorales, qui peuvent être fixées à l’aide d’un garrot en plastique.
18. Remplissez les embouts en gel du cathéter avec du gel non compressible à haute viscosité pour éviter la coagulation à l’intérieur des embouts du cathéter, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de bulles d’air.
19. Administrer une dose d’héparine intraveineuse (100 unités/kg) 3 min avant la canulation.
20. Serrez les garrots de soie proximaux et distaux 2-0 autour de l’artère fémorale. Incisez soigneusement dans le récipient au centre du point de fil de bourse à l’aide d’un scalpel à lame #11 et dilatez légèrement avec la pointe d’un hémostat incurvé.
21. Insérez le cathéter de pression correspondant au canal LVP et avancez-le dans l’aorte abdominale, en desserrant le garrot de soie proximal pour permettre le passage du cathéter. Serrez le cordon de suture et attachez-le autour du cathéter.
22. Répéter les étapes 3.20 et 3.21 pour la canulation de la veine fémorale à l’aide du cathéter de pression correspondant au canal BP et l’introduire dans la VCI abdominale (Figure 1D).
23. Confirmez que les extrémités du cathéter sont correctement situées dans la VCI et l’aorte à l’aide de la fluoroscopie.
24. Rapprochez le muscle sartorius à l’aide d’une suture résorbable 2-0.
25. Fermez la peau avec des sutures dermiques profondes et sous-cuticulaires à l’aide de sutures résorbables 3-0 et 4-0, respectivement.

4. Méthode 2 : Canulation de l’artère carotide et de la veine jugulaire interne

1. Rasez les moutons dans un large périmètre autour du cou gauche et vers le bas sur la poitrine.
2. Placez le mouton en décubitus latéral droit sur la table d’opération avec le membre avant gauche fixé en flexion à l’aide d’un nœud coulant pour exposer la poitrine (Figure 2A).
3. Faites une incision cutanée longitudinale de 5 cm au-dessus de l’artère carotide gauche et de la veine IJ, à environ 7 cm du crâne jusqu’à l’entrée thoracique.
4. À l’aide de l’électrocautérisation, disséquez la graisse sous-cutanée, le tissu conjonctif et le platysma pour exposer les vaisseaux du cou (Figure 2B).
5. À l’aide d’une combinaison de dissection émoussée et nette, dégagez le tissu conjonctif de l’artère carotide gauche et de la veine IJ de la circonférence.
6. Passez une attache en soie 2-0 à double boucle autour des deux vaisseaux proximaux et distaux du site de canulation pour une ligature temporaire des vaisseaux.
7. Faites une incision longitudinale de 6 cm à la base du cou gauche, entre l’omoplate et la colonne cervicale.
8. À l’aide d’une combinaison d’électrocautérisation et de dissection contondante, disséquez la graisse sous-cutanée et le tissu conjonctif pour créer une poche de 6 cm x 4 cm s’étendant vers la colonne vertébrale.
9. Insérez l’appareil de télémétrie dans la poche sous-cutanée et fixez-le en place à l’aide d’une suture en soie 2-0.
10. Tunnelisez l’antenne du dispositif de télémétrie sous le tissu sous-cutané et fixez-la en place à l’aide d’une suture en soie 2-0.
11. Faites des incisions cutanées de 1 cm à la base du cou, ainsi qu’en bas du dos gauche et en haut du thorax droit, pour le placement des dérivations ECG. Creusez un tunnel sous-cutané pour relier ces incisions à la poche du corps de l’appareil et guider les fils de l’ECG vers l’emplacement souhaité (Figure 2C).
12. Placez les dérivations ECG de la même manière que les étapes décrites ci-dessus pour la procédure d’implant fémoral (section 3).
13. Créez un tunnel sous-cutané entre la poche latérale du dispositif et l’incision médiale du cou et enfilez les deux cathéters de pression. Préparez ces cathéters de pression à l’aide de gel avant la canulation, comme détaillé dans la procédure d’implant fémoral.
14. À l’aide d’une suture en polypropylène 6-0, placez un cordon de persuasion autour du site de canulation sur les deux vaisseaux et fixez-le avec un garrot en plastique.
15. Administrer une dose d’héparine intraveineuse (100 unités/kg) 3 min avant la canulation.
16. Serrez les garrots proximaux et distaux en soie 2-0 autour de l’artère carotide. Incisez soigneusement dans le récipient au centre du point de fil de bourse à l’aide d’un scalpel à lame #11 et dilatez légèrement avec la pointe d’un hémostat incurvé.
17. Insérez le cathéter de pression correspondant au canal LVP et avancez-le dans l’aorte thoracique ascendante, en desserrant le garrot de soie proximal pour permettre le passage du cathéter. Serrez le cordon de suture et attachez-le autour du cathéter.
18. Répétez les étapes 4.16 et 4.17 pour la canulation de la veine IJ gauche à l’aide du cathéter de pression correspondant au canal BP et faites-le avancer dans le SVC thoracique.
19. Confirmer l’emplacement approprié des extrémités du cathéter dans le SVC thoracique et l’aorte ascendante à l’aide de la fluoroscopie (figure 2D).
20. Rapprochez le muscle platysma à l’aide d’une suture résorbable 2-0.
21. Fermez la peau avec des sutures dermiques profondes et sous-cuticulaires à l’aide de sutures résorbables 3-0 et 4-0, respectivement.

5. Récupération

1. Arrêtez les anesthésiques. Retirez la sonde orogastrique et extuber lorsque le mouton respire sans l’aide du ventilateur. Cela se produit généralement après que le mouton montre des signes d’excitation (mouvement, clignement des yeux, réponse à des stimuli douloureux, tonus de la mâchoire, mastication).
2. Retirez la ligne artérielle.
   REMARQUE : Une surveillance continue de la pression artérielle peut être fournie par l’appareil de télémétrie si l’un de ses cathéters de pression a été placé dans l’aorte.
3. Transférez les moutons dans une unité d’hébergement isolée pour qu’ils se rétablissent. Aidez le mouton à rester en position couchée sternale, puis éventuellement à se tenir debout.
4. Administrer par voie intraveineuse de la banamine (2,2 mg/kg) et de la buprénorphine SR sous-cutanée (0,03 mg/kg) pour la douleur postopératoire.

Résultats

Résultats chirurgicaux
Au total, 13 moutons ont subi une chirurgie de Fontan en une seule étape comprenant une connexion cavopulmonaire totale avec détachement de la CVS et de la CVI de l’oreillette droite, une anastomose directe de bout en côté de la CVS à l’AP et la mise en place d’un conduit extracardiaque entre la CVI et l’AP. Les moutons ont subi cette procédure à l’âge moyen de 13,3 ± 7,6 mois. Parmi ceux-ci, 3 moutons ont subi l’implantati...

Discussion

Nous avons développé deux méthodes chirurgicales pour l’implantation d’un dispositif de télémétrie sans fil dans un modèle ovin. Le dispositif a été implanté avec succès chez 5 moutons pour réaliser une surveillance et un enregistrement continus et à long terme de plusieurs paramètres cardiovasculaires, notamment la fréquence cardiaque, la pression artérielle et les pressions veineuses localisées de la VCI abdominale et du SVC thoracique. Tous les moutons ont survéc...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride solution	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Intraoperative fluid resuscitation and wound rinse
16 G intravenous catheter	BD	382259	For fluid and drug administration
22 G intravascular catheter	BD	381423	For arterial  blood pressure monitoring
70% isopropyl alcohol	Aspen Vet	11795782	Topical cleaning solution
ACT cartridge	Abbot Diagnostics	03P86-25	Activated clotting time
Backhaus towel clamp	Medline	MDS1411111	To affix sterile drape
Banamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 50 mg/mL, dose 2.2 mg/kg
Blood pressure cuff	Royal Philips	9.89803E+11	Non-invasive blood pressure monitoring
Bupivacaine hydrochloride	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Local anesthetic: concentration 2.5 mg/mL, dose 2.5 mg/kg
Buprenorphine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Postoperative pain control: concentration 0.3 mg/mL, dose 0.03 mg/kg
Castroviejo needle holder	Medline	MDS0750386	Needle holder when suturing blood vessels
Cautery cleaner pad	Cardinal Health	300-2SS	To clean cautery pencil tip
Cautery pencil	Medline	ESRK3002L	For dissection using electrocautery
Cefazolin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Antibiotic prophylaxis
Cetacaine	Cetylite	220	Topical anesthetic spray for intubation
Chloraprep	BD	930825	Topical antiseptic
Debakey atraumatic forceps	Medline	MDS1130630F	For tissue handling
Diazepam	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 5 mg/mL, dose 0.5 mg/kg
ECG leads	3M	2570	ECG monitoring
Endotracheal tube, size 8-9	Covidien	86452, 86114, or 86454	To secure airway
Hartmann hemostatic forceps	Medline	MDS1221109	To clamp blood vessels and hold small sutures
Heparin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Anticoagulant: 1,000 USP units/mL
Pressure transducer kit	Edwards Lifesciences	VSYPX12N	For arterial  blood pressure monitoring
Pulse oximeter lingual clip	Nellcor	PO736	For pulse oximetry
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacy	Anesthetic: dose 1-3%
Kantrowitz forcep (right angle)	Medline	MDS1243528	For blunt dissection around blood vessels
Ketamine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacy	Sedative: concentration 100 mg/mL, dose 4 mg/kg
Laparotomy drape	Medline	DYNJP3008	Sterile drape
Lubricating jelly	Medline	MDS0322273Z	Endotracheal tube lubricant
Mayo Hegar needle holder	Medline	MDS2418420F	Needle holder when suturing soft tissue
Mayo scissors	Medline	MDS0816121	To cut suture
Metzenbaum curved scissors	Medline	MDS3223226	For sharp dissection
Needles and syringes	Cardinal Health	309604	For intravenous and subcutaneous drug administration
Optixcare	Aventix	OPX-4252	Corneal lubricant
Perma-Hand silk suture	Ethicon	C016D	For blood vessel ligation and attachment of the telemetry device subcutaneously
PhysioTel Digital wireless telemetry device	Data Sciences International	L21 model	Wireless telemetry device implant
Pierce microforceps	Medline	MDG384908	Small needle handling
Plastic tourniquet and suture snare	Medtronic	79013	To facilitate hemostasis during vessel cannulation
Pressure bag	Carefusion	64-10029	For arterial blood pressure monitoring
Prolene 6-0 suture	Ethicon	8307H	Purse string stitch for vessel cannulation
Propofol	Fresenius Kabi	Pharmacy	Anesthetic: concentration 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/h
Scalpel #10 blade	Medline	MDS15310	For skin incisions
Scalpel #11 blade	Medline	CISION11CS	For incision into blood vessels
Schnidt tonsil forceps	Medline	MDS5018719	For blunt dissection through subcutaneous tissue
SoftCarry stretcher	Four Flags Over Aspen	SSTR-4	For animal transportation
Sterile disposable OR towel	Medline	MDT2168201	Sterile drape
Sterile bowl	LSL Industries	5232	To hold saline solution
Sterile cotton X-ray detectable gauze sponge	Medline	NON21430LF	Fluid absorption
Orogastric tube	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	For stomach and rumen decompression
T-port	Medline	DYNDTN0001	Intravenous catheter tubing connector
Urine drainage bag	Covidien	3512	Connects to orogastric tube to collect gastric fluids
Veterinary trocar with stylet	Braintree Scientific, Inc.	TRO-STY 7B-12	To guide telemetry wires through subcutaneous tissue
Vicryl 2-0 suture	Ethicon	VCPB269H	Closure of subcutaneous soft tissue
Vicryl 3-0 suture	Ethicon	VCPB416H	Closure of deep dermal layer
Vicryl 4-0 suture	Ethicon	J494H	Closer of subcuticular layer
Warming blanket	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	To maintain animal's body temperature
Weitlander retractor	Teleflex Medical	165358	For wound retraction
Yankauer bulb tip suction	Medline	DYND50138	Sterile waste management