NS65819 (CDJ, A), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, A), CIRM DR1-01426 Nos gustaría dar las gracias a Raquel Santos de asistencia técnica.

1. Métodos de entrega sistémica Aunque la administración sistémica de drogas no es el enfoque más eficaz para el logro de altas concentraciones de drogas en el sistema nervioso central, la entrega sistémica son convenientes y bien aceptada por los pacientes. Aquí, vamos a demostrar los procedimientos adecuados para tres procedimientos que se acerca la administración sistémica: inyección intravenosa, inyección intraperitoneal, y una sonda nasogástrica. A. inyección intravenosa (inyección de vena de la cola) <ol><li> Antes de iniciar el procedimiento, el peso corporal de los ratones deben ser registrados. Al igual que con todos los estudios preclínicos, el peso corporal debe ser monitoreada regularmente (dos veces por semana o más) para evaluar la toxicidad potencial de drogas. No más de 1% del peso corporal del ratón en el volumen debe ser inyectada en una sola vez. Por ejemplo, no más de 0,2 ml de líquido se debe inyectar en un ratón de 20g. Todos los fluidos inyectados por vía intravenosa deben ser esterilizados mediante un método apropiado. </li><li> El ratón se debe calentar durante 5-10 minutos utilizando una almohadilla eléctrica o una lámpara de calor para dilatar la vena de la cola. Si se utiliza una lámpara de calor, controlar el ratón en todo momento para evitar la hipertermia. </li><li> El ratón se transfiere a un dispositivo de retención, el cual restringe el ratón al tiempo que permite el acceso a la vena de la cola (ver video). En la cola del ratón hay cuatro vasos visibles: los vasos en los lados dorsal y lateral son las venas, y la embarcación en la parte ventral es una arteria. Para acceder a la vena de la cola, la cola del ratón se mantiene en el punto más distal, y se gira 90 grados para que la vena está mirando hacia arriba. El sitio de la inyección se limpia con un algodón con alcohol y una jeringa de insulina 28g se inserta lado biselado hacia arriba, en la vena (ver video). Si la aguja está correctamente colocado en la vena, se debe mover libremente y sin presión. Poco a poco se inyectan la droga, incluso con la presión sobre unos 5-10 segundos. Si aparece una ampolla en la cola, dejar de inyectarse, ya que esto indica que la aguja ya no está en la vena. </li><li> Después de la inyección, aplique una leve presión sobre el sitio de la inyección hasta que el sangrado se detenga. Esto normalmente toma unos 30-60 segundos. Monitorear el ratón durante 5-10 minutos después de la inyección para asegurar que no hay sangrado posterior. </li></ol> B. inyección intraperitoneal <ol><li> Antes de comenzar la inyección, la droga debe ser cargado en una jeringa conectada a una aguja 28G. Asegúrese de que no hay espacio en la jeringa para la elaboración del émbolo antes de la inyección (por ejemplo, si se inyectan 200μL, asegúrese de que la capacidad de la jeringa es 300μL o superior). </li><li> Quitar el ratón de la jaula por la cola y colocarlo en una superficie con textura, por lo que el ratón tiene algo de donde agarrarse. Una tapa de caja es suficiente. Deje que el ratón para estirar su cuerpo y luego con su mano no dominante, sujete la piel en la parte trasera del ratón, teniendo cuidado de que pellizcar ligeramente la piel tanto como sea posible entre el pulgar y el dedo índice y medio (ver video). Ponga el ratón para que el abdomen del ratón es hacia arriba. Si el ratón se puede mover libremente la cabeza, soltar el agarre y vuelva a intentarlo, a fin de evitar ser mordido durante la inyección. </li><li> Con su mano dominante, recoge la jeringa e inserte la aguja en un ángulo de 30 grados en el cuadrante inferior izquierdo del ratón (ver video). Al pasar el cursor ligeramente invertida le ayudará a mover los órganos de distancia del sitio de la inyección. Para asegurarse de que la aguja está en el espacio intraperitoneal, tire hacia atrás el émbolo de la jeringa. Si cualquier líquido o sangre en la jeringa, la aguja no está en el espacio intraperitoneal y debe ser eliminado. Si no hay líquido es aspirado en la jeringa, y luego inyectar el contenido de la jeringa con una presión uniforme sobre 5.1 segundos y suelte el ratón. </li><li> Monitorear el ratón durante 5-10 minutos después de la inyección para asegurarse de que el ratón vuelve a los niveles de actividad normal. </li></ol> C. oral por sonda <ol><li> Antes de comenzar la inyección, se registra el peso del ratón. El volumen máximo que puede ser entregado mediante una sonda nasogástrica es de 10 ml por kilogramo de peso corporal. Por ejemplo, el volumen máximo de un ratón de 20 g sería 200μL. Tratando de inyectar un mayor volumen puede resultar en reflujo, lo que hará que la administración de fármacos incompleta. Si es necesario administrar un mayor volumen que lo indicado anteriormente, hasta tres dosis se puede administrar más de 24 horas. </li><li> Para evitar perforar el esófago, que es importante para medir la longitud de la aguja de una sonda para cada ratón. Mantenga una punta de bola 18g aguja curva sonda en la última costilla del ratón, y luego marque la longitud de la punta de la cabeza del ratón usando un marcador permanente (ver video). Durante la sonda, esta marca será un punto de parada al insertar la aguja en la boca del ratón. </li><li> Restringir el ratón usando el mango igual que para una inyección intraperitoneal. Insertar la aguja sonda en la boca, sobre la lengua, y Advana vez que la aguja a través de la faringe. No inserte la aguja más allá de la marca de frenado. La aguja debe avanzar sin problemas, sin ningún tipo de presión (ver video). Si se encuentra con la presión, deténgase y retirar la aguja para evitar la inyección de líquido en los pulmones. </li><li> Con la aguja en su lugar, el émbolo en 5.1 segundos y luego se retira la aguja en el mismo ángulo que se introdujo. Monitorear el ratón durante 5-10 minutos, prestando especial atención a cualquier signo de dificultad para respirar que puede indicar que el líquido ha entrado en los pulmones. </li></ol> 2. Entrega Local Aguda por convección mejorado de entrega A. La construcción de la sonda Una cánula CED reflujo resistente a los roedores todavía no está comercialmente disponible. Aquí vamos a demostrar un método para la construcción de una cánula que es una adaptación de un método descrito por primera vez por Krauze et al (Krauze, 2005). <ul><li> La cánula tiene tres partes (Figura 1): tubos de sílice 100um de diámetro a través del cual fluye el líquido de infusión, una aguja de metal rígido de soporte estructural y tubo flexible de teflón para la carga de la infusión. </li><li> Para obtener la aguja de metal rígido, con una llama para fundir el plástico en un catéter Surflo IV (24g estilete) y con unas pinzas retire la aguja de metal. El resto de la sonda puede ser descartada. Corta un trozo de tubo de sílice (OD 0.163mm), ligeramente más largo que la aguja de metal, utilizando una cuchilla de un solo filo. El papel de la sílice tubo en una pequeña gota de cianocrilato base de acción rápida adhesivo (por ejemplo, Krazy pegamento), teniendo cuidado de no conseguir algún tipo de pegamento en los extremos de la tubería. Inserte el tubo de sílice en la aguja de metal y dejar secar durante 5 minutos. </li><li> Una vez seco, el tubo de sílice debe estar firmemente adherida a la aguja. Los extremos de la sílice se debe ajustar de manera que sobresalga 2 mm de tubo de sílice de la punta de la aguja y 3 mm de tubo de sílice sobresale desde el extremo plano (ver video). </li><li> Corte una sección de tubería de teflón de 20 cm de longitud. Rollo de la aguja de metal en una pequeña gota de pegamento, de nuevo teniendo cuidado de no conseguir el pegamento en los extremos del tubo de sílice, ya que va a tapar la cánula. Insertar la aguja en el tubo de teflón a una profundidad de 1 cm. Deje secar durante 1 minuto. Utilizando una pistola de pegamento, aplique una gota de pegamento caliente a la articulación entre la aguja de metal y el tubo de teflón (ver video). Asegúrese de que el conjunto está cubierto por todos los lados y dejar secar por lo menos 1 hora. Cánulas se pueden hacer hasta una semana de antelación y se almacena a temperatura ambiente. </li></ul> B. Procedimiento de infusión <ul><li> Para preparar la zona quirúrgica, todas las superficies deben ser rociadas con un desinfectante, como una solución de clorhexidina al 2%. Guantes quirúrgicos estériles deben ser usados ​​durante el procedimiento. Las superficies son cubiertas con cortinas absorbente. Los siguientes materiales deben ser colocados en el área quirúrgica: <ul><li> Almohadilla eléctrica para mantener la temperatura del cuerpo del ratón </li><li> Dos pequeñas cápsulas de Petri, que contiene 3% de peróxido de hidrógeno, y otro que contiene clorhexidina al 2% </li><li> Hisopos estériles de gasa y algodón </li><li> Escalpelos desechables estériles (Número 21) </li><li> Agujas estériles 22g </li><li> Ratón estereotáxica marco </li><li> Velocidad controlada bomba de jeringa </li><li> Autoclave de piel de ratón grapadora, grapas, y removedor de grapas </li></ul></li><li> Para configurar la cánula CED, adjunte una jeringa de 1 ml al tubo de teflón con un conjunto de adaptadores de jeringa de plástico. La cánula debe ser colocada en el marco estereotáxico para que sea perpendicular a la superficie quirúrgica (ver video). Para la desinfección de la cánula, llenar la jeringa 1 ml de etanol al 70% y el émbolo para ejecutar el etanol a través de la cánula. Repita este proceso con una solución salina estéril, y comprobar que no existen fugas en las juntas de la cánula. Para desinfectar el exterior de la cánula, frote suavemente con un 70% de etanol limpiar. </li><li> Llenar la cánula con solución salina estéril y luego tire hacia atrás en la jeringa de modo que una pequeña burbuja de aire se introduce en la cánula. Esta burbuja de aire se separa el líquido de infusión de la solución salina en la cánula. Entonces, retrocarga su infusión (ver video). Conecte la jeringa de la bomba de jeringa y cebar la bomba con un breve funcionamiento de la cánula. </li><li> Sedar al ratón usando un anestésico inyectado y preparar la piel con un algodón varias veces (5-10 segundos) con un trozo de gasa estéril empapado en la solución de clorhexidina al 2%. Ungüento oftálmico se debe aplicar al ratón para mantener la humedad adecuada durante el procedimiento. Con un bisturí estéril, crea una incisión sagital a lo largo del centro del cráneo, de aproximadamente 1,5 cm de largo (ver video). La superficie del cráneo se limpia con un algodón empapado en una solución de peróxido de hidrógeno al 3%. Tenga cuidado para evitar que el peróxido de hidrógeno en los ojos del ratón. Las líneas de sutura del cráneo debe ser evidente en este punto: si no son visibles, limpie suavemente el cráneo con una fresh hisopo de algodón empapado en una solución de peróxido de hidrógeno al 3%. </li><li> Identificar el bregma (Figura 2) y luego medir de 2 mm a la derecha y posterior 1mm de esta estructura para localizar el lugar de la infusión. Con la aguja 22G estériles, suavemente crear un agujero en el cráneo en este punto al girar la aguja contra el cráneo (ver video). Evite forzar la aguja hacia abajo contra el cráneo. </li><li> En este punto, el ratón debe ser colocado en el marco estereotáxico y comenzar a recibir anestesia inhalada (ver video). Administrar la anestesia en un nivel bajo (1%), ya que observe cuidadosamente el ratón de los cambios en la tasa de respiración, el ajuste de la anestesia en consecuencia. </li><li> La posición de la cánula sobre el agujero del cráneo y luego baje de 3 mm por debajo de la superficie del cráneo. Comenzar la infusión, con las siguientes tarifas y duración: <table border="0"><tbody><tr><td> 0,1 l / min durante 5 minutos </td><td rowspan="5"><img src="/files/ftp_upload/1992/1992tablefigure.png" alt="Volumen total de 10 ul" /></td></tr><tr><td> 0,2 l / min durante 5 minutos </td></tr><tr><td> 0,5 l / min durante 5 minutos </td></tr><tr><td> 0,8 l / min durante 7,5 minutos </td></tr><tr><td> OFF durante 1 minuto </td></tr></tbody></table></li><li> Al final de la infusión, retirar la cánula lentamente y limpiar el cráneo con peróxido de hidrógeno al 3%. Aplicar cera de hueso estéril en el orificio (ver video). Con unas pinzas, sacar la piel a más de la calavera y grapas para cerrar. La buprenorfina debe ser administrado para aliviar el dolor post-operatorio. </li><li> Monitorear el ratón después de la operación hasta que se recupera la conciencia y la movilidad. Debido a la duración del procedimiento, puede tomar hasta una hora para el ratón para recuperar la plena actividad. Durante este tiempo, lugar de la jaula del ratón sobre un cojín de la calefacción para evitar la hipotermia, y no la casa del ratón recuperación activa con otros ratones. </li><li> Grapas de piel se debe quitar una semana después de la cirugía. </li></ul> C. En Vivo Imágenes Infusión con fluorescencia con etiqueta puede formar una imagen después de la administración de exclusión, y se puede controlar los cambios en la intensidad de la señal así como la ubicación de la señal. Por lo general, lo mejor es esperar 2-3 horas después de la infusión de la imagen, a fin de que el ratón para recuperarse de la infusión. <ul><li> Para la anestesia durante la exploración, utilice un bajo nivel de un anestésico inhalado. Coloque el ratón, la parte dorsal para arriba, en una estación de imágenes (por ejemplo, IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). El uso de un ajuste adecuado de filtro para el flúor es que se explora, obtener una imagen. Para CED, una infusión de éxito deben mostrar la mayor parte del material en el cerebro, cerca del lugar de la perfusión (Figura 3). </li></ul> 3. Resultados representante La falta de reacción adversa a la administración de la terapia es un indicador importante de la inyección de éxito. Por ejemplo, después de la inyección vena de la cola no debería haber ningún cambio en la apariencia (por ejemplo, tamaño, color) de la cola. Una burbuja o ampolla después de la inyección vena de la cola se indican por vía subcutánea, en lugar de la administración intravenosa, de la terapia. Para inyección intraperitoneal, una protuberancia en la piel o decoloración del abdomen puede indicar una inyección subcutánea o daños a las estructuras internas. En una sonda nasogástrica, un ratón con dificultad para respirar o la tos puede indicar que el líquido se inyecta en los pulmones, en lugar de en el estómago. Para CED, la función neurológica es importante para evaluar la administración exitosa de la terapia. Un ratón que se presentan convulsiones o hemiparesia puede haber recibido una infusión inadecuada. Si una infusión fluorescente se utiliza, en vivo de imágenes se pueden aplicar para evaluar la gestión exitosa (Figura 3). Si la infusión no se localiza en el sitio de la inyección, la infusión no tuvo éxito. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1: Cánula CED y Quirúrgicas Set-up. Los elementos básicos de la entrega de convección-quirúrgica mayor puesta a punto se muestran. Una bomba de microinfusión (A) está conectado a la cánula de infusión (B, que se muestra ampliada en la parte superior). Un marco estereotáxico (C) se utiliza para colocar la sonda. Esta imagen no cuentan con calefacción y equipos de anestesia también se utiliza durante el procedimiento. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2: El ratón de las líneas de sutura del cráneo. El lugar de la infusión CED (estrella roja) se puede encontrar mediante la identificación de la intersección de las suturas coronal y sagital (bregma) y la medición de 2 mm y 1 mm lateral posterior de la bregma. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3: Resultados de Representante de CED éxito. Liposomes marcado con un colorante fluorescente rojo lejano se infunde en el cerebro del ratón por la CED y la imagen tanto in vivo como ex vivo. Una infusión de éxito muestra una señal fluorescente localizadas en el lugar de la infusión, tanto en vivo (A) y ex vivo (B). La señal debe estar localizado en el hemisferio infundido sin fugas en el hemisferio contralateral. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4: imagen representativa de la CED con éxito en el tronco cerebral de rata. Liposomas con fluorescencia marcado se infunde en el tronco cerebral de la rata. En ratas, tanto como 20μL puede infundir. El aumento del grosor del cráneo de la rata y profundidad de la inyección impedido de imágenes in vivo, pero la ubicación correcta de infusión pudo ser verificada por el ex imágenes in vivo del cerebro disecado.

<ol>
	<li>Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain.">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).</li><li>Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+convection-enhanced+delivery+of+gemcitabine+or+carboplatin+in+a+malignant+glioma+model+in+rats.">Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats.</a> J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).</li><li>Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Canine+model+of+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+containing+CPT-11+monitored+with+real-time+magnentic+resonance+imaging:+laboratory+investigation.">Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation.</a> J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).</li><li>Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+brain+infusion+of+glial+cell+line-derived+neurotrophic+factor+in+Parkinson+disease.">Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.</a> Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).</li><li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+novel+therapeutic+agents+in+tumors:+physiological+barriers+and+strategies.">Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies.</a> J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).</li><li>Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reflux-free+cannula+for+convection-enhanced+high-speed+delivery+of+therapeutic+agents.">Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents.</a> J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).</li><li>Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+of+real-time+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+to+primate+brain:+a+long-term+retrospective.">Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective.</a> Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).</li><li>Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time,+image-guided,+convection-enhanced+delivery+of+interleukin+13+bound+to+pseudomonas+exotoxin.">Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin.</a> Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 .</li><li>Ozawa, T., James, C. D., Van Meir, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Brain+Tumor+Cell+and+Tumor+Tissue+Transplantation+Models.">Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models.</a> CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches. , 147-162 (2009).</li><li>Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+convection-enhanced+delivery+of+viruses+and+virus-sized+particles.">Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles.</a> J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).</li><li>Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+a+topoisomerase+I+inhibitor+(nanoliposomal+topotecan)+and+a+topoisomerase+II+inhibitor+(pegylated+liposomal+doxorubicin)+in+intracranial+brain+tumor+xenografts.">Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts.</a> Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).</li></ol>

Todos los procedimientos se demuestra aquí fueron aprobados por el Cuidado de Animales UCSF institucional y el empleo.

La evaluación preclínica de la eficacia de cualquier agente terapéutico debe tomar en cuenta las propiedades farmacológicas del agente y el tejido diana de interés. Mientras que los métodos sistémicos de la administración son en general más fácil y mejor tolerado por los pacientes, la selectividad de la barrera sangre-cerebro a menudo se requiere la entrega local de la terapia para el tratamiento de la enfermedad del SNC. En este caso, hemos demostrado un método de entrega directa al cerebro: CED. Otras formas de entrega local en el cerebro incluyen la administración directa al líquido cefalorraquídeo, la inyección intratumoral de bolo, y la inyección ventricular. Para estos métodos, capacidad de difusión de la terapéutica es muy importante, con la difusión de los pobres de la región de limitar la cobertura a unos milímetros del lugar de inyección (Jain 1989, Bobo, 1994). Por el contrario, CED utiliza presión positiva para aumentar el área de distribución de drogas (Bobo, 1994), al tiempo que permite terapéuticas dirigidas a determinadas estructuras neuroanatómicas. En nuestro laboratorio, hemos logrado CED realiza en el tronco cerebral, así como en el putamen caudado en los roedores (Figura 4). La capacidad de realizar CED en modelos de roedores se ha convertido cada vez más importante en relación con el creciente interés en la maximización de la eficacia terapéutica en el tratamiento de varios tipos de enfermedad del SNC. CED se puede utilizar para ofrecer una variedad de agentes, incluyendo las proteínas purificadas, medicamentos de moléculas pequeñas, y los virus (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007). La gama de enfermedades que pueden ser tratados con CED incluye los cánceres del sistema nervioso central (Yamashita 2007), así como las enfermedades neurodegenerativas como la enfermedad de Parkinson (Gill 2003). Como la investigación CED sigue creciendo, la necesidad de imágenes in vivo de la terapia administrada CED es igualmente creciente. Mientras que la proyección de imagen fluorescente demostrado aquí probablemente no sería visible a través del cráneo humano, el empleo de otros métodos de co-inyección de agentes de contraste de resonancia magnética (Dickinson 2008) están atrayendo el interés de evaluar la aplicabilidad de control infusiones en pacientes con enfermedad del SNC.

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		<div>
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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2% Chlorhexidine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>NC9756995</td>
<td>AKA &#x201C;Nolvasan&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>20g Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickinson</td>
<td>305175</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>28g Needle (with syringe)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>22-004-270</td>
<td>AKA Insulin Syringe</td>
</tr>
<tr>
<td>3% Hydrogen Peroxide</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>H312P-4</td>
<td>Store away from light</td>
</tr>
<tr>
<td>Cotton Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>23-400-100</td>
<td>Autoclave before use</td>
</tr>
<tr>
<td>Cyanoacrylate-based Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>NC9592632</td>
<td>AKA &#x201C;Krazy Glue&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable Scalpels</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Feather</td>
<td>2975</td>
<td>No. 21</td>
</tr>
<tr>
<td>Gauze</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>22028563</td>
<td>Autoclave before use</td>
</tr>
<tr>
<td>Heating Pad</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dunlap</td>
<td>HP950</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>I.V. Catheter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>14-841-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Infusion Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BASi</td>
<td>MD-1000, MD-1001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Living Image Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Caliper Life Sciences</td>
<td>Contact for Quote</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ophthalmic Ointment</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cardinal Health</td>
<td>1272830</td>
<td>AKA &#x201C;Akwa Tears&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic Syringe Adaptors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>P-604, P-200NX, P-215X, P-630</td>
<td>Fits on Luer Lock Syringes</td>
</tr>
<tr>
<td>Silica Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Polymicro Technologies</td>
<td>2000020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Skin Stapler, Staples, Remover</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting</td>
<td>59020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereotaxic Frame</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting</td>
<td>51725</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Teflon Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>1520</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Xenogen Lumina</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Caliper Life Sciences</td>
<td>Contact for Quote</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

systemic and local drug delivery for treating diseases of the central nervous system in rodent models

Exhaustivas pruebas preclínicas del sistema nervioso central (SNC) la terapéutica incluye la consideración de vías de administración y biodistribución del agente en la evaluación de la eficacia terapéutica. Entre las dos clasificaciones principales de la administración, local o sistémica, los enfoques de la administración sistémica se prefieren a menudo debido a la facilidad de administración. Sin embargo, la administración sistémica puede resultar en la concentración del fármaco óptimo se logra en el sistema nervioso central, y llevar a conclusiones erróneas respecto a la eficacia del agente. Los métodos locales de la administración de fármacos son más invasivas, pero pueden ser necesarias para alcanzar niveles terapéuticos de fármacos del SNC. Este sentido, demuestran la técnica apropiada para las tres rutas de la administración de fármacos sistémicos: inyección intravenosa, inyección intraperitoneal, y una sonda nasogástrica. Además, se muestra un método para la entrega local en el cerebro: la convección mejorada entrega (CED). El uso de compuestos marcados con fluorescencia se incluye en vivo de imágenes y verificación de la correcta administración del medicamento. Los métodos se presentan el uso de modelos murinos, pero se puede adaptar fácilmente para su uso en las ratas.

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Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Exhaustivas pruebas preclínicas de fármacos que actúan en el sistema nervioso central a menudo incluye la evaluación y la comparación de biodistribución de drogas en asociación con rutas específicas de la administración. En este caso, tres métodos de uso general de la administración sistémica (intravenosa, intraperitoneal y oral), así como un método para la entrega local (convección mejorado la entrega) se ha demostrado en ratones.

Medicamentos sistémicos y locales de entrega para el Tratamiento de Enfermedades del Sistema Nervioso Central en modelos de roedores

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

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30.2K vistas.  University of California, San Francisco - UCSF. Exhaustivas pruebas preclínicas de fármacos que actúan en el sistema nervioso central a menudo incluye la evaluación y la comparación de biodistribución de drogas en asociación con rutas específicas de la administración. En este caso, tres métodos de uso general de la administración sistémica (intravenosa, intraperitoneal y oral), así como un método para la entrega local (convección mejorado la entrega) se ha demostrado en ratones.

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Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

Imagen multimodal de implante de células madre en el sistema nervioso central de ratones

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Investigación

Neurociencias

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing therapeutic approaches. Lentiviral vectors are attractive tools in transduction of neurons and other cell types in CNS as they transduce both dividing and non-dividing cells, support sustained expression of transgenes, and have relatively large packaging capacity and low toxicity 1-3. Lentiviral vectors have been successfully used in transducing many neural cell types in vitro 4-6 and in animals 7-10.
Great efforts have been made to develop lentiviral vectors with improved biosafety and efficiency for gene delivery. The current third generation replication-defective and self-inactivating (SIN) lentiviral vectors are depicted in Figure 1. The required elements for vector packaging are split into four plasmids. In the lentiviral transfer plasmid, the U3 region in the 5' long terminal repeat (LTR) is replaced with a strong promoter from another virus. This modification allows the transcription of the vector sequence independent of HIV-1 Tat protein that is normally required for HIV gene expression 11. The packaging signal (&Psi;) is essential for encapsidation and the Rev-responsive element (RRE) is required for producing high titer vectors. The central polypurine tract (cPPT) is important for nuclear import of the vector DNA, a feature required for transducing non-dividing cells 12. In the 3' LTR, the cis-regulatory sequences are completely removed from the U3 region. This deletion is copied to 5' LTR after reverse transcription, resulting in transcriptional inactivation of both LTRs. Plasmid pMDLg/pRRE contains HIV-1 gag/pol genes, which provide structural proteins and reverse transcriptase. pRSV-Rev encodes Rev which binds to the RRE for efficient RNA export from the nucleus. pCMV-G encodes the vesicular stomatitis virus glycoprotein (VSV-G) that replaces HIV-1 Env. VSV-G expands the tropism of the vectors and allows concentration via ultracentrifugation 13. All the genes encoding the accessory proteins, including Vif, Vpr, Vpu, and Nef are excluded in the packaging system. The production and manipulation of lentiviral vectors should be carried out according to NIH guidelines for research involving recombinant DNA (<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>). An approval from individual Institutional Biological and Chemical Safety Committee may be required before using lentiviral vectors. Lentiviral vectors are commonly produced by cotransfection of 293T cells with lentiviral transfer plasmid and the helper plasmids encoding the proteins required for vector packaging. Many lentiviral transfer plasmids and helper plasmids can be obtained from Addgene, a non-profit plasmid repository (<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>). Some stable packaging cell lines have been developed, but these systems provide less flexibility and their packaging efficiency generally declines over time 14, 15. Commercially available transfection kits may support high efficiency of transfection 16, but they can be very expensive for large scale vector preparations. Calcium phosphate precipitation methods provide highly efficient transfection of 293T cells and thus provide a reliable and cost effective approach for lentiviral vector production.
In this protocol, we produce lentiviral vectors by cotransfection of 293T cells with four plasmids based on the calcium phosphate precipitation principle, followed by purification and concentration with ultracentrifugation through a 20% sucrose cushion. The vector titers are determined by fluorescence- activated cell sorting (FACS) analysis or by real time qPCR. The production and titration of lentiviral vectors in this protocol can be finished with 9 days. We provide an example of transducing these vectors into murine neocortical cultures containing both neurons and astrocytes. We demonstrate that lentiviral vectors support high efficiency of transduction and cell type-specific gene expression in primary cultured cells from CNS.

In this protocol we describe production, purification and titration of lentiviral vectors. We provide an example of lentiviral vector-mediated gene delivery in primary cultured neurons and astrocytes. Our methods may also apply to other cell types in vitro and in vivo.

La producción de vectores lentivirales de células transductoras del Sistema Nervioso Central

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

El marcaje de células individuales en el Sistema Nervioso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular directa de medicamentos al roedor Sistema Nervioso Central

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

El análisis inmunohistoquímico en el sistema nervioso central y periférico de la rata de nodo linfático secciones de tejido

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenético la estimulación del sistema nervioso central de roedores

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optical Clearing of the Mouse Central Nervous System Using Passive CLARITY

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique non-linear deformations, dramatically hampering one's ability to evaluate cellular morphology, distribution and connectivity in the central nervous system (CNS). However, optical clearing techniques are changing the way tissues are visualized. These approaches permit one to probe deeply into intact organ preparations, providing tremendous insight into the structural organization of tissues in health and disease. Techniques such as Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) achieve this goal by providing a matrix that binds important biomolecules while permitting light-scattering lipids to freely diffuse out. Lipid removal, followed by refractive index matching, renders the tissue transparent and readily imaged in 3 dimensions (3D). Nevertheless, the electrophoretic tissue clearing (ETC) used in the original CLARITY protocol can be challenging to implement successfully and the use of a proprietary refraction index matching solution makes it expensive to use the technique routinely. This report demonstrates the implementation of a simple and inexpensive optical clearing protocol that combines passive CLARITY for improved tissue integrity and 2,2&#8242;-thiodiethanol (TDE), a previously described refractive index matching solution.

Optical clearing techniques are revolutionizing the way tissues are visualized. In this report we describe modifications of the original Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) protocol that yields more consistent and less expensive results.

Clearing óptico del sistema nervioso central del ratón Utilizando CLARITY pasiva

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique ...

A Computerized Test Battery to Study Pharmacodynamic Effects on the Central Nervous System of Cholinergic Drugs in Early Phase Drug Development

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for further development of new compounds. A computerized and thoroughly validated battery of neuropsychological and neurophysiological tests has been shown to be sensitive to detect drug-induced effects of multiple new and existing compounds. The test battery covers the main CNS domains, which have been shown to respond to drug effects and can be repeatedly administered following drug administration to characterize the concentration-effect profile of a drug.
The standard tests in the battery are saccadic eye movement, smooth pursuit eye movement, the Bowdle visual analog scale (VAS), the Bond and Lader VAS, body sway, adaptive tracking, visual verbal learning, and quantitative electroencephalography (qEEG). However, the test battery is adaptive in nature, meaning that it can be composed and adjusted with tests fit to investigate specific drug classes, or even specific receptors.
Showing effects of new cholinergic drugs designed to have a pro-cognitive outcome has been difficult. The pharmacological challenge model is a tool for early proof-of-pharmacology. Here, a marketed drug is used to induce temporary and reversible disease-like symptoms in healthy subjects, via a pharmacological mechanism related to the disease that is targeted as indication for the new compound. The test battery was implemented to investigate the potential of the nicotinic receptor antagonist mecamylamine to be used as a challenge model for cholinergic dysfunction, as seen in neurodegenerative disorders.
A worsening of scores in a dose dependent manner on the visual verbal learning test (VVLT; a test for learning and memory abilities) and the adaptive tracking test (a measure of visuomotor control and arousal), in particular, showed that the test battery is sensitive to showing acute pharmacodynamic effect after administration of anti-cholinergic drugs.

A validated computerized battery of neuropsychological and neurophysiological tests is used to study pharmacodynamic effects on the central nervous system of newly developed drugs in early phase development. To demonstrate the test battery, the acute effects of mecamylamine and the reversal of these effects by two agonist drugs are described.

Una batería de pruebas computarizadas para el estudio de efectos farmacodinámicos en el sistema nervioso Central de los fármacos colinérgicos en fase temprana desarrollo de fármacos

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for ...

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal dysfunction and loss. Fluorescence-based imaging tools and technologies enable unprecedented analysis of subcellular neurobiological processes, yet there is still a need for unbiased, reproducible, and accessible approaches for extracting quantifiable data from imaging studies. We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-based imaging studies using Drosophila models of neurodegeneration. Specifically, we describe an easy-to-follow, semi-automated approach using Fiji/ImageJ to analyze two cellular processes: first, we quantify protein aggregate content and profile in the Drosophila optic lobe using fluorescent-tagged mutant huntingtin proteins; and second, we assess autophagy-lysosome flux in the Drosophila visual system with ratiometric-based quantification of a tandem fluorescent reporter of autophagy. Importantly, the protocol outlined here includes a semi-automated segmentation step to ensure all fluorescent structures are analyzed to minimize selection bias and to increase resolution of subtle comparisons. This approach can be extended for the analysis of other cell biological structures and processes implicated in neurodegeneration, such as proteinaceous puncta (stress granules and synaptic complexes), as well as membrane-bound compartments (mitochondria and membrane trafficking vesicles). This method provides a standardized, yet adaptable reference point for image analysis and quantification, and could facilitate reliability and reproducibility across the field, and ultimately enhance mechanistic understanding of neurodegeneration.

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-imaging-based cell biological studies of protein aggregation and autophagic flux in the central nervous system of Drosophila models of neurodegeneration.

Biología celular cuantitativa de neurodegeneración en Drosophila mediante análisis imparcial de fluorescencia etiquetas proteínas con ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal ...

Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central nervous system (CNS). However, its existence also dramatically lowers the accessibility of systemically administered therapeutic agents to the CNS. One method to overcome this, is to inject those agents directly into the cerebrospinal fluid (CSF), thus bypassing the BBB. This can be done via implantation of a catheter for either continuous infusion using an osmotic pump, or for single bolus delivery. In this article, we describe a surgical protocol for delivery of CNS-targeting antisense oligonucleotides (ASOs) via a catheter implanted directly into the cauda equina space of the adult rat spine. As representative results, we show the efficacy of a single bolus ASO intrathecal (IT) injection via this catheterization system in knocking down the target RNA in different regions of the rat CNS. The procedure is safe, effective and does not require expensive equipment or surgical tools. The technique described here can be adapted to deliver drugs in other modalities as well.

Here, we describe a method for delivering drugs to the rat central nervous system by implanting a catheter into the lumbar intrathecal space of the spine. We focus on the delivery of antisense oligonucleotides, though this method is suitable for delivery of other therapeutic modalities as well.

Entrega intratecal de oligonucleótidos antisentido en el sistema nervioso central de Rata

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central ...