Los autores agradecen a todos los miembros de los laboratorios de Ule, Luscombe y Zupan para la discusión y la asistencia experimental. Damos las gracias a James Hadfield y Matthews Nik de secuenciación de alto rendimiento. Nos gustaría señalar que el método descrito aquí iClip acciones de varios pasos con el protocolo clip original, desarrollado por Kirk Jensen y JU en el laboratorio de Robert Darnell. Este trabajo fue apoyado por la beca europea de investigación del Consejo de 206.726-CLIP para JU y largo plazo Ciencia Human Frontiers programa de becas para JK

1. UV entrecruzamiento de las células de cultivo de tejidos <ol><li> Retire el papel y añadir 6 ml de helado de PBS a las células cultivadas en una placa de 10 cm (suficiente para tres experimentos). </li><li> Retire la tapa y colocar en hielo. Irradiar una vez con 150 mJ / cm 2 a 254 nm. </li><li> Recoger las células mediante el raspado con una grúa móvil. </li><li> Transferencia de 2 ml de suspensión celular a cada uno de tres microtubos. Giran a velocidad máxima durante 10 segundos a 4 ° C para precipitar las células, a continuación, retire el sobrenadante. </li><li> Complemento congelar los gránulos de las células en hielo seco y almacenar a -80 ° C hasta su uso. </li></ol> 2. Bolas de preparación <ol><li> Añadir 100 ml de la proteína A Dynabeads (Dynal, 100.02) por cada experimento para un microtubo nuevo (uso de la proteína G Dynabeads de un ratón o anticuerpos de cabra). </li><li> Lávese las cuentas de 2x con buffer de lisis (50 mM Tris-HCl, pH 7,4, 100 mM NaCl, 1% NP-40, 0,1% SDS, 0,5% desoxicolato de sodio, 1 / 100 inhibidor de la proteasa cóctel III, Calbiochem). </li><li> Volver a suspender las bolas en 100 l de tampón de lisis con el anticuerpo 2.10 mg. </li><li> Gire los tubos a temperatura ambiente durante 30-60 min. </li><li> Lave 3 veces con 900 l de buffer de lisis y dejar en el último lavado, hasta que esté listo para continuar con el paso 4.1. </li></ol> 3. Lisis celular y la digestión parcial del ARN <ol><li> Resuspender el botón celular en 1 ml de solución amortiguadora de lisis y la transferencia de 1,5 ml microtubos. </li><li> Prepare una dilución de 1 / 500 de RNasa I (Ambion, AM2295). Añadir 10 l de RNasa dilución I, así como 2 l Turbo DNasa para el lisado celular (1 / 500 diluciones RNasa I [bajo RNasa] se utilizan para la preparación de la biblioteca, 1 / 50 diluciones [alta RNasa] son ​​necesarios para el control de la especificidad de anticuerpos) . </li><li> Incubar las muestras de exactamente 3 minutos a 37 ° C, agitando a 1100 rpm. Transferir inmediatamente a hielo. </li><li> Girar a 4 ° C y 22.000 g durante 20 minutos para eliminar el lisado. Recoger cuidadosamente el sobrenadante (dejar unos 50 l de lisado con la pastilla). </li></ol> 4. Inmunoprecipitación <ol><li> Quitar el tampón de lavado de los granos (a partir del paso 2.5), a continuación, añadir el lisado celular (del paso 3.4). </li><li> Girar las muestras durante 2 horas a 4 ° C. </li><li> Descartar el sobrenadante y lavar los granos con 2x 900 l alto contenido de sal buffer (50 mM Tris-HCl, pH 7,4, 1 M NaCl, 1 mM EDTA, 1% NP-40, 0,1% SDS, 0,5% desoxicolato de sodio). </li><li> Lavar 2 veces con 900 l de tampón de lavado (20 mM Tris-HCl, pH 7,4, 10 mM MgCl 2, 0,2% Tween-20). </li></ol> 5. Desfosforilación de 3&#39;ends ARN <ol><li> Descartar el sobrenadante y resuspender las cuentas en 20 l de mezcla PNK (15 l de agua, 4 pH 6,5 l 5x PNK buffer [350mMTris-HCl, pH 6,5; 50mMMgCl 25mMdithiothreitol 2], 0,5 l enzima PNK, 0,5 l RNasin [Promega]). </li><li> Incubar durante 20 min a 37 ° C. </li><li> Añadir 500 l de tampón de lavado y lavado 1X con alto contenido de sal de amortiguación. </li><li> Lavar 2 veces con tampón de lavado. </li></ol> 6. La ligadura de enlazador para ARN 3 &#39; <ol><li> Retire con cuidado el sobrenadante y resuspender las cuentas en 20 l mezcla de ligación (9 l de agua; 4 buffer l ligadura de 4x [200 mMTris-HCl; MM GCL 40m 2, 40 mM ditiotreitol], 1 l de ARN ligasa [ORC], 0,5 l RNasin [Promega], 1,5 l de pre-adenilado enlazador L3 [20 m]; 4 l PEG400 [81170, Sigma]). </li><li> Incubar toda la noche a 16 ° C. </li><li> Añadir 500 l de tampón de lavado y lavar 2 veces con 1 ml de buffer de alto contenido de sal. </li><li> Lavar 2 veces con 1 ml de solución de lavado y dejar en 1 ml del segundo lavado. </li></ol> 7. Etiquetado de ARN extremo 5 &#39; <ol><li> Eliminar el sobrenadante y resuspender las bolas en 8 l de mezcla en caliente PNK (0,4 l PNK [ORC], 0,8 l 32 P-γ-ATP, 0,8 l de amortiguación 10 veces PNK [ORC], 6 l de agua). </li><li> Incubar durante 5 min a 37 ° C. </li><li> Retire la mezcla PNK caliente y volver a suspender las bolas en 20 l de tampón de carga 1x NuPAGE (Invitrogen). </li><li> Incubar en un termomezclador a 70 ° C durante 10 min. </li><li> Coloque inmediatamente en un imán para precipitar las cuentas vacías y cargar el sobrenadante en el gel (vea el paso 8). </li></ol> 8. SDS-PAGE y la transferencia de la membrana <ol><li> Cargar las muestras en un NuPAGE 4-12% Bis-Tris gel (Invitrogen) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Use 0,5 l de 1x MOPS funcionamiento de amortiguación (Invitrogen). También carga de 5 l de un marcador de proteína pre-teñido de tamaño (por ejemplo: página gobernante más, Fermentas, SM1811). </li><li> Dejar correr el gel durante 50 minutos a 180 V. </li><li> Quitar la parte frontal de gel y desechar los residuos sólidos (libre contiene ATP radiactivo). </li><li> La transferencia de los complejos ARN-proteína del gel a una membrana de nitrocelulosa utilizando el aparato de transferencia de Novex húmeda de acuerdo con las instrucciones del fabricante (Invitrogen, la transferencia de 1 hora a 30 V). </li><li> Después de la transferencia, lavar la membrana en tampón PBS, luego se envuelve en el abrigo de saran y exponerla a una película Fuji a -80 ° C (coloque una pegatina fluorescente al lado de la membrana para alinear más tarde tque el cine y la membrana, realizar exposiciones durante 30 minutos, 1 hora y durante la noche). </li></ol> 9. Aislamiento de ARN <ol><li> Aislar los complejos ARN-proteína en el experimento bajo RNasa utilizando la autorradiografía del paso 8.5 como una máscara. Cortar este trozo de la membrana en varias rodajas y colocarlas en un microtubo de 1.5 ml. </li><li> Añadir 200 l PK buffer (100 mM Tris-HCl pH 7,4, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA) y 10 l de proteinasa K (Roche, 03115828001) a las piezas de la membrana. Incubar con agitación a 1100 rpm durante 20 minutos a 37 ° C. </li><li> Añadir 200 ul de buffer PKurea (100 mM Tris-HCl pH 7,4, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA, 7 M urea) y se incuba durante 20 min a 37 ° C. </li><li> Recoger la solución y añadir junto con 400 l de fenol / cloroformo (Ambion, 9722) a un tubo de 2 ml de fase de bloqueo Gel pesados ​​(713 a 2.536, VWR) de ARN. </li><li> Incubar durante 5 min a 30 ° C, agitando a 1100 rpm. Separar las fases girando durante 5 minutos a 13.000 rpm a temperatura ambiente. </li><li> La transferencia de la capa acuosa a un tubo nuevo (con cuidado de no tocar el gel con la pipeta). Añadir 0,5 l glycoblue (Ambion, 9510) y 40 l de sodio 3 M pH 5,5 acetato y mezclar. Luego, agregue 1 ml de etanol al 100%, mezcla de nuevo y se precipitan por la noche a -20 ° C. </li></ol> 10. La transcripción inversa <ol><li> Girar durante 20 minutos a 15.000 rpm y 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y lavar el precipitado con 0,5 ml de etanol al 80%. </li><li> Resuspender el precipitado en 7,25 l de ARN / mezcla de cebadores (6,25 l de agua, 0,5 imprimación Rclip l [0.5pmol/μl], 0,5 l de mezcla dNTP [10 mM]). Para cada experimento o reproducir, utilizar una imprimación Rclip diferentes que contienen las secuencias individuales de código de barras (ver 14). </li><li> Incubar durante 5 min a 70 ° C antes de enfriar a 25 ° C. </li><li> Añadir 2,75 l mezcla RT (2 l 5x buffer RT, 0,5 l 0,1 M TDT, 0,25 l Superíndice III de la transcriptasa inversa [Invitrogen]). </li><li> Incubar 5 min a 25 ° C, 20 min a 42 ° C, 40 min a 50 ° C y 5 min a 80 ° C antes de la refrigeración a 4 ° C. </li><li> Añadir 90 l de buffer TE, 0,5 l glycoblue y 10 l de acetato de sodio pH 5,5 y mezclar. A continuación, añadir 250 l de etanol 100%, mezcla de nuevo y se precipitan por la noche a -20 ° C. </li></ol> 11. Gel de purificación de cDNA <ol><li> Decantar y lavar las muestras (véase 10.1), a continuación, volver a suspender las pastillas en 6 l de agua. </li><li> Añadir 6 l 2x TBE-urea tampón de carga (Invitrogen). Muestras de calor a 80 ° C durante 3 minutos antes de cargar directamente. </li><li> Cargar las muestras en un 6% prefabricado TBE-urea gel (Invitrogen) y una duración de 40 minutos a 180 V como se describe por el fabricante. También carga un marcador de bajo peso molecular para el corte posterior (ver más abajo). </li><li> Corte tres bandas en 120-200 nt (alto), 85-120 nt (medio) y 70-85 nt (bajo). Use theupper tinte y las marcas en el soporte de gel de plástico para guiar a la escisión (ver Figura 3). Tenga en cuenta que el primer Rclip y la secuencia de L3 en conjunto representan el 52 nt de la secuencia de CLIP. </li><li> Añadir 400 l de TE y aplastar la rebanada de gel en pequeños trozos con un émbolo de jeringa de 1 ml. Incubar con agitación a 1100 rpm durante 2 horas a 37 º C. </li><li> Coloque dos de 1 cm de vidrio pre-filtro (Whatman, 1823010) en una columna de Costar Spinx (Corning Incorporated, 8.161). La transferencia de la porción líquida de la muestra a la columna. Giro de 1 min a 13.000 rpm en un tubo de 1.5 ml. </li><li> Añadir 0,5 l glycoblue y 40 l de acetato de sodio pH 5,5, a continuación, mezclar la muestra. Añadir 1 ml de etanol al 100%, mezcla de nuevo y se precipitan por la noche a -20 ° C. </li></ol> 12. La ligadura de imprimación para el extremo 5 &#39;del cDNA <ol><li> Decantar y lavar las muestras (véase 10.1), a continuación, volver a suspender las pastillas en ocho mezcla de ligación l (6,5 l de agua, 0,8 l de 10x CircLigase Buffer II, 0,4 l 50 mM MnCl2 de 0,3 l; Circligase II [Epicentro]) e incubar durante 1 hora a 60 ° C. </li><li> Añadir 30 l de mezcla oligo recocido (26 l de agua, 3 Buffer FastDigest l [Fermentas], 1 l cut_oligo [10 m]). Incubar durante 1 min a 95 ° C. Luego disminuir la temperatura cada 20 segundos en 1 ° C hasta 25 ° C se alcanzan. </li><li> Añadir 2 l BamHI (Fast Fermentas) e incubar durante 30 min a 37 ° C. </li><li> Añadir 50 l de TE y 0,5 l glycoblue y mezclar. Añadir 10 l de acetato de sodio pH 5,5 y mezclar, luego añadir 250 l de etanol al 100%. Mezclar de nuevo y se precipitan por la noche a -20 ° C. </li></ol> 13. Amplificación por PCR <ol><li> Decantar y lavar las muestras (véase 10.1), a continuación, volver a suspender el pellet en 19 l de agua. </li><li> Prepare la mezcla de PCR (19 l cDNA, 1 l de mezcla manual P5/P3 Solexa, 10 M cada uno, 20 Accuprime l Supermix una enzima [Invitrogen]). </li><li> Ejecute el siguiente programa de PCR: 94 ° C durante 2 minutos, [94 ° C durante 15 segundos, 65 ° C durante 30 segundos, 68 ° C durante 30 segundos] 25-35 ciclos, 68 ° C durante 3 min, 4 ° C para siempre. </li><li> Mix 8 l producto de PCR con 2 l de tampón 5x carga TBE y la carga en un 6% prefabricado gel de TBE (InvitRogen). Tinción del gel con Sybrgreen I (Invitrogen) y analizar con una cámara de gel. </li><li> El código de barras en las cartillas Rclip permiten a las muestras de multiplex diferentes antes de la presentación para la secuenciación de alto rendimiento. Presentar 15 l de la biblioteca para la secuenciación y guardar el resto. </li></ol> 14. Enlazador y el primer secuencias ADN linker Pre-adenilado 3 &#39;: [Se para el adaptador de ADN de IDT y luego hacer alícuotas de 20μM.] <img src="/files/ftp_upload/2638/2638fig0.jpg" alt="ADN" /> 15. Los resultados representativos: Antes de la secuenciación de la biblioteca iClip, el éxito de la experiencia puede ser controlado en dos etapas: la autorradiografía del complejo proteína-ARN después de la transferencia de membrana (paso 8.5) y la imagen de gel de los productos de la PCR (paso 13,4). En la autorradiografía de las muestras de baja RNasa, la radioactividad difusas debe ser visto por encima del peso molecular de la proteína (Figura 2, muestra 4). De alta RNasa muestras, la radiactividad se concentra cerca del peso molecular de la proteína (Figura 2, muestra 3). Cuando no hay anticuerpos se utiliza en la inmunoprecipitación, no hay ninguna señal debe ser detectado (Figura 2, las muestras 1 y 2). Aún más los controles importantes para la especificidad de la inmunoprecipitación o bien omitir la radiación UV o células uso que no expresan la proteína de interés 14. La imagen de gel de los productos de PCR (paso 13,4) debería mostrar un rango de tamaño que corresponde a la fracción de cDNA (alta, media o baja) purificada en el paso 11.4 (Figura 4, carriles 4-6). Tenga en cuenta que los cebadores de PCR P3Solexa y P5Solexa introducir un adicional de 76 nt con el tamaño de la DNA. Si no hay anticuerpos se utiliza durante la inmunoprecipitación, no correspondientes productos PCR deben ser detectados (Figura 4, carriles 1-3). Primer producto dímero puede aparecer a unos 140 nt. Para obtener resultados representativos de alto rendimiento de secuenciación y posterior análisis bioinformáticos ver 14. <img src="/files/ftp_upload/2638/2638fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Representación esquemática del protocolo de iClip. ARN en proteínas son complejos de enlaces cruzados covalentes en vivo, utilizando la radiación ultravioleta (paso 1). La proteína de interés se purifica, junto con el ARN unido (pasos 2-5). Para tener en cuenta la secuencia específica de cebado de la transcripción inversa, un adaptador de ARN se liga a los 3 &#39;del ARN, mientras que el extremo 5&#39; es marcado radiactivamente (pasos 6 y 7). Reticulado ARN-proteína complejos se purifican a partir de ARN libre uso de SDS-PAGE y la transferencia de la membrana (paso 8). El ARN se recupera de la membrana por la digestión de la proteína con proteinasa K dejando un polipéptido que permanecen en la cruz-link nucleótidos (paso 9). La transcripción inversa (RT) trunca en el polipéptido restantes y se introducen dos regiones adaptador escindibles y las secuencias de código de barras (paso 10). Selección del tamaño elimina sin imprimación RT antes de circularización. La linealización siguiente genera plantillas adecuadas para la amplificación por PCR (pasos 11-15). Por último, la secuenciación de alto rendimiento genera lee en el que las secuencias de códigos de barras son inmediatamente seguido por el último nucleótido del cDNA (paso 16). Desde esta posición coloca un nucleótido aguas arriba de la secuencia de nucleótidos reticulado, el sitio de unión se puede deducir con alta resolución. <img src="/files/ftp_upload/2638/2638fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Autorradiografía de reticulado hnRNP C-ARN complejos mediante electroforesis en gel de desnaturalización y transferencia de la membrana. hnRNP C-ARN complejos se inmuno-purificada a partir de extractos de células utilizando un anticuerpo contra hnRNP C (α hnRNP C, las muestras 3 y 4). ARN fue parcialmente digerido con baja (+) o alto (+ +) la concentración de RNasa. Complejos de cambio hacia arriba desde el tamaño de la proteína (40 kDa) se puede observar (muestra 4). El cambio es menos pronunciada cuando las altas concentraciones de RNasa se utilizaron (muestra 3). La señal radioactiva desaparece cuando no hay anticuerpos se utilizó en la inmunoprecipitación (muestras 1 y 2). <img src="/files/ftp_upload/2638/2638fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Esquema 6% TBE-urea gel (Invitrogen) para guiar la extirpación de los productos iClip cDNA. El gel se ejecuta durante 40 minutos a 180 V que lleva a un patrón de migración reproducible de ADNc y colorantes (luz y de color azul oscuro) en el gel. Use una hoja de afeitar para cortar (línea roja) de la altura (H), media (M) y bajo (L) las fracciones de cDNA. Comience por cortar en la mitad de la tinta de color azul claro y justo encima de la marca en la cinta de gel de plástico. Divide las fracciones de media y baja y el ajuste de la fracción de alto alrededor de 1 cm por encima del tinte de color azul claro. Use cortes verticales guiados por los bolsillos y el tinte para separar las distintas filas (en este ejemplo 1-4). El carril de la marca (m) puede ser teñido y fotografiado para controlartamaños después del corte. Tamaños de los fragmentos se indican a la derecha. <img src="/files/ftp_upload/2638/2638fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Análisis de la PCR-amplificación de las bibliotecas iClip cDNA mediante electroforesis en gel. ARN se recuperó de la membrana (Figura 1) se transcriben de forma inversa y el tamaño purificado mediante electroforesis en gel desnaturalizante (Figura 2). Tres fracciones de tamaño de cDNA (alta [H]: 120-200 nt, mediano [M]: 85-120 nt y bajo [L]: 70-85 nt) fueron recuperados, circularizado, re-lineal y de amplificación de PCR. Los productos de PCR de la distribución de diferentes tamaños se puede observar como resultado de los diferentes tamaños de las fracciones de entrada. Desde el primer PCR presenta 76 nt con el cDNA, tamaño debe oscilar entre 196 a 276 nt de alto, 161 a 196 nt de mediano y 146-161 nt de fracciones de tamaño bajo. Los productos de PCR están ausentes cuando no de anticuerpos se utilizó para la inmunoprecipitación (carriles 1-3).

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	<li>Keene, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+regulons:+coordination+of+post-transcriptional+events.">RNA regulons: coordination of post-transcriptional events.</a> Nat Rev Genet. 8, 533-543 (2007).</li><li>Wang, Z., Burge, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Splicing+regulation:+from+a+parts+list+of+regulatory+elements+to+an+integrated+splicing+code.">Splicing regulation: from a parts list of regulatory elements to an integrated splicing code.</a> RNA. 14, 802-813 (2008).</li><li>Trifillis, P., Day, N., Kiledjian, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+the+right+RNA:+identification+of+cellular+mRNA+substrates+for+RNA-binding+proteins.">Finding the right RNA: identification of cellular mRNA substrates for RNA-binding proteins.</a> RNA. 5, 1071-1082 (1999).</li><li>Brooks, S. A., Rigby, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+mRNA+ligands+bound+by+the+RNA+binding+protein+hnRNP+A2+utilizing+a+novel+in+vivo+technique.">Characterization of the mRNA ligands bound by the RNA binding protein hnRNP A2 utilizing a novel in vivo technique.</a> Nucleic Acids Res. 28, E49-E49 (2000).</li><li>Tenenbaum, S. A., Carson, C. C., Lager, P. J., Keene, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+mRNA+subsets+in+messenger+ribonucleoprotein+complexes+by+using+cDNA+arrays.">Identifying mRNA subsets in messenger ribonucleoprotein complexes by using cDNA arrays.</a> Proc Natl Acad Sci. 97, 14085-14090 (2000).</li><li>Mili, S., Steitz, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+reassociation+of+RNA-binding+proteins+after+cell+lysis:+implications+for+the+interpretation+of+immunoprecipitation+analyses.">Evidence for reassociation of RNA-binding proteins after cell lysis: implications for the interpretation of immunoprecipitation analyses.</a> RNA. 10, 1692-1694 (2004).</li><li>Ule, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLIP+identifies+Nova-regulated+RNA+networks+in+the+brain.">CLIP identifies Nova-regulated RNA networks in the brain.</a> Science. 302, 1212-1215 (2003).</li><li>Ule, J., Jensen, K., Mele, A., Darnell, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLIP:+A+method+for+identifying+protein-RNA+interaction+sites+in+living+cells.">CLIP: A method for identifying protein-RNA interaction sites in living cells.</a> Methods. 37, 376-386 (2005).</li><li>Licatalosi, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HITS-CLIP+yields+genome-wide+insights+into+brain+alternative+RNA+processing.">HITS-CLIP yields genome-wide insights into brain alternative RNA processing.</a> Nature. 456, 464-469 (2008).</li><li>Yeo, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+RNA+code+for+the+FOX2+splicing+regulator+revealed+by+mapping+RNA-protein+interactions+in+stem+cells.">An RNA code for the FOX2 splicing regulator revealed by mapping RNA-protein interactions in stem cells.</a> Nat Struct Mol Biol. 16, 130-137 (2009).</li><li>Urlaub, H., Hartmuth, K., L&#252;hrmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+two-tracked+approach+to+analyze+RNA-protein+crosslinking+sites+in+native,+nonlabeled+small+nuclear+ribonucleoprotein+particles.">A two-tracked approach to analyze RNA-protein crosslinking sites in native, nonlabeled small nuclear ribonucleoprotein particles.</a> Methods. 26, 170-181 (2002).</li><li>K&#246;nig, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iCLIP+reveals+the+function+of+hnRNP+particles+in+splicing+at+individual+nucleotide+resolution.">iCLIP reveals the function of hnRNP particles in splicing at individual nucleotide resolution.</a> Nat Struct Mol Biol. 17, 909-915 (2010).</li></ol>

Dado que el protocolo iClip contiene una amplia gama de reacciones enzimáticas y purificación, que no siempre es fácil identificar un problema cuando un experimento falla. Para el control de la especificidad de identificar ARN entrecruzar los sitios, uno o más controles negativos se debe mantener durante todo el experimento completo y posterior análisis computacional. Estos controles pueden ser la muestra de no-anticuerpos, las células no-reticulado, o inmunoprecipitación de células knock-out o tejido. Idealmente, estos experimentos de control no deben purificar los complejos ARN-proteína, y por lo tanto no deben dar la señal en el gel SDS-PAGE, y ningún producto detectable después de la amplificación por PCR. De alto rendimiento de secuenciación de las bibliotecas de control debe volver secuencias únicas muy pocos. Desmontables células no se recomiendan como un control de secuencia, ya que las secuencias resultantes todavía corresponden a los sitios de enlace transversal de la misma proteína, que se purifica a partir de células caída en cantidades más pequeñas. Precauciones deben ser tomadas para evitar la contaminación con productos PCR de los experimentos anteriores. La mejor manera de minimizar este problema consiste en separar espacialmente las medidas pre-y post-PCR. Idealmente, el análisis de los productos de PCR y todos los pasos posteriores se deben realizar en una habitación separada. Además, cada miembro del laboratorio debe utilizar su propio conjunto de buffers y otros reactivos. De esta manera, las fuentes de contaminación puede ser más fácil identificarse.

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Por electroforesis en gel y la transferencia de la membrana se recomienda el uso de t él XCell SureLock ® Mini-Cell y II XCell ™ Blot Kit de módulo de la Marca CE (Invitrogen, EI0002), que es compatible con el uso de los diferentes elementos prefabricados minigeles que se especifican a través del protocolo . El número de marca y el orden de todos los materiales utilizados se menciona en el protocolo. La lista de las enzimas utilizadas en el protocolo se muestra en la tabla de abajo. <table border="1"><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Catálogo # </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Una proteína Dynabeads </td><td> Invitrogen </td><td> 10001D </td><td> uso de la proteína G de anticuerpos de ratón o de cabra </td></tr><tr><td> RNasa I </td><td> Ambion </td><td> AM2295 </td><td> actividad puede cambiar de lote a lote </td></tr><tr><td> T4 RNA ligase I </td><td> NEB </td><td> M0204S </td><td> </td></tr><tr><td> PNK </td><td> NEB </td><td> M0201S </td><td> </td></tr><tr><td> proteinasa K </td><td> Roche </td><td> 03115828001 </td><td> </td></tr><tr><td> Superíndice III de la transcriptasa inversa </td><td> Invitrogen </td><td> 18080044 </td><td> </td></tr><tr><td> Circligase II </td><td> Epicentro </td><td> CL9021K </td><td> </td></tr><tr><td> FastDigest ® BamHI </td><td> Fermentas </td><td> FD0054 </td><td> </td></tr><tr><td> AccuPrime Supermix ™ I </td><td> Invitrogen </td><td> 12342010 </td><td> esta mezcla de PCR da los mejores resultados en nuestras manos </td></tr></table>

iclip - transcriptome-wide mapping of protein-rna interactions with individual nucleotide resolution

La composición y disposición espacial de los ARN-proteínas de unión (prácticas comerciales restrictivas) en una transcripción guía de los diversos aspectos de la regulación post-transcripcional 1. Por lo tanto, un paso esencial hacia la comprensión de la regulación transcripción a nivel molecular consiste en obtener información de posición en los sitios de unión de las prácticas comerciales restrictivas 2. Las interacciones proteína-ARN puede ser estudiado con métodos bioquímicos, pero estos métodos no se ocupan de unión al ARN en su contexto celular de origen. Los primeros intentos de estudiar el ARN-proteína complejos en su entorno celular empleado purificación por afinidad o inmunoprecipitación combinadas con pantalla diferencial o de análisis de microarrays (RIP-CHIP) 3-5. Estos enfoques son propensos a la identificación de interacciones directas e indirectas o no fisiológico-6. Con el fin de aumentar la especificidad y la resolución de posición, una estrategia conocida como CLIP (UV entrecruzamiento e inmunoprecipitación) se introdujo 7,8. SEGMENTO combina UV entrecruzamiento de las proteínas y las moléculas de ARN con esquemas de purificación riguroso incluyendo electroforesis en gel de poliacrilamida desnaturalizante. En combinación con las tecnologías de secuenciación de alto rendimiento, CLIP ha demostrado ser una poderosa herramienta para estudiar las interacciones proteína-ARN en un genoma de gran escala (en adelante, HITS-CLIP o CLIP-ss) 9,10. Recientemente, PAR-CLIP se introdujo que utiliza análogos fotorreactivos ribonucleósido para la reticulación 11,12. A pesar de la alta especificidad de los datos obtenidos, los experimentos clip suelen generar bibliotecas de cDNA de la secuencia de complejidad limitada. Esto es en parte debido a la cantidad limitada de co-ARN purificado y las dos reacciones ineficientes ligadura de ARN necesario para la preparación de la biblioteca. Además, los ensayos de extensión del cebador indicó que muchos ADNc truncado prematuramente en el reticulado de nucleótidos 13. Tal ADNc truncado se pierden durante el protocolo de preparación del clip de la biblioteca estándar. Recientemente hemos desarrollado iClip (individual-nucleótidos clip de resolución), que captura el ADNc truncado mediante la sustitución de uno de los pasos intermolecular ineficiente ligadura de ARN con una más eficiente circularización intramolecular cDNA (Figura 1) 14. Es importante destacar que la secuenciación del ADNc truncado proporciona información detallada sobre la posición del sitio de enlace cruzado con una resolución de nucleótidos. Hemos aplicado con éxito para estudiar iClip hnRNP organización de partículas C en un genoma de gran escala y evaluar su papel en la regulación de empalme 14.

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iCLIP - Transcriptome-wide Mapping of Protein-RNA Interactions with Individual Nucleotide Resolution

La disposición espacial de ARN-proteínas de unión en una transcripción es un determinante clave de la regulación post-transcripcional. Por lo tanto, hemos desarrollado cada nucleótido reticulación UV resolución y inmunoprecipitación (iClip) que permite que precisa todo el genoma de mapeo de los sitios de unión de una proteína de unión al ARN.

iClip - transcriptoma en todo el mapeo de la proteína-ARN interacciones con la Resolución de nucleótidos individuales

The unique composition and spatial arrangement of RNA-binding proteins (RBPs) on a transcript guide the diverse aspects of post-transcriptional ...

iclip-transcriptome-wide-mapping-protein-rna-interactions-with

Research

JoVE Journal

Biology

58.1K vistas.  Medical Research Council - MRC. La disposición espacial de ARN-proteínas de unión en una transcripción es un determinante clave de la regulación post-transcripcional. Por lo tanto, hemos desarrollado cada nucleótido reticulación UV resolución y inmunoprecipitación (iClip) que permite que precisa todo el genoma de mapeo de los sitios de unión de una proteína de unión al ARN.

Video: iCLIP - Transcriptome-wide Mapping of Protein-RNA Interactions with Individual Nucleotide Resolution

Non-invasive 3D-Visualization with Sub-micron Resolution Using Synchrotron-X-ray-tomography

Little is known about the internal organization of many micro-arthropods with body sizes below 1 mm. The reasons for that are the small size and the hard cuticle which makes it difficult to use protocols of classical histology. In addition, histological sectioning destroys the sample and can therefore not be used for unique material. Hence, a non-destructive method is desirable which allows to view inside small samples without the need of sectioning.
We used synchrotron X-ray tomography at the European Synchrotron Radiation Facility (ESRF) in Grenoble (France) to non-invasively produce 3D tomographic datasets with a pixel-resolution of 0.7&micro;m. Using volume rendering software, this allows us to reconstruct the internal organization in its natural state without the artefacts produced by histological sectioning. These date can be used for quantitative morphology, landmarks, or for the visualization of animated movies to understand the structure of hidden body parts and to follow complete organ systems or tissues through the samples.

We used synchrotron X-ray tomography at the European Synchrotron Radiation Facility (ESRF) to non-invasively produce 3D tomographic datasets with a pixel-resolution of 0.7&micro;m. Using volume rendering software, this allows the reconstruction of internal structures in their natural state without the artefacts produced by histological sectioning.

No invasivo en 3D de visualización con la Sub-micron resolución mediante sincrotrón de rayos X de la tomografía

Little is known about the internal organization of many micro-arthropods with body sizes below 1 mm. The reasons for that are the small size and the hard ...

Investigación

Biología

Dopamine Release at Individual Presynaptic Terminals Visualized with FFNs

The nervous system transmits signals between neurons via neurotransmitter release during synaptic vesicle fusion. To observe neurotransmitter uptake and release from individual presynaptic terminals directly, we designed fluorescent false neurotransmitters as substrates for the synaptic vesicle monoamine transporter. Using these probes to image dopamine release in the striatum, we made several observations pertinent to synaptic plasticity. We found that the fraction of synaptic vesicles releasing neurotransmitter per stimulus was dependent on the stimulus frequency. A kinetically distinct "reserve" synaptic vesicle population was not observed under these experimental conditions. A frequency-dependent heterogeneity of presynaptic terminals was revealed that was dependent in part on D2 dopamine receptors, indicating a mechanism for frequency-dependent coding of presynaptic selection.

Hui Zhang and Niko G. Gubernator contributed equally to this work.

A new means to measure neurotransmission optically using fluorescent dopamine analogs.

La liberación de dopamina en los terminales presinápticos individuales visualizados con FFNs

The nervous system transmits signals between neurons via neurotransmitter release during synaptic vesicle fusion. To observe neurotransmitter uptake and ...

PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins

RNA transcripts are subjected to post-transcriptional gene regulation by interacting with hundreds of RNA-binding proteins (RBPs) and microRNA-containing ribonucleoprotein complexes (miRNPs) that are often expressed in a cell-type dependently. To understand how the interplay of these RNA-binding factors affects the regulation of individual transcripts, high resolution maps of in vivo protein-RNA interactions are necessary1.
A combination of genetic, biochemical and computational approaches are typically applied to identify RNA-RBP or RNA-RNP interactions. Microarray profiling of RNAs associated with immunopurified RBPs (RIP-Chip)2 defines targets at a transcriptome level, but its application is limited to the characterization of kinetically stable interactions and only in rare cases3,4 allows to identify the RBP recognition element (RRE) within the long target RNA. More direct RBP target site information is obtained by combining in vivo UV crosslinking5,6 with immunoprecipitation7-9 followed by the isolation of crosslinked RNA segments and cDNA sequencing (CLIP)10. CLIP was used to identify targets of a number of RBPs11-17. However, CLIP is limited by the low efficiency of UV 254 nm RNA-protein crosslinking, and the location of the crosslink is not readily identifiable within the sequenced crosslinked fragments, making it difficult to separate UV-crosslinked target RNA segments from background non-crosslinked RNA fragments also present in the sample.
We developed a powerful cell-based crosslinking approach to determine at high resolution and transcriptome-wide the binding sites of cellular RBPs and miRNPs that we term PAR-CliP (Photoactivatable-Ribonucleoside-Enhanced Crosslinking and Immunoprecipitation) (see Fig. 1A for an outline of the method). The method relies on the incorporation of photoreactive ribonucleoside analogs, such as 4-thiouridine (4-SU) and 6-thioguanosine (6-SG) into nascent RNA transcripts by living cells. Irradiation of the cells by UV light of 365 nm induces efficient crosslinking of photoreactive nucleoside-labeled cellular RNAs to interacting RBPs. Immunoprecipitation of the RBP of interest is followed by isolation of the crosslinked and coimmunoprecipitated RNA. The isolated RNA is converted into a cDNA library and deep sequenced using Solexa technology. One characteristic feature of cDNA libraries prepared by PAR-CliP is that the precise position of crosslinking can be identified by mutations residing in the sequenced cDNA. When using 4-SU, crosslinked sequences thymidine to cytidine transition, whereas using 6-SG results in guanosine to adenosine mutations. The presence of the mutations in crosslinked sequences makes it possible to separate them from the background of sequences derived from abundant cellular RNAs.
Application of the method to a number of diverse RNA binding proteins was reported in Hafner et al.18

RNA transcripts are subject to extensive posttranscriptional regulation that is mediated by a multitude of trans-acting RNA-binding proteins (RBPs). Here we present a generalizable method to identify precisely and on a transcriptome-wide scale the RNA binding sites of RBPs.

PAR-Clip - un método para identificar transcriptoma en todo los sitios de unión de las proteínas de unión a ARN

RNA transcripts are subjected to post-transcriptional gene regulation by interacting with hundreds of RNA-binding proteins (RBPs) and microRNA-containing ...

Chromatin Interaction Analysis with Paired-End Tag Sequencing (ChIA-PET) for Mapping Chromatin Interactions and Understanding Transcription Regulation

Genomes are organized into three-dimensional structures, adopting higher-order conformations inside the micron-sized nuclear spaces 7, 2, 12. Such architectures are not random and involve interactions between gene promoters and regulatory elements 13. The binding of transcription factors to specific regulatory sequences brings about a network of transcription regulation and coordination 1, 14. 
Chromatin Interaction Analysis by Paired-End Tag Sequencing (ChIA-PET) was developed to identify these higher-order chromatin structures 5,6. Cells are fixed and interacting loci are captured by covalent DNA-protein cross-links. To minimize non-specific noise and reduce complexity, as well as to increase the specificity of the chromatin interaction analysis, chromatin immunoprecipitation (ChIP) is used against specific protein factors to enrich chromatin fragments of interest before proximity ligation. Ligation involving half-linkers subsequently forms covalent links between pairs of DNA fragments tethered together within individual chromatin complexes. The flanking MmeI restriction enzyme sites in the half-linkers allow extraction of paired end tag-linker-tag constructs (PETs) upon MmeI digestion. As the half-linkers are biotinylated, these PET constructs are purified using streptavidin-magnetic beads. The purified PETs are ligated with next-generation sequencing adaptors and a catalog of interacting fragments is generated via next-generation sequencers such as the Illumina Genome Analyzer. Mapping and bioinformatics analysis is then performed to identify ChIP-enriched binding sites and ChIP-enriched chromatin interactions 8. 
We have produced a video to demonstrate critical aspects of the ChIA-PET protocol, especially the preparation of ChIP as the quality of ChIP plays a major role in the outcome of a ChIA-PET library. As the protocols are very long, only the critical steps are shown in the video.

Chromatin Interaction Analysis with Paired-End Tag Sequencing ChIA-PET for Mapping Chromatin Interactions and Understanding Transcription Regulation

Chromatin Interaction Analysis by Paired-End Tag Sequencing (ChIA-PET) is a method for de novo detection of chromatin interactions, for better understanding of transcriptional control.

La cromatina Análisis de Interacción con la etiqueta de secuenciación pareadas final (Chia-PET) para el mapeo de la cromatina y la comprensión de las interacciones Reglamento Transcripción

Genomes are organized into three-dimensional structures, adopting higher-order conformations inside the micron-sized nuclear spaces 7, 2, 12. Such ...

Real-time Monitoring of Ligand-receptor Interactions with Fluorescence Resonance Energy Transfer

FRET is a process whereby energy is non-radiatively transferred from an excited donor molecule to a ground-state acceptor molecule through long-range dipole-dipole interactions1. In the present sensing assay, we utilize an interesting property of PDA: blue-shift in the UV-Vis electronic absorption spectrum of PDA (Figure 1) after an analyte interacts with receptors attached to PDA2,3,4,7. This shift in the PDA absorption spectrum provides changes in the spectral overlap (J) between PDA (acceptor) and rhodamine (donor) that leads to changes in the FRET efficiency. Thus, the interactions between analyte (ligand) and receptors are detected through FRET between donor fluorophores and PDA. In particular, we show the sensing of a model protein molecule streptavidin. We also demonstrate the covalent-binding of bovine serum albumin (BSA) to the liposome surface with FRET mechanism. These interactions between the bilayer liposomes and protein molecules can be sensed in real-time. The proposed method is a general method for sensing small chemical and large biochemical molecules. Since fluorescence is intrinsically more sensitive than colorimetry, the detection limit of the assay can be in sub-nanomolar range or lower8. Further, PDA can act as a universal acceptor in FRET, which means that multiple sensors can be developed with PDA (acceptor) functionalized with donors and different receptors attached on the surface of PDA liposomes.

We demonstrate FRET between conjugated polymer polydiacetylene (PDA) and fluorophore attached to the surface of PDA liposomes for the sensing of biomolecules. PDA liposomes also contained receptor molecules on their surfaces for biomolecules to be used as probes. Ligand-receptor interactions lead to changes in the FRET efficiency between the fluorophore and PDA which is the basis of the sensing mechanism.

Monitoreo en tiempo real de las interacciones ligando-receptor con transferencia de energía de resonancia fluorescente

FRET is a process  whereby energy is non-radiatively transferred from an excited donor molecule to  a ground-state acceptor molecule through long-range ...

Mapping the After-effects of Theta Burst Stimulation on the Human Auditory Cortex with Functional Imaging

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent progress, the functional properties and lateralization of the human auditory cortex are far from being fully understood. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a non-invasive technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses, and represents a unique method of exploring plasticity and connectivity. It has only recently begun to be applied to understand auditory cortical function 2. 
An important issue in using TMS is that the physiological consequences of the stimulation are difficult to establish. Although many TMS studies make the implicit assumption that the area targeted by the coil is the area affected, this need not be the case, particularly for complex cognitive functions which depend on interactions across many brain regions 3. One solution to this problem is to combine TMS with functional Magnetic resonance imaging (fMRI). The idea here is that fMRI will provide an index of changes in brain activity associated with TMS. Thus, fMRI would give an independent means of assessing which areas are affected by TMS and how they are modulated 4. In addition, fMRI allows the assessment of functional connectivity, which represents a measure of the temporal coupling between distant regions. It can thus be useful not only to measure the net activity modulation induced by TMS in given locations, but also the degree to which the network properties are affected by TMS, via any observed changes in functional connectivity.
Different approaches exist to combine TMS and functional imaging according to the temporal order of the methods. Functional MRI can be applied before, during, after, or both before and after TMS. Recently, some studies interleaved TMS and fMRI in order to provide online mapping of the functional changes induced by TMS 5-7. However, this online combination has many technical problems, including the static artifacts resulting from the presence of the TMS coil in the scanner room, or the effects of TMS pulses on the process of MR image formation. But more importantly, the loud acoustic noise induced by TMS (increased compared with standard use because of the resonance of the scanner bore) and the increased TMS coil vibrations (caused by the strong mechanical forces due to the static magnetic field of the MR scanner) constitute a crucial problem when studying auditory processing. 
This is one reason why fMRI was carried out before and after TMS in the present study. Similar approaches have been used to target the motor cortex 8,9, premotor cortex 10, primary somatosensory cortex 11,12 and language-related areas 13, but so far no combined TMS-fMRI study has investigated the auditory cortex. The purpose of this article is to provide details concerning the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools to investigate auditory processing. 
Previously we showed that repetitive TMS (rTMS) at high and low frequencies (resp. 10 Hz and 1 Hz) applied over the auditory cortex modulated response time (RT) in a melody discrimination task 2. We also showed that RT modulation was correlated with functional connectivity in the auditory network assessed using fMRI: the higher the functional connectivity between left and right auditory cortices during task performance, the higher the facilitatory effect (i.e. decreased RT) observed with rTMS. However those findings were mainly correlational, as fMRI was performed before rTMS. Here, fMRI was carried out before and immediately after TMS to provide direct measures of the functional organization of the auditory cortex, and more specifically of the plastic reorganization of the auditory neural network occurring after the neural intervention provided by TMS. 
Combined fMRI and TMS applied over the auditory cortex should enable a better understanding of brain mechanisms of auditory processing, providing physiological information about functional effects of TMS. This knowledge could be useful for many cognitive neuroscience applications, as well as for optimizing therapeutic applications of TMS, particularly in auditory-related disorders.

Auditory processing is the basis of speech and music-related processing. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) has been used successfully to study cognitive, sensory and motor systems but has rarely been applied to audition. Here we investigated TMS combined with functional Magnetic Resonance Imaging to understand the functional organization of auditory cortex.

Mapeo de las secuelas de la theta ráfaga de estimulación sobre la corteza auditiva humana con imágenes funcionales

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent ...

Rapid and Efficient Zebrafish Genotyping Using PCR with High-resolution Melt Analysis

Zebrafish is a powerful vertebrate model system for studying development, modeling disease, and performing drug screening. Recently a variety of genetic tools have been introduced, including multiple strategies for inducing mutations and generating transgenic lines. However, large-scale screening is limited by traditional genotyping methods, which are time-consuming and labor-intensive. Here we describe a technique to analyze zebrafish genotypes by PCR combined with high-resolution melting analysis (HRMA).&#160;This approach is rapid, sensitive, and inexpensive, with lower risk of contamination artifacts.&#160;Genotyping by PCR with HRMA can be used for embryos or adult fish, including in high-throughput screening protocols.

PCR combined with high-resolution melt analysis (HRMA) is demonstrated as a rapid and efficient method to genotype zebrafish.

Rápido y Eficiente de pez cebra Genotipado Utilizando PCR con análisis del derretimiento de alta resolución

Zebrafish is a powerful vertebrate model system for studying development, modeling disease, and performing drug screening. Recently a variety of genetic ...

Genome-wide Mapping of Drug-DNA Interactions in Cells with COSMIC (Crosslinking of Small Molecules to Isolate Chromatin)

The genome is the target of some of the most effective chemotherapeutics, but most of these drugs lack DNA sequence specificity, which leads to dose-limiting toxicity and many adverse side effects. Targeting the genome with sequence-specific small molecules may enable molecules with increased therapeutic index and fewer off-target effects. N-methylpyrrole/N-methylimidazole polyamides are molecules that can be rationally designed to target specific DNA sequences with exquisite precision. And unlike most natural transcription factors, polyamides can bind to methylated and chromatinized DNA without a loss in affinity. The sequence specificity of polyamides has been extensively studied in vitro with cognate site identification (CSI) and with traditional biochemical and biophysical approaches, but the study of polyamide binding to genomic targets in cells remains elusive. Here we report a method, the crosslinking of small molecules to isolate chromatin (COSMIC), that identifies polyamide binding sites across the genome. COSMIC is similar to chromatin immunoprecipitation (ChIP), but differs in two important ways: (1) a photocrosslinker is employed to enable selective, temporally-controlled capture of polyamide binding events, and (2) the biotin affinity handle is used to purify polyamide&#8211;DNA conjugates under semi-denaturing conditions to decrease DNA that is non-covalently bound. COSMIC is a general strategy that can be used to reveal the genome-wide binding events of polyamides and other genome-targeting chemotherapeutic agents.

Genome-wide Mapping of Drug-DNA Interactions in Cells with COSMIC Crosslinking of Small Molecules to Isolate Chromatin

Identifying the direct targets of genome-targeting molecules remains a major challenge. To understand how DNA-binding molecules engage the genome, we developed a method that relies on crosslinking of small molecules to isolate chromatin (COSMIC).

Mapeo de todo el genoma de la droga-ADN interacciones en células con COSMIC (reticulación de pequeñas moléculas para aislar la cromatina)

The genome is the target of some of the most effective chemotherapeutics, but most of these drugs lack DNA sequence specificity, which leads to ...

DamID-seq: Genome-wide Mapping of Protein-DNA Interactions by High Throughput Sequencing of Adenine-methylated DNA Fragments

The DNA adenine methyltransferase identification (DamID) assay is a powerful method to detect protein-DNA interactions both locally and genome-wide. It is an alternative approach to chromatin immunoprecipitation (ChIP). An expressed fusion protein consisting of the protein of interest and the E. coli DNA adenine methyltransferase can methylate the adenine base in GATC motifs near the sites of protein-DNA interactions. Adenine-methylated DNA fragments can then be specifically amplified and detected. The original DamID assay detects the genomic locations of methylated DNA fragments by hybridization to DNA microarrays, which is limited by the availability of microarrays and the density of predetermined probes. In this paper, we report the detailed protocol of integrating high throughput DNA sequencing into DamID (DamID-seq). The large number of short reads generated from DamID-seq enables detecting and localizing protein-DNA interactions genome-wide with high precision and sensitivity. We have used the DamID-seq assay to study genome-nuclear lamina (NL) interactions in mammalian cells, and have noticed that DamID-seq provides a high resolution and a wide dynamic range in detecting genome-NL interactions. The DamID-seq approach enables probing NL associations within gene structures and allows comparing genome-NL interaction maps with other functional genomic data, such as ChIP-seq and RNA-seq.

We describe herein an assay by coupling DNA adenine methyltransferase identification (DamID) to high throughput sequencing (DamID-seq). This improved method provides a higher resolution and a wider dynamic range, and allows analyzing DamID-seq data in conjunction with other high throughput sequencing data such as ChIP-seq, RNA-seq, etc.

-DamID siguientes: Genoma de toda la cartografía de la proteína-ADN Interacciones de alto rendimiento de secuenciación de fragmentos de ADN adenina-metilado

The DNA adenine methyltransferase identification (DamID) assay is a powerful method to detect protein-DNA interactions both locally and genome-wide. It is ...

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.