Este trabajo de investigación fue financiada por donaciones otorgados por Innovatief Actieprogramma Groningen (IAG-3), Jan de Cock Kornelis Stichting y Tekke Huizingafonds, todo en los Países Bajos. Estamos agradecidos a todos los coordinadores de trasplante holandeses para la identificación de los posibles descartados hígados y obtener el consentimiento informado.

Este protocolo ha sido aprobado por el Comité Ético Médico (Medisch ethische Toetsingscommissie) del Centro Médico Universitario de Groningen, Holanda. 1. Preparación del líquido de perfusión Nota: El volumen total del fluido de perfusión preparado para máquina de perfusión normotérmica de acuerdo con este protocolo es 2233 ml y la osmolaridad dirigida del líquido de perfusión es 302 mOsmol / L. <ol><li> De los componentes del fluido de perfusión se describe en la Tabla 1, mantener las células rojas de la sangre humanas lleno, plasma fresco congelado y albúmina humana separada. Mezclar el resto de los componentes de una manera estéril y almacenar la solución en una bolsa estéril para el transporte a la sala de operaciones (OR). Haga esto en un ambiente estéril (lo ideal sería un buen centro de prácticas de fabricación) o en una cabina de flujo laminar en un cuarto de cultivo. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Componentes </td><td fo:width="2in" style="width:80px"> Cantidad </td></tr><tr><td> Repleto de glóbulos rojos (hematocrito 60%) </td><td style="text-align:right"> 840 ml </td></tr><tr><td> El plasma fresco congelado </td><td style="text-align:right"> 930 ml </td></tr><tr><td> La albúmina humana 200 g / L (Albuman, Sanquin) </td><td style="text-align:right"> 100 ml </td></tr><tr><td> Nutrición parenteral Modificado (Clinimix N17G35E, Baxter International Inc.) </td><td style="text-align:right"> 7,35 ml </td></tr><tr><td> Las multivitaminas para infusión (Cernevit, Baxter International Inc.) </td><td style="text-align:right"> 7 l </td></tr><tr><td> Oligoelementos concentrados para infusión (Nutritrace, B. Braun Melsungen AG) </td><td style="text-align:right"> 7,35 ml </td></tr><tr><td> Metronidazol para la administración iv (5 mg / ml) (Flagyl, Sanofi-Aventis) </td><td style="text-align:right">40 ml </td></tr><tr><td> Cefazolin 1000 mg frasco de polvo 5 ml para la administración iv (Servazolin, Sandoz) </td><td style="text-align:right"> 2 ml </td></tr><tr><td> Insulina de acción rápida (100 UI / ml) (Actrapid, Novo Nordisk) </td><td style="text-align:right"> 20 ml </td></tr><tr><td> Glubionato de calcio, solución intravenosa 10%, 137,5 mg / ml (Sandoz) </td><td style="text-align:right"> 40 ml </td></tr><tr><td> H2O estéril </td><td style="text-align:right"> 51,3 ml </td></tr><tr><td> NaCl solución 0,9% </td><td style="text-align:right"> 160 ml </td></tr><tr><td> El bicarbonato de sodio solución 8,4% </td><td style="text-align:right"> 31 ml </td></tr><tr><td> La heparina 5.000 IE / ml para la administración intravenosa </td><td style="text-align:right"> 4 ml </td></tr><tr><td> Total </td><td style="text-align:right"> 2.233 ml </td></tr></tbody></table> Tabla 1: Componenct de la perfusión de fluidos 16. <ol start="2"><li> Transferencia de las células rojas de la sangre (840 ml) humano lleno, plasma fresco congelado (930 ml), albúmina de 200 g / L humana (100 ml) y la solución preparada en la etapa 1.1 a la O para ser administrados al dispositivo de perfusión. </li></ol> 2. Cebado del dispositivo de perfusión <ol><li> Añadir los componentes del fluido de perfusión, incluyendo los glóbulos rojos humanos embalado, plasma fresco congelado, albúmina humana y la solución preparada en el paso 1.1 a la máquina a través del conector en la parte superior de los oxigenadores y eliminar todas las burbujas de aire de la tubería. </li><li> Encienda la bomba venosa y siga las instrucciones del fabricante en la pantalla. A continuación, encienda la bomba arterial y siga las instrucciones del fabricante en la pantalla. </li><li> Null los medidores de presión en contra de la presión atmosférica, siguiendo las instrucciones de la pantalla. Esto asegura que la presión medida durante los perfusion es la presión real en el nivel de la vena porta y la arteria hepática. </li><li> Iniciar la oxigenación usando carbógeno (95% O 2 + 5% de CO 2) a una velocidad de flujo de 4 L / min. El flujo de aire se dividirá entre los dos oxigenadores (2 l / min por oxigenador) y esto debe dar lugar a una PO 2 de alrededor de 60 kPa (o 450 mmHg) en el líquido de perfusión. Para perfusiones más largos, es aconsejable usar fuentes separadas de oxígeno y dióxido de carbono. Esto permite pequeños ajustes en la relación O2 / CO 2, que se pueden utilizar para ajustar el pH y pCO 2 del fluido de perfusión. </li><li> Tomar una muestra de perfusión para la medición de gases en sangre 15-20 min después de que el dispositivo ha sido cebado y controlar el pH y los electrolitos en consecuencia. NOTA: Asegúrese de desechar unos 3 ml de líquido de perfusión antes de tomar las muestras, ya que este líquido se encuentra en el tubo periférico y no representa el líquido de perfusión en el sistema. Añadir un 8,4% de bicarbonato de sodio slución de la capacidad amortiguadora, apuntando a un pH fisiológico (7,35-7,45). Por ejemplo, agregue 25-35 ml de una solución de bicarbonato de sodio 8,4% y comprobar los niveles de pH y bicarbonato en el líquido de perfusión mediante la toma de muestras para la medición de gases en sangre a intervalos regulares. </li></ol> 3. Adquisiciones y Preparación de hígados de donantes Nota: Procurar el órgano utilizando la técnica estándar de refrigeración en situ y enjuagar con líquido de conservación en frío (0-4 ° C) 19. Para facilitar la canulación de la arteria, dejar un segmento de la aorta supratruncal unido a la arteria hepática (Figura 2A). <ol><li> Lave los conductos biliares con el líquido de conservación (es decir, de la Universidad de la solución de Wisconsin). Ligar el conducto cístico con una sutura quirúrgica. </li><li> Embale y almacene el órgano en una bolsa órgano donado estéril estándar y caja con hielo triturado para su posterior transporte hasta el centro de MP. </li><li> Comienzoel procedimiento mesa del fondo inmediatamente después de la llegada del hígado del donante en el quirófano. <ol><li> Tomar una muestra de al menos 10 ml del líquido de preservación para las pruebas microbiológicas. </li><li> Quitar los archivos adjuntos diafragmáticas a la zona desnuda del hígado, así como cualquier músculo cardíaco restante desde el manguito superior de la vena cava con tijeras quirúrgicas. </li><li> Diseccionar la arteria y la vena porta con unas tijeras de disección y ligar las ramas laterales utilizando suturas quirúrgicas o hemoclips. </li><li> Cierre el extremo distal del segmento de aorta supratruncal usando una sutura no absorbible monofilamento (por ejemplo, 3-0 Prolene). Inserte la cánula arterial en el extremo proximal de la aorta supratruncal y seguro con suturas (Figura 2). Utilice la cánula proporcionado en el paquete desechable tal como se suministra por el fabricante del dispositivo de perfusión. </li><li> Inserte la cánula venosa en la vena porta y seguro con suturas. Utilice la cánula proporcionada en los dispospaquete de poder. La vena hepática sigue siendo uncannulated. </li><li> Lave el conducto biliar con la solución de conservación. Inserte un catéter de silicio en el conducto biliar y seguro con suturas. NOTA: No inserte el catéter demasiado profundamente en el conducto biliar, ya que puede causar lesiones en el epitelio biliar. </li><li> Lave el hígado con una solución de NaCl al 0,9% a través de la cánula de la vena porta de la siguiente manera: <ol><li> Si el injerto se ha conservado en la Universidad de Wisconsin solución como la solución de preservación, enjuagar el hígado con 2.000 ml de frío (C 0-4 °) solución de NaCl al 0,9%, seguido de 500 ml de agua tibia (37 ° C) 0,9% de NaCl solución. </li><li> Si el injerto se ha conservado en una solución de histidina-triptófano-cetoglutarato como la solución de preservación, enjuagar el hígado con 1.000 ml de frío (C 0-4 °) solución de NaCl al 0,9%, seguido de 500 ml de agua tibia (37 ° C) 0,9 solución de NaCl%. El propósito de la descarga caliente es para evitar una caída significativa en la temperatura de lafluido de perfusión. </li><li> Realizar el rubor caliente inmediatamente antes de conectar el hígado al dispositivo de perfusión. NOTA: Siempre mantenga la duración entre rubor cálido y comienzo de NMP menos de 1-2 min. </li></ol></li></ol></li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Características del donante (n = 12) </td><td> Número (%) o mediana (IQR) </td></tr><tr><td> Años de edad) </td><td> 61 (50-64) </td></tr><tr><td> Género masculino) </td><td> 8 (67%) </td></tr><tr><td> Tipo de donantes DCD, Maastricht tipo III DBD </td><td> 10 (83%) 2 (17%) </td></tr><tr><td> Índice de masa corporal (IMC) </td><td> 27 (25-35) </td></tr><tr><td> Motivo de rechazo Edad DCD +&gt; 60 años DCD + IMC alto DCD + diversas razones * Esteatosis grave </td><td> 5 (41%) 3 (25%) 2 (17%) <br<html> /&gt; 2 (17%) </td></tr><tr><td> Solución de preservación Solución UW Solución HTK </td><td> 6 (50%) 6 (50%) </td></tr><tr><td> Donantes tiempo de isquemia caliente en DCD (min) </td><td> 14 (17-20) </td></tr><tr><td> Tiempo de isquemia fría (min) </td><td> 389 (458-585) </td></tr><tr><td> Índice de riesgo de los donantes (DRI) </td><td> 2,35 (2,01-2,54) </td></tr></tbody></table> Tabla 2: Donantes características * la historia de los donantes del consumo de drogas por vía intravenosa durante un injerto y donantes prolongada sO 2 &lt;30% después de la retirada del soporte vital para otro injerto.. Abreviaturas: DCD, donación después de la muerte circulatoria; DBD, donación después de la muerte cerebral; UW, Universidad de Wisconsin; HTK, histidina-triptófano-cetoglutarato <html> g2.jpg &quot;/&gt; Figura 2: (A) Imágenes de un injerto de donante humano que se ha preparado en la mesa del fondo y (B - D) fue posteriormente perfundido normothermically. (A) La cánula arterial se inserta en la aorta surpratruncal y la cánula venosa se ​​inserta en la vena portal. El conducto biliar se canula con un catéter biliar silicio. (B) El hígado se coloca en la cámara de órganos con su superficie anterior orientada hacia abajo y cánulas están conectadas a los tubos del dispositivo de perfusión. (C) 30 min después del inicio de la perfusión normotérmica máquina. (D) 6 hr después del inicio de la perfusión normotérmica máquina. Durante el funcionamiento de la cámara de órganos está cubierto por una cubierta transparente para mantener un ambiente húmedo estéril para el hígado (no se muestra en estas fotos).&quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. 4. Máquina Normotérmica perfusión <ol><li> Coloque el hígado en la cámara de órgano con la superficie anterior hacia abajo. Inmediatamente conectar el hígado al dispositivo de perfusión imprimado mediante la conexión de la cánula de la vena portal para el tubo de portal de entrada del dispositivo de perfusión y la cánula arterial al tubo de flujo de entrada arterial del dispositivo. </li><li> Iniciar la perfusión en ambos lados del portal y arterial, siguiendo las instrucciones del fabricante en la pantalla. Ajuste la presión arterial media en 70 mmHg y la presión venosa portal media en 11 mmHg. </li><li> Tomar muestras de líquido de perfusión cada 30 minutos para el análisis inmediato de los parámetros de gases en sangre (PO 2, PCO 2, SO 2, HCO 2 - y pH) y los parámetros bioquímicos (glucosa, calcio, lactato, potasio y sodio), utilizando un analizador de gases en sangre convencional . Asegúrese de desechar unos 3 ml de la perfusiónlíquido antes de tomar las muestras, ya que este fluido es en el tubo periférico y no representa el fluido de perfusión en el sistema. <ol><li> Para tomar estas muestras aspirar el líquido de perfusión con una jeringa de 1 ml de los conectores de toma de muestras que forman parte del conjunto de tubos desechable del dispositivo de perfusión. Para cada muestra utilice una nueva jeringa e inmediatamente eliminar las burbujas de aire de la jeringa en la aspiración del líquido de perfusión. A continuación, inserte la jeringa en el analizador de gases en sangre y siga las instrucciones del fabricante en el manual del analizador. </li></ol></li><li> Recoger plasma del líquido de perfusión, congelar y almacenar a -80 ° C para la determinación de la fosfatasa alcalina (AlkP), gamma-glutamil transferasa (gamma-GT), alanina aminotransferasa (ALT), urea y bilirrubina total. Recoger plasma después de 5 min de centrifugación del fluido de perfusión a 1500 xg y 4 ° C. </li></ol>

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Los autores de este manuscrito no tienen ningún conflicto de intereses a revelar.

Este video ofrece un paso a paso para el protocolo máquina de perfusión normotérmica de hígados de donantes humanos usando un dispositivo que permite controlar la presión de doble perfusión a través de la vena porta hepática y la arteria. Al seguir este protocolo, fallas técnicas de la máquina de perfusión no ocurrieron y todos los injertos estaban bien perfundido y bien oxigenada. Los hígados perfundidos in situ ex tenían la hemodinámica estable y eran metabólicamente activa, según la definici?...

El método actual de preservación de órganos en el trasplante de hígado es enjuagar con y posterior almacenamiento de los hígados de donantes en frío (0-4 ° C) de líquido de conservación (como Universidad de Wisconsin solución o la solución de histidina-triptófano-cetoglutarato). Este método se conoce como almacenamiento en frío estático (SCS). Aunque la tasa metabólica de los hígados a 0-4 ° C es muy baja, todavía existe la demanda de 0,27 mol de oxígeno / min / g de tejido de hígado, que no puede ser proporcionado durante 1 SCS. El método convencional de SCS, por lo tanto, resulta en cierto grado de lesión (adicional) de hígados de donantes. Si bien esta cantidad de lesiones conservación no es un problema en los hígados de donantes de buena calidad, puede convertirse en un factor crítico y limitante en hígados subóptimos que ya han sufrido algún grado de lesión en el donante. Por esta razón, los hígados con una calidad subóptima o llamados criterios extendida donantes (ECD) hígados se rechazan con frecuencia para el trasplante como la o riesgof fracaso del injerto temprano se considera que es demasiado alto. Los altos índices de función retardada del injerto, no función primaria, y las estenosis biliares no anastomóticas (NAS) se han descrito en los receptores de hígados de donación después de la muerte circulatorio (DCD), los donantes de mayor edad o receptores de injertos esteatósicos 2. NAS son una causa importante de morbilidad y mortalidad después del trasplante hepático. NAS puede ocurrir tanto en los conductos biliares donante extra e intra y puede ser acompañado de barro biliar intraductal y la formación de yeso 3,4. Aunque la etiología de la NAS se cree que es multifactorial, la lesión por isquemia / reperfusión de los conductos biliares durante la conservación de injerto y el trasplante ha sido identificado como un importante mecanismo de 2,5 subyacente. Trasplante de un injerto DCD ha sido identificado como uno de los mayores factores de riesgo para el desarrollo de NAS. La combinación de un periodo de isquemia caliente en un donante DCD, isquemia fría durante la preservación de órganos, y la posterior reperfusiónlesiones en el receptor se cree que es responsable de la lesión irreversible de las vías biliares, que, en combinación con una pobre capacidad de regeneración de los conductos biliares, da lugar a cicatrices fibróticas y el estrechamiento de los conductos biliares después del trasplante hepático 2,5. NAS se han reportado hasta en el 30% de los pacientes que recibieron un hígado DCD 6-8. Ha quedado claro que el método actual de SCS de injertos de hígado para el trasplante es insuficiente para hígados ECD preinjured como los de donantes DCD. Se necesitan métodos alternativos para aumentar y optimizar el uso de hígados de DIT para el trasplante. Máquina de perfusión (MP) es un método de preservación de órganos que pueden proporcionar una mejor preservación de órganos de donantes, en comparación con SCS. MP podría ser especialmente relevante para la preservación de los injertos de ECD. Una ventaja importante de MP es la posibilidad de proporcionar oxígeno para el injerto durante el periodo de preservación. MP se puede realizar a diversas temperaturas,que han sido clasificados como hipotermia (0-10 ° C), subnormothermic (10-36 ° C) y normotérmica (36-37 ° C) MP (NMP). Dependiendo de la temperatura utilizada para MP, el tipo de fluido de perfusión tiene que ser ajustado y con el aumento de temperatura más oxígeno debe ser suministrado. La primera aplicación clínica de la MP en el trasplante de hígado humano se basó en perfusión hipotérmica sin oxigenación activa del 9,10 fluido de perfusión. En modelos animales, MP oxigenada hipotermia (0-10 ° C) se ha demostrado que tiene efectos protectores contra la isquemia / reperfusión del hígado injerta 11 y proporcionar una mejor conservación del plexo vascular peribiliary de los conductos biliares 12. Subnormothermic oxigenada MP a 20 ° C o 30 ° C también se ha estudiado en modelos animales y se demostró para proporcionar la recuperación anterior de la función del injerto de hígados DCD, en comparación con SCS 13,14. La viabilidad de MP subnormothermic oxigenada de hígados humanos fue rectemente reportado en una serie de siete hígados de donantes humanos desechados 15. NMP (37 ° C) permite la evaluación de la viabilidad del injerto y la funcionalidad antes del trasplante 16,17. Además, MP permite recalentamiento gradual del injerto hepático antes del trasplante, que ha sido demostrado para facilitar la recuperación y reanimación del injerto 18. El dispositivo de perfusión utilizada en el protocolo actual de la máquina de perfusión hepática permite dual de perfusión (a través de la vena porta y la arteria hepática) usando dos bombas centrífugas, que proporcionan un flujo portal continuo y un flujo arterial pulsátil. El sistema es controlado por presión, lo que permite auto-regulación del flujo a través del hígado, dependiendo de la resistencia intrahepática. Dos oxigenadores de membrana de fibra hueca permiten la oxigenación del injerto hepático, así como para la eliminación de CO 2. La temperatura se puede ajustar en función del tipo previsto de MP (temperat mínimo<html> ure de 10 ° C). Flujo, presión y temperatura se visualizan en el dispositivo en tiempo real, lo que permite un control continuo del proceso de perfusión. Un nuevo equipo desechable estéril de tubos, depósito y oxigenadores está disponible para la perfusión de cada injerto (Figura 1). El objetivo de este artículo de vídeo es proporcionar un paso a paso para el protocolo ex situ máquina de perfusión normotérmica de hígados de donantes humanos usando esta máquina de perfusión hepática de nuevo desarrollo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52688/52688fig1.jpg" /> Figura 1: (A) Un dibujo esquemático, (B) una foto de la máquina de perfusión, (C) una vista más cercana del oxigenador, y (D) de la bomba centrífuga utilizada para la perfusión normotérmica de hígados de donantes humanos.conseguir = &quot;_ blank&quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Liver Assist</td>
			<td>Organ Assist</td>
			<td>OA.Li.Li.140</td>
			<td>Perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liver Assist disposable package</td>
			<td>Organ Assist</td>
			<td>OA.Li.DP.540</td>
			<td>Disposable set and cannulas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meredith No.8</td>
			<td>Vygon Nederlands B.V.</td>
			<td>1362082</td>
			<td>Bile duct cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human albumin 200g/l / ALBUMAN</td>
			<td>Sanquin</td>
			<td>15522598</td>
			<td>100 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modified parenteral nutrition</td>
			<td>Baxter Nederland B.V.</td>
			<td>N14G30E</td>
			<td>7.35 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multivitamins for infusion / CERNEVIT</td>
			<td>Baxter International Inc.</td>
			<td>9800927</td>
			<td>7 ul</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Concentrated trace elements for infusion / NUTRITRACE</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG</td>
			<td>14811332</td>
			<td>7.35 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metronidazole 5mg/ml</td>
			<td>Baxter Nederland B.V.</td>
			<td>98181882</td>
			<td>40 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazoline / SERVAZOLIN</td>
			<td>Sandoz B.V.</td>
			<td>15611337</td>
			<td>2 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast acting insulin&#160;</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>20 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium glubionate, intravenous solution 10%, 137.5 mg/mL</td>
			<td>Sandoz</td>
			<td>97038695</td>
			<td>40 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile H2O</td>
			<td>Fresenius Kabi Nederland B.V.</td>
			<td>98084453</td>
			<td>51.3 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter Nederland B.V.</td>
			<td>15262510</td>
			<td>160 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 5000 IE/ml for i.v. administration</td>
			<td>LEO Pharma B.V.</td>
			<td>98026178</td>
			<td>4 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate 8,4%</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG</td>
			<td>97973874</td>
			<td>The amount depends on the pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Packed red blood cell (in SAGM)</td>
			<td>Blood bank (Sanquin)</td>
			<td>N0012000</td>
			<td>750 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fresh frozen plasma</td>
			<td>Blood bank (Sanquin)</td>
			<td>N04030A0/N04030B0</td>
			<td>900 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex situ normothermic machine perfusion of donor livers

En contraste con la conservación en frío estática convencional (0-4 ° C), ex máquina de perfusión in situ puede proporcionar una mejor conservación de los hígados de donantes. La perfusión continua de órganos ofrece la oportunidad de mejorar la calidad del órgano y permite ex situ evaluación de la viabilidad de hígados de donantes antes del trasplante. Este artículo de vídeo proporciona un paso a paso para protocolo ex situ máquina de perfusión normotérmica (37 ° C) de hígados de donantes humanos utilizando un dispositivo que proporciona una presión y temperatura controlada pulsátil de perfusión de la arteria hepática y la perfusión continua de la vena portal. El fluido de perfusión se oxigena por dos oxigenadores de membrana de fibra hueca y la temperatura se puede regular entre 10 ° C y 37 ° C. Durante la perfusión, la actividad metabólica del hígado, así como el grado de lesión pueden ser evaluados por análisis bioquímico de muestras tomadas del líquido de perfusión. Perfusión Machine es una herramienta muy prometedorapara aumentar el número de hígados que son adecuados para el trasplante.

12 hígados humanos que se negaron a trasplantes debido a diversas razones se utilizaron después de obtener el consentimiento informado para la investigación de las familias de los donantes. Características de los donantes se describen en la Tabla 2. Los hígados de donantes humanos fueron perfundidos normothermically durante 6 horas utilizando el protocolo descrito en este documento. La calidad de los injertos de hígado se evaluó mediante el control de la homogeneidad macroscópica de la perfusió...

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Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Aquí se presenta un protocolo que describe ex situ oxigenada máquina de perfusión de los injertos de hígado de donantes. Este artículo contiene un paso a paso el protocolo para adquirir y preparar el injerto hepático para la máquina de perfusión, preparar el líquido de perfusión, cebar la máquina de perfusión y realizar oxigenada máquina de perfusión normotérmica del injerto hepático.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

ex-situ-normothermic-machine-perfusion-of-donor-livers

Research

JoVE Journal

Medicine

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

11.1K vistas.  University of Groningen, University Medical Center Groningen.  Aquí se presenta un protocolo que describe ex situ oxigenada máquina de perfusión de los injertos de hígado de donantes. Este artículo contiene un paso a paso el protocolo para adquirir y preparar el injerto hepático para la máquina de perfusión, preparar el líquido de perfusión, cebar la máquina de perfusión y realizar oxigenada máquina de perfusión normotérmica del injerto hepático. 

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Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normotérmica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión renal para la Preservación de riñón Injertos antes del trasplante

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Investigación

Medicina

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Normothermic Ex Situ Heart Perfusion in Working Mode: Assessment of Cardiac Function and Metabolism

The current standard method for organ preservation (cold storage, CS), exposes the heart to a period of cold ischemia that limits the safe preservation time and increases the risk of adverse post-transplantation outcomes. Moreover, the static nature of CS does not allow for organ evaluation or intervention during the preservation interval. Normothermic ex situ heart perfusion (ESHP) is a novel method for preservation of the donated heart that minimizes cold ischemia by providing oxygenated, nutrient-rich perfusate to the heart. ESHP has been shown to be non-inferior to CS in the preservation of standard-criteria donor hearts and has also facilitated the clinical transplantation of the hearts donated after the circulatory determination of death. Currently, the only available clinical ESHP device perfuses the heart in an unloaded, non-working state, limiting assessments of myocardial performance. Conversely, ESHP in working mode provides the opportunity for comprehensive evaluation of cardiac performance by assessment of functional and metabolic parameters under physiologic conditions. Moreover, earlier experimental studies have suggested that ESHP in working mode may result in improved functional preservation. Here, we describe the protocol for ex situ perfusion of the heart in a large mammal (porcine) model, which is reproducible for different animal models and heart sizes. The software program in this ESHP apparatus allows for real-time and automated control of the pump speed to maintain desired aortic and left atrial pressure and evaluates a variety of functional and electrophysiological parameters with minimal need for supervision/manipulation.

Normothermic ex situ heart perfusion (ESHP), preserves the heart in a beating, semi-physiologic state. When performed in a working mode, ESHP provides the opportunity to perform sophisticated assessments of donor heart function and organ viability. Here, we describe our method for myocardial performance evaluation during ESHP.

Normotérmica Ex Situ corazón perfusión en modo de trabajo: evaluación de la función cardiaca y el metabolismo

The current standard method for organ preservation (cold storage, CS), exposes the heart to a period of cold ischemia that limits the safe preservation ...

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ quality exacerbated by excessive geographic transportation distance and stringent donor organ acceptance criteria pose limitations to current LTx efforts. Ex situ lung perfusion (ESLP) is an innovative technology that has shown promise in attenuating these limitations. The physiologic ventilation and perfusion of the lungs outside of the inflammatory milieu of the donor body affords ESLP several advantages over traditional cold static preservation (CSP). There is evidence that negative pressure ventilation (NPV) ESLP is superior to positive pressure ventilation (PPV) ESLP, with PPV inducing more significant ventilator-induced lung injury, pro-inflammatory cytokine production, pulmonary edema, and bullae formation. The NPV advantage is perhaps due to the homogenous distribution of intrathoracic pressure across the entire lung surface. The clinical safety and feasibility of a custom NPV-ESLP device have been demonstrated in a recent clinical trial involving extender criteria donor (ECD) human lungs. Herein, the use of this custom device is described in a juvenile porcine model of normothermic NPV-ESLP over a 12 h duration, paying particular attention to management techniques. Pre-surgical preparation, including ESLP software initialization, priming, and de-airing of the ESLP circuit, and the addition of anti-thrombotic, anti-microbial, and anti-inflammatory agents, is specified. The intraoperative techniques of central line insertion, lung biopsy, exsanguination, blood collection, cardiectomy, and pneumonectomy are described. Furthermore, particular focus is paid to anesthetic considerations, with anesthesia induction, maintenance, and dynamic modifications outlined. The protocol also specifies the custom device's initialization, maintenance, and termination of perfusion and ventilation. Dynamic organ management techniques, including alterations in ventilation and metabolic parameters to optimize organ function, are thoroughly described. Finally, the physiological and metabolic assessment of lung function is characterized and depicted in the representative results.

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

This paper describes a porcine model of negative pressure ventilation ex situ lung perfusion, including procurement, attachment, and management on the custom-made platform. Focus is made on anesthetic and surgical techniques, as well as troubleshooting.

Ventilación Normatérmica con Presión Negativa Perfusión Pulmonar Ex Situ : Evaluación de la Función Pulmonar y el Metabolismo

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ ...

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ shortages and increasing numbers of patients being listed for PTx, new strategies are needed to increase the number of available grafts for transplantation. 
Static cold storage (SCS) is considered the gold standard for standard criteria organs. However, standard criteria donors (SCD) are becoming scarce and new strategies that can increase the rate of organ acceptance from extended criteria donors (ECD) are urgently needed. 
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) is one of the strategies that has become increasingly popular over the past couple of decades. This preservation method has already been used successfully in other organs (liver, kidneys, and lungs) but has been minimally explored in pancreas transplantation. The few papers that describe the method for pancreas show little success, edema being one of the major issues. The following manuscript describes the successful NEVP method and setup developed by our group to perfuse swine pancreas.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Normothermic ex vivo machine perfusion (NEVP) has scarcely been explored for the preservation of pancreas allografts. We present an innovative preservation technique for pancreas allografts before transplantation.

Perfusión pancreática normothermic ex vivo para la preservación de los aloinjertos pancreáticos antes del trasplante

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ ...

Lung Rapid Recovery Procurement Combined with Abdominal Normothermic Regional Perfusion in Controlled Donation after Circulatory Death

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years confirm that the outcomes after lung transplantation from cDCD are similar to those from brain death donors; however, the utilization of lungs from asystole donors remains low. Several reasons may be involved: different legal frameworks among countries and centers with different premortem interventions, inadequate lung donor care before procurement, or even poor experience with cDCD procedures and protocols.
Initially, the rapid recovery technique was commonly employed for the procurement of thoracic and abdominal organs in cDCD, but, in the last decade, abdominal normothermic regional perfusion (ANRP) with extracorporeal membrane oxygenation devices has become a useful method to restore blood flow to abdominal organs, allowing their quality improvement and their functional assessment prior to transplantation. This makes the donation procedure more complex and generates doubts about injury to the grafts due to dual temperature.
The aim of this article is to describe a protocol based on a single center experience with Maastricht III donors combining lung cooling rapid recovery in the thorax and abdominal normothermic regional perfusion. Tips and tricks focused on premortem interventions and lung procurement procedure techniques are explained. This may help to minimize the reluctance among professionals to use this combined technique and encourage other donor centers to use it, despite the increased complexity of the procedure.

The protocol combines a lung cooling rapid recovery technique with abdominal normothermic regional perfusion for abdominal graft procurement in controlled asystole donors, which is a safe and useful method to expand the donor pool.

Obtención de recuperación rápida pulmonar combinada con perfusión regional normatérmica abdominal en donación controlada después de la muerte circulatoria

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years ...

Functional Assessment of the Donor Heart During Ex Situ Perfusion: Insights from Pressure-Volume Loops and Surface Echocardiography

Heart transplantation remains the gold standard treatment for advanced heart failure. However, the current critical organ shortage has resulted in the allocation of a growing number of donor hearts with extended criteria. These marginal grafts are associated with a high risk of primary graft failure and may benefit from ex situ perfusion before transplant. This technology allows for extended organ preservation using warm oxygenated blood perfusion with continuous metabolic monitoring. The only NESP device currently available for clinical practice perfuses the organ in an unloaded non-working state, which does not allow for functional assessment of the beating heart. We therefore developed an original platform of NESP in working mode conditions with adjustment of left ventricular preload and afterload. This protocol was applied in porcine hearts. Ex situ functional assessment of the heart was achieved with intracardiac conductance catheterization and surface echocardiography. Along with a description of the experimental protocol, we herein report the main results, as well as pearls and pitfalls associated with the acquisition of pressure-volume loops and myocardial power during NESP. Correlations between hemodynamic findings and ultrasound variables are of major interest, especially for further rehabilitation of donor hearts before transplantation. This protocol aims to improve the assessment of donor hearts to both increase the donor pool and reduce the incidence of primary graft failure.

Functional Assessment of the Donor Heart During Ex Situ Perfusion: Insights from Pressure-Volume Loops and Surface Echocardiography

A reliable noninvasive approach for functional assessment of the donor heart during normothermic ex situ heart perfusion (NESP) is lacking. We herein describe a protocol for ex situ assessment of myocardial performance using the epicardial echocardiography and conductance catheter method.

Evaluación funcional del corazón donante durante la perfusión ex situ : perspectivas de los bucles de presión-volumen y la ecocardiografía de superficie

Heart transplantation remains the gold standard treatment for advanced heart failure. However, the current critical organ shortage has resulted in the ...

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the number of heart failure patients waiting for transplantation is still increasing. The normothermic ex situ preservation technique has been established as a comparable method to the conventional static cold storage technique. The main advantage of this technique is that donor hearts can be preserved for up to 12 h in a physiologic condition. Moreover, this technique allows resuscitation of the donor hearts after circulatory death and applies required pharmacologic interventions to improve donor function after implantation. Numerous animal models have been established to improve normothermic ex situ preservation techniques and eliminate preservation-related complications. Although large animal models are easy to handle compared to small animal models, it is costly and challenging. We present a rat model of normothermic ex situ donor heart preservation followed by heterotopic abdominal transplantation. This model is relatively cheap and can be accomplished by a single experimenter.

Here, we present an assessment protocol of a heterotopically implanted heart after normothermic ex situ preservation in the rat model.

Modelo de rata de trasplante cardíaco heterotópico con perfusión ex-situ normotémica

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

<meta charset="utf8"></head><body>Avance del trasplante pulmonar con perfusión basada en polihHb en modelos EVLP de ratas

Exploring Alternative Perfusion Solutions Using Next-Generation Polymerized Hemoglobin-Based Oxygen Carriers in a Model of Rat Ex Vivo Lung Perfusion

Lung transplantation is hampered by the lack of suitable donors. Previously, donors that were thought to be marginal or inadequate were discarded. However, new and exciting technology, such as ex vivo lung perfusion (EVLP), offers lung transplant providers extended assessment for marginal donor allografts. This dynamic assessment platform has led to an increase in lung transplantation and has allowed providers to use donors that were previously discarded, thus expanding the donor pool. Current perfusion techniques use cellular or acellular perfusates, and both have distinct advantages and disadvantages. Perfusion composition is critical to maintaining a homeostatic environment, providing adequate metabolic support, decreasing inflammation and cellular death, and ultimately improving organ function. Perfusion solutions must contain sufficient protein concentration to maintain appropriate oncotic pressure. However, current perfusion solutions often lead to fluid extravasation through the pulmonary endothelium, resulting in inadvertent pulmonary edema and damage. Thus, it is necessary to develop novel perfusion solutions that prevent excessive damage while maintaining proper cellular homeostasis. Here, we describe the application of a polymerized human hemoglobin (PolyhHb)-based oxygen carrier as a perfusate and the protocol in which this perfusion solution can be tested in a model of rat EVLP. The goal of this study is to provide the lung transplant community with key information in designing and developing novel perfusion solutions, as well as the proper protocols to test them in clinically relevant translational transplant models.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Utilización de hemoglobina humana polimerizada de próxima generación para mejorar la evaluación y preservación del pulmón del donante en ratas

Here, we describe the application of a polymerized human hemoglobin (PolyhHb)-based oxygen carrier as a perfusate and the protocol in which this perfusion solution can be tested in a model of rat ex vivo lung perfusion.

Exploración de soluciones alternativas de perfusión utilizando portadores de oxígeno basados en hemoglobina polimerizada de próxima generación en un modelo de perfusión pulmonar ex vivo en ratas