Este trabajo fue apoyado por NSERC y AHFMR. Los autores agradecen a Mariam Alaverdashvili y Amanda Mauthe-Kaddoura de comentarios sobre el manuscrito y Yamazaki Hiroe para ayudar en la preparación de la cirugía.

1. Preparación para la Cirugía <ol><li> Anestesiar la rata con el tipo adecuado y la dosis de anestésicos. Aquí se utiliza uretano (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., San Luis, MO) - preparado como solución al 20% por dilución de 20 g de uretano en 100 ml de solución salina de fosfato (PBS), es decir que el animal recibirá 7,5 ml / kg de solución de uretano intraperitoneal (IP). Debido a su curva dosis-respuesta, la dosis total de uretano se divide en cuatro aplicaciones, cada una separada por unos 30 minutos. Antes de las dos primeras solicitudes de uretano, animales anestesiados con isoflurano es administrado a una concentración del 3-4% (oxígeno a 2 litros por minuto) y se mantiene en 2% (de oxígeno de hasta 2 litros por minuto) para evitar que un animal de estresarse por inyección. Durante la cirugía, una administración adicional de isofluorano (2% de concentración durante 2 minutos) se puede utilizar si es necesario. </li><li> Afeitarse la piel a lo largo del sitio de la incisión (el lado dorsal de la cabeza) para asegurarse de quela piel no se contamine la herida y una superficie suficiente se puede desinfectar todo el sitio de la incisión. </li><li> Prepare el sitio quirúrgico antiséptico con yodo orgánico o jabón de clorhexidina y antisépticos (etanol). </li><li> Prepare las sondas de silicio (Tecnologías de la NeuroNexus, Ann Arbor, MI). Las sondas pueden ser desinfectados con etanol al 70% seguido de un enjuague con agua destilada. Si es necesario, las sondas se pueden pintar con un marcador fluorescente preparado antiséptico (por ejemplo, colorantes I, Invitrogen Co.), para revelar posteriormente la posición de la sonda en el análisis histológico. Para ello se utiliza un pincel pequeño y muy suave y delicado tocar la parte posterior de la sonda de silicio con el tinte. Este procedimiento se debe hacer siempre más de un microscopio para asegurarse de que la sonda no está siendo dañados o doblados. Siempre asegúrese de que el tinte no es el bloqueo de cualquiera de los canales. Un colorante residual que queda en la sonda puede ser eliminado después con el alcohol, seguido de un enjuague con agua. </li><li> Silicio electrodla atención es: Debido a su pequeño tamaño, las sondas de silicona son delicadas y muy sensibles a la ruptura, incluso cuando se utiliza con mucho cuidado. Por lo tanto, se recomienda supervisar los posibles riesgos en todo momento, tales como: (i) Mantener las sondas en una caja debidamente designados, (ii) Evitar chocar o caer sondas durante el manejo, (iii) Asegúrese de que los manipuladores estereotáxica están bien fijos para evitar cualquier accidente; (iv) Al grabar, el tejido circundante y / o sangre se puede unir a las sondas. Por lo tanto, es importante también ser cuidadoso al retirar la sonda después de la grabación. El uso de un flujo constante de solución de PBS o solución salina es muy recomendable, (v) Siempre limpie las sondas después de la grabación. Para la limpieza de las sondas, se recomienda encarecidamente a sumergirse en un líquido limpiador enzimático (Boston, Bausch &amp; Lomb) durante unos minutos. Siempre enjuague la sonda con agua destilada y devolverlos a su caja dedicada. En nuestra experiencia, la atención adecuada de las sondas de silicona aseguragrabaciones de buena calidad por más de 10 experimentos. Si un canal se ruidosa &quot;durante su uso, deben ser excluidos de los análisis posteriores. Hemos encontrado que la interferencia entre canales es mínima, por lo tanto un canal ruidoso por lo general tiene muy poco efecto sobre la señal de otros canales. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Aplique una pomada ocular en la superficie de los ojos antes de cualquier manipulación cirugía. </li><li> Administrar dexametasona 5 mg / ml por vía subcutánea para reducir la inflamación cerebral. </li><li> Fijar el animal en el marco estereotáctico a lo largo de la cirugía. </li><li> Administrar lidocaína HCl al 2% con epinefrina (2-4 mg / kg diluida en solución al 0,5%) por vía subcutánea en el sitio de la incisión antes de la incisión se realiza para reducir el riesgo potencial de que el sangrado de la herida y la anestesia local. </li><li> Haga una incisión de 2 cm a través de la línea media del cuero cabelludo y la piel desplazar lateralmente para exponer la superficie del cráneo. </li><li> Borrar el cuero cabelludo de la fascia dorsal mediante disección roma y controlel sangrado por microcautery o mediante el uso de cera de hueso. </li><li> Haga dos agujeros de perforación para colocar pequeños tornillos en el hueso occipital del cráneo de los animales y de puesta a tierra de referencia. El tornillo de referencia debe estar en contacto con la duramadre. Con el fin de reducir el ruido eléctrico durante las grabaciones, se recomienda mantener los tornillos húmedo en todo momento. Para ello, una pequeña barrera de acrílico alrededor de los tornillos se pueden construir o los tornillos pueden ser cubiertas con agar. </li><li> Hacer una craneotomía 1-2 mm de diámetro en las coordenadas correspondientes a la zona cortical y / o subcorticales (s) de interés 5. Utilizar aire comprimido para eliminar el polvo de hueso, según sea necesario durante la craneotomía (de perforación). Evitar que el cráneo de calentamiento de la perforación mediante la aplicación de gotas de PBS. Hacer una craneotomía segundo si es necesario para insertar la segunda sonda. En este video, estamos presentando una grabación de dos áreas corticales de forma simultánea, por lo tanto dos craneotomías se hacen. </li><li> Construir una pequeña barrera de resina acrílica (por ejemplo: Lang DentalFabricación, Co., Inc., Wheeting, IL) en torno a los dos craneotomías con el fin de mantener PBS en la parte superior de la duramadre expuesta, evitando que se seque. Aplicar PBS constantemente durante todo el experimento. </li><li> Abrir el asunto dura de dos craneotomías. Dos agujas (30 ½ calibre) doblada en las puntas (en forma de gancho), se puede utilizar para esta manipulación. </li><li> Conecte el conector de las sondas de silicona para el manipulatiors estereotáxica. Los conectores están conectados a un poste para tener los vástagos de las sondas perfectamente paralelo al manipulador estereotáxica. Esto es crucial para mantener grabaciones estables y evitar el daño de la sonda. </li><li> Conecte el tornillo de referencia a la clavija de referencia de silicio de la sonda. Para reducir el ruido eléctrico de los tornillos de tierra tiene que estar conectado a: i) la tierra del enchufe de la sonda, ii) la tierra del chasis del dispositivo de grabación, y iii) el marco estereotáxico. </li><li> Coloque la punta de las sondas de silicona sólo en contacto con el PIA. </li><li> Poco a poco introducir ªe sondas de silicio y asegúrese de que los vástagos de las sondas de silicona (Fig. 1 y 2) se puede insertar en el cerebro sin resistencia o flexión. </li><li> Baje con cuidado la sonda hasta llegar a la zona deseada de grabación. Si es necesario, agregue gotas de PBS en la parte superior de la craneotomía para evitar la desecación de los tejidos. </li><li> Debido a la anestesia de uretano sólo debe utilizarse para los procedimientos de la terminal, el animal es sacrificado con una inyección ip de por lo menos 200mg/kg de pentobarbital sódico diluido a una concentración de no más de 60 mg / ml. Esto es seguido por decapitación del animal. </li></ol> 3. Los resultados representativos: Grabaciones representativas de los potenciales de campo local y la actividad de adición se ilustran en la Figura 3. Después de realizar la clasificación pico (picos de discriminación procedentes de diferentes neuronas; Fig. 3B, C, 6, 7, 8) de silicio grabaciones sonda proporcionan la capacidad para investigar la actividad de la población neuronal involucrado en, amotras ong, los siguientes procesos: la memoria y la toma de decisiones 9, 10 plasticidad, el estímulo de codificación de 11, la actividad espontánea de los 12 y los efectos de varias drogas 13. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" /> Figura 1. Ejemplo A. de una sonda de silicio con una sola pierna se superpone a un montaje de las neuronas reconstruido (cortesía de S. Sakata 14). B. Ejemplo de una sonda con una configuración de tetrodo en cada uno de los ocho vástagos. C. Esquema de una rata cráneo. Las cajas verdes representan la extensión de la craneotomía en la corteza somatosensorial derecha e izquierda. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" /> Figura 2. Ejemplo de experimentar con las sondas de silicona insertadas en la corteza prefrontal y el hipocampo. Gotas de PBS cubrir la craneotomía para proteger a los expuestos brAIN se seque. Dos tornillos que se encuentran en el cerebelo se conecta a tierra y de referencia. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" /> Figura 3. A. Imagen muestra de 500 ms de un registro representativo electrofisiológicos de potenciales de campo local (LFP) de un tetrodo (nota: la tensión negativa se representa hasta en la ordenada). Muestra Insertar - una forma de onda de un pico de B. vistas bidimensionales de los clusters en la unidad característica del espacio de un tetrodo.. Cada grupo representa a los picos de una sola unidad (neurona). C. Promedio formas de onda pico de unidades representativas (colores) en cada uno de los cuatro sitios de registro de una sola tetrodo. D. de forma de onda de energía (en relación con la amplitud) de los picos registrados a través del tiempo . Tenga en cuenta los valores de energía relativamente constante para cada unidad, lo que indica una grabación estable a lo largo de la duración del período de muestra.

<ol>
	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li><li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li><li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features.">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain: in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li><li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting.">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li><li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus.">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li><li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex.">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li><li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+do+neurons+work+together?+Lessons+from+auditory+cortex.">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li><li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo.">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li><li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function.">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li><li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex.">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li></ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En este trabajo se muestra cómo utilizar las matrices de electrodos de silicio para registro de población de neuronas (&gt; 100) en múltiples áreas corticales de forma simultánea. Con el fin de tener éxito en la cirugía y la grabación, los siguientes aspectos deben ser considerados: <ol><li> Introducción de las sondas en una zona deseada: Al insertar las sondas en el tejido cerebral, es posible causar un daño considerable. Esto puede resultar en una baja calidad de las unidades registradas. Para evitar este problema, recomendamos lo siguiente: (i) Introducir las sondas en un ángulo determinado (se recomienda utilizar un ángulo de 10 grados). De esta manera, el daño dendríticas de las neuronas registradas se puede reducir, (ii) Después de las sondas se insertan en el tejido cerebral, inicialmente se redujo a un ritmo más rápido (aproximadamente 50 a 100 micras por 10-30 segundos) hasta que se más cercano a la zona deseada de la grabación. Cuando las sondas son unos 200 micrones de la zona objetivo, la posición se ajusta más lentamente (aprox.madamente 10 micras cada 2 o 3 minutos). </li><li> La estabilización de las grabaciones: Cuando las sondas se encuentran en el área designada y se detecta una actividad considerable (picos distintivos en la mayoría de los canales), se recomienda esperar unos 30 minutos antes de comenzar una grabación. Esto permitirá que el tejido cerebral para estabilizar mecánicamente después de la inserción de sondas y garantizar una grabación más estable. </li><li> Pulsaciones del cerebro: en ocasiones es posible ver la pulsación del cerebro que pueden reducir significativamente la calidad de una grabación. Una craneotomía pequeño (espacio suficiente para adaptarse a la sonda) puede reducir pulsaciones del cerebro en un área de grabación. Si es necesario, la cisterna magna puede ser perforado. Esto reduce la presión del líquido cefalorraquídeo y disminuye la hinchazón y pulsaciones. </li><li> Configuración de la sonda de silicio: las sondas de silicio puede tener una variedad de formas y configuraciones de grabación sitio. Por ejemplo, pueden variar en el número de vástagos, la longitud y el grosor de rejones, y enla disposición de los sitios de registro (por ejemplo, tetrodo configuración vs lineal, ver: www.neuronexustech.com). La elección de la sonda utilizada con una configuración específica depende de la pregunta científica que necesitan ser contestadas. Por ejemplo, si el objetivo es registrar las poblaciones de neuronas en varias ubicaciones en una capa específica (tal como se presenta en estas grabaciones), la mejor opción es utilizar una sonda con ocho patas y una configuración de tetrodo. Esto permite la grabación de múltiples unidades individuales en cada tetrodo y toma de muestras de ocho localidades a través de un período de 1,4 mm. En otro ejemplo, si alguien quiere estudiar propagaciones de actividad a través de las capas corticales, la mejor opción sería utilizar una sonda con un vástago con sitios de registro distribuidos regularmente a lo largo de ese vástago que permite la grabación en múltiples capas corticales al mismo tiempo 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampón fosfato salino (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondas de silicio </td><td> NeuroNexus Tecnologías </td><td> Una X 4 2 - Tet - 5 mm - 150 - 200 a 312 </td></tr><tr><td> Tinte I (DiIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexametasona 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Ungüento para los ojos </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Lidocaína clorhidrato 2% con epinefrina </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Estereotáxica marco </td><td> Kopf Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Electrodo manipulador y titular </td><td> Kopf Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rata oído bares </td><td> Kopf Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Rata adaptador </td><td> Kopf Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anestesia máscara </td><td> Kopf Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Bisturí </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Hojas de bisturí </td><td> Dechado </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro tijeras de disección </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Tornillos </td><td> Pasteners Gould limitada </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pinzas hemostáticas </td><td> Robaroz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ agujas de calibre </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Control de micromotor </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pinza de disección </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Cera de hueso </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Botella de aire comprimido </td><td> Falcon productos de seguridad, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Limpiador enzimático </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Agua destilada </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Polvo de acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Líquido acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digital Lynx SX sistema </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Cables de cocodrilo </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat

Gran escala de las grabaciones electrofisiológicos de conjuntos neuronales ofrecen la oportunidad de investigar cómo el cerebro organiza la amplia variedad de comportamientos de la actividad de remate de sus neuronas. Uno de los métodos más eficaces para controlar picos de actividad de un gran número de neuronas en múltiples circuitos neuronales locales al mismo tiempo es el uso de matrices de electrodos de silicio 1-3. Los potenciales de acción producen grandes cambios en el voltaje transmembrana en las cercanías de cuerpos celulares de células. Estas señales de salida se puede medir mediante la colocación de un conductor en las proximidades de una neurona. Si hay muchos activos (picos), las neuronas en las proximidades de la punta, el electrodo registra la señal combinada de todos ellos, donde se pondera la contribución de una única neurona por su &quot;distancia eléctrica&quot;. Sondas de silicona son los electrodos de grabación ideales para monitorear múltiples neuronas debido a un gran número de sitios de grabación (64) y un pequeño volumen. Furthermore, varios sitios se pueden organizar en una distancia de milímetros, lo que permite la grabación simultánea de la actividad neuronal en las capas corticales distintas o en varias columnas corticales (Fig. 1). Es importante destacar que la distribución geométrica precisa de los sitios de registro también permite la determinación de la relación espacial de las cuatro neuronas individuales aislados. Aquí se describe una enfermedad aguda, a gran escala de registro neuronal de la corteza cerebral izquierda y derecha somatosensorial extremidad anterior de manera simultánea en una rata anestesiada con sondas de silicio (Fig. 2).

Watch this Scientific Journal Video about Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat at JoVE.com

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Grabaciones extracelular de la actividad neuronal mediante sondas de silicio en la rata anestesiada se describen. Esta técnica permite obtener información a través de múltiples áreas cerebrales de más de 100 neuronas simultáneamente. Proporciona información con una resolución única célula sobre la dinámica de conjuntos neuronales en varios circuitos locales.

Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

recording-large-scale-neuronal-ensembles-with-silicon-probes

Research

JoVE Journal

Neuroscience

24.8K vistas.  University of Lethbridge. Grabaciones extracelular de la actividad neuronal mediante sondas de silicio en la rata anestesiada se describen. Esta técnica permite obtener información a través de múltiples áreas cerebrales de más de 100 neuronas simultáneamente. Proporciona información con una resolución única célula sobre la dinámica de conjuntos neuronales en varios circuitos locales.

Video: Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

A gran escala de grabación de las neuronas por medio de sondas de silicio móviles en comportarse roedores

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Investigación

Neurociencias

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Un sistema totalmente automatizado y altamente versátil para las pruebas múltiples funciones cognitivas y el registro de las actividades neuronales en los roedores

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Fast Micro-iontoforesis de glutamato y GABA: una herramienta útil para investigar la integración sináptica

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracelular de grabación de la actividad neuronal junto con la aplicación de sustancias Microiontophoretic neuroactivos en ratones Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Grabación simultánea de Electrorretinografía y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantación de sondas de silicio crónica y grabación de las células Hippocampal del lugar en un aparato de cinta enriquecido

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Estimulación eléctrica transcraneal crónica y grabación Intracortical en ratas

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Construcción de un hiperimpulsor mejorado del tetrodo múltiples de grabación Neural a gran escala en comportarse ratas

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Sistema microdrive híbrido con sonda de optosilicio recuperable y tetroda para grabación de alta densidad de doble sitio en ratones en movimiento libre

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...