Los autores agradecen al Dr. Peter Gerrits de los dibujos utilizados en el video.

Nota: Las técnicas de antisépticos deben ser empleadas durante todo el procedimiento. Todos los instrumentos y materiales (con puntas de algodón, gasas, etc) que serán utilizados durante la cirugía debe ser esterilizado en autoclave. Una máscara quirúrgica, sombrero de pelo y guantes estériles deben ser usados. El área de trabajo y el aparato estereotáxico deben ser limpiados a fondo y desinfectar con una solución de etanol al 70%. 1. Pre-quirúrgicos <ol><li> La instalación del equipo estereotáxico y todos los materiales necesarios. Pre-caliente el cojín eléctrico. </li><li> Coloque la cánula en su apoyo y comprobar si es recta. </li><li> Encienda el sistema de gas - mezcla de aire ambiente y el oxígeno (30-35% del flujo total debe ser de oxígeno). </li><li> Pesar las ratas y administrar el anestésico. Estamos utilizando una mezcla de ketamina (37,5 mg / kg) y la dexmedetomidina (0.25 mg / kg) inyectado por vía subcutánea. Para los protocolos de anestesia diferente, consulte Flecknell 4 y Hellebrekers et al. 7. </li><li> Después de la rata perdió el conocimiento, afeitar el área de la cabeza va desde las orejas hasta justo entre los ojos con una maquinilla de afeitar eléctrica. </li><li> Coloque el ratón sobre el cojín eléctrico, con su nariz en la parte delantera del tubo de aire. Use un oxímetro para asegurar que la rata tiene un nivel de oxigenación de la sangre adecuada (no debe caer &lt;90%). Por favor, siga las instrucciones del fabricante para el uso adecuado del equipo. </li><li> Aplicar crema para los ojos (Duratears Z, Alcon) en ambas córneas para evitar la deshidratación. </li><li> Revisar los reflejos de la rata (cola de reflejos o reflejo de los pies-una pizca, como se demuestra en Walantus et al. 8) para asegurarse de que está adecuadamente anestesiado. Si la rata sigue mostrando buenos reflejos, la suplementación de la anestesia podría ser necesaria. </li><li> Si no hay reflejo de los pies-pinch se muestra, el lugar de la rata en el aparato estereotáxico, ajustar las barras de oído por lo que señala un valor igual en ambos lados, y el lugar de nuevo el tubo de aire en la parte delantera del animalfijándolo con la barra de la nariz. Compruebe de nuevo si la rata muestra un nivel de oxigenación de la sangre del 90% o más. Si no es así, ajustar bien el tubo, de acercarla a la nariz, o aumentar el flujo de oxígeno. Monitorear el nivel de oxigenación de la sangre y el ritmo cardíaco durante la cirugía. </li><li> Un seguimiento continuo de la temperatura de la rata con un termómetro rectal (preferentemente conectado a una almohadilla térmica) y registre los valores al inicio y al final de la cirugía. Ajuste el cojín eléctrico o usar una manta para mantener una temperatura corporal de 37,5 a 38,5 ° C. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Inyectar el analgésico. Estamos utilizando un solo peri-operatorio administración de carprofeno (4,0 a 5,0 mg / kg, vía subcutánea). Para los diferentes protocolos analgésicos, consulte Hellebrekers et al 7.. </li><li> Limpie el área afeitada de tque la piel desde el centro hasta el perímetro del cabello tres veces con un desinfectante (por ejemplo, la clorhexidina al 0,5%) y el local se inyecta una mezcla de lidocaína (20 mg / ml) y adrenalina (5 mg / ml) para la anestesia local y la vasoconstricción (para evitar sangrado excesivo). </li><li> Hacer una incisión antero-posterior de unos 2,5 cm en la línea media del cuero cabelludo, al pasar de entre los ojos hasta la parte de atrás de las orejas. Use 4-6 bulldogs para desprender la piel y mantener la incisión abierta. Eliminar cualquier tejido conjuntivo, con una espátula y / o un trozo de algodón y limpie la zona para exponer la superficie del cráneo. </li><li> Compruebe si la cabeza es el nivel: En primer lugar, encontrar Lambda y el lugar de la cánula guía exactamente en este lugar, tocar el cráneo. Registro de la coordenada dorso-ventral. Luego, coloque la cánula guía exactamente sobre Bregma, tocar el cráneo, y registrar su dorso-ventral de coordenadas. Estas dos coordenadas deben ser idénticos. Si la diferencia es&gt; 0,3 mm, ajuste de la barra de la nariz para corregirlo. </li><li> Make dos pequeños agujeros para la fijación de los tornillos del cráneo con un taladro de mano esterilizada (un aproximado de 5 mm por delante de la ubicación de la cánula en uno de los hemisferios y la otra de 5 mm por detrás de la ubicación de la cánula en el hemisferio contralateral). Coloque dos tornillos estériles en estos agujeros hasta que estén bien anclados, sin que se inserta por completo en el cráneo. </li><li> Con la cánula guía colocada exactamente en Bregma, registrar las coordenadas antero-posterior y lateral. La ubicación correcta de guiar la colocación de la cánula para cada región del cerebro se puede calcular sumando o restando de Bregma, con la ayuda de un atlas estereotáxico 11.09. </li><li> La posición de la cánula guía en su posición correcta, un poco tocar el cráneo. Registro de la coordenada dorso-ventral. Para la colocación de la cánula bilateral, encontrará a continuación la ubicación de la cánula en el otro hemisferio, y de nuevo registro de la coordenada dorso-ventral. Ambas coordenadas deben ser idénticos (o difieren &lt;0,3 mm). </li><li>Marque la ubicación de la cánula en el cráneo con un lápiz y estériles, con el perforador mano, hacer los agujeros de rebabas, comprobar el tamaño y la ubicación correcta con la ayuda de la cánula guía. Una vez que los agujeros se hacen, use una aguja estéril para golpear suavemente las meninges para permitir la inserción de la cánula sin obstrucciones. </li><li> Coloque la cánula en el primer agujero y baja con cuidado hasta que llega a la coordenada ventral final. Preparar el cemento dental y generosa que se aplican alrededor de la cánula y uno o dos tornillos para fijar la cánula. Espere hasta que el cemento se ha secado por completo. A continuación, retire con cuidado el soporte de cánulas girando la barra de arriba dorso-ventral. </li><li> Coloque la segunda cánula en el apoyo y vaya a la ubicación de la cánula en el otro hemisferio. Coloque la cánula en el orificio y repita el paso anterior. Cubrir los tornillos y una gran superficie de las cánulas con el cemento, y antes de que el cemento esté seco, retire cualquier excedente de la piel. </li><li> Se inyecta agua tibia (~ 37 ° C) de solución salina estéril (~ 10 ml / kg, sc) para asegurar la rehidratación. </li><li> Después de que el cemento se ha secado completamente, retire el soporte de cánulas y colocar un pin estéril en cada una cánula para evitar la obstrucción. </li><li> Limpie el área de la herida con solución salina estéril y sutura de la parte delantera y la parte posterior de la herida. </li><li> Quite el animal del aparato estereotáxico, en sustitución de la tubería de gas frente a su nariz. Continuará monitoreando el nivel de saturación de oxígeno y la temperatura corporal. </li><li> Si una inyección de anestesia con dexmedetomidina se utiliza, inyecta su atipamezol antagonista (0,25 mg / kg, sc) y esperar hasta que el animal se despierta (aproximadamente 5 minutos). </li><li> Lugar a la rata en una jaula de recuperación. Para evitar la hipotermia, colocar la jaula en una incubadora a 28 ° C o en un cojín de la calefacción en un lugar donde se puede observar al animal por lo menos una hora, antes de regresar a la sala de vivero. </li></ol> 3. La atención postquirúrgica <ol><li> Durante<html> los primeros 4 días después de la cirugía, supervisar la recuperación de la rata por llevar registros diarios de peso y otras observaciones sobre la condición del animal en el diario de laboratorio o &quot;diarios de bienestar de los animales&quot;. </li><li> Los animales que muestren signos evidentes de enfermedad, infección de la herida, la pérdida de peso corporal y otros signos de reducción de la atención del bienestar debe someterse a especiales: por ejemplo, una dosis extra de analgésicos para disminuir el dolor postoperatorio, una mezcla de alimentos en polvo y agua además de la comida estándar para estimular el apetito de las ratas, y / o una inyección subcutánea de solución salina para apoyar a la rehidratación. </li><li> Si la rata no mostró ninguna mejora después de estas intervenciones, o la pérdida de peso corporal es&gt; 15% (en comparación con el peso antes de la cirugía), el sacrificio del animal con una sobredosis de anestésico (humana de punto final). </li><li> Las ratas en general tienen que recuperar por lo menos 7 días antes del comienzo de los experimentos de comportamiento. </li></ol> 4. Resultados representante jove_content &quot;&gt; Para determinar si las diversas modificaciones a nuestro procedimiento quirúrgico, especialmente en relación con suplemento de oxígeno y el monitoreo continuo de los niveles de oxigenación de la sangre, la frecuencia cardíaca y la temperatura corporal, el aumento de la supervivencia del animal y la mejora de su estado general después de la cirugía, se comparó la no la tasa de supervivencia de 20 cohortes de animales (que consta de 20 ratas cada uno) que se sometieron a cirugía después de que hemos implementado estas modificaciones con la tasa de no supervivencia de 24 cohortes (20 ratas cada uno) que opera con el protocolo estándar. Como se muestra en la Figura 1a , la tasa de supervivencia no se redujo significativamente en la muestra de cohortes que se opera con el protocolo modificado (P &lt;0,05; Mann-Whitney U test, dos colas). Además, como se muestra en la Figura 1b, post-quirúrgico de pérdida de peso de ratas operadas con el protocolo modificado también se redujo significativamente en comparación con la de las ratas operadas con el procedimiento habitual (después de la operación el día 1: p &lt;0,05; día post-operatorio 2: p &lt;0,01; día post-operatorio 3: P = 0,17; pruebas t de Student). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" /> Figura 1. Efecto de las modificaciones quirúrgicas sobre la no la tasa de supervivencia post-quirúrgica y la pérdida de peso. (A.) no la tasa de supervivencia de ratas operadas con el protocolo modificado en comparación con la de las ratas operadas con el protocolo estándar. La tasa de no supervivencia (mediana ± rangos intercuartil) fue calculado como el porcentaje de ratas, por cohorte de 20 ratas, que no sobrevivieron a la cirugía. * P &lt;0,05, Mann-Whitney de dos colas (n = 20 cohortes para el protocolo modificado y las cohortes de 24 para el protocolo estándar). (B) Pérdida de peso (media ± SEM como porcentaje del peso antes de la cirugía) en los primeros (Pod1), segundo (POD2) y tercero (POD3) días después de la operación. * P &lt;0,05, ** P &lt;0,01, prueba t de Student (n = 60 por grupo).

<ol>
	<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).</li><li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents:+are+we+making+progress?.">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?.</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li><li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures.">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians. , (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DIRECTIVE+2010/63/EU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes.">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li><li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A., Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia,+analgesia+and+euthanasia.">Anaesthesia, analgesia and euthanasia.</a> Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).</li><li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos.">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1986).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li><li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Maps: Structure of the Rat Brain. , (1992).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El objetivo principal de esta presentación en video es familiarizar a los neurólogos del comportamiento con los principios básicos de la cirugía estereotáxica. Los investigadores que ya están realizando la cirugía estereotáxica también podrían beneficiarse de este vídeo y considerar algunas de las mejoras de procedimiento para el uso en su propio laboratorio. Un conocimiento cada vez mayor sobre la optimización de las técnicas quirúrgicas 1-3, el desarrollo de nuevos anestésicos y analgésicos ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td></tr><tr><td> Alcohol 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezol) </td><td> Orión </td></tr><tr><td> Sulfato de atropina 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog pinza hemostática </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cánulas </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Clorhexidina al 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> De limpieza en polvo </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Bastoncillos de algodón </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidina) </td><td> Orión </td></tr><tr><td> Taladro </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder conversar 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / st 110 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gasa </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Almohadilla eléctrica </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Alfileres de insectos (estiletes) </td><td> Entosphinx (Republica Checa) </td></tr><tr><td> La ketamina al 10% (ketamina) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted punta recta </td><td> Aesculap-vet </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Agujas (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oxímetro </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Farmacia de la UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Hoja de bisturí N º 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Destornillador </td><td> Ferretería convencional </td></tr><tr><td> Simple rápida (cemento dental) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Tornillos del cráneo </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Espátula </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan especiales </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Pinza quirúrgica de 100 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Material de sutura Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Jeringa de 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Jeringa de 1 ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Jeringa de 5 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xilocaína (lidocaína / adrenalina) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience

Cirugía estereotáxica para la implantación de cánulas en regiones específicas del cerebro durante muchas décadas ha sido una técnica experimental muy exitoso para investigar los efectos de los neurotransmisores a nivel local manipulado y vías de señalización en animales despiertos, de comportarse. Por otra parte, la implantación estereotáxica de electrodos para la estimulación electrofisiológica y estudios de grabación ha sido fundamental para nuestra comprensión actual de la neuroplasticidad del cerebro y las redes de comportarse animales. Conocimiento cada vez mayor sobre la optimización de las técnicas quirúrgicas en los roedores 1-4, sensibilización del público sobre temas de bienestar animal y la estricta legislación (por ejemplo, la Directiva 2010 de la Unión Europea sobre el uso de animales de laboratorio, 5) nos ha llevado a perfeccionar los procedimientos quirúrgicos, especialmente con respecto a la aplicación de nuevos procedimientos para la administración de suplementos de oxígeno y la monitorización continua de oxigenación de la sangre y los niveles de frecuencia cardíaca durante la cirugía, así comola introducción de un protocolo estandarizado para la atención postquirúrgica. Nuestras observaciones indican que estas modificaciones dio lugar a una mayor tasa de supervivencia y una mejora en la condición general de los animales después de la cirugía (por ejemplo, pérdida de peso y menos un animal más activo). Esta presentación en video se muestran los procedimientos generales involucrados en este tipo de cirugía estereotáxica, con especial atención a nuestras varias modificaciones. Vamos a ilustrar estos procedimientos quirúrgicos en ratas, pero también es posible llevar a cabo este tipo de cirugía en los ratones y otros pequeños animales de laboratorio mediante el uso de adaptadores especiales para el aparato estereotáxico 6.

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Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Cirugía estereotáxica en roedores permite la administración dirigida de fármacos o estimulación eléctrica y las grabaciones en despertar, comportándose animales. En este video de presentación que mostrará los últimos refinamientos de procedimiento para este procedimiento desde hace mucho tiempo que la tasa de éxito mejora la supervivencia y reduce post-quirúrgico de pérdida de peso.

Cirugía estereotáctica de roedores y mejoras del bienestar de los animales de resultados para la revista Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

rodent-stereotaxic-surgery-animal-welfare-outcome-improvements-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.9K vistas.  University of Groningen. Cirugía estereotáxica en roedores permite la administración dirigida de fármacos o estimulación eléctrica y las grabaciones en despertar, comportándose animales. En este video de presentación que mostrará los últimos refinamientos de procedimiento para este procedimiento desde hace mucho tiempo que la tasa de éxito mejora la supervivencia y reduce post-quirúrgico de pérdida de peso.

Video: Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Medicamentos sistémicos y locales de entrega para el Tratamiento de Enfermedades del Sistema Nervioso Central en modelos de roedores

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

Investigación

Neurociencias

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

Animal entero fijación por perfusión de los roedores

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

La cirugía estereotáxica para la lesión excitotóxica de áreas específicas del cerebro en la rata adulta

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and sensorimotor plasticity1. Consistent sensory perturbations result in compensatory changes in motor output, reflecting changes in feedforward motor control that reduce the experienced feedback error. By quantifying how different sensory feedback errors affect human behavior, prior studies have explored how visual signals are used to recalibrate arm movements2,3 and auditory feedback is used to modify speech production4-7. The strength of this approach rests on the ability to mimic naturalistic errors in behavior, allowing the experimenter to observe how experienced errors in production are used to recalibrate motor output.
Songbirds provide an excellent animal model for investigating the neural basis of sensorimotor control and plasticity8,9. The songbird brain provides a well-defined circuit in which the areas necessary for song learning are spatially separated from those required for song production, and neural recording and lesion studies have made significant advances in understanding how different brain areas contribute to vocal behavior9-12. However, the lack of a naturalistic error-correction paradigm - in which a known acoustic parameter is perturbed by the experimenter and then corrected by the songbird - has made it difficult to understand the computations underlying vocal learning or how different elements of the neural circuit contribute to the correction of vocal errors13.
The technique described here gives the experimenter precise control over auditory feedback errors in singing birds, allowing the introduction of arbitrary sensory errors that can be used to drive vocal learning. Online sound-processing equipment is used to introduce a known perturbation to the acoustics of song, and a miniaturized headphones apparatus is used to replace a songbird's natural auditory feedback with the perturbed signal in real time. We have used this paradigm to perturb the fundamental frequency (pitch) of auditory feedback in adult songbirds, providing the first demonstration that adult birds maintain vocal performance using error correction14. The present protocol can be used to implement a wide range of sensory feedback perturbations (including but not limited to pitch shifts) to investigate the computational and neurophysiological basis of vocal learning.

We describe the design and assembly of miniaturized headphones suitable for replacing a songbird&#x2019;s natural auditory feedback with a manipulated acoustic signal. Online sound processing hardware is used to manipulate song output, introduce real-time errors in auditory feedback via the headphones, and drive vocal motor learning.

Un peso ligero, Auriculares basada Sistema de Manipulación de retroalimentación auditiva en Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenético la estimulación del sistema nervioso central de roedores

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Infusión estereotáxica de Oligomeric beta-amiloide en el hipocampo del ratón

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

No restricción EEG radiotelemetría: epidural y Deep intracerebral estereotáxica colocación de electrodos EEG

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Cirugía estereotáctica para manipulación genética en las células estriatales de cerebro de ratón Neonatal

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

Identificación del Receptor de dopamina D1-alfa en roedores núcleo Accumbens por una innovador ARN In Situ la tecnología de detección

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Grabaciones de EEG no invasivo se mueva libremente lechones

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...