Este trabajo fue financiado por el Instituto Canadiense de Investigación en Salud (CIHR) (MOP-97774) y de Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá (NSERC, subvención n º: 480619). KS es un receptor de un Premio al Investigador KRESCENT Nueva (un premio conjunto de la fundación del riñón de Canadá, canadiense de Nefrología Sociedad y el Instituto Canadiense de Investigación en Salud) y un premio de los primeros investigadores del Ministerio de Ontario de Investigación e Innovación. FW con el apoyo de una beca de Shing Li Ka.

1. Transformación de E. E. con el pGEX-RhoA (G17A) Construir <ol><li> Preparar LB-agar por disolución de 2,5 g de LB y agar al 1,5 g en 100 ml de dH 2 O. Autoclave y enfriar a un estimado de 50-55 ° C, que como regla general, es cuando el frasco se hace cómodamente. </li><li> Preparar ampicilina (Amp) stock de disolución de 50 mg / ml en dH 2 O. Filtro de jeringa y la congelación alícuotas utilizadas. Añadir 100 l de stock de Amp (concentración final 50 ug / ml) para el LB-agar de 1,1. Agite para mezclar y verter en platos de 10 cm de bacterias (15-20 ml / placa). Permita que se solidifique (15-30 min.) Y almacenar las placas utilizadas invertidos a 4 ° C durante 2-3 semanas. </li><li> Para transformar E. Coli, rápidamente descongelar una alícuota de células competentes DH5a en un baño de hielo. Añadir 1 ml de pGEXRhoA (G17A) ADN diluido a 25-50 ng / l. Flick el tubo para mezclar e incubar en hielo durante 30 minutos. De choque térmico a 42 ° C durante 45 segundos y volver a meterla en hielo durante 2 minutos. Añadir 900 y mu; L medio SOC y crecer durante una hora a 37 ° C con agitación. </li><li> Extender 50-100 l de las bacterias transformadas en una placa de agar LB-Amp-utilizando una pipeta Pasteur estéril doblada. Se incuba la placa lateral derecho en una incubadora a 37 ° C durante 5 minutos y después invertir y crecer durante la noche. </li><li> Una sola colonia se recogió de la placa para la preparación de la proteína GST-etiquetados (paso 2,1). Para uso futuro, las placas de envolver y almacenar invertida a 4 ° C durante aproximadamente 3 semanas. Además, las cepas bacterianas se pueden preparar para el almacenamiento más prolongado por crecientes colonias individuales en 2 ml estéril LB-Amp durante la noche a 37 ° C con agitación. Mezclar una alícuota con glicerol estéril 80% en una proporción de 1:1 y congelar a -80 ° C. </li></ol> 2. Preparación de GST-RhoA (G17A) Cuentas <ol><li> Preparar LB mediante la adición de 25 libras a 1 g L dH 2 0 y esterilización en autoclave. Cuando se enfríe, se añaden 50 amperios l de la acción a 50 ml de LB (50 g / ml concentración final). Inocular con un colega y aisladosony de bacterias transformadas y crecer durante la noche a 37 ° C con agitación. Cuando en la densidad total (OD 600&gt; 1,0) se diluye con 450 ml de LB-Amp y crecer durante 30 minutos a 37 ° C. </li><li> Preparar una solución 100 mM de stock de isopropilo BD-tiogalactopiranósido (IPTG) por disolución de 0,238 g en 10 ml de dH 2 O. Almacenar en alícuotas a -20 ° C. Inducir bacterias para producir proteína Rho mediante la adición de 500 l de 100 mM de IPTG al cultivo de 500 ml (una concentración final de 100 mM). Reduzca la temperatura a 22-24 ° C y crecer durante aproximadamente 16 horas h. </li><li> Haga girar la cultura en 3600 g durante 10 minutos a 4 ° C. Si es necesario, la cultura 500 ml se pueden dividir en tubos de 50 ml para centrifugación. Congelar precipitado (s) para al menos 1 hora (o preferiblemente durante la noche) a -80 ° C. </li><li> Preparar 200 ml de tampón de lisis que contenía HEPES 20 mM (0,95 g) / pH 7,5; 150 mM de NaCl (1,75 g); 5 mM de MgCl 2 (0,203 g); 1% TX-100 (2 ml). Preparar las soluciones madre de 1 M de TDT (1.542 g en 10 ml de H2O) Y 100 mM de PMSF (0,174 g/10 ml de EtOH). Para preparar + tampón de lisis, suplementar 10 ml con 1 mM DTT (10 l de stock) y 1 mM de PMSF (100 l de stock) y una tableta completa proteasa Mini inhibidor. </li><li> De Trabajo sobre el hielo, añadir 10 ml de solución amortiguadora de lisis + para los pellets desde el paso 2.3. Resuspender bien por agitación suave y pipetear. Evite la formación de espuma. Soníquelos en hielo durante 1 minuto a establecer 4 con 50% de impulsos. Haga girar el lisado sonicado a 15.000-20.000 g durante 15 minutos a 4 ° C, y eliminar el sonicado clarificado (sobrenadante) a un tubo estéril tapado de 15 ml. </li><li> Preparar el glutatión Sefarosa suavemente la mezcla del tubo original que contiene una suspensión del 75% y 335 l de transferencia en un tubo de 15 ml. Utilice una punta de taladro de ancho a pipetear los granos. Añadir 10 ml de PBS frío, y girar 500 g durante 5 minutos a 4 ° C. Descartar el sobrenadante, añadir 1 ml + tampón de lisis de las cuentas y girar como para el lavado anterior. Deseche el tampón de lisis + sobrenadante y agregar a hacer una suspensión al 50%. </li><li> Añadir 250 ml de equilibrated suspensión talón al sobrenadante del paso 2,5. Girar a 4 ° C durante 45 minutos. </li><li> Preparar 500 ml de HBS que contiene HEPES 20 mM (2,38 g) / pH 7,5 y 150 mM de NaCl (4,38 g) en dH 2 O. Preparar las soluciones madre de 1 M de MgCl 2 (0.952 g en 10 ml de dH 2 O) y 1 M de TDT (1.542 g en 10 ml de H2O). Para preparar HBS +, completar 100 ml justo antes de usarse con 5 mM de MgCl 2 (50 l de las existencias) y 1 mM de DTT (100 l de caldo). </li><li> Haga girar las bolas de paso 2,7 a 500 g durante 5 minutos a 4 ° C. Deseche las cuentas sobrenadante y lavar con 10 + 2x ml de tampón de lisis, y 2 veces con 10 ml de HBS +. Después del lavado final, hacer una suspensión al 50% en resuspender las perlas en HBS + suplementadas con BD BaculoGold inhibidor de la proteasa (20 l de 50x BD BaculoGold / ml). </li><li> Diluir 10 l de la preparación final de perlas con tampón de muestra Laemmli 2x que contenía β-mercaptoetanol. Haga albúmina sérica bovina (BSA) las normas. Utilice una dosis de 2 mg / ml de caldo (0,02 g de BSA en un0 ml de H2O). Se mezclan 10 l de acción con 10 l de Laemmli (20 mg final), 5 ml de acciones con 5 ml de H 2 O y 10 l de Laemmli (10 mg final), y 2,5 l de valores con 7,5 l DH 2 O y 10 l de Laemmli (5 g final). Hervir todas las muestras (5 min). Derivado de la muestra de perlas y ejecutar sobrenadante con las normas de BSA y marcadores de peso molecular en un 10% de SDS-gel de poliacrilamida. </li><li> Preparar el Comassie mancha azul (0,1 g en 10 ml de ácido acético, 40 ml de metanol y 50 ml de dH O 2) y la solución destain (500 ml DH 2 O, 400 ml de metanol y 100 ml de ácido acético). Guarde a temperatura ambiente. Teñir el gel durante 20-30 minutos, retire el tinte (que puede ser reutilizado varias veces) y enjuague con una solución de destain dos veces. Continuar destain con agitación suave durante varias horas hasta que las bandas son claramente visibles. </li><li> Calcular la concentración de GST-RhoA (G17A) acoplado a las perlas usando los estándares de BSA como una referencia (Fig. 2). Aliquot un volumen igual de perlas que contienen ~ 10-15 ug de proteína en 1,5 ml micro tubos de centrífuga. Tienda de cuentas a 4 ° C para utilizar en un día. Congelar a -80 ° C en HBS + / glicerol en una proporción de 3:1 a utilizar en unos pocos días. </li></ol> 3. FMAM Pulldown ensayo con nucleótidos libres de RhoA (G17A) Cuentas <ol><li> Se cultivan las células en platos de 10 cm a la confluencia. Suero privar durante al menos 3 horas y tratar según sea necesario. </li><li> Preparar buffer de lisis + como en el paso 2.4. Preparar suficiente solución amortiguadora de lisis para 700 l / plato, más una cierta cantidad adicional para permitir errores de pipeteo. Añadir los inhibidores de la proteasa justo antes de su uso. </li><li> De Trabajo sobre el hielo, retire medio de cultivo de los platos y lavar con helado de HBS. Retire toda la HBS y añadir 700 l de tampón de lisis a cada plato. Placas del remolino para cubrir todas las áreas, raspar y obtener lisados ​​en numerados tubos de 1,5 ml. Gira a 15.000 g durante 1 min a 4 ° C. El sobrenadante se utiliza para el ensayo. </li><li> Si su número de celular es equivalente en todos loslos platos que se prueba, se puede omitir hacer un ensayo de la proteína, y vaya al paso 3.5. De lo contrario medir la concentración de proteína de cada sobrenadante utilizando Bio-Rad ensayo de proteínas rápida e igualar el sobrenadante para el volumen y la concentración. La cantidad de proteína total depende de los tipos celulares utilizadas (normalmente 1-1,5 mg de proteína para células LLC-PK1). </li><li> Retire 30 l de cada sobrenadante y se mezcla con un 30 2x l muestra la reducción de tampón de Laemmli, hervir y dejar de lado para el paso 3.7. Añadir el resto de los sobrenadantes de las alícuotas de IVA-RhoA (G17A) bolas de paso 2,12. Girar durante 45 minutos a 4 ° C. </li><li> Haga girar cuentas en 6800 g por 10 segundos a 4 ° C. Se desecha el sobrenadante y lavar las perlas 3x con tampón de lisis, girando en la misma manera entre lavados. Eliminar completamente el último lavado con una jeringa de 1 cc equipado con una aguja de 30 G y se añaden 20 l 2x reducción de tampón de Laemmli muestra. Hervir durante 5 minutos. Girar para cuentas de pellets y, o bien ejecutar el sobrenadante de inmediato (de preferencia) o guardado en unt -80 ° C para su posterior análisis. </li><li> Ejecutar 20 l lisados ​​celulares totales y todas las muestras de proteínas precipitadas sobre el porcentaje adecuado de SDS-gel de poliacrilamida para el tamaño del FMAM que se está estudiando. Detectar el FMAM de elección a través de Western Blot utilizando un anticuerpo específico. </li></ol> 4. Los resultados representativos Parte 1 y 2 del protocolo describe la preparación de GST-RhoA (G17A), junto a GSH-sepharose bolas y su análisis por SDS-PAGE (véase la descripción del protocolo en la figura 1). Un típico gel teñido con Coomassie se muestra en la figura 2. La muestra con la proteína eluida debe contener una sola banda a aproximadamente 50 kDa (Fig. 2, carril 6). La concentración de la proteína se puede estimar usando las muestras de referencia de BSA. En el ejemplo de la figura 2, la concentración de RhoA (G17A) se estima en 15 μg/10 l. Por lo tanto, partes alícuotas de 10 l / tubo se prepararon. El rendimiento típico<html> en nuestra mano es de 15-20 g de proteína de 10 ml de lisis bacteriana. Parte 3 del protocolo describe el ensayo de la precipitación de afinidad (véase el resumen en la figura 1). Un exitoso ensayo del FMAM detectar la activación del factor de cambio del FMAM-H1 se muestra en la Fig. 3. El RhoA (G17A) capturaron a algunos de proteínas del FMAM-H1 desde el control (sin tratamiento) lisados ​​celulares, lo que sugiere que el FMAM-H1 tiene actividad basal. La cantidad precipitada sin embargo, aumenta en las células tratadas con la citoquina de necrosis tumoral α-inflamatoria del factor (TNF-α), en consonancia con la idea de que el TNF-α activa del FMAM-H1 5,7. Es importante destacar que los lisados ​​celulares totales muestran una cantidad similar de FMAM-H1 en el control y la muestra tratada, lo que sugiere que el tratamiento no alteró los niveles del FMAM-H1 y el insumo utilizado en el ensayo es igual. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3932/3932fig1.jpg" /> Figura 1. Visión general del protocolo. ove_content &quot;&gt; <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3932/3932fig2.jpg" /> Figura 2. Resultado representativo del protocolo de preparación de talón. Un gel teñido con Coomassie con éxito GST-RhoA (G17A) la preparación de perlas se muestra. Muestra de bolas y las normas BSA proteínas se separaron por SDS-PAGE usando un gel de acrilamida al 10%. Para probar las perlas, 10 l de la suspensión final de talón que contiene GST-RhoA (G17A) se diluyó 1:1 con la reducción de tampón de muestra de Laemmli y se hierve durante 5 minutos. Las perlas se centrifugaron brevemente y el sobrenadante cargado en el gel. Las siguientes muestras fueron cargados: Pista 1: marcador de peso molecular (MW) (FroggaBio Blueye teñidos escalera de proteína), carriles 2-4: 5 mg, 10 y 20 de albúmina de suero bovino (BSA), carril 5 está vacío; Carril 6: 10 l de las recién preparadas RhoA (G17A) cuentas. Después de la separación se ha completado, el gel se tiñe con azul de Coomassie y posteriormente se destiñó para revelar las proteínas. El peso molecular de la GST-RhoA (G17A) de proteínas es de aproximadamente 50<html> kDa y corre alrededor del nivel del marcador 48 kDa. La concentración de la proteína GST-Rho en este ejemplo particular, se estima que es alrededor de 15 μg/10 suspensión l. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3932/3932fig3.jpg" /> Figura 3. Representante del FMAM ensayo de la activación de TNF-α que muestra la activación inducida del FMAM-H1. Confluentes LLC-PK1 células fueron tratadas con 10 ng / ml de TNF-α durante 5 minutos. Después del tratamiento las células se lisaron y GEFs activos fueron capturados utilizando GST-RhoA (G17A) perlas unidas. La presencia del FMAM-H1 en las proteínas precipitadas (mancha superior) y el total de muestras de lisado celular (mancha la parte inferior) se detectó mediante Western Blot con un anticuerpo anti-FMAM-H1 (Señalización Celular). Por favor, tenga en cuenta la mayor cantidad de precipitado del FMAM-H1 en el TNF-α-tratadas en comparación con células no tratadas en relación con las entradas equivalentes, lo que indica un resultado exitoso. 3932/3932fig4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. Un &quot;mal resultado&quot;. Aunque el ensayo de telecine FMAM se muestra aquí como resultado de alguna FMAM-H1 capturados por las perlas, las cantidades precipitó de control y el TNF-α-células tratadas son los mismos. Así, el TNF-α, un activador de conocimientos del FMAM-H1 en este caso, no inducir la activación. En este experimento posterior solución de problemas en particular sugiere que el TNF-α utilizado no era lo bastante fresco y degradado, probablemente.

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Los autores no tienen nada que revelar.

El método que aquí se presenta es el único disponible no radiactivo ensayo de activación para GEFs que pueden seguir a la piscina activa de GEFs en las células. El ensayo es similar a los ensayos de precipitación se utilizan para la activación de las pequeñas GTPasas siguiente, así como contra GEFs Rac y Cdc42. Estos ensayos utilizan diferentes proteínas GST-etiquetados y tienen ligeras diferencias respecto a la que se describe aquí, sin embargo los pasos básicos son los mismos. Así, este protocolo puede ser fácilmente adaptado para otros pequeños GTPasa y ensayos FMAM activación. El ensayo presentado FMAM fue modificada recientemente para la aplicación de las fracciones nucleares 9,10. Con nuevas modificaciones, en las pruebas de la activación del FMAM en otros compartimentos subcelulares También podría ser posible. Usamos el método que se presenta para estudiar la activación de GEFs en líneas de células epiteliales 5,6,7. Con algunos de optimización, este ensayo debe ser adecuada para detectar GEFs desde cualquier línea celular. Cuando adapting a un tipo específico de célula, encontrar el número de células óptima, el volumen de tampón de lisis, y el método de detección para el GEF a ensayar (un anticuerpo bueno para Western Blot es importante). Para la configuración inicial del ensayo, es aconsejable utilizar un estímulo que se conoce para activar el GEF de interés. Cuando se utiliza un estímulo desconocido, use siempre un control positivo para verificar que su ensayo está funcionando. Este ensayo se puede utilizar para detectar la activación de GEFs conocidos por Western Blot. Sin embargo, también es adecuada para identificar GEFs desconocidos. Para ello, GEFs capturados de control y las muestras estimuladas deben ser analizados en un gel de Coomassie manchado. Las bandas que aparecen sólo en las muestras estimuladas puede contener GEFs activados y pueden ser enviados para su identificación por espectrometría de masas (por ejemplo, 5). Por último, una nota de advertencia. El ensayo se basa en la suposición de que las modificaciones post prestan GEFs activos se conservan después de la lisis celular. De hecho, este es claramente el case para un número de GEFs, y desde sus establecimientos, este ensayo ha sido utilizado por diversos grupos para detectar la activación de GEFs diferentes, incluyendo FMAM-H1, p115RhoGEF y XPLN (por ejemplo, 5,11,12,13). La preservación del estado activo sin embargo, no puede ocurrir en el caso de todos los GEFs, y por lo tanto, es concebible que este ensayo no funcionará para todos GEFs. También hay que señalar, que muchos GEFs ejercen actividad hacia más de un GTPasas pequeñas. Así, cuando un determinado FMAM se estudia, se recomienda complementar este análisis con los ensayos de precipitación del FMAM para otras GTPasas pequeñas, así como los estudios funcionales que examinan RhoA, Rac1 y Cdc42. Los pasos críticos en el protocolo: Las colonias de bacterias transformadas deben ser recogidos a partir de placas frescas, preparadas adecuadamente para asegurar la selección adecuada de amperios, fruto bueno y el rendimiento. Las condiciones de transformación de células competentes obtenidas de otras fuentes puede variar y debe ser consultado. </p&gt; Todas las etapas del protocolo de preparación de proteína (del paso 2,3) y el ensayo (del paso 3,2) debe ser realizada a 4 ° C con soluciones enfriadas y centrífugas. Lisis bacteriana (paso 2,5) debe ser exhaustiva y completa a fin de obtener una suspensión homogénea. Cuando la lisis de las bacterias, vórtice y pipetear el lisado alternativamente, mientras se mantiene a 4 ° C y asegurar sonicación se lleva a cabo en hielo para evitar la desnaturalización de la proteína. Si se utiliza un modelo diferente de sonicador, las condiciones pueden ser necesario ajustar. La incubación de sonicado con las perlas siempre debe hacerse a 4 ° C en un rotador para asegurar unión suficiente, y se debe tener cuidado de mantener la sincronización consistente. GST-Rho mutantes son algo inestables cuando se expresa en las bacterias, así que lo mejor es utilizar cuentas de preparados de inmediato o en unos pocos días. El ensayo de precipitación (Parte 3) es el tiempo y la temperatura sensible, uns GEFs activos pueden perderse fácilmente a partir del lisado de células, de modo que los pasos deben realizarse lo más rápidamente posible. La siguiente sección contiene algunos consejos sobre cómo solucionar problemas. No o muy baja cantidad de proteína mutante Rho en la preparación perla final: Esto puede ser causado por inducción ineficaz, insuficiente lisis de las bacterias, o una pérdida de la proteína durante el proceso de preparación o el almacenamiento. Para ayudar a solucionar algunas de estas posibilidades, las muestras de bacterias pueden ser analizados antes y después de la inducción. Si hay inducción pobre de la proteína repetir el proceso usando una colonia de una placa recién rayado o de la re-transformadas células competentes. Las diferentes concentraciones de IPTG y los tiempos de inducción también debe ser probado. Si la lisis es insuficiente (es decir, la proteína permanece en el sedimento en lugar del sobrenadante) variando las concentraciones de sal y detergente en el tampón de lisis puede ser tratado. Tiempos de sonicación y suplentesajustes deben ser considerados, y las muestras antes y después de la sonicación puede ser comprobado por microscopía para determinar la eficiencia de la lisis. N precipitó FMAM, aunque el GST-proteína está presente en los granos: Esto puede ser debido a problemas técnicos durante el ensayo de precipitación, o por una ausencia real de activación de la FMAM estudiado utilizando el estímulo aplicado. Siempre use un estímulo conocido como un control positivo para verificar que su ensayo funciona. Utilizar las cuentas preparadas en pocos días. Si el ensayo de precipitación captura cantidades no detectables de la FMAM estudiados en todas las condiciones, compruebe que su FMAM está presente y es bien detectable en el sobrenadante después de centrifugación que se va a utilizar para el ensayo (paso 3,3). Asegúrese de que todos los tampones y los inhibidores de la proteasa son frescos, y realizar todos los pasos sobre el hielo lo más rápido posible. Aumentar la cantidad de proteína de entrada (por ejemplo, mediante el uso de lisados ​​de 2 placas / muestra). Si el ensayo de precipitación muestra basal precipitaciónción de la FMAM, pero no hubo diferencia se ve entre el testigo y las muestras estimuladas (Fig. 4), inicie la solución de problemas mediante la verificación de que el estímulo aplicado trabajado con otros efectos conocidos (por ejemplo, mediante la detección de la activación de otras vías de señalización). Considere la posibilidad de cambiar las condiciones de tratamiento y / o concentraciones. Confíe en los datos de la presentación de informes la literatura como su estímulo activa Rho o la señalización de otros tiempos para predecir probables y las concentraciones. Al optimizar el tiempo de tratamiento, utilice los dos puntos de tiempo corto y largo plazo, como la activación del FMAM podría ser la mejor detectable en un punto de tiempo antes de la activación de Rho y detectable. Finalmente, el mismo estímulo podría resultar en un grado variable de activación debido a un cambio en la respuesta de las células causada por el número de pases, células confluencia, etc

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> pGEX-RhoA (G17A) </td><td> Addgene </td><td> Estará disponible muy pronto </td><td> Generada en el laboratorio del doctor Keith Burridge (Universidad de Carolina del Norte) (Ref. 3) </td></tr><tr><td> DH5a </td><td> Invitrogen </td><td> 18258-012 </td><td> Tienda de -80 ° C </td></tr><tr><td> Medio SOC </td><td> Bioshop </td><td> SOC001.10 </td><td></td></tr><tr><td> LB </td><td> Bioshop </td><td> LBL407.1 </td><td> Mantener estériles </td></tr><tr><td> Glicerol </td><td> Bioshop </td><td> GLY002.1 </td><td></td></tr><tr><td> Ampicilina </td><td> Bioshop </td><td> AMP201.25 </td><td> Tienda de valores a -20 ° C </td></tr><tr><td> Agar </td><td> Bioshop </td><td> AGR001.500 </td><td></td></tr><tr><td> IPTG (IsoBD-propilo thiogalacto-piranósido) </td><td> Calbio-química </td><td> 420322 </td><td> Tienda de solución madre a -20 ° C </td></tr><tr><td> Glutatión Sepharose </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-0756-01 </td><td></td></tr><tr><td> 10x PBS </td><td> SIGMA </td><td> D1408 </td><td></td></tr><tr><td> Hepes </td><td> SIGMA </td><td> H4034 </td><td></td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Bioshop </td><td> SOD001.10 </td><td></td></tr><tr><td> MgCl 2 </td><td> SIGMA </td><td> M-9272 </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr><td> TX-100 </td><td> SIGMA-ALDRICH </td><td> X100 </td><td></td></tr><tr><td> TDT </td><td> OmniPur EMD </td><td> 3860 </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr><td> PMSF </td><td> SIGMA </td><td> P-7626 </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr><td> Inhibidor de la proteasa 50x </td><td> BD-Baculo de Oro </td><td> 51-21426Z </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr&gt; <td> Completa el Mini, EDTA libre de 10x </td><td> Roche </td><td> 11 836 170 001 </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr><td> Laemmli tampón de muestra 2x </td><td> Bio-Rad </td><td> 161-0737 </td><td></td></tr><tr><td> β-mercaptoetanol </td><td> SIGMA </td><td> M7154 </td><td> Añadir justo antes de usarse </td></tr><tr><td> Azul Brillante de Coomassie </td><td> Bio-Rad </td><td> R-250 </td><td></td></tr><tr><td> Ácido Acético </td><td> CALEDON </td><td> 1000-1 </td><td></td></tr><tr><td> El metanol </td><td> CALEDON </td><td> 6701-7 </td><td></td></tr><tr><td> Bio-Rad Protein Assay </td><td> Bio-Rad </td><td> 500-0114 </td><td></td></tr><tr><td> Blueye escalera </td><td> FroggaBio </td><td> PM008-0500 </td><td></td></tr></tbody></table> Reactivos Tabla 1. Utilizado. <table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de equipo </td><td> Empresa </td&gt; <td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> RC-5B centrífuga </td><td> Sorvall </td><td> Rotor SS-34 </td><td> Utilice a 4 ° C </td></tr><tr><td> Centrifugar </td><td> Sorvall-Thermo Scientific </td><td> ST-16R </td><td> Utilice a 4 ° C </td></tr><tr><td> Centrífuga Micro </td><td> Eppendorf </td><td> 5417R </td><td> Utilice a 4 ° C </td></tr><tr><td> Bacteriana agitador </td><td> Infors HT Ecotron </td><td> AG CH-1403 Bottmingen </td><td> Utilice a 37 ° C o 22 ° C </td></tr><tr><td> Sonicator </td><td> Branson </td><td> Sonifier-450 </td><td> Utilizar a temperatura ambiente </td></tr><tr><td> Rotator </td><td> Glas-Col </td><td> 099A CR4012 </td><td> Utilice a 4 ° C </td></tr></tbody></table> Tabla 2. Específicos ocasiones.

affinity precipitation of active rho-gefs using a gst-tagged mutant rho protein (gst-rhoa(g17a)) from epithelial cell lysates

Las proteínas de la familia Rho de GTPasas pequeñas son reguladores centrales del citoesqueleto, y controlar una gran variedad de procesos celulares, incluyendo la migración celular, la expresión génica, la progresión del ciclo celular y el 1 de adhesión celular. Las proteínas Rho son los interruptores moleculares que actúan en GTP e inactivas en el PIB unido a Estado. Su activación está mediada por una familia de guanina-intercambio de nucleótidos de los factores (FMAM) de las proteínas. Rho-GEFs constituyen una gran familia, con la superposición de las especificidades 2. Aunque mucho progreso se ha hecho en la identificación de los GEFs activadas por señales específicas, todavía hay muchas preguntas pendientes acerca de la regulación de la vía específica de estas proteínas. El número de Rho-GEFs supera el 70, y cada célula expresa más de una proteína del FMAM. Además, muchas de estas proteínas no sólo activan Rho, pero otros miembros de la familia, contribuyendo además a la complejidad de las redes de regulación. Es importante destacar que, la exploración decómo GEFs están regulados requiere un método para seguir la piscina activa de GEFs individuales en las células activadas por estímulos diferentes. Aquí le ofrecemos un protocolo de paso a paso un método para evaluar y cuantificar los activos disponibles de Rho-específicas GEFs utilizando un ensayo de la precipitación de afinidad. Este ensayo fue desarrollado hace unos años en el laboratorio Burridge 3,4 y lo hemos utilizado en las líneas de células renales tubulares 5,6,7. El ensayo se aprovecha de un &quot;nucleótido libre&quot; mutante RhoA, con una alta afinidad por GEFs activos. La mutación (G17A) hace que la proteína incapaz de unirse PIB o el GTP y este estado imita el estado intermedio que se enlaza con el FMAM. Una versión GST-etiquetados de esta proteína mutante se expresa y se purificó a partir de E. coli, unidos a perlas de glutatión sefarosa y se utiliza para precipitar GEFs activos a partir de lisados ​​de células no tratadas y estimulados. Como la mayoría de GEFs se activan a través de modificaciones postraduccionales o la liberación de los enlaces de inhibidores, su estado activose conserva en lisados ​​de células, y pueden ser detectados por este ensayo 8. Proteínas capturadas se puede probar de GEFs conocidos por la detección de anticuerpos específicos mediante Western Blot, o analizados por espectrometría de masas para identificar GEFs desconocidos activados por ciertos estímulos.

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Affinity Precipitation of Active Rho-GEFs Using a GST-tagged Mutant Rho Protein GST-RhoAG17A from Epithelial Cell Lysates

El método aquí presentado describe un ensayo para seguir la activación de RhoA específicos PIB / GTP Factores de cambio (GEFS) en células cultivadas, haciendo uso de una proteína de fusión GST RhoA mutante que tiene una alta afinidad por GEFs activados. GEFs se precipitan a partir de lisados ​​celulares, detectados por Western Blot y cuantificados por densitometría.

Afinidad La precipitación de los activos Rho GEFs El uso de un GST-etiquetados mutante de la proteína Rho (GST-RhoA (G17A)) a partir de lisados ​​de células epiteliales

Proteins of the Rho family of small GTPases are central regulators of the cytoskeleton, and control a large variety of cellular processes, including cell ...

affinity-precipitation-active-rho-gefs-using-gst-tagged-mutant-rho

Research

JoVE Journal

Biology

Affinity Precipitation of Active Rho-GEFs Using a GST-tagged Mutant Rho Protein (GST-RhoA(G17A)) from Epithelial Cell Lysates

16.5K vistas.  St. Michael's Hospital. El método aquí presentado describe un ensayo para seguir la activación de RhoA específicos PIB / GTP Factores de cambio (GEFS) en células cultivadas, haciendo uso de una proteína de fusión GST RhoA mutante que tiene una alta afinidad por GEFs activados. GEFs se precipitan a partir de lisados ​​celulares, detectados por Western Blot y cuantificados por densitometría.

Video: Affinity Precipitation of Active Rho-GEFs Using a GST-tagged Mutant Rho Protein GST-RhoAG17A from Epithelial Cell Lysates

Isolation of Labile Multi-protein Complexes by in vivo Controlled Cellular Cross-Linking and Immuno-magnetic Affinity Chromatography

The dynamic nature of cellular machineries is frequently built on transient and/or weak protein associations. These low affinity interactions preclude stringent methods for the isolation and identification of protein networks around a protein of interest. The use of chemical crosslinkers allows the selective stabilization of labile interactions, thus bypassing biochemical limitations for purification. Here we present a protocol amenable for cells in culture that uses a homobifunctional crosslinker with a spacer arm of 12 &Aring;, dithiobis-(succinimidyl proprionate) (DSP). DSP is cleaved by reduction of a disulphide bond present in the molecule. Cross-linking combined with immunoaffinity chromatography of proteins of interest with magnetic beads allows the isolation of protein complexes that otherwise would not withstand purification. This protocol is compatible with regular western blot techniques and it can be scaled up for protein identification by mass spectrometry1.
Stephanie A. Zlatic and Pearl V. Ryder contributed equally to this work.

Isolation of Labile Multi-protein Complexes by in vivo Controlled Cellular Cross-Linking and Immuno-magnetic Affinity Chromatography

The cell permeable crosslinker DSP [dithiobis-(succinimidyl propionate)] stabilizes transient and labile interactions in vivo, which allows their isolation using stringent protein complex purification techniques. Here we present a technique for crosslinking cells grown in culture followed by isolation of protein complexes by immunoprecipitation.

El aislamiento de lábil Multi-complejos de proteínas por In vivo Control Celular entrecruzamiento y Inmuno-cromatografía de afinidad magnética

The dynamic nature of cellular machineries is frequently built on transient and/or weak protein associations. These low affinity interactions preclude ...

Investigación

Biología

Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular environment. The Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay1 allows researchers to visualize protein-protein interactions in living cells and has become an essential research tool. This assay is based on the facilitated association of two fragments of a fluorescent protein (GFP) that are each fused to a potential interacting protein partner. The interaction of the two protein partners would facilitate the association of the N-terminal and C-terminal fragment of GFP, leading to fluorescence. For plant researchers, onion epidermal cells are an ideal experimental system for conducting the BiFC assay because of the ease in obtaining and preparing onion tissues and the direct visualization of fluorescence with minimal background fluorescence. The Helios Gene Gun (BioRad) is commonly used for bombarding plasmid DNA into onion cells. We demonstrate the use of Helios Gene Gun to introduce plasmid constructs for two interacting Arabidopsis thaliana transcription factors, SEUSS (SEU) and LEUNIG HOMOLOG (LUH)2 and the visualization of their interactions mediated by BiFC in onion epidermal cells.

Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

This article illustrates how to properly use the BioRad Helios Gene Gun to introduce plasmid DNA into onion epidermal cells and how to test for protein-protein interactions in onion cells based on the principle of Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC)

Bimolecular complementación de fluorescencia (BiFC) Ensayo de interacción proteína-proteína en las células de cebolla con la pistola de genes Helios

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular ...

Blue Native Polyacrylamide Gel Electrophoresis (BN-PAGE) for Analysis of Multiprotein Complexes from Cellular Lysates

Multiprotein complexes (MPCs) play a crucial role in cell signalling, since most proteins can be found in functional or regulatory complexes with other proteins (Sali, Glaeser et al. 2003). Thus, the study of protein-protein interaction networks requires the detailed characterization of MPCs to gain an integrative understanding of protein function and regulation. For identification and analysis, MPCs must be separated under native conditions. In this video, we describe the analysis of MPCs by blue native polyacrylamide gel electrophoresis (BN-PAGE). BN-PAGE is a technique that allows separation of MPCs in a native conformation with a higher resolution than offered by gel filtration or sucrose density ultracentrifugation, and is therefore useful to determine MPC size, composition, and relative abundance (Sch&auml;gger and von Jagow 1991); (Sch&auml;gger, Cramer et al. 1994). By this method, proteins are separated according to their hydrodynamic size and shape in a polyacrylamide matrix. Here, we demonstrate the analysis of MPCs of total cellular lysates, pointing out that lysate dialysis is the crucial step to make BN-PAGE applicable to these biological samples. Using a combination of first dimension BN- and second dimension SDS-PAGE, we show that MPCs separated by BN-PAGE can be further subdivided into their individual constituents by SDS-PAGE. Visualization of the MPC components upon gel separation is performed by standard immunoblotting. As an example for MPC analysis by BN-PAGE, we chose the well-characterized eukaryotic 19S, 20S, and 26S proteasomes.

Blue Native Polyacrylamide Gel Electrophoresis BN-PAGE for Analysis of Multiprotein Complexes from Cellular Lysates

In this video, we describe the characterization of multiprotein complexes (MPCs) by blue native polyacrylamide gel electrophoresis (BN-PAGE). In a first dimension, dialyzed cellular lysates are separated by BN-PAGE to identify individual MPCs. In a second dimension SDS-PAGE, MPCs of interest are further subdivided to analyze their constituents by immunoblotting.

Azul nativos electroforesis en gel de poliacrilamida (BN-PAGE) para el análisis de los complejos Multiproteinas de lisados ​​celulares

Multiprotein complexes (MPCs) play a crucial role in cell signalling, since most proteins can be found in functional or regulatory complexes with other ...

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting (LIMACS): a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification procedures. As an alternative, lipids can be coated on flat surfaces as used for lipid ELISA and Plasmon resonance spectroscopy. However, surface coating lipids do not form microdomain structures, which may be important for the lipid binding properties. Further, these methods do not allow for the purification of larger amounts of proteins binding to their target lipids.
 To overcome these limitations of testing lipid protein interaction and to purify lipid binding proteins we developed a novel method termed lipid vesicle-mediated affinity chromatography using magnetic-activated cell sorting (LIMACS). In this method, lipid vesicles are prepared with the target lipid and phosphatidylserine as the anchor lipid for Annexin V MACS. Phosphatidylserine is a ubiquitous cell membrane phospholipid that shows high affinity to the protein Annexin V. Using magnetic beads conjugated to Annexin V the phosphatidylserine-containing lipid vesicles will bind to the magnetic beads. When the lipid vesicles are incubated with a cell lysate the protein binding to the target lipid will also be bound to the beads and can be co-purified using MACS. This method can also be used to test if recombinant proteins reconstitute a protein complex binding to the target lipid. 
 We have used this method to show the interaction of atypical PKC (aPKC) with the sphingolipid ceramide and to co-purify prostate apoptosis response 4 (PAR-4), a protein binding to ceramide-associated aPKC. We have also used this method for the reconstitution of a ceramide-associated complex of recombinant aPKC with the cell polarity-related proteins Par6 and Cdc42. Since lipid vesicles can be prepared with a variety of sphingo- or phospholipids, LIMACS offers a versatile test for lipid-protein interaction in a lipid environment that resembles closely that of the cell membrane. Additional lipid protein complexes can be identified using proteomics analysis of lipid binding protein co-purified with the lipid vesicles.

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting LIMACS: a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

To test the interaction of a protein with its target lipid we used MACS and Annexin V-conjugated magnetic beads and lipid vesicles synthesized from the target lipid and Annexin V-binding phosphatidylserine. Proteins bound to the target lipid are co-purified and analyzed after elution from the beads.

Lípidos vesículas mediada por cromatografía de afinidad utilizando magnética clasificación de células activadas (LIMACS): un nuevo método para analizar la interacción de proteínas y lípidos

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification ...

Chromatographic Purification of Highly Active Yeast Ribosomes

Eukaryotic ribosomes are much more labile as compared to their eubacterial and archael counterparts, thus posing a significant challenge to researchers. Particularly troublesome is the fact that lysis of cells releases a large number of proteases and nucleases which can degrade ribosomes. Thus, it is important to separate ribosomes from these enzymes as quickly as possible. Unfortunately, conventional differential ultracentrifugation methods leaves ribosomes exposed to these enzymes for unacceptably long periods of time, impacting their structural integrity and functionality. To address this problem, we utilize a chromatographic method using a cysteine charged Sulfolink resin. This simple and rapid application significantly reduces co-purifying proteolytic and nucleolytic activities, producing high yields of intact, highly biochemically active yeast ribosomes. We suggest that this method should also be applicable to mammalian ribosomes. The simplicity of the method, and the enhanced purity and activity of chromatographically purified ribosome represents a significant technical advancement for the study of eukaryotic ribosomes.

Contamination of preparations of eukaryotic ribosomes purified by traditional methods by co-purifying nucleases and proteases negatively impacts on downstream biochemical and structural analyses. A rapid and simple chromatographic purification method is used to solve this problem using yeast ribosomes as a model system.

Purificación por cromatografía de ribosomas de levadura de gran actividad

Eukaryotic ribosomes are much more labile as compared to their eubacterial and archael counterparts, thus posing a significant challenge to researchers.  ...

Orthogonal Protein Purification Facilitated by a Small Bispecific Affinity Tag

Due to the high costs associated with purification of recombinant proteins the protocols need to be rationalized. For high-throughput efforts there is a demand for general methods that do not require target protein specific optimization1 . To achieve this, purification tags that genetically can be fused to the gene of interest are commonly used2 . The most widely used affinity handle is the hexa-histidine tag, which is suitable for purification under both native and denaturing conditions3 . The metabolic burden for producing the tag is low, but it does not provide as high specificity as competing affinity chromatography based strategies1,2.
Here, a bispecific purification tag with two different binding sites on a 46 amino acid, small protein domain has been developed. The albumin-binding domain is derived from Streptococcal protein G and has a strong inherent affinity to human serum albumin (HSA). Eleven surface-exposed amino acids, not involved in albumin-binding4 , were genetically randomized to produce a combinatorial library. The protein library with the novel randomly arranged binding surface (Figure 1) was expressed on phage particles to facilitate selection of binders by phage display technology. Through several rounds of biopanning against a dimeric Z-domain derived from Staphylococcal protein A5, a small, bispecific molecule with affinity for both HSA and the novel target was identified6 .
The novel protein domain, referred to as ABDz1, was evaluated as a purification tag for a selection of target proteins with different molecular weight, solubility and isoelectric point. Three target proteins were expressed in Escherishia coli with the novel tag fused to their N-termini and thereafter affinity purified. Initial purification on either a column with immobilized HSA or Z-domain resulted in relatively pure products. Two-step affinity purification with the bispecific tag resulted in substantial improvement of protein purity. Chromatographic media with the Z-domain immobilized, for example MabSelect SuRe, are readily available for purification of antibodies and HSA can easily be chemically coupled to media to provide the second matrix.
This method is especially advantageous when there is a high demand on purity of the recovered target protein. The bifunctionality of the tag allows two different chromatographic steps to be used while the metabolic burden on the expression host is limited due to the small size of the tag. It provides a competitive alternative to so called combinatorial tagging where multiple tags are used in combination1,7.

A novel and highly efficient two-step affinity chromatography protocol has been developed and is described in detail. The method is based on a small purification tag with two inherent affinities and is applicable to a wide range of target proteins with different properties.

Purificación de proteínas ortogonales Facilitado por un marcador de afinidad biespecíficos pequeños

Due to the high costs associated with purification of recombinant proteins the protocols need to be rationalized. For high-throughput efforts there is a ...

Identification of Protein Interacting Partners Using Tandem Affinity Purification

A critical and often limiting step in understanding the function of host and viral proteins is the identification of interacting cellular or viral protein partners. There are many approaches that allow the identification of interacting partners, including the yeast two hybrid system, as well as pull down assays using recombinant proteins and immunoprecipitation of endogenous proteins followed by mass spectrometry identification1. Recent studies have highlighted the utility of double-affinity tag mediated purification, coupled with two specific elution steps in the identification of interacting proteins. This approach, termed Tandem Affinity Purification (TAP), was initially used in yeast2,3 but more recently has been adapted to use in mammalian cells4-8.
As proof-of-concept we have established a tandem affinity purification (TAP) method using the well-characterized eukaryotic translation initiation factor eIF4E9,10.The cellular translation factor eIF4E is a critical component of the cellular eIF4F complex involved in cap-dependent translation initiation10. The TAP tag used in the current study is composed of two Protein G units and a streptavidin binding peptide separated by a Tobacco Etch Virus (TEV) protease cleavage sequence. The TAP tag used in the current study is composed of two Protein G units and a streptavidin binding peptide separated by a Tobacco Etch Virus (TEV) protease cleavage sequence8. To forgo the need for the generation of clonal cell lines, we developed a rapid system that relies on the expression of the TAP-tagged bait protein from an episomally maintained plasmid based on pMEP4 (Invitrogen). Expression of tagged murine eIF4E from this plasmid was controlled using the cadmium chloride inducible metallothionein promoter.
Lysis of the expressing cells and subsequent affinity purification via binding to rabbit IgG agarose, TEV protease cleavage, binding to streptavidin linked agarose and subsequent biotin elution identified numerous proteins apparently specific to the eIF4E pull-down (when compared to control cell lines expressing the TAP tag alone). The identities of the proteins were obtained by excision of the bands from 1D SDS-PAGE and subsequent tandem mass spectrometry. The identified components included the known eIF4E binding proteins eIF4G and 4EBP-1. In addition, other components of the eIF4F complex, of which eIF4E is a component were identified, namely eIF4A and Poly-A binding protein. The ability to identify not only known direct binding partners as well as secondary interacting proteins, further highlights the utility of this approach in the characterization of proteins of unknown function.

Tandem affinity purification is a robust approach for the identification of protein binding partners. As proof of concept, this methodology was applied to the well-characterized translation initiation factor eIF4E to co-precipitate the host cell factors involved in translation initiation. This method is easily adapted to any cellular or viral protein.

Identificación de los socios interacción de proteínas en tándem de purificación de afinidad

A critical and often limiting step in understanding the function of host and viral proteins is the identification of interacting cellular or viral protein ...

A Liquid Phase Affinity Capture Assay Using Magnetic Beads to Study Protein-Protein Interaction: The Poliovirus-Nanobody Example

In this article, a simple, quantitative, liquid phase affinity capture assay is presented. Provided that one protein can be tagged and another protein labeled, this method can be implemented for the investigation of protein-protein interactions. It is based on one hand on the recognition of the tagged protein by cobalt coated magnetic beads and on the other hand on the interaction between the tagged protein and a second specific protein that is labeled. First, the labeled and tagged proteins are mixed and incubated at room temperature. The magnetic beads, that recognize the tag, are added and the bound fraction of labeled protein is separated from the unbound fraction using magnets. The amount of labeled protein that is captured can be determined in an indirect way by measuring the signal of the labeled protein remained in the unbound fraction. The described liquid phase affinity assay is extremely useful when conformational conversion sensitive proteins are assayed. The development and application of the assay is demonstrated for the interaction between poliovirus and poliovirus recognizing nanobodies1. Since poliovirus is sensitive to conformational conversion2 when attached to a solid surface (unpublished results), the use of ELISA is limited and a liquid phase based system should therefore be preferred. An example of a liquid phase based system often used in polioresearch3,4 is the micro protein A-immunoprecipitation test5. Even though this test has proven its applicability, it requires an Fc-structure, which is absent in the nanobodies6,7. However, as another opportunity, these interesting and stable single-domain antibodies8 can be easily engineered with different tags. The widely used (His)6-tag shows affinity for bivalent ions such as nickel or cobalt, which can on their turn be easily coated on magnetic beads. We therefore developed this simple quantitative affinity capture assay based on cobalt coated magnetic beads. Poliovirus was labeled with 35S to enable unhindered interaction with the nanobodies and to make a quantitative detection feasible. The method is easy to perform and can be established with a low cost, which is further supported by the possibility of effectively regenerating the magnetic beads.

In this article, a simple, quantitative, liquid phase affinity capture assay is presented. It is a reliable technique based on the interaction between magnetic beads and tagged proteins (e.g. nanobodies) on one hand and the affinity between the tagged protein and a second, labeled protein (e.g. poliovirus) on the other.

Una afinidad líquido fase de captura de ensayo utilizando partículas magnéticas para estudiar la interacción proteína-proteína: el ejemplo de poliomyelits-Nanobodies

In this article, a simple, quantitative, liquid phase affinity capture assay is presented. Provided that one protein can be tagged and another protein ...

A Protocol for Phage Display and Affinity Selection Using Recombinant Protein Baits

Using recombinant phage as a scaffold to present various protein portions encoded by a directionally cloned cDNA library to immobilized bait molecules is an efficient means to discover interactions. The technique has largely been used to discover protein-protein interactions but the bait molecule to be challenged need not be restricted to proteins. The protocol presented here has been optimized to allow a modest number of baits to be screened in replicates to maximize the identification of independent clones presenting the same protein. This permits greater confidence that interacting proteins identified are legitimate interactors of the bait molecule. Monitoring the phage titer after each affinity selection round provides information on how the affinity selection is progressing as well as on the efficacy of negative controls. One means of titering the phage, and how and what to prepare in advance to allow this process to progress as efficiently as possible, is presented. Attributes of amplicons retrieved following isolation of independent plaque are highlighted that can be used to ascertain how well the affinity selection has progressed. Trouble shooting techniques to minimize false positives or to bypass persistently recovered phage are explained. Means of reducing viral contamination flare up are discussed.

Phage display is a powerful technique to capture proteins or protein moieties that interact with an immobilized molecule of interest. Once a decision of the type of phage cDNA library to create and screen has been made, the protocol described here permits efficient affinity selection leading to identification of interactors.

Un Protocolo de fagos y de selección de afinidad utilizando cebos proteína recombinante

Using  recombinant phage as a scaffold to present various protein portions encoded by  a directionally cloned cDNA library to immobilized bait molecules ...

Transgenic Rodent Assay for Quantifying Male Germ Cell Mutant Frequency

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for assessing the induction of germ cell mutations require the use of large numbers of animals, making them impractical. As such, germ cell mutagenicity is rarely assessed during chemical testing and risk assessment. Herein, we describe an in vivo male germ cell mutation assay using a transgenic rodent model that is based on a recently approved Organisation for Economic Co-operation and Development (OECD) test guideline. This method uses an in vitro positive selection assay to measure in vivo mutations induced in a transgenic &#955;gt10 vector bearing a reporter gene directly in the germ cells of exposed males. We further describe how the detection of mutations in the transgene recovered from germ cells can be used to characterize the stage-specific sensitivity of the various spermatogenic cell types to mutagen exposure by controlling three experimental parameters: the duration of exposure (administration time), the time between exposure and sample collection (sampling time), and the cell population collected for analysis. Because a large number of germ cells can be assayed from a single male, this method has superior sensitivity compared with traditional methods, requires fewer animals and therefore much less time and resources.

De novo mutations in the male germline may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Here we describe a protocol for the use of a transgenic rodent model for quantifying mutations in male germ cells induced by environmental agents.

Transgénicos Roedor Ensayo para la cuantificación de la célula germinal masculina Mutant Frecuencia

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for ...

Afinidad La precipitación de los activos Rho GEFs El uso de un GST-etiquetados mutante de la proteína Rho (GST-RhoA (G17A)) a partir de lisados ​​de células epiteliales

Afinidad La precipitación de los activos Rho GEFs El uso de un GST-etiquetados mutante de la proteína Rho (GST-RhoA (G17A)) a partir de lisados de células epiteliales