Este trabajo fue financiado por la Agence Nationale pour la Recherche y por el Consejo Europeo de Investigación.

El ensayo trabaja en varios formatos, sin embargo se recomienda la ampliación por el volumen de la muestra para ahorrar reactivos, particularmente CCF4-AM. Por lo tanto, el siguiente protocolo se describe para las células HeLa fijos o THP-1 células similares a los macrófagos en un formato de 96 pocillos, a continuación, para las células HeLa en vivo en 35 mm en placas de fondo de vidrio. El ensayo se puede adaptar para otros patógenos. Además de la infección por Shigella, se describe el ensayo de THP-1 Phagocytosing diferentes cepas m is cobacterial. Es importante destacar que, después de CCF4-AM de carga, todos los reactivos y tampones incluyendo tampones de lavado requieren la presencia de probenecid a 1 mM. El probenecid es un inhibidor de canal de aniones que promueve la retención citosólica de CCF4 lo largo de todas las etapas del protocolo. Las muestras fijadas deben ser adquiridas en unas pocas horas después del experimento ya que la señal CCF4 no es estable durante largos períodos de tiempo. 1. CCF4 Ensayo de muestras fijas Uso de Shigella flexneri (96 placas) <ol><li> Preparación de las bacterias de cultivos de una noche. Inocular las bacterias pre-cultivos de tipo salvaje (M90T AfaI) y (BS176 AfaI) cepas mutantes 1 día antes de la infección en 8 ml de caldo de soja tríptica de caseína (TCSB) suplementado con ampicilina (50 mg / ml) en un agitador a 37 ° C durante la noche . </li><li> Células en placas de infección. Células HeLa semillas en placas de 96 y 1 día antes de la infección a una densidad de 3 x 10 5 células por pocillo en DMEM que contenía 10% de suero de ternera fetal (FCS) y 1% de penicilina-estreptomicina en un 5% de CO2 en un volumen final de 100 l. En el caso de las células THP-1 similares a los macrófagos, células chapado se lleva a cabo 2 días antes de la infección a una densidad de 5 x 10 4 células / pocillo, y se incuban con 30 nM de miristato acetato de forbol (PMA) en medio RPMI que contiene 10% suero de ternero fetal (FCS), 1% de penicilina-estreptomicina y 0,05 mM 2-mercaptoetanol. </li><li> Preparación de las bacterias de la subcultura. Se inoculan cultivos de bacterias durante la nochea una dilución 1/100 en TCSB suplementado con 50 g / ml de ampicilina en un agitador a 37 ° C durante 2,5 horas (DO600 = 0,3 a 0,4). </li><li> Cargando células con CCF4-AM. Preparar la mezcla de CCF4-AM de carga para un volumen final de 25 l por pocillo que contenía 1 mM de probenecid (Sigma), 1,5 mM CCF4-AM (6 mM en el caso de células THP-1) y 1,25 l de carga de la solución B (100 mg / ml Pluronic F127-surfactante en ácido acético DMSO/0.1% previsto a lo largo de CCF4-AM LiveBlazer Kit Carga por Invitrogen) en EM tampón (120 mM NaCl, 7 mM KCl, 1,8 mM CaCl 2, 0,8 mM MgCl 2, 5 mM de glucosa, 25 mM de HEPES a pH 7,3). Se lavan las células una vez con PBS y añadir 25 l de CCF4-AM mezcla de carga por pocillo a temperatura ambiente en la oscuridad durante 2,5 horas. </li><li> Preparación de las bacterias de la infección. Girar 1 ml de subcultivos bacterianas a 9.000 rpm durante 1 min. Lavar una vez con 500 l de PBS, centrifugar a 9000 rpm durante 1 min y resuspender en 500 l de PBS suplementado con 10 mg / ml de poli-L-lisina (Sigma) y 40 mg / ml de β-lacmase (Sigma). Después de 10 min de incubación en una rueda giratoria a temperatura ambiente, se lava una vez con 500 l de PBS y las bacterias se resuspenden en 500 l de tampón EM / 1 mM de probenecid. </li><li> Infección de la célula y la fijación. Se lavan las células una vez con 150 l de PBS mM de probenecid / 1, preparar una mezcla de 10 l de bacterias se resuspendieron en un volumen final de 100 l de tampón de EM / 1 mM de probenecid y distribuirlo a cada pocillo. Después de 15 min de incubación en la oscuridad a temperatura ambiente, cambiar la placa a 37 ° C durante 1 hora (90 min en el caso de células THP-1), se lava con 150 l de PBS / 1 mM de probenecid y fijar con 50 l de paraformaldehído al 4% / 1 mM de probenecid durante 10 min en la oscuridad. A continuación, se lava con 150 l de PBS / 1 mM de probenecid, incubar durante 30 min con 30 l de 10 mM núcleos tinte DRAQ5 (Biostatus), se lava con 150 l de PBS / 1 mM de probenecid y dejar las muestras en 100 l de PBS / 1 mM de probenecid. </li><li> Ajustes de adquisición de muestras fijas. Adquisición se lleva a cabo ya sea usando (i) un micros epifluorescencia invertidahacer frente a un 20x (0,5 apertura numérica (NA), 2,1 Distancia de trabajo (WD)) o 40x (NA 0,75, 0,72 WD) objetivo aire N-Plan o (ii) el uso de un microscopio confocal con un objetivo de 10x. Formación de imágenes de fluorescencia se realiza con excitación a 405 nm (Semrock, FF01-387/11-25) y emisión detectada a través de 450 nm (Semrock, FF02-447/60-25) y filtros de 535 nm (Semrock, FF01-520/35- 25) con tiempos de exposición de 5 ms (luz transmitida), 1000 ms (535 nm) y 500 ms (450 nm). Confocal de imágenes se realiza utilizando el siguiente tiempo de exposición: 240 mseg (450 nm) y 360 mseg (535 nm) para el láser de 405 nm (870 mW), 640 mseg (DRAQ5) para el láser de 640 nm (2.560 mW). </li><li> El análisis post-adquisición. Posteriormente, las imágenes se analizaron mediante un algoritmo informático que permite automatizado de puntuación de la señal de fluorescencia para cada uno de las células individuales. Software como Metamorph 7.1 o Acapella se puede utilizar para crear una secuencia de comandos para la medición de la relación entre las señales de emisión de 450 nm y 535 nm (disponible a petición). De nota, el uso de un dispositivo de calibración del foco junto a la microscopía automatizada durante la adquisición permite la adquisición de docenas de diferentes posiciones en múltiples pozos en el mismo tiempo. </li></ol> 2. CCF4 Ensayo de muestras en directo con Shigella flexneri (35 mm Formato con fondo de vidrio, MatTek) <ol><li> Preparación de las bacterias de cultivos de una noche. Proceder como se ha descrito anteriormente. </li><li> Células en placas de infección. Células HeLa semillas en placas de cultivo de 35 mm con fondo de cristal (10 mm MatTek microplacas, MatTek corporación) 1 día antes de la infección a una densidad de 2 x 10 5 células / placa en un volumen final de 2 ml. </li><li> Preparación de las bacterias de la subcultura. Proceder como se ha descrito anteriormente. </li><li> Cargando células con CCF4-AM. Preparar la mezcla de carga CCF-AM como se ha descrito previamente para un volumen final de 2 ml por plato. Antes de la carga, se lavan las células una vez con PBS. </li><li> Preparación de las bacterias de la infección. Proceder como se ha descrito anteriormente. </li><li> Acquisitconfiguración de iones de muestras vivas. La adquisición se realizó durante 60 min cada 90 segundos con un microscopio de epifluorescencia invertida con un 20x (NA 0.5, 2.1 WD) o (NA 0,75, 0,72 WD) Objetivo de aire N-Plan 40x interior de una cámara de calentamiento ° C 37. Formación de imágenes de fluorescencia se realiza con excitación a 405 nm (Semrock, FF01-387/11-25) y emisión detectada a través de 450 nm (Semrock, FF02-447/60-25) y filtros de 535 nm (Semrock, FF01-520/35- 25) con tiempos de exposición de 5 ms (luz transmitida), 200 ms (535 nm) y 100 ms (450 nm). </li><li> Infección de la célula y la adquisición vivo. Se lavan las células una vez con 2 ml de PBS / 1 mM probenecid, añadir 2 ml de EM / 1 mM probenecid, montar el plato en la platina del microscopio y comenzar la adquisición. Después de 6 min (punto 4 veces), puso la adquisición en espera añadir 250 l de bacterias resuspensión en la parte superior de las células y reiniciar la adquisición. </li><li> El análisis post-adquisición. Las películas pueden ser visualizados utilizando Metamorph o ImageJ. 450/535 nm ratios de intensidad para cada individe doble celda puede ser obtenido usando ImageJ. Como se mencionó anteriormente, el uso de un dispositivo de calibración del foco junto a la microscopía automatizada durante la adquisición permite la adquisición de múltiples posiciones diferentes en función del lapso de tiempo. </li></ol> 3. CCF4 Ensayo de muestras fijas Uso Micobacterias (formato de 96 pocillos) <ol><li> Preparación de las bacterias. Crecer cepas de micobacterias a mediados de la fase de registro de 7H9 que contienen dextrosa albúmina catalasa (ADC) a 30 ° C (por Mycobacterium marinum) o 37 ° C (por Mycobacterium bovis BCG y Mycobacterium tuberculosis). </li><li> Células en placas de infección. Placa THP-1 macrófagos 2 días antes de la infección ellos incubando con 30 nM de PMA en RPMI que contiene 10% de suero fetal bovino (FCS), 1% de penicilina-estreptomicina y 0,05 mM 2-mercaptoetanol en un 5% de CO 2 incubadora en un volumen final de 100 l a una densidad de 4 x 10 células / pocillo 5. </li><li> Preparación de las bacterias de la infección. Harvculturas forestales, lavar y resuspender con PBS antes de la sonicación y la filtración a través de una jeringa con el fin de evitar la aglutinación. Determinar la concentración de cada cepa por medición de DO600 e infectar THP-1 células a una MOI de 1:01 a 30 ° C (para Mycobacterium marinum) o 37 ° C (para Mycobacterium bovis BCG y Mycobacterium tuberculosis) en medio RPMI con 5% CO 2. Después de 2 horas, eliminar medio, lavar 3 veces con PBS y añadir medio fresco completo durante 1 a 2 días (en el caso de Mycobacterium marinum) o de 3 a 7 días (en el caso de BCG de Mycobacterium bovis y Mycobacterium tuberculosis). </li><li> Cargando células con CCF4-AM y fijación. Se lavan las células una vez con PBS y preparar la mezcla de carga CCF4-AM como se ha descrito previamente para un volumen final de 25 l por pocillo usando un CCF4-AM concentración final de 6 mM. Cargando tiene lugar a temperatura ambiente en la oscuridad durante 2 horas antes de lavar con 150 l probenecid PBS / 1 mM y fijaración utilizando 50 l de paraformaldehído al 4% suplementado with1 mM de probenecid durante 30 min en la oscuridad. A continuación, lavar con 150 l de PBS mM probenecid / 1 y dejar muestras de 100 l de PBS / 1 mM probenecid. </li><li> Valores de adquisición y análisis posterior a la adquisición. Proceda como se describe anteriormente en el párrafo primero con Shigella flexneri. </li></ol> Protocolo Suplementario Fluorimétrica ensayos se realizan con el fin de comprobar la actividad β-lactamasa en la superficie de las bacterias. Esto debe hacerse para cada cepa bacteriana destinado a ser utilizado en el ensayo descrito. Para este propósito, las bacterias lavadas se pusieron en contacto con 100 nM CCF4-AM (Invitrogen), 50 g / extractos de hígado de esterasa porcina ml (Sigma) en 1 ml de PBS durante 1 hora a 37 ° C en la oscuridad. Soluble lactamasa 1 mg / ml (Invitrogen) se pueden utilizar como un control positivo. Entonces, una emisión de exploración se lleva a cabo a una excitación de 405 nm usando un fluorímetro PTI QuantaMaster y un cuarto 1 mlz cubeta. La pérdida de FRET a 535 nm y la aparición de un alto pico de 450 nm se visualizan en bacterias además de la sonda CCF4.

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M., Nowicki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Short+consensus+repeat-3+domain+of+recombinant+decay-accelerating+factor+is+recognized+by+Escherichia+coli+recombinant+Dr+adhesin+in+a+model+of+a+cell-cell+interaction.">Short consensus repeat-3 domain of recombinant decay-accelerating factor is recognized by Escherichia coli recombinant Dr adhesin in a model of a cell-cell interaction.</a> The Journal of Experimental Medicine. 178, 2115-2121 (1993).</li><li>Nothelfer, K., Dias Rodrigues, C., Bobard, A., Phalipon, A., Enninga, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+Shigella+flexneri+vacuolar+escape+by+flow+cytometry.">Monitoring Shigella flexneri vacuolar escape by flow cytometry.</a> Virulence. 2, 54-57 (2011).</li><li>Simeone, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phagosomal+rupture+by+Mycobacterium+tuberculosis+results+in+toxicity+and+host+cell+death.">Phagosomal rupture by Mycobacterium tuberculosis results in toxicity and host cell death.</a> PLoS Pathog. 8, e1002507 (2012).</li></ol>

No tenemos nada que revelar.

El ensayo CCF4-AM/β-lactamase es un método sencillo para realizar un seguimiento interrupción vacuolar intracelular inducida por Shigella flexneri y micobacterias en diferentes tipos de células. Se hace uso de un sensible citoplasmática reportero lactamasa FRET que se escinde por una enzima activa en la superficie de las bacterias. Pérdida del sustrato CCF4-AM se puede evitar fácilmente mediante la adición de probenecid a todas las soluciones después de la carga del sustrato. Como se ha demostrado, el ensayo se puede adaptar a múltiples tipos de células (células epiteliales, células fagocíticas) y formatos (96 pocillos, de 35 mm en placas de fondo de vidrio, placas de pocillos 6/12/24). Para el uso de la placa de 6/12/24, cubreobjetos estériles se distribuyen en la parte inferior de cada pocillo antes de la siembra de las células. Al final del experimento, los cubreobjetos se transfieren en portaobjetos en medio de montaje, tales como Prolong Gold antifade reactivo (Invitrogen). De esta manera la señal es estable durante períodos de tiempo más largos después de que el ensayoen comparación con el formato de 96 pozos donde se conservan las muestras en PBS después de la fijación. El alto costo del sustrato CCF4-AM se debería tener en cuenta antes de la determinación del volumen de muestra. Es por eso que recomendamos escalar hacia abajo. Los experimentos son más caros en 6/12/24 formato bien pero las señales son estables durante días. Por el contrario, los experimentos son más baratos en el formato de 96 pocillos, pero las muestras tienen que ser analizados en el día del experimento. Es de destacar que los experimentos en vivo también se pueden realizar en el 96 o bien 384 formato bien. Esto permite la realización de experimento en vivo usando docenas de condiciones al mismo tiempo (las bacterias mutantes, MOI, transfección de plásmido o ARNsi, productos químicos, etc) con los números de posiciones por pocillo. Aunque adecuado para Shigella flexneri, destacamos que la &quot;verdadera&quot; o en tiempo real los experimentos con lapso de tiempo no son factibles para los estudios de las micobacterias ya que el ciclo de infección supera concentraciones medibles de CCF4 que pueden ser retenidos en el citosol. Paraesta razón, el sustrato CCF4-AM se aplica sobre las células sólo se consigue después de la invasión. En caso de que el software MetaMorph se utiliza para la adquisición y el análisis, se recomienda el uso de la &quot;adquisición de pantalla&quot; módulo que permite la adquisición de toda una 96/384 y placa con un número determinado de imágenes por pocillo. Además, los &quot;datos de pantalla opinión&quot; módulo permite (i) la visualización de la imagen de mosaico cosido de cada pocillo para cualquier canal al mismo tiempo en un &quot;cartel&quot; grande y (ii) un bucle de un algoritmo especializado para la medición de las intensidades en el 535 y los canales de 450 nm. A pesar de que hemos sido capaces de medir la ruptura vacuolar por bacterias individuales mediante microscopía de lapso de tiempo, nos gustaría advertir que la actividad enzimática en la superficie de las bacterias individuales varía lo que hace difícil de correlacionar con precisión el número de bacterias y la eficacia de vacuolas intracelulares ruptura. Dada la robustez del ensayo, que es adecuado para hrendimiento igh se acerca en 96 o 384 formatos así. También se han adaptado con éxito este protocolo para el análisis FACS para estudiar la infección de células en suspensión 16. El ensayo también se puede utilizar para la investigación de otras bacterias o portadores que presentan lactamasa en su superficie, que conduce a una amplia gama de aplicaciones. Por ejemplo, este enfoque puede ser usado para estudiar la ruptura vacuolar inducida por otros agentes patógenos tales como β-lactamasa expresar Legionella pneumophila, Listeria monocytogenes o Salmonella typhimurium 12. Desde Listeria monocytogenes tiene un corto ciclo de infección comparable a Shigella flexneri, los experimentos con lapso de tiempo son posibles. Por el contrario, debido a Legionella pneumophila y Salmonella typhimurium visualización largos ciclos de infección, sugerimos llevar a cabo experimentos de punto final. La variedad de posibles aplicaciones hace que el ensayo de un CCF4-AM/β-lactamaseinteresante método fluorimétrico para el seguimiento de ruptura vacuolar inducida por patógenos intracelulares en muestras fijas o en tiempo real.

Numerosos patógenos bacterianos se internalizan en los compartimentos de membrana incluidas en las células eucariotas durante su curso de la infección. Entrada a la célula se produce ya sea a través de la fagocitosis por las células huésped especializados, como es el caso de Mycobacterium tuberculosis que son ingeridas por macrófagos, o los patógenos inducen activamente su absorción en las células típicamente no fagocíticas. En el caso de la ingesta inducida, por ejemplo, para Shigella flexneri, el patógeno inyecta proteínas efectoras en el citosol de acogida que secuestrar entre otras funciones de la célula de la maquinaria de clasificación de endomembranas estrechamente regulado que resulta en la localización bacteriana dentro de un 1,2 compartimiento endosomal. Posteriormente, Shigella altera la membrana envolvente conduce a la ruptura vacuolar y acceso citosólica del patógeno interferir con el tráfico de membrana de acogida y evitar la entrega a los lisosomas. Más recientemente, la ruptura fagolisosómico También se ha encontrado como str infecciónategia utilizado por Mycobacterium tuberculosis, un patógeno que se ha pensado durante mucho tiempo para estar localizado exclusivamente dentro de un compartimiento unido a la membrana 3,17. Para investigar la dinámica del tráfico de membrana subcelular de los patógenos invasores, grandes avances se han logrado desde la microscopía electrónica de transmisión (TEM), los estudios de la década de 1980 4,5 base. Por ejemplo, los métodos basados ​​en microscopía de fluorescencia utilizando colorantes, los anticuerpos contra los componentes de la superficie bacteriana, o marcadores para la co-localización con compartimentos subcelulares tomaron más de 6,7. Sin embargo, todavía no se dan precisa resolución espacio-temporal y robustez para medir la ruptura vacuolar por patógenos bacterianos cuantitativamente. Este obstáculo se ha abordado con un ensayo basado en el reportero derivado CCF4-AM FRET cefalosporina que se utilizó primero para estudiar la expresión génica 8. A continuación, se utiliza en el contexto de la infbiología ección para investigar la secreción de efector y para seguir la absorción de Neisseria en células huésped 9,10,11. Hemos desarrollado un ensayo de tomar ventaja de este reportero para el estudio de la ruptura vacuolar inducida por Shigella flexneri 12 y Mycobacterium tuberculosis 17. El principio de este método se describe en la Figura 1 usando Shigella flexneri. En primer lugar, las células huésped se cargan con el sustrato de FRET CCF4-AM que está atrapado en el interior del citoplasma después de la escisión de los restos éster AM. Luego, las células se infectan con Shigella flexneri. β-lactamasa presente en la superficie de la bacteria es capaz de escindir el sustrato CCF4 tan pronto como se produce la ruptura vacuolar. Esto conduce a una pérdida de FRET señal de conmutación del pico de emisión de 535 nm a 450 nm después de la excitación de la sonda a 405 nm. La medición radiométrica de los 450/535 nm intensidades destaca la integridad vacuolar: bajas tasas reflejan membrana-enbacterias cerrados o extracelular, mientras que altas proporciones reflejan el contacto entre las bacterias y el citosol de acogida. Nos informan también una adaptación de este método para el estudio de la ruptura phagosomal inducida por Mycobacterium tuberculosis en macrófagos THP-1. Los principios experimentales siguen siendo la misma a pesar de la secuencia se invierte, CCF4-AM carga se aplica sólo después de la infección bacteriana. Por lo tanto, por las medidas de fluorescencia ratiometric cuantitativos en el nivel de células individuales, la ruptura vacuolar de Shigella flexneri se puede seguir en tiempo real y en muestras fijas de diferentes tipos de células 12,13,14. Además, este método puede ser adaptado a un número de otros patógenos invasivos como se muestra en este estudio utilizando Mycobacterium bovis y Mycobacterium tuberculosis. Por último, la miniaturización de nuestro protocolo de 96 pocillos (o 384 pocillos) permite formatos de proyección de numerosas condiciones de alto rendimiento.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>LiveBlazer FRET-B/G Loading Kit (CCF4-AM) </td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>K1089</td>
			<td>Protect from light, stock in - 80 &deg; aliquots</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Draq5</td>
			<td>Biostatus</td>
			<td>DR50050</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Poly-L-lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9155</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>&mu;CLEAR-PLATE, BLACK, 96 well </td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>655090</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>35 mm glass bottom dishes</td>
			<td>MatTek corp.</td>
			<td>P35G-1.5-10-C</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Probenecid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P8761</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>&beta;-lactamase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0389</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

single cell measurements of vacuolar rupture caused by intracellular pathogens

Shigella flexneri son bacterias patógenas que invaden las células huésped que entran en una vacuola endocítica. Posteriormente, la ruptura de la membrana de este compartimiento cerrado permite que las bacterias se mueven dentro del citosol, proliferar e invadir más células vecinas. Mycobacterium tuberculosis es fagocitado por las células inmunes, y se ha demostrado recientemente que la ruptura de la membrana phagosomal en los macrófagos. Hemos desarrollado un sólido ensayo para el seguimiento de disrupción de la membrana phagosomal después de la entrada célula huésped de Shigella flexneri o Mycobacterium tuberculosis. El enfoque hace uso de CCF4, un reportero de FRET sensible a la β-lactamasa que se equilibra en el citosol de las células huésped. Tras la invasión de las células huésped por patógenos bacterianos, la sonda permanece intacta, siempre y cuando las bacterias residen en los compartimentos de membrana-cerrados. Después de la interrupción de la vacuola actividad, β-lactamasa en la superficie de los patógenos intracelulares escinde CCF4 instante conducirción a una pérdida de señal de FRET y la conmutación de su espectro de emisión. Este ensayo radiométrico robusta produce información precisa sobre el tiempo de ruptura vacuolar inducida por las bacterias invasoras, y puede estar acoplado a la microscopía automatizada y el procesamiento de imágenes por medio de algoritmos especializados para la detección de las señales de emisión de la donante y aceptor de FRET. Además, permite la investigación de la dinámica de la interrupción vacuolar provocada por bacterias intracelulares en tiempo real en células individuales. Por último, es ideal para análisis de alto rendimiento con una resolución espacial y temporal superior a los métodos anteriores. Aquí, proporcionamos los detalles experimentales de protocolos ejemplares para el ensayo de rotura CCF4 vacuolar en las células HeLa y células THP-1 macrófagos para los experimentos de lapso de tiempo o puntos finales experimentos utilizando Shigella flexneri, así como múltiples cepas de micobacterias tales como Mycobacterium marinum, Mycobacterium bovis, y Mycobacterium tuberculosis.

El enfoque CCF4-AM/β-lactamase es un método robusto y sensible para el seguimiento de ruptura vacuolar de patógenos intracelulares tales como Shigella flexneri (Figura 1). Las cepas de Shigella que se utilizan en este estudio se denominan M90T AfaI y BS176 AfaI. M90T AfaI es una cepa de Shigella flexneri que expresa la adhesina AFAE, que es capaz de unirse de manera eficiente CD55 en la superficie de las células epiteliales 15. Cepas que expresan tanto AFAE muestran habilidades invasión mucho mayor en comparación con la cepa de tipo salvaje M90T en las células epiteliales. BS176 AfaI es un mutante que expresa AFAE Shigella flexneri cepa carente de la virulencia de Shigella plásmido. Esta cepa es incapaz de invadir células HeLa. Sin embargo, esta cepa es capaz de entrar en las células THP-1 desde la absorción en esta línea celular se basan sólo en la fagocitosis clásica y no requiere un sistema de tipo-3 secreción funcional. Ambas cepas expresan β-lactamasa, Y la pantalla de la actividad β-lactamasa en su superficie debido a la presencia de la codificación AFAE plásmido. Tras la infección de células HeLa con el AfaI cepa no-invasivo BS176 durante 1 hora, el CCF4 sonda FRET permanece intacta, como se muestra en la Figura 2A por la señal de verde (535 nm). Por el contrario, la infección con la cepa virulenta M90T AfaI durante 1 hora conduce a un conmutador de señal hacia el azul (450 nm) destaca la escisión de la sonda en el citosol. Con el fin de cuantificar esto, hemos desarrollado una secuencia de comandos para el software Metamorph y Acapella que permite la detección automatizada de las células y la medición de las intensidades en los canales 535 y 450 nm para la determinación de la señal radiométrica. Como se muestra en la Figura 2B, núcleos y el citosol de las células se dividen en segmentos utilizando el canal de DRAQ5. Entonces, el algoritmo es capaz de detectar los 450 nm y las poblaciones de células positivas 535 nm para el cálculo de las proporciones entre las dos intensidades para cada celda individual que esrepresentado como un histograma en la Figura 2C. Bajas relaciones se obtienen para la cepa mutante en comparación con altos coeficientes de la cepa virulenta. Si bien este experimento representativo infección fue adquirida mediante microscopía confocal, microscopía de epifluorescencia también es adecuado para esta tarea Figuras 3 y 4 muestran ejemplos utilizando 2 tipos diferentes de células humanas:. Células epiteliales HeLa y THP-1 células similares a los macrófagos. Tras la infección con la cepa virulenta M90T AfaI Shigella durante 1 hora y 90 min para HeLa y células THP-1, un interruptor de la señal de verde (535 nm) a azul (450 nm) se observa en comparación con las células infectadas BS176 afai (Figuras 3A y 4A). La secuencia de comandos que hemos desarrollado en el software MetaMorph detecta directamente la población positiva CCF4 de las células y calcular la relación de las intensidades en 450 y 535 nm para cada uno de los canales de las células individuales. Luego, las células se clasifican en función de su relación con una macro desarroped en Excel, lo que se obtiene histogramas muestran la distribución de las células. Como lo ha sido el caso para la otra secuencia de comandos desarrollado para Acapella, BS176 células infectadas afai se caracterizan por proporciones bajas, mientras que las células infectadas afai M90T muestran altas proporciones utilizando el algoritmo de MetaMorph en células HeLa y células THP-1 macrófagos (Figuras 3B y 4B) . Por último, una adaptación de este método para el estudio de las micobacterias se muestra en la Figura 5. Mycobacterium bovis BCG reside en el fagosoma para todo el curso del experimento, tal como se refleja por la fuerte señal de 535 nm detectado durante todo el curso de tiempo del experimento. Por el contrario, Mycobacterium tuberculosis provoca la rotura de membranas phagosomal en THP-1 macrófagos después de más de 3 días de la infección que se destacan por una señal de 450 nm a los 7 días de la infección (Figura 5A y 5B). Usando el mismo algoritmo que para el estudio de la ruptura vacuolar por Shigella </em&gt;, encontramos que las células infectadas de Mycobacterium tuberculosis de pantalla más altas 450/535 nm proporciones que Mycobacterium bovis BCG después de 7 días de la infección (Figuras 5C y 5D). <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50116/50116fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50116/50116fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema que representa el principio del ensayo CCF4-AM/β-lactamase para el seguimiento de Shigella flexneri vacuolar ruptura. CCF4-AM difunde libremente a través de la membrana plasmática al citoplasma, donde restos éster se escinden fuera por las esterasas citosólicas productoras CCF4 aniones. Esta reacción evita que CCF4 de penetrar en cualquier compartimiento de la membrana incrustado. En este paso, CCF4 provoca FRET a 535 nm después de la excitación a 405 nm. La sonda se mantiene intacta hasta que las bacterias que expresan β-lactamasa rupture La vacuola endocítica. En este paso, la señal de FRET se pierde porque CCF4 se escinde mediante la activación de β-lactamasa de un interruptor en la emisión de 535 nm a 450 nm después de la excitación a 405 nm. <img alt="La figura 2" fo:content-width="2.25in" fo:src="/files/ftp_upload/50116/50116fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50116/50116fig2.jpg" /> Figura 2. Seguimiento de Shigella flexneri vacuolar ruptura mediante microscopía confocal. (A) Después de 2 h 30 min de CCF4-AM carga, células HeLa están infectados con el β-lactamasa cepa que expresa Shigella flexneri BS176 AfaI mutante o la cepa virulenta M90T AfaI durante 1 hora y fijo usando 4% de paraformaldehído durante 10 min. A continuación, los núcleos se tiñeron con DRAQ5 y las células se imagen usando un microscopio confocal con un objetivo de 10x. Representante imágenes se eligieron a los siguientes canales combinados: la sonda intacta CCF4 aparece a 535 nm (gradon), la sonda escindida CCF4 aparece a 450 nm (azul). (B) Los ejemplos de imágenes que destacan el sistema de detección de nuestro algoritmo automatizado en el software Acapella. La segmentación de los núcleos de las células (+ citosol) se obtiene utilizando el canal de DRAQ5. CCF4 células positivas se obtienen utilizando los canales 450 y 535 nm agrupados juntos. (C) Histograma que muestra el resultado de nuestro análisis automatizado de Acapella con Shigella flexneri BS176 AfaI cepa mutante o cepa virulenta M90T AfaI. La proporción media representa la relación entre la intensidad de los canales 450 y 535 nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50116/50116fig2large.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver más grande la figura</a> . <img alt="Figura 3" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50116/50116fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50116/50116fig3.jpg" /> Figura 3. Seguimiento de Shigella flexneri vacuolar ruptura en células HeLa utilizando microscopía de epifluorescencia. (A) Después de 2 h 30 min de CCF4-AM de carga, las células HeLa se infectan con la β-lactamasa cepa que expresa Shigella flexneri BS176 AfaI mutante o la cepa virulenta M90T AfaI durante 1 hora y fijado utilizando paraformaldehído al 4% durante 10 min. Entonces, las células son imágenes utilizando un microscopio de epifluorescencia con un objetivo de 20x. Representante imágenes se eligieron los siguientes medios:. CCF4 sonda intacta 535 nm (verde) y CCF4 troceados sonda 450 nm (azul) (B) Histograma que representa el resultado de nuestro análisis automatizado de software MetaMorph. Las células individuales se distribuyen en función de su relación de las intensidades en los canales 450 y 535 nm. <img alt="Figura 4" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50116/50116fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50116/50116fig4.jpg" /> &gt; Figura 4. Seguimiento de Shigella flexneri vacuolar ruptura en las células THP-1 utilizando microscopía de epifluorescencia. (A) Después de 2 h 30 min de CCF4-AM carga, THP-1 células se infectan con el β-lactamasa cepa que expresa Shigella flexneri BS176 AfaI mutante o el M90T AfaI cepa virulenta durante 1 h 30 min y se fija con paraformaldehído al 4% durante 10 min. Entonces, las células son imágenes utilizando un microscopio de epifluorescencia con un objetivo de 20x. Representante imágenes se eligieron los siguientes medios:. CCF4 sonda intacta 535 nm (verde) y CCF4 troceados sonda 450 nm (azul) (B) Histograma que representa el resultado de nuestro análisis automatizado mediante el software MetaMorph. Las células individuales se distribuyen en función de su relación de las intensidades en los canales 450 y 535 nm. ghres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/50116/50116fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. Seguimiento de BCG de Mycobacterium bovis y Mycobacterium tuberculosis ruptura phagosomal en THP-1 macrófagos utilizando microscopía de epifluorescencia (A, B). THP-1 células se infectan con β-lactamasa expresar Mycobacterium bovis BCG o Mycobacterium tuberculosis durante 2 horas y se cultivaron durante 3 a 7 días . Después del lavado, las células se cargan con CCF-4-AM durante 2 horas y fija usando 4% de paraformaldehído durante 30 min antes de la formación de imágenes utilizando un microscopio de epifluorescencia con un objetivo de 40x. Representante imágenes se eligieron los siguientes canales: intacta sonda CCF4, 535 nm (verde), escindido CCF4, sonda de 450 nm (azul) (C, D) histogramas presentan los resultados de nuestro análisis automatizado mediante el software MetaMorph.. Las células individuales se distribuyen como función de la relación entre la intensidad en los canales 450 y 535 nm.

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Single Cell Measurements of Vacuolar Rupture Caused by Intracellular Pathogens

Se describe un método para el seguimiento de la ruptura del endomembrane provocada por las bacterias intracelulares<em&gt; Shigella flexneri<em&gt;</em</em&gt; Y<em<em&gt;<em&gt; Mycobacterium tuberculosis</em&gt;</em</em&gt; Sobre la invasión de células huésped. Nuestro ensayo hace uso de CCF4, una serie citoplasmática sonda FRET en células vivas o fijas. Este reportero es degradado por una actividad de la enzima presente en la superficie bacteriana.

Sola célula Medidas de Ruptura Vacuolar causadas por patógenos intracelulares

Shigella flexneri are pathogenic bacteria that invade host cells entering into an endocytic vacuole. Subsequently, the rupture of this membrane-enclosed ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

13.4K vistas.  Institut Pasteur, Paris, France. Se describe un método para el seguimiento de la ruptura del endomembrane provocada por las bacterias intracelulares Shigella flexneri

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Visualisation and Quantification of Intracellular Interactions of Neisseria meningitidis and Human &alpha;-actinin by Confocal Imaging

The Opc protein of Neisseria meningitidis (Nm, meningococcus) is a surface-expressed integral outer membrane protein, which can act as an adhesin and an effective invasin for human epithelial and endothelial cells. We have identified endothelial surface-located integrins as major receptors for Opc, a process which requires Opc to first bind to integrin ligands such as vitronectin and via these to the cell-expressed receptors1. This process leads to bacterial invasion of endothelial cells2. More recently, we observed an interaction of Opc with a 100kDa protein found in whole cell lysates of human cells3. We initially observed this interaction when host cell proteins separated by electrophoresis and blotted on to nitrocellulose were overlaid with Opc-expressing Nm. The interaction was direct and did not involve intermediate molecules. By mass spectrometry, we established the identity of the protein as &alpha;-actinin. As no surface expressed &alpha;-actinin was found on any of the eight cell lines examined, and as Opc interactions with endothelial cells in the presence of serum lead to bacterial entry into the target cells, we examined the possibility of the two proteins interacting intracellularly. For this, cultured human brain microvascular endothelial cells (HBMECs) were infected with Opc-expressing Nm for extended periods and the locations of internalised bacteria and &alpha;-actinin were examined by confocal microscopy. We observed time-dependent increase in colocalisation of Nm with the cytoskeletal protein, which was considerable after an eight hour period of bacterial internalisation. In addition, the use of quantitative imaging software enabled us to obtain a relative measure of the colocalisation of Nm with &alpha;-actinin and other cytoskeletal proteins. Here we present a protocol for visualisation and quantification of the colocalisation of the bacterium with intracellular proteins after bacterial entry into human endothelial cells, although the procedure is also applicable to human epithelial cells.

Visualisation and Quantification of Intracellular Interactions of Neisseria meningitidis and Human &amp;#945;-actinin by Confocal Imaging

Neisseria meningitidis (Nm), a gram negative human-specific respiratory pathogen, can bind to human &alpha;-actinin. Here we present a protocol for visualisation of colocalisation of the bacterium with intracellular &alpha;-actinin after bacterial entry into human brain microvascular endothelial cells (HBMECs).

La visualización y cuantificación de interacciones intracelulares de Neisseria meningitidis Humanos y α-actinina de imagen confocal

The Opc protein of Neisseria meningitidis (Nm, meningococcus) is a surface-expressed integral outer membrane protein, which can act as an adhesin and an ...

Investigación

Inmunología e Infección

Infection of Zebrafish Embryos with Intracellular Bacterial Pathogens

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as a model for studying the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen interactions 1. The major cell types of the innate immune system, macrophages and neutrophils, develop during the first days of embryogenesis prior to the maturation of lymphocytes that are required for adaptive immune responses. The ease of obtaining large numbers of embryos, their accessibility due to external development, the optical transparency of embryonic and larval stages, a wide range of genetic tools, extensive mutant resources and collections of transgenic reporter lines, all add to the versatility of the zebrafish model. Salmonella enterica serovar Typhimurium (S. typhimurium) and Mycobacterium marinum can reside intracellularly in macrophages and are frequently used to study host-pathogen interactions in zebrafish embryos. The infection processes of these two bacterial pathogens are interesting to compare because S. typhimurium infection is acute and lethal within one day, whereas M. marinum infection is chronic and can be imaged up to the larval stage 2, 3. The site of micro-injection of bacteria into the embryo (Figure 1) determines whether the infection will rapidly become systemic or will initially remain localized. A rapid systemic infection can be established by micro-injecting bacteria directly into the blood circulation via the caudal vein at the posterior blood island or via the Duct of Cuvier, a wide circulation channel on the yolk sac connecting the heart to the trunk vasculature. At 1 dpf, when embryos at this stage have phagocytically active macrophages but neutrophils have not yet matured, injecting into the blood island is preferred. For injections at 2-3 dpf, when embryos also have developed functional (myeloperoxidase-producing) neutrophils, the Duct of Cuvier is preferred as the injection site. To study directed migration of myeloid cells towards local infections, bacteria can be injected into the tail muscle, otic vesicle, or hindbrain ventricle 4-6. In addition, the notochord, a structure that appears to be normally inaccessible to myeloid cells, is highly susceptible to local infection 7. A useful alternative for high-throughput applications is the injection of bacteria into the yolk of embryos within the first hours after fertilization 8. Combining fluorescent bacteria and transgenic zebrafish lines with fluorescent macrophages or neutrophils creates ideal circumstances for multi-color imaging of host-pathogen interactions. This video article will describe detailed protocols for intravenous and local infection of zebrafish embryos with S. typhimurium or M. marinum bacteria and for subsequent fluorescence imaging of the interaction with cells of the innate immune system.

Transparent zebrafish embryos have proved useful model hosts to visualize and functionally study interactions between innate immune cells and intracellular bacterial pathogens, such as Salmonella typhimurium and Mycobacterium marinum. Micro-injection of bacteria and multi-color fluorescence imaging are essential techniques involved in the application of zebrafish embryo infection models.

La infección de embriones de pez cebra con patógenos bacterianos intracelulares

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as a model for studying the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen ...

Discovery of New Intracellular Pathogens by Amoebal Coculture and Amoebal Enrichment Approaches

Intracellular pathogens such as legionella, mycobacteria and Chlamydia-like organisms are difficult to isolate because they often grow poorly or not at all on selective media that are usually used to cultivate bacteria. For this reason, many of these pathogens were discovered only recently or following important outbreaks. These pathogens are often associated with amoebae, which serve as host-cell and allow the survival and growth of the bacteria. We intend here to provide a demonstration of two techniques that allow isolation and characterization of intracellular pathogens present in clinical or environmental samples: the amoebal coculture and the amoebal enrichment. Amoebal coculture allows recovery of intracellular bacteria by inoculating the investigated sample onto an amoebal lawn that can be infected and lysed by the intracellular bacteria present in the sample. Amoebal enrichment allows recovery of amoebae present in a clinical or environmental sample. This can lead to discovery of new amoebal species but also of new intracellular bacteria growing specifically in these amoebae. Together, these two techniques help to discover new intracellular bacteria able to grow in amoebae. Because of their ability to infect amoebae and resist phagocytosis, these intracellular bacteria might also escape phagocytosis by macrophages and thus, be pathogenic for higher eukaryotes.

Amoebal coculture is a cell culture system using adherent amoebae to selectively grow intracellular pathogens able to resist phagocytic cells such as amoebae and macrophages. It thus represents a key tool to discover new infectious agents. Amoebal enrichment allows discovery of new amoebal species and of their specific intracellular bacteria.

Descubrimiento de nuevos patógenos intracelulares por amebas Coculture y Enfoques amebas Enriquecimiento

Intracellular pathogens such as legionella, mycobacteria and Chlamydia-like organisms are difficult to isolate because they often grow poorly or not at ...

Application of Fluorescent Nanoparticles to Study Remodeling of the Endo-lysosomal System by Intracellular Bacteria

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we introduce a method using gold-BSA-rhodamine NPs to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells and monitor manipulations of host cellular pathways by the intracellular pathogen Salmonella enterica. The NPs were readily internalized by HeLa cells and localized in late endosomes/lysosomes. Salmonella infection induced rearrangement of the vesicles and accumulation of NPs in Salmonella-induced membrane structures. We deployed the Imaris software package for quantitative analyses of confocal microscopy images. The number of objects and their size distribution in non-infected cells were distinct from the ones in Salmonella-infected cells, indicating extremely remodeling of the endo-lysosomal system by WT Salmonella.

This article describes methods for the synthesis and fluorescent labeling of nanoparticles (NPs). The NPs were applied in pulse-chase experiments to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells. Manipulation of the endo-lysosomal system by activities of the intracellular pathogen Salmonella enterica were followed by live cell imaging and quantified.

Aplicación de nanopartículas fluorescentes para estudiar Remodelación del Sistema Endo-lisosomal por bacterias intracelulares

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we ...

Biolistic Transformation of a Fluorescent Tagged Gene into the Opportunistic Fungal Pathogen Cryptococcus neoformans

The basidiomycete Cryptococcus neoformans, an invasive opportunistic pathogen of the central nervous system, is the most frequent cause of fungal meningitis worldwide resulting in more than 625,000 deaths per year worldwide.&#160;Although electroporation has been developed for the transformation of plasmids in Cryptococcus, only&#160;biolistic&#160;delivery provides&#160;an effective means to transform&#160;linear&#160;DNA&#160;that can be integrated into the genome by homologous recombination.&#160;
Acetate has been shown to be a major fermentation product during cryptococcal infection, but the significance of this is not yet known.&#160;A bacterial pathway composed of the enzymes xylulose-5-phosphate/fructose-6-phosphate phosphoketolase (Xfp) and acetate kinase (Ack) is one of three potential pathways for acetate production in C. neoformans. Here, we demonstrate the biolistic transformation of a construct, which has the gene encoding Ack fused to the fluorescent tag mCherry, into&#160;C. neoformans. We then confirm integration of the ACK-mCherry fusion into the&#160;ACK&#160;locus.

Biolistic Transformation of a Fluorescent Tagged Gene into the Opportunistic Fungal Pathogen Cryptococcus neoformans

Biolistic transformation is a method used to generate stable integration of DNA into the genome of the opportunistic pathogen Cryptococcus neoformans through homologous recombination. We will demonstrate biolistic transformation of a construct, which has the gene encoding acetate kinase fused to the fluorescent tag mCherry into&#160;C. neoformans.

Transformación biolística de un fluorescente Tagged gen en el oportunista por hongos patógenos<em&gt; Cryptococcus neoformans</em

The basidiomycete Cryptococcus neoformans, an invasive opportunistic pathogen of the central nervous system, is the most frequent cause of fungal ...

Quantification of Cytosolic vs. Vacuolar Salmonella in Primary Macrophages by Differential Permeabilization

Intracellular bacterial pathogens can replicate in the cytosol or in specialized pathogen-containing vacuoles (PCVs). To reach the cytosol, bacteria like Shigella flexneri and Francisella novicida need to induce the rupture of the phagosome. In contrast, Salmonella typhimurium replicates in a vacuolar compartment, known as Salmonella-containing vacuole (SCV). However certain mutants of Salmonella fail to maintain SCV integrity and are thus released into the cytosol. The percentage of cytosolic vs. vacuolar bacteria on the level of single bacteria can be measured by differential permeabilization, also known as phagosome-protection assay. The approach makes use of the property of detergent digitonin to selectively bind cholesterol. Since the plasma membrane contains more cholesterol than other cellular membranes, digitonin can be used to selectively permeabilize the plasma membrane while leaving intracellular membranes intact. In brief, following infection with the pathogen expressing a fluorescent marker protein (e.g. mCherry among others), the plasma membrane of host cells is permeabilized with a short incubation in digitonin containing buffer. Cells are then washed and incubated with a primary antibody (coupled to a fluorophore of choice) directed against the bacterium of choice (e.g. anti-Salmonella-FITC) and washed again. If unmarked bacteria are used, an additional step can be done, in which all membranes are permeabilized and all bacteria stained with a corresponding antibody. Following the staining, the percentage of vacuolar and cytosolic bacteria can be quantified by FACS or microscopy by counting single or double-positive events. Here we provide experimental details for use of this technique with the bacterium Salmonella typhimurium. The advantage of this assay is that, in contrast to other assay, it provides a quantification on the level of single bacteria, and if analyzed by microscopy provides the exact number of cytosolic and vacuolar bacteria in a given cell.

Quantification of Cytosolic vs. Vacuolar Salmonella in Primary Macrophages by Differential Permeabilization

We describe the quantification of cytosolic and vacuolar Salmonella typhimurium in bone-marrow derived macrophages using differential digitonin permeabilization.

Cuantificación de Citosólica vs. Vacuolar<em&gt; Salmonella</em&gt; En macrófagos primarios por permeabilización diferencial

Intracellular bacterial pathogens can replicate in the cytosol or in specialized pathogen-containing vacuoles (PCVs). To reach the cytosol, bacteria like ...

Identification of Rare Bacterial Pathogens by 16S rRNA Gene Sequencing and MALDI-TOF MS

There are a number of rare and, therefore, insufficiently described bacterial pathogens which are reported to cause severe infections especially in immunocompromised patients. In most cases only few data, mostly published as case reports, are available which investigate the role of such pathogens as an infectious agent. Therefore, in order to clarify the pathogenic character of such microorganisms, it is necessary to conduct epidemiologic studies which include large numbers of these bacteria. The methods used in such a surveillance study have to meet the following criteria: the identification of the strains has to be accurate according to the valid nomenclature, they should be easy to handle (robustness), economical in routine diagnostics and they have to generate comparable results among different laboratories. Generally, there are three strategies for identifying bacterial strains in a routine setting: 1) phenotypic identification characterizing the biochemical and metabolic properties of the bacteria, 2) molecular techniques such as 16S rRNA gene sequencing and 3) mass spectrometry as a novel proteome based approach. Since mass spectrometry and molecular approaches are the most promising tools for identifying a large variety of bacterial species, these two methods are described. Advances, limitations and potential problems when using these techniques are discussed.

Matrix-assisted laser desorption/ionization time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS) and molecular techniques (16S rRNA gene sequencing) permit the identification of rare bacterial pathogens in routine diagnostics. The goal of this protocol lies in the combination of both techniques which leads to more accurate and reliable data.

La identificación de patógenos bacterianos raras por 16S rRNA gen secuenciación y MALDI-TOF MS

There are a number of rare and, therefore, insufficiently described bacterial pathogens which are reported to cause severe infections especially in ...

High-throughput Detection of Respiratory Pathogens in Animal Specimens by Nanoscale PCR

Nanoliter scale real-time PCR uses spatial multiplexing to allow multiple assays to be run in parallel on a single plate without the typical drawbacks of combining reactions together. We designed and evaluated a panel based on this principle to rapidly identify the presence of common disease agents in dogs and horses with acute respiratory illness. This manuscript describes a nanoscale diagnostic PCR workflow for sample preparation, amplification, and analysis of target pathogen sequences, focusing on procedures that are different from microliter scale reactions. In the respiratory panel presented, 18 assays were each set up in triplicate, accommodating up to 48 samples per plate. A universal extraction and pre-amplification workflow was optimized for high-throughput sample preparation to accommodate multiple matrices and DNA and RNA based pathogens. Representative data are presented for one RNA target (influenza A matrix) and one DNA target (equine herpesvirus 1). The ability to quickly and accurately test for a comprehensive, syndrome-based group of pathogens is a valuable tool for improving efficiency and ergonomics of diagnostic testing and for acute respiratory disease diagnosis and management.

High-throughput testing of DNA and RNA based pathogens by nanoscale PCR is described using a syndromic canine and equine respiratory PCR panel.

La detección de alto rendimiento de los patógenos respiratorios de especímenes animales por PCR nanoescala

Nanoliter scale real-time PCR uses spatial multiplexing to allow multiple assays to be run in parallel on a single plate without the typical drawbacks of ...

Visualizing Intracellular SNARE Trafficking by Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Soluble N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) attachment protein receptor (SNARE) proteins are key for membrane trafficking, as they catalyze membrane fusion within eukaryotic cells. The SNARE protein family consists of about 36 different members. Specific intracellular transport routes are catalyzed by specific sets of 3 or 4 SNARE proteins that thereby contribute to the specificity and fidelity of membrane trafficking. However, studying the precise function of SNARE proteins is technically challenging, because SNAREs are highly abundant and functionally redundant, with most SNAREs having multiple and overlapping functions. In this protocol, a new method for the visualization of SNARE complex formation in live cells is described. This method is based on expressing SNARE proteins C-terminally fused to fluorescent proteins and measuring their interaction by F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) employing fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM). By fitting the fluorescence lifetime histograms with a multicomponent decay model, FRET-FLIM allows (semi-)quantitative estimation of the fraction of the SNARE complex formation at different vesicles. This protocol has been successfully applied to visualize SNARE complex formation at the plasma membrane and at endosomal compartments in mammalian cell lines and primary immune cells, and can be readily extended to study SNARE functions at other organelles in animal, plant, and fungal cells.

This protocol describes a new method allowing for the quantitative visualization of complex formation of SNARE proteins, based on F&#246;rster resonance energy transfer, and fluorescence lifetime imaging microscopy.

Visualizar el lazo intracelular del tráfico de por vida de fluorescencia microscopía de imágenes

Soluble N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) attachment protein receptor (SNARE) proteins are key for membrane trafficking, as they catalyze ...

Quantification of Efferocytosis by Single-cell Fluorescence Microscopy

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling and cellular processes that control efferocytosis. This quantification can be difficult to perform as apoptotic cells are often efferocytosed piecemeal, thus necessitating methods which can accurately delineate between the efferocytosed portion of an apoptotic target versus residual unengulfed cellular fragments. The approach outlined herein utilizes dual-labeling approaches to accurately quantify the dynamics of efferocytosis and efferocytic capacity of efferocytes such as macrophages. The cytosol of the apoptotic cell is labeled with a cell-tracking dye to enable monitoring of all apoptotic cell-derived materials, while surface biotinylation of the apoptotic cell allows for differentiation between internalized and non-internalized apoptotic cell fractions. The efferocytic capacity of efferocytes is determined by taking fluorescent images of live or fixed cells and quantifying the amount of bound versus internalized targets, as differentiated by streptavidin staining. This approach offers several advantages over methods such as flow cytometry, namely the accurate delineation of non-efferocytosed versus efferocytosed apoptotic cell fractions, the ability to measure efferocytic dynamics by live-cell microscopy, and the capacity to perform studies of cellular signaling in cells expressing fluorescently-labeled transgenes. Combined, the methods outlined in this protocol serve as the basis for a flexible experimental approach that can be used to accurately quantify efferocytic activity and interrogate cellular signaling pathways active during efferocytosis.

Efferocytosis, the phagocytic removal of apoptotic cells, is required to maintain homeostasis and is facilitated by receptors and signaling pathways that allow for the recognition, engulfment, and internalization of apoptotic cells. Herein, we present a fluorescence microscopy protocol for the quantification of efferocytosis and the activity of efferocytic signaling pathways.

Cuantificación de Efferocytosis por microscopía de fluorescencia unicelular

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling ...