1. Preparación de electrodos y solución salina <ol><li> Preparar solución salina fisiológica y los electrodos antes de que se diseccionó el animal. La solución de la sanguijuela en dos colores consta de lo siguiente: NaCl 115,3 mM, 1,8 mM de CaCl2, 4,0 mM de KCl, 10 mM Tris / ácido maleico o HEPES. Ajustar el pH a 7,4. </li><li> Preparar un alambre de Ag-Cl por inmersión de un alambre de plata limpiado en una pequeña cantidad de lejía durante 20 min o hasta que el alambre tiene un acabado liso de color gris oscuro. Lavar el hilo con agua destilada antes de usar. A continuación, coloque el cable en un soporte micropipeta que se conecta al amplificador. </li><li> Preparar un electrodo de vidrio afilado de vidrio de borosilicato con un extractor pipeta. La resistencia del electrodo debe ser del orden de 20 MΩ. </li><li> Rellene la pipeta con solución de acetato de potasio 3 M y insertas en el soporte micropipeta. </li><li> Para un electrodo extracelular preparar una pipeta de vidrio afilado como se describe más arriba, romper la punta hacia atrás porfrotando otra pipeta afilada cerca del borde afilado. Luego disparar pulir la punta para que no se rompa las conectivas. Electrodos extracelulares de plástico también trabajarán siempre y cuando exista un buen contacto entre el electrodo y el nervio. </li><li> Introducir el electrodo extracelular de grabación en un soporte micropipeta (con alambre de Ag-Cl) que está equipado con un tubo de goma y una jeringa para la aspiración. Utilice la jeringa para extraer la solución salina en el electrodo al menos al nivel de la alambre de plata. </li><li> Configurar el hardware (amplificador y aislador de estímulo) y los parámetros de grabación de software siguiendo el manual de la unidad de grabación de la señal específica. Ver Leksrisawat et al. 22 para ver los detalles sobre los equipos utilizados en los experimentos descritos a continuación. </li></ol> 2. Ventral Ganglio Disección <ol><li> Diseccionar la sanguijuela en un gran plato de silicona elastómero forrado con solución de Ringer sanguijuela. Si el animal se estira longitudinalmente seserá más fácil para quitar el cordón nervioso ventral (Figura 1A). </li><li> Con # 10 o # 11 bisturí tamaño, hacer una incisión longitudinal con cortes muy superficiales en la línea media ventral. Sobre el medio de 2/3rd del corte ventral se muestra en la Figura 1B. Trate de no cortar a través de la media negro (el seno sanguíneo ventral) hasta que el animal está completamente abierta y el seno de sangre se extendía sin doblarlo. El seno maxilar sangre corre a lo largo del animal a lo largo de la línea media ventral. La VNC está contenido dentro de este vaso sanguíneo. </li><li> Después de la piel se ha reducido la longitud completa del animal utilizar las tijeras de iris finas a Nick el seno de la sangre (Figura 2). Deslice una hoja de la tijera iris finas debajo de los senos y aumentar ligeramente la hoja para separarla del tejido nervioso. Cortar el seno de la longitud de la VNC evitando al mismo tiempo las raíces de los nervios, los nervios segmentarios, o las conectivas entre ganglios. </li><li> A continuación, retire parte del cordón nervioso ventral porcortar las raíces distales al lugar donde el vaso sanguíneo se une a las raíces. Repita este proceso para cada ganglio lo largo de la longitud del cordón nervioso ventral. </li><li> Transferencia de un segmento de uno o dos ganglios a un plato de Petri pequeña. Los ganglios o el único ganglio tiene que ser clavado tensa con cierta holgura. </li><li> Pin de los conectivos y las raíces para la vaina glial ganglio se estira un poco para evitar que los cuerpos celulares de las neuronas de moverse cuando empalar a través de la vaina de la glía y en la neurona de interés. Los pasadores deben ser colocados a través del seno negro para las raíces y en el medio de los dos conectores para minimizar el daño de los axones (Figura 3). </li><li> Coloque la placa de Petri con la preparación en el microscopio y fijarlo con cera en el fondo del plato para evitar el movimiento. </li><li> Enfocar con cuidado el haz de luz con un espejo y un condensador de luz para ver las neuronas como en la figura 4A (que se muestra esquemáticamente en la Figura 4B </stRong&gt;). Fíjese en las dos grandes Retzius células en el centro del ganglio. </li><li> Para hacer una grabación intracelular del Rz, T, P y N neuronas, coloque cuidadosamente la punta del electrodo sobre la célula de interés y baje con cuidado la punta hasta un hoyuelo se ve en la vaina glial. </li><li> Toque en el portaelectrodo o manipulador (con mucho cuidado) de modo que la punta del electrodo &quot;pops&quot; en la célula de interés. </li><li> Inyectar pulsos cortos (30-40 mseg) de corriente positiva (1-10 nA) en la célula para evocar potenciales de acción. </li></ol> 3. El cultivo de las neuronas de la ventral Preparación Ganglio <ol><li> Pin el lado ventral ganglios en un plato limpio que contiene L-15 con suero de ternera fetal (FCS) (Figura 3). Fijar las raíces para que los ganglios se estiran ligeramente como se hizo anteriormente para registros intracelulares. Con las tijeras finas, mella la cápsula glial en un extremo, deslizar una hoja de las tijeras debajo de la cápsula, luego se corta a través de la cápsula de la glíacomo se muestra en la Figura 5A. </li><li> Añadir 100 l alícuota de colagenasa / dispasa al plato y colocar en un agitador durante 15 min. Examine las células moviendo los medios de cultivo alrededor de los cuerpos de las células expuestas. Volver a las células para el agitador durante otros 15 minutos o más hasta que las células salen con succión mínima. </li><li> Utilizar una pipeta unida a una jeringa para extraer suavemente las células del ganglio. Fuego pulir la punta de la pipeta de manera que es ligeramente mayor que el diámetro del cuerpo celular. Para las células Rz en una sanguijuela adulto, el diámetro debe ser de aproximadamente 50 micras. </li><li> Preparar una variedad de pipetas con diferentes diámetros sin un filamento ya que esto disminuye las posibilidades de que las células se pegan en el interior de la pipeta. Guarde las pipetas en un frasco que contiene 80% de etanol (EtOH) con una bola de algodón en la parte inferior para proteger las puntas se astille. Recuerde lavar el EtOH fuera de la pipeta con el medio antes de aspirar las células. </li><li> Después del tratamiento enzimático, lave elmedio con L-15 (con FCS) 2x que contiene la enzima. Identificar las células de interés y extraer suavemente en la pipeta tirando de la jeringa (Figura 6A). Descargue las células aspiradas en otro plato que contiene L-15 (con FCS). </li><li> Hasta ahora, todos los procedimientos fueron no estéril. Realice los siguientes pasos en una campana estéril. Ponga 3-4 gotas grandes de L-15 estéril (con FCS) en diferentes ubicaciones dentro de una placa de Petri estéril. </li><li> Pipetear las células en una de las gotas antes mencionados-, que sopla a su alrededor en la caída de lavarlos. Repita este en serie en 3 o 4 gotas de medio. </li><li> Colocar las células en una placa de Petri limpia llena con L-15 (con FCS). </li><li> Se incuban las células durante 1-24 horas a temperatura ambiente. Posteriormente las células limpias se pueden sembrar. Al dejar las células durante unas horas o toda la noche la matriz extracelular se desprende fácilmente. Placa de las células inmediatamente para generar procesos más largos. </li><li> Utilice sustrato estéril para cubrir una micropocillos di<html> sh y deje que se seque por completo (durante la noche) antes de cultivar experimentos. </li><li> Después de que el plato se ha recubierto, lavar el plato suavemente con agua estéril y después con una pequeña cantidad de medio L-15. Recuerde que debe utilizar la solución de L-15 sin el FCS añadido para permitir que las células se adhieran al plato. El medio se puede cambiar suavemente a L-15 con FCS después de que las células se han adherido al sustrato. Si las células se van a utilizar unas pocas horas después de la siembra, a continuación, cambiar el medio a L-15 con FCS no es necesario. </li><li> Colocar las células junto a la otra en el momento de la siembra para inducir la rápida sinaptogénesis (Figura 6B). Después de 24 horas medida la actividad fisiológica en los emparejamientos de las neuronas. </li><li> Utilice intracelulares técnicas electrofisiológicas para grabar RP o las respuestas sinápticas en pares cultivadas de células (1 estimular las neuronas a través de un electrodo y de registro intracelular respuestas de la célula se combina el uso de un segundo electrodo intracelular). </li></ol>título &quot;&gt; 4. Ganglio cuerpo Preparación pared <ol><li> Pin el lado dorsal de sanguijuela en un plato de elastómero forrado como se describió anteriormente. </li><li> Pin de la piel a un lado con las raíces en el otro lado del ganglio cortada (Figura 7A, ampliada en la Figura 7B) o hacer una ventana en la cara ventral de la sanguijuela más de un ganglio (Figura 7C) con todas las raíces para el cuerpo pared intacta. </li><li> Después de obtener un registro intracelular estable en una de las células sensoriales (T, P, N) utilizar una varilla de vidrio pequeño que ha sido pulida al fuego hasta que toque ligeramente la piel en el mismo segmento. Si la neurona que se está grabando a partir de una célula es N, entonces se necesita más presión para ser aplicado a la piel. En la mayoría de los casos, la celda N sólo responderá si la piel se pellizca con pinzas. Por esta razón, estas células deben ser juzgados última como se podría dañar la piel o desplazar la recodificación intracelular perturbando la preparación de tal manera. </li><li> Uno debe sercapaz de esbozar rápidamente en la piel y ganglio con detalles suficiente que un mapa de donde uno tocado se puede utilizar para determinar el campo receptivo de una neurona particular. Después de la grabación de la mayor cantidad de células T y P como sea posible en ambos lados de un ganglio tratar las N células. </li><li> Con el fin de examinar si las neuronas sensoriales tienen procesos que viajan a través de los conectores de manera rostral o caudal y luego de sus raíces en el segmento adyacente a la piel, las conectivas entre ganglios se pueden cortar y los campos receptivos reexaminados en lo que respecta a la propagación de la detección. Básicamente se está examinando si se ha producido ninguna pérdida en el campo receptivo. </li></ol> 5. La inyección de Colorantes Fluorescentes <ol><li> Preparar un ganglio sanguijuela como se describió anteriormente. </li><li> Llenar un microelectrodo con una solución de amarillo Lucifer-CH (3,0%) y cloruro de litio (300 mM). </li><li> Madero con una de las células sensoriales o células Rz en el lado ventral del ganglio como se describeanteriormente. </li><li> Inyectar colorante en la célula por el paso de corriente negativa (3 nA) a través del electrodo durante 15 min. Establezca la duración de pulso de 100 ms y la frecuencia de 2 Hz. </li><li> Visualice las neuronas tinte lleno excitando el tinte con una lámpara de mercurio y un filtro para FITC / GFP. </li></ol>

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Los autores no tienen nada que revelar.

El propósito de esta serie de experimentos fue de 1) para enseñar y exponer los principios fundamentales de registros intracelulares de las neuronas identificables y 2) reconocer las formas características de las señales eléctricas que pueden surgir de estos tipos neuronales particulares utilizando sanguijuelas adultas. Hay una rica historia de las investigaciones utilizando la sanguijuela para las investigaciones neurofisiológicas y la investigación está en curso para hacer frente a las cuestiones de los circuitos neuronales y la regulación génica durante el desarrollo, así como durante la reparación y regeneración 10 sináptica. La neuromodulación, en particular a través de vías de aminas biógenas, también ha sido una línea de investigación con éxito en la sanguijuela. Mediante la adición de dopamina y otros agentes farmacológicos en el sistema nervioso a través de la solución salina, se ha demostrado que la dopamina modula redes neuronales implicados en la toma de decisiones 23 y los patrones de motor para el rastreo comportamiento 24,25. Este enfoque experimental es un simple (y barata) manera de incorporar la modulación en el laboratorio de enseñanza, y el ajuste de la composición iónica de la solución salina es una manera efectiva de enseñar a las ecuaciones Nernst y Goldman-Hodgkin-Katz. Para tener éxito con las preparaciones ganglionares que es importante contar con el ganglio tenso antes de tratar de meter un soma con un electrodo intracelular. De lo contrario, el soma se moverá al ejercer presión sobre el paquete glial. Además, cuando desheathing el ganglio para la eliminación de las neuronas para el cultivo, evitar la región de interés al cortar a través del ganglio somas de modo no están dañados, ya que se eliminan. Además, la incubación excesiva en las enzimas puede resultar en las neuronas ser demasiado frágiles para ser eliminado. Se requiere un poco de ensayo y error para lograr un momento ideal de incubación, ya que cada lote de enzimas es ligeramente diferente en sus acciones. Más investigación para optimizar los medios de cultivo podría mejorar esta técnica. VariOUS factores, tales como la presencia de insulina, azúcares, o factores de crecimiento podrían ser examinados por más tiempo el mantenimiento de cultivos. Para determinar si las células mantienen su capacidad de sintetizar transmisores, tales como la síntesis de serotonina en las células Rz, tinción de rojo neutro se puede aplicar a etiquetar procesos serotoninérgicos. Invasión También microglial al tejido lesionado y la regeneración se puede cuantificar por manchas nucleares días después de una lesión. Aunque esta preparación tiene muchos beneficios para ofrecer en el examen de la regeneración y reparación, así como los circuitos neuronales, la identificación farmacológica y molecular de los diversos subtipos de receptores en las sinapsis no se han caracterizado completamente. Una biblioteca de etiquetas de secuencia expresada está disponible 26, y el genoma sanguijuela medicinal está siendo ensamblado actualmente 27, pero la principal limitación en la sanguijuela en comparación con algunas preparaciones modelo es la capacidad de modificar el genoma de los genes selectivos en tipos de células específicos. En embriones tsu limitación se ha abordado mediante la inyección de ADN o ARN de doble cadena para regular la expresión del gen 28. La técnica de pistola génica se ha utilizado recientemente para expresar conexina invertebrados (innexin) las proteínas en las neuronas de sanguijuela. Expresión de un innexin de Hirudo verbana (Hve-inx6) es suficiente para la formación de uniones intercelulares ectópicos en la sanguijuela medicinal 29. La sanguijuela-o medicinal H. verbena por así decirlo 30 es seguro para avanzar en nuestra comprensión de la fisiología y la evolución de las sinapsis eléctricas en los próximos años.

La preparación de sanguijuela es útil para la investigación de la función de identificación (sensoriales, motoras y inter-neuronas dentro del sistema nervioso central de los animales (SNC). La propiedad útil de las neuronas de sanguijuela es que la forma de sus potenciales de acción y propiedades biofísicas son característicos de un dado tipo de célula (es decir, P, N, T, Rz). neuronas Por otra parte se pueden quitar del animal y se cultivaron en un medio adecuado en el que las células mantienen sus características eléctricas durante tanto tiempo como 45 días 1,2. Una clara ventaja del ganglio sanguijuela para el aprendizaje de cómo hacer grabaciones electrofisiológicas es que las células son característicamente y fiable dispuestos en el ganglio en un patrón que permite la identificación de distintos tipos de células de ganglio a ganglio y de animal a animal. La ubicación única y la morfología de las neuronas en los ganglios sanguijuela tomó nota de Retzius ya en 1891 3. Conocimiento de the identidad y la función de una neurona es ventajoso para la investigación de los circuitos neuronales y para la fabricación de experimentos con un tipo de célula dado. Debido a la relativamente grande cuerpos celulares de las neuronas dentro de un ganglio que son visibles con un microscopio de disección, y la somata pueden ser empalados selectivamente con microelectrodos para registrar sus propiedades eléctricas. Colorantes y grandes moléculas se pueden inyectar en células individuales y las propiedades del canal estudiados por patch clamp. Corrientes iónicas que dan lugar a las diversas formas de los potenciales de acción característicos en diferentes neuronas se han identificado 4-7. De las investigaciones en el patrón de inervación y la ramificación de las neuronas individuales dentro del sistema nervioso central, las conexiones sinápticas se han reproducido en la cultura con las neuronas identificadas 2,8. Los estudios en los ganglios sanguijuela han proporcionado información sobre el desarrollo de los circuitos funcionales que se puede medir con la electrofisiología, así como con al poe el comportamiento animal estudios. La sanguijuela CNS también ha servido como una valiosa preparación para la investigación de los mecanismos involucrados en la reparación y regeneración neuronal en todo el animal y en la cultura 4-6,9-12. En los cerebros de mamíferos, es una tarea de enormes proporciones para explicar el comportamiento en términos de las propiedades y las conexiones de las neuronas identificadas individuales. En principio se puede esperar que el estudio de sistemas menos complejos, como la sanguijuela podría ayudar a definir los mecanismos básicos que se utilizan en los animales superiores. Las conexiones que se utilizan que subyacen a un patrón de natación 13,14 y ritmicidad del corazón 15 han sido bien caracterizados en la baluma. La capacidad de algunas neuronas de sanguijuela para formar tanto la comunicación eléctrica y química es intrigante. Algunas conexiones son bidireccionales, mientras que otras son unidireccionales químicamente pero bidireccional eléctricamente 7. La comprensión de las conexiones sinápticas en el animal, así como la recreación de la misma type de las conexiones en una placa de cultivo son herramientas poderosas para la investigación de la sinaptogénesis 16-18, así como los perfiles farmacológicos de sinapsis 19. Las técnicas de registro y estimulación intracelular aquí descritos proporcionan una base para los ensayos farmacológicos y la investigación en neuroetología y desarrollo. Además, el cable de segmentaria nervioso ventral puede ser diseccionado con un parche de piel inervada. Con la capacidad de mantener un parche de piel y las neuronas vivas, campos receptores sensoriales se puede probar mediante el registro de las señales eléctricas desde el cuerpo celular (es decir, soma) de las neuronas sensoriales dentro respectiva ganglio abdominal en el SNC. De esta manera se puede evaluar la sensibilidad de las terminaciones sensoriales mediante la aplicación de diversos grados de fuerza en la piel y asignar campos receptivos: ligero toque, presión y nociva (dolorosa) estímulos 20,21. Una ventaja de esta preparación ganglio-piel sanguijuela es que uno CAn dibujar anatómicamente el mapa de campo receptivo y rastrear los procesos neuronales de las neuronas identificadas vez se están grabando las respuestas eléctricas. Los tres experimentos sanguijuela se describen a continuación pueden ser completados en múltiples ocasiones con un solo ejemplar, que hace de este un módulo de enseñanza rentable para los laboratorios académicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="256">
	<colgroup>
		<col span="4" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:64px;">Sylgard</td>
			<td style="width:64px;">Dow Corning</td>
			<td style="width:64px;">&#160;182 silicone kit</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;P9333&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;C5670&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Tris/maleic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Bleach&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td>To chloride silver wire</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">NaOH</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;221465&#160;</td>
			<td>To adjust pH</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">HCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;H1758</td>
			<td>To adjust pH</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="3" height="21" style="height:21px;">CULTURING MATERIALS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Name of the Reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Collagenase/Dispase</td>
			<td>Boehringer Mannheim&#160;</td>
			<td>&#160;269-638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Leibovitz L-15 with L-Glutamine</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>041-01415H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;">Fetal calf serum</td>
			<td>Ready Systems Ag&#160;</td>
			<td rowspan="2"></td>
			<td rowspan="2"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">04-001</td>
		</tr>
		<tr height="102">
			<td height="102" style="height:102px;">D-Glucose-Monohydrate</td>
			<td>Merck</td>
			<td>8342</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Gentamycin sulfate&#160;</td>
			<td>any&#160; supplier</td>
			<td></td>
			<td>10 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Glutamine</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>043-0503H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">HEPES</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>3375</td>
			<td>Free acid, crystalline</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Concanavalin A Type IV</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>C 2010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Poly-L-Lysine Hydrobromide</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>P 7890</td>
			<td>MW 15-30,000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">&#160;Microwell plate, 60 x 10 &#956;l</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>3034</td>
			<td>Flat bottom, 10 in a bag</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Material Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Dissecting tools</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>&#160;assortment</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Intracellular electrode probe</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Faraday cage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Insect Pins</td>
			<td>Fine Science Tools, Inc</td>
			<td>&#160;26001-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Dissecting microscope (100X)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Fiber optic lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Small adjustable mirror</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To direct light beam toward the preparation.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Glass electrodes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;CLS7095B5X</td>
			<td>Box of 200, Suction electrodes</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>&#160;MD4-M3-R</td>
			<td>&#160;Can fix for base or on a metal rod</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Raised preparation stand</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Silver wire (10/1,000 inch)</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>&#160;782500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Computer</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">AC/DC differential amplifier</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">PowerLab 26T</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>&#160;27T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Head stage</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Comes with AC/DC amplifier</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">LabChart7</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Electrical leads</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Glass tools&#160;</td>
			<td>make yourself</td>
			<td></td>
			<td>For manipulating nerves</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Cable and connectors</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Pipettes with bulbs&#160;</td>
			<td>&#160;Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>&#160;13-711-7</td>
			<td>Box of 500</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Beakers</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Wax or modeling clay</td>
			<td>any company or local stores</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Stimulator</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>SD9 or S88</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;">Plastic tip for suction electrode</td>
			<td rowspan="2">local hardware store (Watt&#8217;s brand)</td>
			<td rowspan="2">&#188; inch OD x 0.170 inch ID</td>
			<td>Cut in small pieces. Pull out over a flame and cut back the tip to the correct size.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intracellular recording, sensory field mapping, and culturing identified neurons in the leech, hirudo medicinalis

La sanguijuela de agua dulce, Hirudo medicinalis, es un organismo modelo versátil que se ha utilizado para tratar las cuestiones científicas en el campo de la neurofisiología, neuroetología y la biología del desarrollo. El objetivo de este informe es la consolidación de las técnicas experimentales del sistema de sanguijuela en un solo artículo que será de utilidad para los fisiólogos, con experiencia en otras preparaciones del sistema nervioso, o para estudiantes de biología, con poca o ninguna experiencia en electrofisiología. Demostramos cómo diseccionar la sanguijuela para el registro de manera intracelular de los circuitos neuronales identificadas en el ganglio. Siguiente mostramos cómo las células individuales de función conocida se pueden quitar del ganglio a ser cultivadas en una placa de Petri, y cómo grabar desde esas neuronas en cultivo. A continuación mostramos cómo preparar un parche de piel inervada que se utilizará para el mapeo de campos sensoriales o motoras. Estas preparaciones sanguijuela siguen siendo ampliamente utilizados para hacer frente a las propiedades eléctricas básicas de Networ neuralks, el comportamiento, la sinaptogénesis, y el desarrollo. Son también un módulo de capacitación apropiados para la neurociencia o la fisiología laboratorios docentes.

Grabaciones intracelulares de las neuronas sensoriales en el ganglio de la sanguijuela se caracterizan por sus distintas trazas de tensión-tiempo que se muestran en la Figura 4C. El potencial de membrana de células en reposo en las células ganglionares de la sanguijuela sanos es de -45 a -60 mV. Si los potenciales son más pequeñas (menos negativo) se debe cambiar el electrodo de vidrio, o si el potencial es aún baja, pasar a otro segmento del cordón nervioso. Potenciales de acción espontáneos con escasa amplitud pueden indicar que el electrodo está en una neurona motora. Si esto sucede en la pared ganglio-cuerpo una inyección de corriente se puede utilizar para determinar si la neurona inerva cualquiera de los músculos todavía adheridos a la piel. La neurona motora erector de anillo (AE) está en el lado ventral del ganglio (Figura 4B) y provocará que los anillos (crestas o segmentos) a subir por la activación del músculo erector de anillo. El suministro de intensidad en las células sensoriales debe evocar potencial de accións con las formas de onda característicos mostrados en la Figura 4C. Si las formas de onda tienen un aspecto diferente que podría ser debido a un puente no balanceado o compensación de capacitancia offset. Se debe consultar el manual que acompaña a la unidad de adquisición de la señal para obtener detalles sobre cómo equilibrar el puente dentro de una celda. Observe los artefactos de estímulo al principio y al final de los impulsos de corriente en la Figura 4C. Así es como los artefactos se ven cuando el puente está balanceado. Los cultivos primarios de neuronas de ganglio de la sanguijuela forman sinapsis eléctricas y químicas en el plato. Inicialmente las propiedades eléctricas de las células cultivadas no son exactamente los mismos que son in vivo. Sin embargo después de unos días los impulsos son casi indistinguibles de los registrados en el ganglio. Esto se demuestra en la Figura 6C con un par de células Rz. Después de 7 horas en la cultura de la amplitud de los potenciales sinápticos fue 1-2 mV. Después de 56 horas en la cultura sypotenciales Naptic eran mayores de 10 mV (top huellas en la Figura 6C). La forma del potencial de acción también cambia después de 56hr en la cultura. En las condiciones descritas estas células son viables durante varios días. La comunicación intercelular se puede demostrar mediante la estimulación de las raíces nerviosas o conectivas y la grabación de las neuronas en el ganglio. La estimulación de estos nervios genera potenciales sinápticos robustos y potenciales de acción en las diferentes células ganglionares. Las huellas en la Figura 8B se registraron a partir de una célula de Retzius en un ganglio que había sido eliminado del animal y fijado en un plato. El trazo negro fue evocado por un estímulo subumbral aplicada con un electrodo extracelular al conectivo. El aumento de la tensión de estímulo causado a la célula para disparar un potencial de acción (línea roja). Colorantes o peroxidasa de rábano picante fluorescente puede ser inyectado en estas células para estudiar su morfología. Amarillo Lucifer se inyectó en un Rzneurona haciendo pasar una corriente a través del electrodo negativo. Una alternativa es inyectar el medio de contraste mediante bocanadas de aire a presión. Figura 9A muestra el tinte poco después de que comenzó la inyección. Treinta minutos más tarde, el tinte ya se había difundido en las raíces de los nervios (Figura 9B). El tipo de colorante depende de la aplicación, por ejemplo, pequeños tintes de peso molecular que pueden pasar a través de uniones se utilizan para identificar las sinapsis eléctricas. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig1.jpg" width="600px" /> Figura 1. . Sanguijuela disección ventral (A) El animal se fija detenidamente lado ventral hacia arriba en una fuente de elastómero-alineada llena con solución salina sanguijuela (B) Se realiza una incisión poco profunda que atraviesa el anterior:. Eje posterior se hace justo lateral a la línea media para evitar daños en el nervio espinal. El seno de sangre negro (que contains el cordón nervioso ventral) puede ser visto fácilmente. Nota el ganglio expuesto que es blanco en comparación con la vaina. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig2.jpg" width="600px" /> Figura 2. Disección del seno negro. El vaso sanguíneo (flecha) debe cortarse con cuidado en un lado para exponer el cordón nervioso ventral (flecha doble). Deja segmentos de los vasos sanguíneos intactos alrededor de las raíces segmentarias para su uso como un mango para manipular el cordón nervioso ventral cuando se transfieren entre disección y platos de grabación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig2highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 3"fo: content-width = &quot;3in&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/50631/50631fig3.jpg&quot; width = &quot;400px&quot; /&gt; Figura 3. Sección aislada de la cordón nervioso ventral. Fijación de la cordón nervioso ventral por los fragmentos de los vasos sanguíneos restantes en las raíces segmentarias y en los extremos de las conectivas segmentarias expone los ganglios para registros electrofisiológicos. Un tenso estiramiento de los ganglios permite ver los cuerpos de las células identificables y permitirá una penetración más fácil de la vaina glial con un electrodo de vidrio agudo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig4.jpg" width="600px" /> Figura 4. Anatomía celular del ganglio sanguijuela. (A) Lo ideal sería que las células de Retzius (R) y otros órganos de células grandes (P-prensaUre, T-touch, N-nociceptivo, erector AE-anillo) será claramente visible si el microscopio y el condensador de luz están configurados correctamente. (B) Representación esquemática de las células en el ganglio. Pequeñas diferencias en la ubicación de los somas se producirán en cada ganglio debido a cómo se estira el ganglio y fijó tensa. Potenciales (C) Acción grabadas desde el soma de estas neuronas tienen formas de onda característicos. Estos picos fueron evocados mediante la inyección de corriente positiva en la célula (pulso cuadrado superponer las trazas en tiempo de tensión). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig5.jpg" width="600px" /> Figura 5. Desheathing el ganglio para eliminar cuerpos celulares individuales. (A) La vaina glialse debe cortar cuidadosamente a través del ganglio para evitar dañar las células de interés. La línea roja indica un corte para evitar golpear el soma de las neuronas Rz. Abrir la vaina da las enzimas digestivas acceder a la matriz de tejido conectivo. (B) los cuerpos celulares sanas abultamiento del ganglio después de la vaina glial se ha abierto. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig5highres.jpg" target="_blank">Haz click aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="La figura 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig6.jpg" width="600px" /> Figura 6. El cultivo de neuronas del ganglio de sanguijuela. Las células (A) se aspiran desde el ganglio utilizando una micropipeta y se transfieren a un plato que contiene medios de cultivo. (B) colocar múltiples células cerca uno de otro aumentará la tasa de sinaptogénesis entre las neuronas identificables. Aquí el estudiantemps de dos neuronas han formado una sinapsis. (C) Las neuronas en la cultura de exposiciones ligeramente diferentes propiedades eléctricas. Los principales vestigios muestran potenciales sinápticos evocadas por la estimulación de la célula adyacente 7 horas y 56 horas después se sembraron las células. Las huellas inferiores fueron evocados mediante la inyección de corriente directamente en una de las celdas Rz. Tenga en cuenta el aumento de la amplitud del potencial sináptico y cambiar en el potencial de acción de forma de onda después de 56 horas en cultivo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig6highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="La figura 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig7.jpg" width="600px" /> Figura 7. La preparación de la pared ganglio-cuerpo sanguijuela para campos receptivos de mapeo. (A) Un enfoque es eliminar toda una sección de la pared del cuerpo a lo largo con 1-3 ganglios. Aquí las raíces de un lado han been corte y el ganglio ha sido fijado a los lados. (B) Un Fijado hacia fuera ganglio a mayor aumento. (C) Otro enfoque es crear una pequeña ventana en la pared del cuerpo y el registro de los ganglios intacta, mientras que la asignación de un campo receptivo . (DG) Cada una de las neuronas sensoriales exhibe una respuesta característica a un estímulo mecánico. (D) Un toque de luz evoca la actividad en las células T, pero no en P o N células. (E) La respuesta de las células T se apaga en respuesta a la fuerte estímulos, dando lugar a la activación de la célula P. A medida que el estímulo se hace más fuerte las N células se activa (FG). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig7highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig8.jpg" width="600px" /> FigurE 8. actividad evocada en el ganglio de la sanguijuela. estimulación extracelular de las conectivas se puede utilizar para conducir la transmisión sináptica en el cordón nervioso. (A) Esto se hace uniendo un electrodo de succión a uno de los conectores y la aplicación de un pequeño voltaje. El electrodo de vidrio afilado (flecha) se puede ver empalar a una celda de Retzius en el ganglio. (B) trazas de tensión-tiempo que muestran el artefacto de estímulo seguido de un potencial sináptico (negro) y un potencial de acción (rojo). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig8highres.jpg" target="_blank">Haz click aquí para ver más grande imagen</a> . <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig9.jpg" width="600px" /> Figura 9. Inyectar líquido de contraste en las neuronas de sanguijuela. (A) de color amarillo Lucifer se puede inyectar en el soma pasando corriente through el microelectrodo grabación. Una lámpara de mercurio y el filtro para FITC se pueden utilizar para visualizar la fluorescencia. (B) Dye ha difundido en el Rz axones alrededor de 30 minutos después de la inyección. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig9highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> .

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Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

Este artículo describe tres preparaciones del sistema nervioso usando sanguijuelas: registro intracelular de las neuronas en los ganglios ventrales, el cultivo de neuronas de los ganglios ventrales, y grabe de un parche de piel inervada asignar campos sensoriales.

Intracelular de grabación, Sensorial Asignación de campos, y el cultivo de neuronas identificadas en el Leech, Hirudo medicinalis</i

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of ...

intracellular-recording-sensory-field-mapping-culturing-identified

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

19.5K vistas.  University of Kentucky.  Este artículo describe tres preparaciones del sistema nervioso usando sanguijuelas: registro intracelular de las neuronas en los ganglios ventrales, el cultivo de neuronas de los ganglios ventrales, y grabe de un parche de piel inervada asignar campos sensoriales. 

Video: Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Las respuestas de los análisis de las neuronas sensoriales olfativas ratón Utilizando la grabación Electroolfactogram Aire fase

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Investigación

Neurociencias

Live-imaging of PKC Translocation in Sf9 Cells and in Aplysia Sensory Neurons

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and learning and memory. There are four known families of PKC isoforms in vertebrates: classical PKCs (&alpha;, &beta;I, &beta;II and &gamma;), novel type I PKCs (&#949; and &eta;), novel type II PKCs (&delta; and &theta;), and atypical PKCs (&zeta; and &iota;). The classical PKCs are activated by Ca2+ and diacylclycerol (DAG), while the novel PKCs are activated by DAG, but are Ca2+-independent. The atypical PKCs are activated by neither Ca2+ nor DAG. In Aplysia californica, our model system to study memory formation, there are three nervous system specific PKC isoforms one from each major class, namely the conventional PKC Apl I, the novel type I PKC Apl II and the atypical PKC Apl III. PKCs are lipid-activated kinases and thus activation of classical and novel PKCs in response to extracellular signals has been frequently correlated with PKC translocation from the cytoplasm to the plasma membrane. Therefore, visualizing PKC translocation in real time in live cells has become an invaluable tool for elucidating the signal transduction pathways that lead to PKC activation. For instance, this technique has allowed for us to establish that different isoforms of PKC translocate under different conditions to mediate distinct types of synaptic plasticity and that serotonin (5HT) activation of PKC Apl II requires production of both DAG and phosphatidic acid (PA) for translocation 1-2. Importantly, the ability to visualize the same neuron repeatedly has allowed us, for example, to measure desensitization of the PKC response in exquisite detail 3. In this video, we demonstrate each step of preparing Sf9 cell cultures, cultures of Aplysia sensory neurons have been described in another video article 4, expressing fluorescently tagged PKCs in Sf9 cells and in Aplysia sensory neurons and live-imaging of PKC translocation in response to different activators using laser-scanning microscopy.

In this video, we demonstrate visualization of PKC translocation in living cells using fluorescently tagged PKCs.

En vivo de imágenes de la translocación de PKC en células Sf9 y en las neuronas sensoriales Aplysia

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and ...

Flash Photolysis of Caged Compounds in the Cilia of Olfactory Sensory  Neurons

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds1. Caged compounds are molecules made physiologically inactive by a chemical cage that can be broken by a flash of ultraviolet light. Here, we show how to obtain patch-clamp recordings combined with photolysis of caged compounds for the study of olfactory transduction in dissociated mouse olfactory sensory neurons. The process of olfactory transduction (Figure 1) takes place in the cilia of olfactory sensory neurons, where odorant binding to receptors leads to the increase of cAMP that opens cyclic nucleotide-gated (CNG) channels2. Ca entry through CNG channels activates Ca-activated Cl channels. We show how to dissociate neurons from the mouse olfactory epithelium3 and how to activate CNG channels or Ca-activated Cl channels by photolysis of caged cAMP4 or caged Ca5. We use a flash lamp6,7 to apply ultraviolet flashes to the ciliary region to uncage cAMP or Ca while patch-clamp recordings are taken to measure the current in the whole-cell voltage-clamp configuration8-11.

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds. Here, we show how to obtain patch-clamp recordings combined with photolysis of caged cAMP or caged Ca for the study of olfactory transduction in dissociated mouse olfactory sensory neurons.

Flash fotólisis de compuestos enjaulados en los cilios de las neuronas sensoriales olfativas

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds1. ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

La grabación simultánea de señales de calcio en neuronas identificadas y comportamiento de alimentación de Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Todo el montaje de Immunolabeling olfativa del receptor de las neuronas en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Antena

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Una guía para<em&gt; En vivo</em&gt; Single-unidad de grabación de Optogenetically Identificado cortical inhibitorio interneuronas

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

Perforado grabación de patch-clamp de ratón neuronas sensoriales olfativas en neuroepitelio Intacto: Análisis funcional de las neuronas que expresan un odorante del receptor Identificado

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Método electrofisiológico para registrar las respuestas de voltaje intracelular<em&gt; Drosophila</em&gt; Los fotorreceptores y interneuronas a la luz Estímulos<em&gt; En Vivo</em