Este trabajo fue apoyado por la Fundación AO (S-08-42G) y RISystem AG. Nos gustaría extender un gran &quot;¡gracias!&quot; para el equipo de Stephan Zeiter en el Instituto de Investigación AO Davos, Suiza por ser tan complaciente en permitirnos usar sus instalaciones OR para la filmación de este procedimiento quirúrgico.

Cuidado de los animales y los protocolos experimentales fueron seguidos de acuerdo con las directrices del NIH y aprobados por el Centro Médico Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión Beth Israel Deaconess, de Boston, MA. (Número de protocolo: 098-2.009) 1 Preparación de materiales quirúrgicos e instrumentos <ol><li> Esterilizar todos los materiales quirúrgicos e instrumentos utilizados para llevar a cabo la cirugía antes de su uso. Empaque materiales necesarios, con o sin una bandeja de instrumentos, dentro de un paño doblado o papel envuelto y selle con cinta de autoclave para la esterilización por vapor. La temperatura de la autoclave debe ser de al 125-135 ° C durante 20-25 min de tiempo de esterilización, y luego 10-15 minutos de tiempo de secado. </li><li> Asegúrese de que en el momento de la cirugía las ratas son de 200-250 g. Esto es muy importante porque si las ratas son más pesados ​​en tamaño, a continuación, un fijador de tamaño diferente debe ser utilizado. Para las ratas se debe utilizar la versión más pesado que 250 ga más grande del sistema de fijador externo. </li> &lt;/ Ol&gt; 2. Procedimiento quirúrgico y la aplicación del fijador externo <ol><li> Compra ratas Sprague-Dawley (o cualquier otra cepa) (machos o hembras, 200-250 g) de cualquier proveedor animales certificado. Siga los cuidados adecuados a los animales y los protocolos experimentales de acuerdo con las directrices nacionales que esté aprobado por el Comité Institucional Cuidado de Animales y el empleo del investigador. Permita un mínimo de periodo de aclimatación de 48 horas antes del procedimiento. </li><li> Para la cirugía, el transporte de la rata a una sala dedicada a procedimiento quirúrgico. </li><li> Anestesiar la rata con isoflurano primero a través de la cámara de inducción, y luego continuar con la mascarilla conectada a una máquina de anestesia a una velocidad de 1,5-2% en 1-1,5 L de O 2 / min. Al inicio de la cirugía asegurarse de que el animal es bajo anestesia profunda. Para ello, utilizar la técnica de reflejo pedal por extender la extremidad y pellizcar la tela entre los dedos con los dedos (no el propio dedo del pie!). El animal no es Dofficiently anestesiado si se retira el miembro, contracción muscular se produce o si el animal hace ruido. </li><li> Después de la rata está bajo anestesia general profunda para la cirugía, se inyecta el antibiótico (cefazolina, 20 mg / kg) y el analgésico buprenorfina (dosis 0,08 mg / kg) por vía intramuscular en la pierna derecha. Para evitar gran cantidad de pérdida de fluido durante la cirugía administrar por vía subcutánea solución salina estéril caliente a 3-5% del peso corporal antes de la cirugía, y si es necesario al final. Aplicar ungüento oftálmico estéril para los ojos para mantenerlos hidratados para evitar lesiones de la córnea. </li><li> Después de las inyecciones de medicamentos, afeitarse y limpiar toda la pata trasera derecha de la rata con chlorohezadine u otra solución de desinfección y transferir el animal a la mesa quirúrgica. (Sobre la pierna operada debe ser el mismo que el que fue inyectada.) </li><li> Colocar el animal sobre una superficie caliente en la posición prona (Figura 1A). Asegúrese de que la mascarilla permanece en la nariz y la boca de popaer la transferencia a la mesa de operaciones, y mantener el régimen de anestesia se menciona en el punto 2.3). Coloque el área del procedimiento quirúrgico con un paño fenestrado estéril de modo que sólo la pierna destinado a la cirugía está expuesta. </li><li> Hacer una incisión aproximada de 3-4 cm (Figura 1B) a través de la piel craneolateral corriendo sobre la superficie del fémur derecho desde el trocánter mayor a la región supracondílea de la rodilla usando un bisturí (Figura 1C). Exponer la diáfisis del fémur por la disección suave separar la fascia lata, y asegurarse de que el tejido muscular no se corta. Después de eso, separar además el vasto externo M. y M. bíceps femoral y levante la M. tensor de la fascia lata para exponer toda la longitud del fémur (asegurándose de que el nervio ciático se conserva; Figura 1D). </li><li> En el área prevista de osteotomía, preparar el fémur a mitad de camino a lo largo de la zona de la diáfisis liberando el tejido muscular circundante de la Femur. En primer lugar, empezar por poner el ascensor Henahan perpendicular a la superficie expuesta del fémur, y luego usando un escalpelo, suelte el músculo en el área adyacente. <ol><li> Continuar avanzando hacia adelante y dar la vuelta al fémur, permanecer cerca de la superficie del hueso, hasta que todo el tejido muscular circundante se libera de toda la sección media del hueso (donde se creará el defecto), y el tejido muscular está completamente limpia del hueso. Mientras hace esto, es muy importante estar cerca de la superficie del hueso para evitar cortar las embarcaciones grandes. </li></ol></li><li> Para un 5 mm defecto óseo grande, bucle 2 piezas de sierra de alambre Gigli (0,22 mm) alrededor del hueso en la orientación de medio-lateral (Figura 1E, F). Después de la sierra de alambre en bucle, la posición de una pieza en el lado distal del fémur, cerca de la articulación de la rodilla, y una segunda pieza en el lado proximal cerca de la articulación de la cadera. Sujete el cable Gigli piezas en cada lado usando S-forma de disección curva y Ligatfórceps Ure, de modo que se queda en el lugar previsto. Si se planea un solo corte osteotomía, a continuación, utilizar sólo una pieza de sierra de alambre. </li><li> Utilice la placa de fijador externo como plantilla para determinar la posición exacta del implante. La posición del fijador externo tiene que estar lo más cerca posible del centro del fémur. <ol><li> Coloque la placa de fijador externo en la superficie anterolateral del hueso. Esto se consigue mediante la rotación externa del fémur. En esa posición la capa de tejido blando está en su más delgado, lo que impide la excesiva tensión del tejido blando debajo de la placa fijador después de que la herida se cierra. </li><li> Luego levante ligeramente la placa de fijación externa de la superficie del hueso para asegurarse de que los orificios de la placa se centran a la superficie ósea. Sostenga el fijador externo con una pequeña pinza para que se quede paralelo al eje longitudinal del hueso, y luego usar una herramienta eléctrica o un taladro de mano que perfore el primer agujero en la parte proximal del fémur con el 0,79mm broca. Antes de avanzar hacia adelante, asegúrese de que la punta de la broca todavía está centrado en la superficie del hueso. </li><li> Si la punta de la broca sigue deslizándose, utilice el 1,00 mm contador cuerpo de desplazamiento (Figura 8F) para centrar la posición de la primera agujero. El lastre contador debe usarse para posicionar todos los pasadores de montaje restantes. Esto asegurará una perfecta alineación de los agujeros de perforación y la placa de fijador con respecto a la superficie del hueso. </li></ol></li></ol> 3. externa Fixator Implantación Método Utilización de la guía de sierra <ol><li> Asegúrese de que la placa del fijador externo no está montado al revés antes de la saturación en la guía de la sierra. Determinar esto comparando el tamaño de los orificios de la placa. El lado correcto es con el diámetro del agujero más grande hacia arriba. Si la diferencia entre el tamaño de los agujeros dentro del fijador no es aparente, utilizar la platina contador. <ol><li> Inserte la punta de la platina contador en uno de los agujeros enla placa de fijador, si el cuerpo de desplazamiento contador se ajusta fácilmente en el agujero, entonces este es el lado positivo del fijador, sin embargo, si la punta de la platina contador no encaja entonces este es un lado inferior del fijador, y tiene que ser volteado para la implantación en consecuencia. (Importante:.. Asegúrese de que para perforar perpendicular al eje longitudinal del hueso ya que esto asegurará una perfecta orientación del fijador a la superficie ósea La dirección de la primera perforación determina la orientación final del fijador en el hueso Recuerde que el pasadores de montaje tienen la misma longitud, y si el fijador no es paralelo al eje longitudinal del hueso de la distancia entre el fijador y el hueso pueden variar mucho y pueden impedir la capacidad de los cuatro pasadores de montaje para penetrar ambas corticales.) </li><li> Después de que se confirmó la orientación, una pinza de la placa de la guía de sierra (Figura 2A, B) y luego cortar la unidad en el hueso de manera que el primer orificio pretaladradoestá alineado con el primer agujero en la placa (Figura 2C). Utilice el 0,70 mm llave de tubo cuadrado insertado en el taladro de mano para conducir el primer pasador de montaje en el agujero. Hacer esto le permitirá el posicionamiento reproducible para los pasadores de montaje restantes. </li><li> Después de la primera clavija de montaje está en su lugar, a continuación, perforar el agujero más distante de la primera clavija de montaje en el lado distal, y conducir el segundo pasador de montaje en el agujero. El orden de la implantación de los dos pasadores de montaje medias no es importante. </li></ol></li></ol> 4. fijador externo Implantación Método Sin la guía de sierra: La aplicación del fijador externo también se puede realizar sin utilizar la guía de sierra. Los pasos iniciales de la implantación fijador externo son las mismas hasta la unidad con la guía de sierra se recorta en el hueso (paso 3.1). Si la guía de la sierra no se utiliza, es muy crucial para mantener la placa de fijador en la orientación correcta duranteel procedimiento de aplicación completa. El fémur necesita ser rotado externamente en la dirección anterolateral. <ol><li> Mantenga la placa de fijador externo con una pequeña abrazadera o en forma de S de disección curva y pinzas de ligadura de modo que sea paralelo al eje longitudinal del hueso (Figura 3A). La aplicación de la primera clavija de montaje va a determinar la alineación del fijador, por lo tanto, la rotación del hueso tiene que ser retenido hasta que se inserte el primer pasador (Figura 3B). Después de que el primer pasador está en su lugar, usar cuidadosamente las pinzas para sujetar la placa fijador que actúa como una guía de perforación. </li><li> Inserte la broca en el segundo hoyo - este es el agujero más distal a la brecha de la osteotomía planificada (Figura 3C). Antes de taladrar, asegúrese de que el segundo agujero tiene la misma orientación que el primer hoyo; También asegúrese de que después de la perforación se ha completado, ambas corticales son penetrados. </li><li> Inserte el 0,70 mm bo cuadradox llave para el taladro de mano y luego inserte el pasador de montaje en la punta. Con cuidado, la inserta en la placa del fijador externo sin perder la alineación del primer agujero previamente taladrado. </li><li> Tan pronto como la punta está en contacto con el hueso, comenzará a girar la llave bajo carga axial continua aplicada al extremo proximal del taladro de mano. Después de aproximadamente 5 vueltas completas, asegúrese de que el hilo en el extremo proximal del pasador de montaje atrapa el cuerpo de la placa de fijador externo. Este hilo bloquea el sistema. Deje de girar cuando el extremo de la rosca de hueso está cerca de la superficie superior del hueso (Figura 3D). </li><li> Después de los pines en la parte más distal y proximal están en su lugar, taladrar los dos agujeros del medio restantes. El orden de la implantación de las dos patillas centrales no es importante (Figuras 3C). </li><li> Después de que el fijador externo está en su lugar, utilice el 0,22 mm de alambre Gigli vio dirigida por la guía de la sierra para hacer que el defecto segmentario (Figure 4A). Si se elige el último método, la guía de sierra se recorta antes de hacer un defecto. <ol><li> Para esto, pasar un alambre de 0,22 mm Gigli vio a través de las ranuras 2 debajo del fémur (Figura 5A) para crear un defecto segmentario 5 mm por el movimiento recíproco hacia atrás y adelante (Figura 5B) utilizando riego suficiente (uso de 5 ml jeringa para dispensar solución salina a el momento de la creación defecto). Para evitar daños en el tejido blando, corte la sierra de alambre cerca del hueso en un lado después de completar la osteotomía. Retire la guía de la sierra (Figura 4B). </li></ol></li><li> Después se crea el defecto o la osteotomía, retire la guía de sierra y cerrar la herida en capas, el músculo primero (Figura 4C), y luego la piel (Figura 4D). Antes de que la herida se cierra, tratar el defecto como estaba previsto en el protocolo de estudio. Cierre la capa muscular y la fascia lata utilizando Ethibond Vicryl 4-0, y la piel con Ethicon Monocryl 3-0 suture. Evitar arrastrar el material de sutura sobre superficies no estériles, mientras que la sutura de heridas. Nota: Para evitar herida morder, la sutura no debe extremo distal para el implante inferior. Asimismo, cola de piel se puede utilizar en lugar de una sutura. </li><li> En los tres primeros días del postoperatorio, dar el analgésico rata cada 12 horas y antibiótico cada 24 horas. Por supuesto, el régimen post-operatorio de las drogas variará dependiendo de la marca y la marca de los fármacos utilizados por cada investigador (consulte las instrucciones de especificación de drogas). </li><li> Monitorear los animales con frecuencia después del procedimiento para asegurarse de que se recuperen de la anestesia y sólo entonces a regresar a las instalaciones de la vivienda. Proporcionar vivienda solitario durante los primeros días después de la cirugía para asegurarse de que no hay complicaciones. </li><li> Monitorear el agua, la ingesta de alimentos y el peso corporal después de la cirugía para asegurarse de que el animal no está en el dolor y la angustia. Si el animal muestra un nivel de disminución de la actividad, dificultad para movilizarse (posible fracaso del implante), ataxiuna, piel grasosa descuidado, tinción porfirina alrededor de los ojos y la nariz, postura encorvada, dificultad respiratoria, la ingesta reducida de alimentos y agua, etc, consulte a un veterinario. </li></ol> 5. Cambio de External Fixator Rigidez En vivo <ol><li> Si el protocolo de estudio requiere el cambio de la rigidez del fijador durante el proceso de curación in vivo este se consigue cambiando los elementos de conexión asegurados con los tornillos de enclavamiento especiales usando 0,5 mm caja de llave cuadrada unida al taladro de mano. Para este procedimiento, anestesiar la rata (consulte el 2,3 en el protocolo) y dar la analgesia (consulte el 2,4 en el protocolo) sólo una vez en el momento del procedimiento (Figura 6A). <ol><li> Sedar a la rata, y luego insertar la punta de la llave de 0,50 mm caja cuadrada en el tornillo de enclavamiento unido al lado del fijador montado, y empezar con cuidado girando en sentido contrario a las agujas del reloj hasta que el pasador es media salida (Figura 6B </strong&gt;). Después de esta parte es completa, repetir el procedimiento para el segundo pasador que está en el mismo lado de la placa de fijador externo (Figura 6C). </li><li> Cuando los dos pines en el mismo lado son a media salida, el uso de fórceps o una pinza para eliminar el elemento de conexión en el lado opuesto con un movimiento suave (Figura 6D). El elemento de conexión debe salir fácil, si no lo hace, a continuación, hacer un par adicional de vueltas en los dos tornillos de enclavamiento para asegurarse de que la punta del tornillo de enclavamiento no está incrustada en el elemento de conexión. </li><li> Después se retira el elemento de conexión, deslice el elemento de conexión rigidez deseada en lugar de la una eliminado (Figura 6E), y desde el lado opuesto con la llave de caja cuadrada comenzará a girar hasta que el tornillo de enclavamiento está a medio camino en el lado opuesto (figura 6F). Repita el mismo procedimiento para el segundo tornillo de bloqueo (Figura 6G). Importante: thse requerirán cambiar al lado opuesto de la placa para asegurarse de que los dos tornillos de enclavamiento están a mitad de camino en el lado en el que el elemento de conexión fue reemplazado (Figura 6H, I). </li><li> Después de esta parte se completa con éxito, eliminar el segundo elemento de conexión (Figura 6J) y sustituirlo por el mismo elemento de conexión rigidez como el que sustituyó en el lado opuesto (Figura 6K). Después de que el segundo elemento de conexión está en su lugar, comenzar a conducir el tornillo de enclavamiento hasta que el extremo del tornillo de enclavamiento sale del lado opuesto de la placa, y la punta del tornillo de enclavamiento ha salido la misma cantidad en cada lado (Figura 6L). Repita el mismo procedimiento para el segundo tornillo de bloqueo (Figura 6 M, N). Este procedimiento dura alrededor de 15 minutos para completar. </li></ol></li></ol>

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	<li>Einhorn, T. A., Lane, J. M., Burstein, A. H., Kopman, C. R., Vigorita, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+healing+of+segmental+bone+defects+induced+by+demineralized+bone+matrix.+A+radiographic+and+biomechanical+study.">The healing of segmental bone defects induced by demineralized bone matrix. A radiographic and biomechanical study.</a> J Bone Joint Surg Am. 66, 274-279 (1984).</li><li>Feighan, J. E., Davy, D., Prewett, A. B., Stevenson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+bone+by+a+demineralized+bone+matrix+gel:+a+study+in+a+rat+femoral+defect+model.">Induction of bone by a demineralized bone matrix gel: a study in a rat femoral defect model.</a> J Orthop Res. 13, 881-891 (1995).</li><li>Hunt, T. R., Schwappach, J. R., Anderson, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+a+segmental+defect+in+the+rat+femur+with+use+of+an+extract+from+a+cultured+human+osteosarcoma+cell-line+(Saos-2).+A+preliminary+report.">Healing of a segmental defect in the rat femur with use of an extract from a cultured human osteosarcoma cell-line (Saos-2). A preliminary report.</a> J Bone Joint Surg Am. 78, 41-48 (1996).</li><li>Jazrawi, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+and+cartilage+formation+in+an+experimental+model+of+distraction+osteogenesis.">Bone and cartilage formation in an experimental model of distraction osteogenesis.</a> J Orthop Trauma. 12, 111-116 (1998).</li><li>Probst, A., Jansen, H., Ladas, A., Spiegel, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Callus+formation+and+fixation+rigidity:+a+fracture+model+in+rats.">Callus formation and fixation rigidity: a fracture model in rats.</a> J Orthop Res. 17, 256-260 (1999).</li><li>Richards, M., Huibregtse, B. A., Caplan, A. I., Goulet, J. A., Goldstein, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marrow-derived+progenitor+cell+injections+enhance+new+bone+formation+during+distraction.">Marrow-derived progenitor cell injections enhance new bone formation during distraction.</a> J Orthop Res. 17, 900-908 (1999).</li><li>Aro, H. T., Chao, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone-healing+patterns+affected+by+loading,+fracture+fragment+stability,+fracture+type,+and+fracture+site+compression.">Bone-healing patterns affected by loading, fracture fragment stability, fracture type, and fracture site compression.</a> Clin Orthop Relat Res. , 8-17 (1993).</li><li>Augat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shear+movement+at+the+fracture+site+delays+healing+in+a+diaphyseal+fracture+model.">Shear movement at the fracture site delays healing in a diaphyseal fracture model.</a> J Orthop Res. 21, 1011-1017 (2003).</li><li>Augat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+tissue+properties+in+bone+healing:+influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap.">Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap.</a> J Orthop Res. 16, 475-481 (1998).</li><li>Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap+on+the+success+of+fracture+healing.">Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing.</a> J Orthop Res. 15, 577-584 (1997).</li><li>Claes, L., Eckert-Hubner, K., Augat, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fracture+gap+size+influences+the+local+vascularization+and+tissue+differentiation+in+callus+healing.">The fracture gap size influences the local vascularization and tissue differentiation in callus healing.</a> Langenbecks Arch Surg. 388, 316-322 (2003).</li><li>Duda, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interfragmentary+motion+in+tibial+osteotomies+stabilized+with+ring+fixators.">Interfragmentary motion in tibial osteotomies stabilized with ring fixators.</a> Clin Orthop Relat Res. , 163-172 (2002).</li><li>Goodship, A. E., Watkins, P. E., Rigby, H. S., Kenwright, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+fixator+frame+stiffness+in+the+control+of+fracture+healing.+An+experimental+study.">The role of fixator frame stiffness in the control of fracture healing. An experimental study.</a> J Biomech. 26, 1027-1035 (1993).</li><li>Williams, E. A., Rand, J. A., An, K. N., Chao, E. Y., Kelly, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+early+healing+of+tibial+osteotomies+stabilized+by+one-plane+or+two-plane+external+fixation.">The early healing of tibial osteotomies stabilized by one-plane or two-plane external fixation.</a> J Bone Joint Surg Am. 69, 355-365 (1987).</li><li>Wu, J. J., Shyr, H. S., Chao, E. Y., Kelly, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+osteotomy+healing+under+external+fixation+devices+with+different+stiffness+characteristics.">Comparison of osteotomy healing under external fixation devices with different stiffness characteristics.</a> J Bone Joint Surg Am. 66, 1258-1264 (1984).</li><li>Harrison, L. J., Cunningham, J. L., Stromberg, L., Goodship, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+induction+of+a+pseudarthrosis:+a+study+using+a+rodent+model.">Controlled induction of a pseudarthrosis: a study using a rodent model.</a> J Orthop Trauma. 17, 11-21 (2003).</li><li>Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+easily+reproducible+and+biomechanically+standardized+model+to+investigate+bone+healing+in+rats,+using+external+fixation.">An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation.</a> Biomed Tech (Berl). 52, 383-390 (2007).</li><li>Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A., Rydevik, B., Stromberg, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+external+fixation+method+and+device+to+study+fracture+healing+in+rats.">An external fixation method and device to study fracture healing in rats.</a> Acta Orthop Scand. 74, 476-482 (2003).</li><li>Mark, H., Nilsson, A., Nannmark, U., Rydevik, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+fracture+fixation+stability+on+ossification+in+healing+fractures.">Effects of fracture fixation stability on ossification in healing fractures.</a> Clin Orthop Relat. Res. , 245-250 (2004).</li><li>Mark, H., Rydevik, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Torsional+stiffness+in+healing+fractures:+influence+of+ossification:+an+experimental+study+in+rats.">Torsional stiffness in healing fractures: influence of ossification: an experimental study in rats.</a> Acta Orthop. 76, 428-433 (2005).</li><li>McCann, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+osteoporosis+on+bone+mineral+density+and+fracture+repair+in+a+rat+femoral+fracture+model.">Effect of osteoporosis on bone mineral density and fracture repair in a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 26, 384-393 (2008).</li><li>Betz, O. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+percutaneous+gene+delivery+to+enhance+healing+of+segmental+bone+defects.">Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects.</a> J Bone Joint Surg Am. 88, 355-365 (2006).</li><li>Cullinane, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+a+neoarthrosis+by+precisely+controlled+motion+in+an+experimental+mid-femoral+defect.">Induction of a neoarthrosis by precisely controlled motion in an experimental mid-femoral defect.</a> J Orthop Res. 20, 579-586 (2002).</li><li>Dickson, G. R., Geddis, C., Fazzalari, N., Marsh, D., Parkinson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcomputed+tomography+imaging+in+a+rat+model+of+delayed+union/non-union+fracture.">Microcomputed tomography imaging in a rat model of delayed union/non-union fracture.</a> J Orthop Res. 26, 729-736 (2008).</li><li>Jager, M., Sager, M., Lensing-Hohn, S., Krauspe, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+bony+defect+in+a+small+animal+for+bone+healing+studies+(II):+implant+evolution+and+surgical+technique+on+a+rat's+femur.">The critical size bony defect in a small animal for bone healing studies (II): implant evolution and surgical technique on a rat's femur.</a> Biomed Tech (Berl). 50, 137-142 (2005).</li><li>Betz, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

El autor Romano Matthys es un empleado de RISystem AG Davos, Suiza, que produce los implantes, instrumentos y consumibles específicos de implantes utilizados en este artículo. El autor Vaida Glatt no tiene intereses financieros en competencia.

Los pasos más críticos de un procedimiento quirúrgico para crear un gran defecto óseo son: 1) la elección del peso corporal apropiado de la rata para que coincida con el tamaño del fijador externo; 2) mantener un entorno estéril durante el procedimiento; y 3) siguiendo el protocolo procedimiento quirúrgico. Los principales objetivos de este estudio fueron para diseñar, fabricar y caracterizar una nueva, rigidez variable fijador externo para el modelo de defecto femoral rata grande, ...

Un número de estudios han mejorado nuestra comprensión de los mecanismos biológicos implicados en la reparación del tejido óseo 1-6. Los efectos de las condiciones mecánicas en la reparación ósea, tales como axial, de cizallamiento y los movimientos interfragmentarios (los MFI) se han estudiado ampliamente 7-15. En los últimos años, más y más estudios comenzaron a surgir describir la influencia del entorno mecánico en la cicatrización ósea utilizando la fractura, la osteotomía y la gran defecto óseo segmentario en modelos in vivo. Por lo tanto, se necesitan métodos de fijación fiables para obtener los resultados del estudio reproducibles y fiables. El entorno mecánico alrededor de la fractura de curación es muy importante ya que determina la forma de la fractura se cura. Por lo tanto, la elección del dispositivo de fijación es muy importante y debe ser cuidadosamente seleccionado dependiendo del diseño del estudio, y otros factores tales como el tamaño del hueco, y el tipo de fractura. Propiedades mecánicas del dispositivo de fijación de unre aún más importante cuando se estudia la curación ósea de defectos óseos grandes para establecer una fijación que proporciona no sólo un tamaño de intervalo constante durante todo el período del experimento de soporte todo el peso, sino también un entorno mecánico ideal para la curación del hueso. Fijadores externos se utilizan comúnmente en grandes modelos experimentales de curación de la fractura y defecto óseo debido a que tienen una ventaja sobre otros dispositivos de fijación. La principal ventaja de fijadores externos son que permiten el cambio del entorno mecánico en el sitio del defecto in vivo sin una intervención secundaria, que puede conseguirse cambiando o ajustando la barra estabilidad del dispositivo durante el transcurso del experimento como la curación del hueso progresa. Además, permite la aplicación de la estimulación mecánica local específica para mejorar la reparación del hueso, y también proporciona el potencial para medir la rigidez del tejido de callo in vivo. Sin embargo, los dispositivos también tienen algunas desventajasque incluyen: irritación de los tejidos blandos, infecciones y el pin rotura. Por desgracia, este tipo de implantes no estaban disponibles &quot;off the shelf&quot; en el momento de la elaboración de implantes, y los investigadores se vieron obligados a la costumbre de diseñar sus propios fijadores para un uso determinado. Por lo tanto, una restricción de la investigación en esta área fue la falta de control experimental sobre el entorno mecánico local dentro de un gran defecto segmentario, así como osteotomías mientras sana. Las características mecánicas de un fijador externo se definen por, y pueden ser modulados por un gran número de variables que incluyen: la distancia entre los pasadores, el diámetro del perno, material de pin, el número de pines, fijador longitud de la barra, el número de barras de fijador, material de fijador bar, espesor de la barra fijador y la distancia desde la superficie del hueso a la barra de fijador (offset). Sorprendentemente, sólo pocos estudios se pudo encontrar que han investigado las contribuciones mecánicas de los componentes individualesde fijadores o configuraciones del marco enteros utilizados en estudios con roedores 16,18,28. Por ejemplo, los resultados de un estudio mostraron que uno de los principales factores que contribuyen en la determinación de la rigidez total de la construcción de la fijación estaba dominado por la flexibilidad de las clavijas en relación con sus diámetros y materiales, propiedades de desplazamiento 28. Los resultados de los estudios mencionados sugieren claramente que el conocimiento del entorno mecánica proporcionada por el dispositivo de fijación es muy importante, y sin embargo, en muchos casos no se investiga en detalle. El presente documento se informa de la implantación del diseño, especificaciones, e in vivo de un fijador externo que se ocupa de esta cuestión. Este fijador también permite la modulación de la entorno mecánico como la curación progresa, una propiedad que permite el estudio de la mecano-sensibilidad de las distintas etapas del proceso de cicatrización in vivo. Además, así como la imposición de un mecánico local controlada y reproducibleal medio ambiente, su accesibilidad también permite la modulación de este entorno en diferentes etapas de la cicatrización ósea. El fijador hemos diseñado se basa en la fijación externa, que es ampliamente utilizado para la fijación de la fractura 16-21 y grandes modelos de defectos en animales de experimentación 22-27. La diferencia entre nuestro fijador externo y el resto de los diseños existentes en la literatura es que su barra de estabilidad está asegurada con tornillos de tener un estricto control con agujas de Kirschner (K-cables). Este tipo de diseño requiere tornillos para volver a apretar cada dos semanas (a veces incluso semanal) para asegurarse de que se mantiene la distancia del desplazamiento como la carga se aplica a través de cojinete para evitar el aflojamiento de la barra de la estabilidad de peso. Si se produce tal aflojamiento, permite para condiciones de carga adicionales no deseados tales como angular, transversal y movimientos de cizallamiento de torsión a la curación del hueso (basado en la experiencia personal, la comunicación con researchers). Sabiendo esto, un fijador externo fue diseñado como tal que cuando la rigidez del fijador necesita ser cambiado, se lograría mediante la eliminación de elementos de conexión conectados al módulo principal, donde están incrustados los pasadores de montaje. El experimento piloto in vivo se realizó con el nuevo prototipo de fijador externo para asegurarse de que cumple todas las exigencias propuestas antes de que se fabrica en grandes cantidades. El objetivo principal de este trabajo es presentar un nuevo método quirúrgico para un fijador externo utilizado para los grandes defectos óseos y osteotomías en la rata con la capacidad de cambiar la rigidez in vivo durante el proceso de curación. Este método de fijación se aplica in vivo en los fémures de las ratas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

El entorno mecánico alrededor de la curación del hueso roto es muy importante, ya que determina la forma en que la fractura sane. Durante la última década ha habido un gran interés clínico en la mejora de la cicatrización ósea alterando el medio ambiente a través de la estabilidad mecánica de fijación alrededor de la lesión. Una limitación de la investigación animal preclínico en esta área es la falta de control experimental sobre el ambiente mecánico local dentro de un gran defecto segmental, así como osteotomías mientras se curan. En este trabajo se informe sobre el diseño y el uso de un fijador externo para estudiar la curación de defectos u osteotomías óseos segmentarios grandes. Este dispositivo no sólo permite la rigidez axial controlada en la lesión ósea a medida que sana, sino que también permite el cambio de la rigidez durante el proceso de curación in vivo. Los experimentos realizados han demostrado que los fijadores fueron capaces de mantener una brecha de 5 mm defecto femoral en ratas in vivo durante la jaula sin restriccionesla actividad durante al menos 8 semanas. Del mismo modo, se observó ninguna distorsión o infecciones, incluyendo infecciones PIN durante todo el período de cicatrización. Estos resultados demuestran que nuestra fijador externo de nuevo desarrollo fue capaz de lograr la estabilización reproducible y normalizado, y la alteración del medio mecánico de rata in vivo defectos óseos grandes y diversas osteotomías tamaño. Esto confirma que el dispositivo de fijación externa es muy adecuado para las investigaciones de la investigación preclínica utilizando un modelo de rata en el campo de la regeneración ósea y la reparación.

Especificaciones de diseño Estabilización del fémur de rata con el sistema de fijación externa permite la creación de osteotomías de 0,5 a 5 mm. El sistema de fijación externa es un fijador externo bloqueado hecho de poliéter-éter-cetona (PEEK - [cuerpo principal]) y aleación de titanio-aluminio-niobio (TAN - [los pasadores de montaje]), que ofrece un diseño simple, reproducible y ajustable, y está disponible en cuatro rigideces diferentes: 10, 40, 70 y 100% (100% es el estándar, f...

Watch this Scientific Journal Video about Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models at JoVE.com

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Ajustable en dureza, fijador externo para los modelos de rata Fémur Osteotomía y segmentaria del defecto óseo

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

adjustable-stiffness-external-fixator-for-rat-femur-osteotomy

Research

JoVE Journal

Medicine

22.4K vistas.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Video: Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Los modelos de metástasis en los huesos

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

Investigación

Medicina

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procedimiento para safena humana Venas<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión y refuerzo externo

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

A-crítico tamaño femoral Defecto sencillo modelo en ratones

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Establecimiento de un defecto segmentario Modelo femoral de tamaño crítico en ratones estabilizado por osteosíntesis Plate

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Un clavo intramedular de bloqueo para estandarizada fijación del fémur osteotomías para analizar normal y defectuoso Bone Healing en ratones

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Método de la entrega directa segmentaria intra-hepática utilizando un modelo de hígado de rata hiliar abrazadera

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

Con una rodilla Arthrometer para evaluar las contribuciones específicas de tejido a contractura de flexión de rodilla en la rata

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Una lesión de globo segmentario controlada por presión arterial carótida de rata con aplicación terapéutica periavential

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocolo para el desarrollo de un modelo de osteotomía de fémur en ratas albinas Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...