Este trabalho foi financiado pela fundação AO (S-08-42G) e RISystem AG. Gostaríamos de estender um grande &quot;muito obrigado!&quot; a equipe de Stephan Zeiter no Instituto Davos AO Research, Suíça por ser tão confortáveis ​​em nos permitir usar suas ou instalações para as filmagens deste procedimento cirúrgico.

Cuidados com os animais e os protocolos experimentais foram seguidas de acordo com as diretrizes do NIH e aprovado pelo Centro Médico Animal Care Institucional e Use Comitê de Beth Israel Deaconess, em Boston, MA. (Número do protocolo: 098-2009) 1. preparação de materiais e instrumentos cirúrgicos <ol><li> Esterilizar todos os materiais cirúrgicos e instrumentos utilizados para realizar a cirurgia antes de usar. Embale os materiais necessários, com ou sem uma bandeja de instrumento, dentro de um pano dobrado ou enrolado de papel e selar com fita autoclave para esterilização a vapor. A temperatura da autoclave deve ser pelo 125-135 ° C durante 20-25 minutos de tempo de esterilização, e, em seguida, 10-15 minutos de tempo de secagem. </li><li> Certifique-se de que, no momento da cirurgia, os ratos são 200-250 g. Isto é muito importante porque, se os ratos são pesados ​​em tamanho, em seguida, um fixador de tamanho diferente deve ser usado. Para os ratos deve ser usada a versão mais pesada de 250 ga maior do sistema de fixador externo. </li> &lt;/ Ol&gt; 2. procedimento cirúrgico e aplicação do Fixador Externo <ol><li> Compre ratos Sprague-Dawley (ou qualquer outra estirpe) (masculinos ou femininos, 200-250 g) a partir de qualquer fornecedor de animais certificada. Siga a cuidados adequados aos animais e protocolos experimentais, de acordo com as diretrizes nacionais, que é aprovado pelo Institutional Animal Care and Use Committee do investigador. Permitir um mínimo de período de aclimatização de 48 horas antes do procedimento. </li><li> Para a cirurgia, o transporte do rato para uma sala dedicada procedimento cirúrgico. </li><li> Anestesiar o rato com isoflurano primeira via câmara de indução e, em seguida, continuar com máscara conectada a um aparelho de anestesia a uma taxa de 1,5-2% em 1-1,5 L de O 2 / min. No início da cirurgia certificar-se o animal sob anestesia profunda. Para fazer isso, use pedal técnica de reflexão por estender o membro e beliscar a web entre os dedos dos pés com os dedos (e não o próprio dedo do pé!). O animal não é sufficiently anestesiados Se o membro for retirado, contração muscular ocorre ou se o animal faz barulho. </li><li> Depois do rato sob anestesia geral para cirurgia profunda, injectar o antibiótico (cefazolina, 20 mg / kg) e o analgésico de buprenorfina (dose de 0,08 mg / kg) por via intramuscular na perna direita. Para evitar a perda de grande quantidade de fluido durante a cirurgia de administrar subcutaneamente salina estéril quente a 3-5% do peso do corpo, antes da cirurgia, e se for necessário, no fim. Aplicar pomada estéril para os olhos para mantê-los hidratados para evitar lesão da córnea. </li><li> Após as injecções de fármaco, raspar e limpar toda a perna posterior direita do rato com chlorohezadine ou outra solução de desinfecção e de transferir o animal para a mesa cirúrgica. (A perna operada deve ser a mesma que a que foi injectado.) </li><li> Colocar o animal em uma superfície aquecida em decúbito ventral (Figura 1A). Certifique-se que a máscara permanece no nariz e boca réer a transferência para a mesa de cirurgia, e manter o regime de anestesia mencionado em 2.3). Sobrepor a área da intervenção cirúrgica com uma cortina fenestrado estéril de modo que apenas a perna destinados à cirurgia é exposta. </li><li> Fazer uma incisão de aproximadamente 3-4 cm (Figura 1B), através da pele executando craniolateral sobre a superfície do fémur direito do trocânter maior para a região supracondilar do joelho utilizando um bisturi (Figura 1C). Exponha o eixo do fêmur por dissecção delicada que separa a fáscia lata, e certificando-se de que o tecido muscular não é cortado. Depois disso, separe além do vasto lateral M. e M. bíceps femoral e levantar a M. tensor da fáscia para expor todo o comprimento do fêmur (certificando-se de que o nervo ciático é preservada; Figura 1D). </li><li> Na área planejada de osteotomia, prepare o fêmur ao longo da área a meio caminho da diáfise pela liberação do tecido muscular em torno da femur. Em primeiro lugar, começar por colocar o elevador Henahan perpendicular à superfície exposta do fêmur, e em seguida, usando um bisturi, solte o músculo na área adjacente. <ol><li> Continuar avançando para a frente e ir ao redor do fêmur, ficando próximo à superfície do osso, até que todo o tecido muscular circundante é liberado de toda a parte do meio do osso (onde o defeito será criado), eo tecido muscular é completamente limpo a partir do osso. Enquanto isso, é muito importante para ficar perto da superfície do osso para evitar o corte quaisquer vasos grandes. </li></ol></li><li> Para um 5 milímetros defeito ósseo grande, laço 2 pedaços de serra de fio Gigli (0,22 mm) ao redor do osso na orientação médio-lateral (Figura 1E, F). Após colocar o fio de serra, a posição de uma peça do lado distai do fémur, perto da articulação do joelho, e uma segunda peça do lado proximal perto da articulação da anca. Prenda o fio Gigli viu peças de cada lado usando S-forma de dissecação curvo e Ligatfórceps Ure, para que ele permaneça no local pretendido. Se uma única osteotomia de corte é planejado, em seguida, usar apenas um pedaço de serra de fio. </li><li> Usar a placa do fixador externo como um modelo para determinar a posição exacta do implante. A posição do fixador externo tem que ser o mais próximo possível do centro do fémur. <ol><li> Posicione a placa de fixador externo na superfície ântero-lateral do osso. Isto é conseguido através da rotação externa do fémur. Nesta posição a camada de tecido mole é o mais fino possível, o que impede o excesso de tensão do tecido mole sob a placa do fixador, após a ferida é fechada. </li><li> Em seguida, ligeiramente levantar a placa do fixador externo da superfície do osso para certificar-se de que os orifícios da placa são centrados na superfície do osso. Segure o fixador externo com uma braçadeira pequena para que ele fique paralelo ao eixo longitudinal do osso, e então usar uma ferramenta ou com uma broca de mão para perfure o primeiro buraco no lado proximal do fêmur com o 0,79mm broca. Antes de avançar para a frente, certifique-se de que a ponta da broca ainda está centrada sobre a superfície do osso. </li><li> Se a ponta da broca continua a deslizar, utilizar o contador de 1,00 milímetros de lastro (Figura 8F), para centrar a posição do primeiro furo. O contador chumbada deve ser usado para posicionar todos os restantes pinos de montagem. Isto vai garantir um perfeito alinhamento dos furos e a placa do fixador em relação à superfície do osso. </li></ol></li></ol> 3. fixador externo Método Implantação Usando o Guia Saw <ol><li> Certifique-se de que a placa do fixador externo não está montado de cabeça para baixo antes do clipping-lo na guia da serra. Determinar isso comparando o tamanho dos furos na placa. O lado correto é com o diâmetro do orifício maior virado para cima. Se a diferença entre o tamanho dos orifícios no interior do fixador não é evidente, utilizar o contador chumbada. <ol><li> Inserir a ponta do contador chumbada em um dos orifícios ema placa do fixador, se o contador de chumbada cabe facilmente no orifício, em seguida, esta é a cabeça do fixador, no entanto, se a ponta do contador chumbada não se encaixa em seguida, esta é uma parte de baixo do fixador, e tem de ser invertida para a implantação em conformidade. (Importante:.. Certifique-se a perfurar perpendicularmente ao eixo longitudinal do osso, como forma de garantir uma perfeita orientação do aparelho imobilizador para a superfície do osso O sentido do primeiro orifício de perfuração determina a orientação final do fixador sobre o osso do Recorde pinos de fixação são do mesmo comprimento, e se o fixador não é paralela ao eixo longitudinal do osso, a distância entre o fixador e o osso pode variar muito e pode impedir a capacidade de todos os quatro pinos de montagem de penetrar no córtex.) </li><li> Após a orientação é confirmada, cortar a placa de guia de serra (Figura 2A, B) e, em seguida, a unidade de cortar o osso de modo a que o primeiro furo pré-furadoestá alinhado com o primeiro orifício da placa (Figura 2C). Utilizar a chave de caixa de 0,70 milímetros quadrados inserido na broca para conduzir o primeiro pino de montagem no orifício. Fazendo isso irá permitir posicionamento reprodutível para os restantes pinos de montagem. </li><li> Após o primeiro pino de montagem no lugar, em seguida, fazer o furo mais distante do primeiro pino de montagem no lado distal, e dirige o segundo pino de montagem no orifício. A ordem de implantação dos dois pinos de montagem do meio não é importante. </li></ol></li></ol> 4. Fixador Externo Método implante sem a Guia de Serra: A aplicação do fixador externo pode também ser realizado sem a utilização da guia de serra. As etapas iniciais da implantação fixador externo são os mesmos até a unidade com o guia da serra é recortada no osso (passo 3.1). Se o guia de serra não é utilizado, é muito importante para manter a placa do fixador na orientação correcta duranteo procedimento de aplicação inteira. O fêmur deve ser rodado externamente no sentido ântero-lateral. <ol><li> Segurar a placa do fixador externo com uma pequena pinça ou em forma de S e uma pinça de dissecação curvo ligadura de modo que seja paralelo ao eixo longitudinal do osso (Figura 3A). A aplicação do primeiro pino de montagem vai determinar o alinhamento do fixador, por conseguinte, a rotação do osso tem de ser mantido até que o primeiro pino é inserido (Figura 3B). Após o primeiro pino está no lugar, use com cuidado a pinça para segurar a placa fixador que está atuando como um guia de perfuração. </li><li> Inserir a broca no segundo furo - este é o buraco mais distal para o fosso osteotomia prevista (Figura 3C). Antes da perfuração, certifique-se de que o segundo buraco tem a mesma orientação que o primeiro buraco; Também certifique-se que após a perfuração estiver concluída, as duas corticais são penetradas. </li><li> Insira a 0,70 milímetro quadrado box chave para a broca de mão e, em seguida, insira o pino de fixação na ponta. Insira-o com cuidado no prato do fixador externo, sem perder o alinhamento do primeiro furo pré-furado. </li><li> Assim que a ponta está em contacto com o osso, começar a girar a chave sob carga axial contínua aplicada à extremidade proximal da broca. Depois de cerca de cinco voltas completas, certifique-se de que o fio na extremidade proximal do pino de montagem da pega do corpo da placa de fixador externo. Esta discussão trava o sistema. Pare de rodar, quando a extremidade da rosca do osso está perto da superfície superior do osso (Figura 3D). </li><li> Depois que os pinos no lado mais distal e proximal estão no lugar, perfure os restantes dois furos do meio. A ordem de implantação dos dois pinos média não é importante (Figuras 3C). </li><li> Depois, o fixador externo está no lugar, o uso do fio de serra Gigli 0,22 milímetros dirigido pelo guia da serra para fazer o defeito segmentar (Figure 4A). Se o último método é escolhido, o guia da serra é cortada antes de fazer um defeito. <ol><li> Para isso, passa um fio de 0,22 milímetros Gigli vi através das duas ranhuras por baixo do fémur (Figura 5A) para criar 5 mm de defeito segmentar por movimento alternativo para trás e para diante (Figura 5B), com irrigação suficiente (utilização da seringa de 5 ml de solução salina a dispensar o tempo da criação de defeitos). Para evitar danos no tecido mole, cortar o arame próximo da serra do osso em um dos lados, depois de completar a osteotomia. Remover o guia de serra (Figura 4B). </li></ol></li><li> Após o defeito ou osteotomia é criado, remover o guia da serra e fechar a ferida em camadas, a primeira músculo (Figura 4C), e em seguida, a pele (Figura 4D). Antes de a ferida está fechada, tratar o defeito tal como previsto no protocolo de estudo. Feche a camada muscular e da fáscia lata usando Ethibond vicryl sutura 4-0, ea pele usando Ethicon Monocryl® 3-0 suture. Evite arrastar material de sutura sobre superfícies não-estéreis, enquanto costurando os ferimentos. Nota: Para evitar ferida cortante, a sutura não deve terminar distal ao implante menor. Da mesma forma, cola de pele pode ser utilizado, em vez de um fio de sutura. </li><li> Nos três primeiros dias de pós-operatório, dar o analgésico rato a cada 12 horas e antibiótico cada 24 horas. Evidentemente, o regime pós-operatório de fármacos variará, dependendo da composição e da marca dos medicamentos utilizados por cada pesquisador (consulte as instruções de especificação de drogas). </li><li> Monitorar os animais freqüentemente após o procedimento para se certificar de que eles se recuperar da anestesia e só então devolvê-los à instalação de alojamento. Proporcionar habitação solitária durante os primeiros dias após a cirurgia, para se certificar de que não há complicações. </li><li> Monitor de água, a ingestão de alimentos eo peso corporal após a cirurgia para garantir que o animal não sente dor e angústia. Se o animal apresenta um nível de atividade diminuiu, dificuldade de movimentação em torno de (falha do implante possível), ataxium, pele oleosa despenteado, coloração porfirina ao redor dos olhos e narinas, postura arqueada, desconforto respiratório, redução da ingestão de alimentos e água, etc consultar um veterinário. </li></ol> 5 Mudança de fixador externo Rigidez In vivo <ol><li> Se o protocolo de estudo requer a alteração da rigidez do fixador, durante o processo de cura in vivo isto é conseguido alterando os elementos de ligação fixados com os parafusos de bloqueio especiais utilizando-se 0,5 mm Caixa chave quadrada ligado à broca. Para este procedimento, anestesiar o rato (consulte a 2,3 no protocolo) e proporcionar analgesia (consulte a 2,4 no protocolo) apenas uma vez, no momento do procedimento (Figura 6A). <ol><li> Sedar o rato, e em seguida, insira a ponta da chave de caixa quadrada 0,50 milímetros no parafuso de bloqueio anexado ao lado do fixador montado, e começar cuidadosamente transformá-lo no sentido horário até que o pino é meio caminho para fora (Figura 6B </strong&gt;). Depois esta parte é completa, repetir o procedimento para a segunda cavilha que está do mesmo lado da placa de fixador externo (Figura 6C). </li><li> Quando os dois pinos no mesmo lado estão a meio passo, utilizar uma pinça ou um gancho para remover o elemento de conexão, no lado oposto com um movimento suave (Figura 6D). O elemento de conexão deve sair fácil, se não, em seguida, fazer um par adicional de voltas em ambos os parafusos de bloqueio para se certificar de que a ponta do parafuso de bloqueio não está embutida no elemento de conexão. </li><li> Depois de o elemento de ligação é removida, deslizar o elemento de conexão rigidez desejada no lugar de um removida (Figura 6E), e do lado oposto com a chave de caixa quadrada de começar a rodar até o parafuso de bloqueio está a meio caminho para fora sobre o lado oposto (figura 6F). Repetir o mesmo procedimento para a segunda rosca de bloqueio (Figura 6G). Importante: thse exigirá a mudança para o lado oposto da placa para certificar-se de que os parafusos de bloqueio está a meio caminho para fora do lado em que o elemento de conexão foi substituída (Figura 6H, I). </li><li> Após esta parte é concluída com êxito, remova o segundo elemento de conexão (Figura 6J) e substituí-lo com o mesmo elemento de conexão rigidez como uma substituição no lado oposto (Figura 6K). Depois de o segundo elemento de ligação está no lugar, começar a conduzir o parafuso de bloqueio até que a extremidade do parafuso de bloqueio sai do lado oposto da placa, e a ponta do parafuso de bloqueio saiu a mesma quantidade de cada lado (Figura 6D). Repetir o mesmo procedimento para a segunda rosca de bloqueio (Figura 6 M, N). Este procedimento leva cerca de 15 minutos para ser concluído. </li></ol></li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

O autor Romano Matthys é um funcionário da RISystem AG Davos, na Suíça, que produz os implantes, instrumentos e de consumo específicos de implantes usados ​​neste artigo. O autor Vaida Glatt não tem interesses financeiros concorrentes.

Os passos mais críticos de um procedimento cirúrgico, para criar um grande defeito de osso são: 1) a escolha do peso do corpo do rato apropriado para coincidir com o tamanho do fixador externo; 2) manutenção de um ambiente estéril durante o procedimento; e 3) seguindo o protocolo de procedimento cirúrgico. Os principais objetivos deste estudo foram a projetar, fabricar e caracterizar um novo, rigidez variável fixador externo para o modelo de defeito femoral grande rato, e para usar esse fixador na determinação da interação entre fatores biológicos e mecânicos durante o processo de cicatrização. As propriedades mecânicas dos novos fixadores foram examinadas em três níveis ea caracterização dos fixadores é publicado em um manuscrito diferente 30. Os fixadores também foram aplicados em fémures de ratos e seu desempenho in vivo monitorizados, radiograficamente, durante 8 semanas, com e sem tratamento 30,31. O i primárioNOVAÇÃO deste fixador é a sua capacidade de trocar os elementos de conexão barra de estabilidade para selecionar diferentes rigidezes, padronizados. Como os elementos de ligação da barra de estabilidade podem ser trocadas, enquanto o dispositivo está ligada ao animal, a rigidez pode ser ajustado em fases diferentes durante o processo de cura. Os elementos de ligação são trocados um de cada vez para evitar o desalinhamento das extremidades do defeito e a destruição do tecido recém-formado, tal como descrito no protocolo. Atualmente, quatro rigidezes diferentes estão disponíveis, mas rigidez adicional pode ser obtida simplesmente ordenando diferentes elementos de ligação de diferentes espessuras através do produtor do sistema de implante. Os pinos de montagem e quadro principal foram feitos de TAN e PEEK, respectivamente, porque esses materiais já são usados ​​para implantes ortopédicos em humanos e sua biocompatibilidade está bem estabelecida. Estes materiais permitem também in vivo de imagens noestágios iniciais de reparo de fratura com o mínimo de distorção, e uma redução na incidência de infecções. experimentos in vivo confirmaram que os fixadores permitido imagem clara e manteve uma lacuna segmentar cinco milímetros por pelo menos 8 semanas sem infecção ou afrouxamento dos pinos. Como uma característica adicional do design, o fixador tem um deslocamento de 6 mm a partir da superfície do osso para a barra de estabilidade não importa pré-conjunto que rigidez elementos de ligação são utilizados. Esta característica faz com que o implante do fixador muito reprodutível. Outra importante vantagem sobre concepções alternativas descritos na literatura 1,18,26,27, é que o novo fixador externo foi concebido para ter uma massa mínima (0,32 g) para evitar o carregamento descontrolada devido à inércia. Além disso, após a implantação e sutura da pele, a folga entre a barra transversal do implante e a pele é de apenas cerca de 2 mm. Tal proximidade com a superfície da pele minimiza a força de momento, o que evita a possibilidade deuma carga adicional dentro do defeito que não seja o destinado do fixador externo. Além disso, para manter o trauma cirúrgico baixo, convencional e serras rotativas não foram considerados como ferramentas para a criação de pequenas ou grandes osteotomias. Estas serras de corte em ambos os tecidos adjacentes ou despir o periósteo quando os tecidos são retraídos. No passado, ter usado um 4,5 milímetros rebarba dental viu para criar 5 defeitos mm e descobriu que era impossível criar defeitos exatas e porte reprodutível com extremidades paralelas 22,26,27. Para evitar todos estes problemas que teve uma vantagem da serra de fio Gigli de 0,22 mm. O guia da serra foi desenvolvido para reproducibly criando defeitos precisos com extremidades paralelas. Existem algumas limitações ao usar esta técnica. Uma das principais preocupações na utilização deste fixador externo é a possibilidade mencionada na secção de resultados, que os ratos pode mastigar através da placa de fixador externo, que é feito de PEEK. No entanto, uma especificidadetampa de metal al foi recentemente desenvolvido pelo produtor do fixador para evitar que isso aconteça. Da mesma forma, uma gola Elizabetana pode ser utilizado para o primeiro par de semanas após a cirurgia, para evitar que o animal de mascar. Outra preocupação é que, se um defeito ósseo vazio é usado para o estudo, existe uma possibilidade de que os pinos de fixação podem puxar para fora a partir dos ossos várias semanas após a cirurgia. Além disso, é fundamental que o fixador é implantado na orientação exata que é descrito no protocolo. Se as instruções não forem seguidas cuidadosamente, há um grande risco de que o ambiente mecânica fornecida pelo fixador rigidez específica não será como se pretendia, e irá introduzir um erro, dando falsos resultados. Os fixadores descritos neste trabalho permitem que os investigadores a realizar as experiências que são necessárias para determinar empiricamente os efeitos de vários ambientes mecânicos e / ou (rigidez) modulação mecânica em buma cura em grandes defeitos ou osteotomias 30,31. Além disso, a tecnologia de fixador externo pode ser utilizado em vários estudos em que diferentes fármacos e biomateriais são testados para descobrir novos tratamentos não apenas para fracturas complexas, mas também para o tratamento de fracturas normais, a fim de acelerar o processo de cicatrização.

Uma série de estudos tenham melhorado a nossa compreensão dos mecanismos biológicos envolvidos na reparação do tecido ósseo 1-6. Os efeitos de condições mecânicas no reparo do osso, tais como axial, corte e movimentos interfragmentários (IFMS) têm sido estudados extensivamente 7-15. Nos últimos anos, mais e mais estudos começaram a surgir descrevendo a influência do ambiente mecânico no reparo ósseo usando fratura, osteotomia e grande defeito ósseo segmentar em modelos in vivo. Portanto, métodos de fixação confiáveis ​​são necessários para obter os resultados do estudo reprodutíveis e confiáveis. O ambiente em torno da mecânica da fratura cura é muito importante, pois determina a forma como a fratura vai curar. Assim, a escolha do dispositivo de fixação é muito importante e deve ser cuidadosamente selecionado de acordo com o desenho do estudo, e outros fatores como o tamanho da abertura e do tipo de fratura. As propriedades mecânicas do dispositivo de fixação de umre ainda mais importante quando se estuda a cicatrização óssea de grandes defeitos ósseos para estabelecer uma fixação que fornece não só um intervalo de tamanho constante ao longo do período experimental do peso total do rolamento, mas também um ambiente ideal para a mecânica de reparação óssea. Os fixadores externos são comumente usados ​​em fratura e modelos experimentais de cura defeito ósseo grandes, porque eles têm uma vantagem sobre os outros dispositivos de fixação. A principal vantagem de fixadores externos são de que eles permitem a mudança do meio mecânico no local do defeito, in vivo, sem uma intervenção secundária, que pode ser conseguida alterando ou ajustando a barra do dispositivo de estabilidade durante o decurso da experiência como o cicatrização óssea progride. Além disso, permite a aplicação de estimulação mecânica local específico para melhorar a reparação do osso, e proporciona também a possibilidade de medir a rigidez do tecido de calo in vivo. No entanto, os dispositivos também têm algumas desvantagensque incluem: irritação dos tecidos moles, infecções e pin quebra. Infelizmente, tais implantes não estavam disponíveis &quot;off the shelf&quot; no momento do desenvolvimento do implante, e os investigadores foram obrigados a projetar suas próprias fixadores para uma utilização prevista. Por isso, uma restrição da investigação nesta área foi a falta de controle experimental sobre o ambiente mecânica local dentro de um grande defeito segmentar bem como osteotomias como ele cura. As características mecânicas de um fixador externo são definidas por, e pode ser modulado por um grande número de variáveis, que incluem: a distância entre os pinos, o diâmetro do pino, o material do pino, o número de pinos, fixador comprimento da barra, o número de barras fixador, material de barra fixador, do fixador espessura bar e a distância a partir da superfície do osso para a barra de fixador (offset). Surpreendentemente, apenas uma escassez de estudos poderia ser encontrado que investigou as contribuições mecânicas dos componentes individuaisde fixadores ou configurações de quadros inteiros utilizados em estudos com roedores, 16,18,28. Por exemplo, os resultados de um estudo mostrou que um dos principais fatores que contribuem para a determinação da rigidez total da construção de fixação foi dominada pela flexibilidade dos pinos em relação a sua contrapartida, diâmetro e propriedades do material 28. Os resultados dos referidos estudos sugerem claramente que o conhecimento do ambiente mecânica fornecida pelo dispositivo de fixação é extremamente importante, e ainda, em muitos casos não é investigada em detalhe. O presente artigo relata o projeto, especificações e in vivo implantação de um fixador externo que resolve esse problema. Este fixador também permite a modulação do meio mecânico como a cura progride, uma propriedade que permite o estudo da mecano-sensibilidade de diferentes etapas do processo de cura in vivo. Além disso, assim como a imposição de um mecânico local controlado e reprodutívelambiente ai, a sua acessibilidade também permite a modulação deste ambiente em diferentes fases de cicatrização do osso. O fixador nós projetamos foi baseada na fixação externa, que é amplamente utilizado para a fixação da fratura 16-21 e modelos de defeitos grandes em animais experimentais 22-27. A diferença entre o nosso fixador externo e os outros projetos existentes relatados na literatura é que a sua barra de estabilidade é presa com parafusos de ter um controlo apertado com fios de Kirschner (K-fios). Este tipo de projeto requer parafusos para ser reapertadas quinzenal (às vezes até semanalmente) para certificar-se de que a distância do deslocamento é mantida como a carga é aplicada por meio do rolamento de peso para evitar o afrouxamento da barra de estabilidade. Se ocorrer tal afrouxamento, ele permite que as condições de carga adicionais indesejados, como angular, transversal e movimentos de cisalhamento de torção para o osso cura (com base na experiência pessoal, a comunicação com researchers). Sabendo isto, um fixador externo foi concebido como tal que quando a rigidez do fixador tem de ser mudada, ela seria alcançada através da remoção de elementos de ligação ligados ao módulo principal, onde os pinos de fixação são encaixados. A experiência piloto in vivo foi realizado com o novo protótipo de fixador externo para se certificar de que cumpre todas as exigências propostas antes de ser fabricado em grandes quantidades. O principal objectivo para este trabalho é apresentar um novo método cirúrgico para um fixador externo utilizado para grandes defeitos ósseos e osteotomias no rato com a capacidade de alterar a rigidez in vivo durante o processo de cicatrização. Este método de fixação é aplicada in vivo sobre o fémures de ratazanas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

O ambiente mecânico em torno da cura do osso quebrado é muito importante, pois determina a forma como a fratura vai curar. Durante a última década, tem havido grande interesse clínico na melhoria da cicatrização óssea, alterando o ambiente mecânico através da estabilidade da fixação ao redor da lesão. Uma limitação da pesquisa animal pré-clínico nesta área é a falta de controle experimental sobre o ambiente mecânica local dentro de um grande defeito segmentar bem como osteotomias como se curar. Neste trabalho, um relatório sobre o projeto e uso de fixador externo para estudar a cicatrização de grandes defeitos ósseos segmentares ou osteotomias. Este dispositivo não só permite uma rigidez axial controlada na lesão do osso durante a cura, mas também permite que a modificação da rigidez, durante o processo de cura in vivo. As experiências realizadas têm demonstrado que os fixadores eram capazes de manter a 5 mm de intervalo defeito femoral em ratos in vivo durante a gaiola irrestritaactividade durante pelo menos 8 semanas. Da mesma forma, observou-se ausência de distorções ou infecções, incluindo infecções dos pinos durante todo o período de cicatrização. Estes resultados demonstram que o nosso fixador externo recém-desenvolvido foi capaz de alcançar a estabilização reprodutível e normalizada, ea alteração do ambiente mecânico in vivo de ratos defeitos ósseos grande e várias osteotomias tamanho. Isto confirma que o elemento externo de fixação é bem adequado para as investigações de pesquisa pré-clínicos utilizando um modelo de rato no campo da regeneração óssea e reparação.

Especificações do design A estabilização do fémur de ratos com o sistema de fixação externa permite a criação de osteotomias de 0,5 a 5 mm. O sistema de fixador externo é um fixador externo bloqueado feito de poliéter éter cetona (PEEK - [o corpo principal]) e titânio-alumínio-liga de nióbio (TAN - [os pinos de fixação]), que oferece um design simples, reprodutíveis e ajustável, e está disponível em quatro rigidezes diferentes: 10, 40, 70 e 100% (100% sendo o padrão, fixador mais rígida (Figura 7) Dependendo dos requisitos de estudo de cada investigador, se eles vão ter que fazer ajuste de rigidez implante in vivo como. a cicatrização óssea progride, a placa do fixador externo vem quer como uma peça sólida (Figura 8) ou com dois elementos de ligação (Figura 9A) e dois módulos principais (Figura 9B) fixo com dois parafusos de bloqueio (Fifigura 9C), que tem que ser montado, antes da cirurgia (Figura 10A-F). Os elementos de ligação são de espessuras diferentes, e, consequentemente, a rigidez, e foram desenvolvidos para obter uma fixação de rigidez equivalente a 10% (0.75 mm de espessura), 40% (1,70 mm de espessura), 70% (2,10 mm de espessura) e 100% (2,50 milímetros de espessura; Figura 7). A rigidez do fixador externo de 100%, foi calculada com base na 200 g de peso corporal aproximado de um rato maduro, e depois multiplicado por um factor de 4, para uma igual massa de 800 g. Isto foi feito para assegurar que, após a criação de um defeito de 5 mm, o fixador é capaz de suportar o suporte de peso do animal, mantendo assim o alinhamento e impedindo o deslocamento dos fragmentos do defeito. Os restantes três rigidezes fixador foram diminuiu 30%, respectivamente, a partir da mais alta (100%) para ter uma variedade de rigidez para os estudos com várias finalidades. Cada módulo principal tem dois buracos onde os pinos de fixação são inserted. A rigidez fixador pode ser alterado enquanto ele ainda está ligado ao animal vivo, alterando os elementos de ligação presas com parafusos especiais de bloqueio (Figura 9C) usando 0,5 milímetros caixa chave quadrada (Figura 9H) ligado à broca de mão (Figura 9K). TAN (liga de titânio) foi usada para fazer a montagem de pinos (Figura 9D) para fixar a barra de estabilidade ao fémur (Figura 7). O fixador vem em quatro pedaços e precisa de ser montado, antes da utilização, se uma alteração é a rigidez pretendida para o estudo (Figura 10A-F), se não, um único fixador Pieced sólido deve ser usado. A distância entre os parafusos exteriores é de 16 mm e a distância entre os parafusos de meia é de 11 mm. Todos os buracos são perfurados usando uma 0,79 milímetros broca (Figura 9E). Os parafusos estão bloqueadas em furos na estrutura principal do fixador, que é paralela à superfície do osso correspondente e situado a uma distância de 6 milímetros from o osso (Figura 7). Um guia da serra foi desenvolvido para permitir a criação de um, reprodutível, 5 milímetros defeito segmentar precisas no fêmur (Figura 9I); que também serve como uma guia de posicionamento para a instalação do fixador externo. O quadro principal do fixador externo é cortado para o guia da serra, em seguida, todo o sistema é cortado no osso, como mostrado na Figura 2B, C. O espaço de 5 mm é gerada com uma 0,22 milímetros Gigli viu fio (Figura 9J). Tanto o guia da serra e da serra de fio Gigli podem ser autoclavados a 134 ° C. Se um tamanho diferente osteotomia é destinado para o estudo, um design personalizado viu guia está disponível. Devido ao tamanho miniatura do fixador externo, um conjunto especial de instrumentos de implantação foi projetado e adquiridos; um personalizado 0,79 milímetros broca (Figura 9E), 1,00 milímetros contra chumbada pela predrilling dos furos (Figura 9F), 0,7 milímetros square caixa chave para aplicação dos pinos de montagem ligados à broca de mão (Figura 9G), 0,5 mm Caixa Chave quadrada para aplicação dos parafusos de bloqueio (Figura 9H), broca de mão (Figura 9K). Uma broca Accu Pen (Figura 9D) também foi desenvolvido. O diâmetro da parte central de cada um dos pinos de montagem é maior do que 0,02 milímetros a broca para garantir a montagem adequada de os pinos de fixação no osso. Quando usado em conjunto com uma ponta do parafuso auto-corte, isso tem sido demonstrado para evitar o afrouxamento devido a reabsorção óssea superficial na interface do parafuso de osso 29. A broca (Figura 9E) é operado por uma furadeira elétrica Accu Pen miniatura que produz 2.500 rpm, com uma potência de 500 mW (Figura 9D). As experiências in vivo Exame radiológico confirmou que todos os fixadores de rigidez mantida a 1 mm (não representada) ou 5 mm fedefeito moral durante toda a 8 semanas de experimento (Figura 11). Isto foi especialmente importante para os defeitos de tamanho crítico 5mm, onde a cura espontânea não ocorre. Sem distorção ou infecções, incluindo infecções dos pinos, foram observados e pin afrouxamento estava ausente, se as instruções do aplicativo foram seguidos 30. Uma complicação da utilização do fixador externo foi observado se o peso do rato, no momento da cirurgia excedeu 250 g, e uma placa de tamanho mais pequeno foi utilizado. Em alguns destes casos, a carga sobre os pinos de fixação aumentada para um nível crítico de modo que os pinos foram pullouts ocorrendo no lado distai do fémur, em qualquer lugar a partir de uma semana a duas semanas após a cirurgia (Figura 12). Além de que, se um animal de tamanho maior é usado, o tecido do músculo que rodeia o fémur é relativamente espessa, a qual cria a tensão da pele nas proximidades do implante após a pele é fechada. Devido à tensão inchaço, quando a pele stortas para curar ele cria uma sensação de coceira ao animal fazer alguns dos ratos morder o fixador. Uma vez que o fixador é criado a partir de material de PEEK, que é basicamente de plástico de alta densidade, em raras ocasiões, alguns ratos eram conhecidos para mastigar através dele. Mais uma vez, a fim de evitar isso, é muito importante para seleccionar o peso corporal recomendado para estudos com animais ou exibir a versão ampliada de fixador externo. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1 preparo cirúrgico do fêmur de ratos. (A) Rato posicionado na posição de pronação. (B) mostra a direcção da incisão no fémur. (C) Mostra incisão feita na pele para expor o músculo. (D) mostra incisão feita através do músculo para expor fémur. ( E) mostra uma pequena braçadeira posicionado abaixo do osso para passar Gigfio li. (F) Mostra fio Gigli passou por baixo do osso. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig2highres.jpg" width="500" /> Figura guia 2 (A) Saw. (B) fixador externo preso na guia da serra. (C) guia da serra com o fixador externo cortado em fêmur. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig3highres.jpg" width="500" /> Figura 3 Aplicação de fixador externo. (A) Mostra correta aplicação do primeiro pino de montagem com a placa reclinável ântero-lateralmente e paralelamente ao osso - mão verde, bem como a aplicação incorreta -. Mão vermelha (B) mostra a inserção do primeiro pino de montagem na posição distal exterior . (C) mostra a inserção do<html> remanescente. pinos de montagem começando com a posição mais proximal, seguido pelos dois pinos de meia de montagem (d) mostra a inserção de pino de montagem - descrição mais detalhada na seção de protocolo 4.4. <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig4highres.jpg" width="500" /> Figura 4 O implante cirúrgico do fixador externo no fêmur de ratos. (A) Demonstra a conclusão do procedimento cirúrgico com fixador externo no lugar com o fio de Gigli. (B) Demonstra criou cinco milímetros defeito segmentar. (C) Demonstra camada muscular suturada com a exposta bar estabilidade do fixador externo. (D) Demonstra suturada a pele com exposto barra estabilidade do fixador externo. &quot;Width =&quot; 558fig5highres.jpg 500 &quot;/&gt; Figura 5 (A) Posição inicial de fio de Gigli para a criação de defeito. (B) Uma imagem que mostra o movimento recíproco de fio Gigli. <img alt="Figura 6" fo:content-width="3.8in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig6highres.jpg" width="500" /> Figura 6 Mudança de Fixador Externo rigidez in vivo. (A) fixador externo implantado no fêmur. (B) mostra a remoção do primeiro parafuso de bloqueio cuidadosamente transformando-o no sentido horário até que o pino é meio caminho para fora. (C) Mostra a remoção do segundo parafuso de bloqueio por cuidadosamente transformando-o sentido anti-horário até que o pino está a meio caminho para fora. (D) demonstra a remoção do elemento de conexão, no lado oposto. (E) Demonstra a substituição do elemento de conexão rigidez desejada no lugar de um removida. (F) mostra como para fixar a primeira substituído elemento de ligação do lado oposto, rodando a chave de caixa quadrada até que o parafuso de bloqueio está a meio caminho para fora do lado oposto. (L) Demonstra como proteger o segundo elemento de ligação substituída do lado oposto rodando a chave de caixa quadrada até que o parafuso de bloqueio está a meio caminho para fora do lado oposto. (H, I) Demonstra a mudança para o lado oposto da placa para assegurar que ambos os parafusos de bloqueio está a meio caminho para fora sobre o lado em que a ligação elemento foi substituído. (J) Demonstra a remoção do segundo elemento de ligação. (K) Demonstra a substituição do segundo elemento de ligação em lugar de rigidez que foi removida. (L, M) Demonstra condução de ambos os parafusos de bloqueio até que a extremidade do parafuso de bloqueio sai no lado oposto da placa. (N) Demonstra procedimento concluído. </p&gt; <img alt="Figura 7" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig7highres-replacement.jpg" width="650" /> Figura 7 Componentes dos fixadores externos Esquerda:. Rigidez é determinado por elementos de ligação de diferentes espessuras. O fixador é ligado ao osso com os pinos de montagem em liga de titânio. Direita: fixador montado no local em fêmur de ratos com cinco milímetros defeito segmentar. <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig8highres-replacement.jpg" width="500" /> Figura 8 fixador externo como uma unidade. <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig9highres.jpg" width="500" /> Figura 9. Partes e instrumentos concebidos para utilização com o fixador externo. (A) Dois elementos de conexão.(B) Dois módulos principais. (C) Dois parafusos de bloqueio (D). Quatro pinos de montagem (E). Uma broca 0,79 milímetros. (F) Um contador chumbada 1,00 milímetros para a pré-perfuração dos orifícios. (G) 0,7 mm chave de caixa quadrada para a aplicação de pinos de fixação. (H) A 0,5 milímetro quadrado chave caixa para a aplicação do bloqueio parafusos. (I) A 5 milímetros viu guia. (J) Um fio de 0,22 milímetros Gigli viu pela criação de defeito. (K) Broca de mão para a fixação de brocas, 0,70 e 0,50 milímetro quadrado chave de boca. (L) AccuPen 6V + (Miniature caneta broca elétrica) usada para acionar as brocas. <img alt="Figura 10" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig10highres-replacement.jpg" width="500" /> Figura Assembléia 10 do fixador externo. (A) 70% do stelemento de ligação iffness. (B) O elemento de ligação e um dos módulos principais. (C) demonstra como um dos principais módulos desliza no interior do elemento de ligação (D). Demonstra como ambos os módulos principais de deslizar no interior do elemento de conexão . (E) demonstra tanto dos principais módulos e elementos de conexão no lugar (F) demonstra totalmente montado bar estabilidade -. módulos principais e elementos de ligação presas com parafusos de bloqueio. <img alt="Figura 11" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig11highres.jpg" width="500" /> Figura 11 in vivo imagens de raios-X de defeitos em ratos imediatamente após a cirurgia e 8 semanas mais tarde. Fixadores externos de todos os 3 rigidezes foram implantados cirurgicamente em fêmur de ratos e defeitos segmentares 5 milímetros criados. Os defeitos foram radiografados imediatamente após a cirurgia (t = 0) e no weeklintervalos Y até 8 semanas (t = 8 semanas), quando o experimento foi encerrado. Reproduzido com permissão de eCM revista ( <a href="http://www.ecmjournal.org">http://www.ecmjournal.org</a> ). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51558/51558fig11highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 12" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51558/51558fig12highres.jpg" width="500" /> Figura 12. vivo imagem de raios-X do defeito em ratos nove dias pós-cirurgia com os pinos distais tirou (no momento da cirurgia, o peso corporal do rato foi 340 g) Em. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51558/51558fig12highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma maior versão desta figura.</a>

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Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

A rigidez ajustável, Fixador Externo para os Rat Femur Osteotomia e segmentar defeito ósseo Models

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

22.4K visualizações.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

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Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Modelos de metástase óssea

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

Medicina

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procedimento para safenas humanas Veias<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão e reforço externo

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Rato Transplante Renal: Modelos de rejeição de enxertos

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Estabelecimento de um Defeito Modelo segmentar Femoral Critical-size em Ratos estabilizada por osteossíntese Placa

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Uma haste intramedular de bloqueio para Padronizado Fixação do fêmur Osteotomias para analisar normal e defeituosa cicatrização óssea em ratos

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Método de entrega directa segmentos intra-hepática Usando um modelo de rato Liver Hilar Grampo

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

Na Vivo Avaliação do desenvolvimento de calo de fratura durante a consolidação óssea em ratos usando um dispositivo de osteossíntese compatível com MRI para o fêmur de Mouse

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Sampling Strategies and Processing of Biobank Tissue Samples from Porcine Biomedical Models

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of genetically modified pig models, and the often-limited number of available animals of these models, establishment of (biobank) collections of adequately processed tissue samples suited for a broad spectrum of subsequent analyses methods, including analyses not specified at the time point of sampling, represent meaningful approaches to take full advantage of the translational value of the model. With respect to the peculiarities of porcine anatomy, comprehensive guidelines have recently been established for standardized generation of representative, high-quality samples from different porcine organs and tissues. These guidelines are essential prerequisites for the reproducibility of results and their comparability between different studies and investigators. The recording of basic data, such as organ weights and volumes, the determination of the sampling locations and of the numbers of tissue samples to be generated, as well as their orientation, size, processing and trimming directions, are relevant factors determining the generalizability and usability of the specimen for molecular, qualitative, and quantitative morphological analyses. Here, an illustrative, practical, step-by-step demonstration of the most important techniques for generation of representative, multi-purpose biobank specimen from porcine tissues is presented. The methods described here include determination of organ/tissue volumes and densities, the application of a volume-weighted systematic random sampling procedure for parenchymal organs by point-counting, determination of the extent of tissue shrinkage related to histological embedding of samples, and generation of randomly oriented samples for quantitative stereological analyses, such as isotropic uniform random (IUR) sections generated by the &#34;Orientator&#34; and &#34;Isector&#34; methods, and vertical uniform random (VUR) sections.

The practical application and performance of methods for generation of representative tissue samples of porcine animal models for a broad spectrum of downstream analyses in biobank projects are demonstrated, including volumetry, systematic random sampling, and differential processing of tissue samples for qualitative and quantitative morphologic and molecular analyses types.

Estratégias de amostragem e processamento de amostras de tecido do Biobanco de suínos modelos biomédicos

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

Usando um artrômetro de joelho para avaliar as contribuições de tecido-específica para contratura de flexão do joelho em ratos

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...