Diese Arbeit wurde von der AO Foundation (S-08-42G) und RISystem AG unterstützt. Wir möchten verlängern eine sehr große &quot;Dankeschön!&quot; Stephan Zeiter-Team am AO Forschungsinstitut Davos, Schweiz, weil sie so zuvor, damit wir die ihre oder Einrichtungen für die Dreharbeiten zu diesem chirurgischen Verfahren zu verwenden.

Tierpflege und experimentelle Protokolle wurden in Übereinstimmung mit NIH-Richtlinien gefolgt von der Diakonisse Beth Israel Medical Center Institutional Animal Care und Use Committee, Boston, MA genehmigt. (Protokoll-Nummer: 098-2009) 1. Herstellung von OP-Materialien und Instrumente <ol><li> Sterilisieren alle chirurgischen Materialien und Instrumente zur Operation vor der Verwendung durchzuführen. Packen Sie benötigten Materialien, mit oder ohne Instrumentenablage, in einem gefalteten Tuch oder Papier eingewickelt und Dichtung mit Autoklaven Band für die Dampfsterilisation. Die Temperatur des Autoklaven sollte bei 125-135 ° C für 20-25 min Sterilisierzeit dann 10-15 min Trocknungszeit betragen. </li><li> Um sicherzustellen, dass zum Zeitpunkt der Operation wurden die Ratten 200-250 g. Dies ist sehr wichtig, denn wenn die Ratten sind schwerer in der Größe, so wird eine andere Größe Fixateur verwendet werden. Für Ratten schwerer als 250 ga größere Version des Fixateur externe System verwendet werden soll. </li> &lt;/ Ol&gt; 2. Chirurgische Vorgehensweise und Anwendung des Fixateur externe <ol><li> Kaufen Sprague-Dawley (oder jede andere Stamm)-Ratten (männlich oder weiblich, 200-250 g) von jedem zertifizierten Tier Lieferanten. Folgen Sie den entsprechenden Tierpflege und experimentelle Protokolle in Übereinstimmung mit nationalen Richtlinien, die von Institutional Animal Care und Use Committee des Forschers zugelassen ist. Warten Sie mindestens 48 Stunden Eingewöhnungszeit vor dem Eingriff. </li><li> Für Chirurgie, transportieren die Ratte zu einem dedizierten chirurgischen Eingriff Raum. </li><li> Betäuben die Ratte mit Isofluran zunächst über Induktionskammer, und dann mit Gesichtsmaske zu einem Anästhesiegerät mit einer Geschwindigkeit von 1,5-2% in 1-1,5 L von O 2 / min angeschlossen fortsetzen. Zu Beginn der Operation stellen Sie sicher, das Tier in tiefer Narkose. Um dies zu tun, verwenden Pedal-Reflex-Technik durch verlängern das Bein und Kneifen der Steg zwischen den Zehen mit den Fingern (nicht der Zeh selbst!). Das Tier ist nicht sufficiently betäubt, wenn das Glied zurückgezogen wird, tritt Muskelzuckungen oder wenn das Tier macht Lärm. </li><li> Nachdem die Ratte unter tiefer Narkose für die Chirurgie, das Antibiotikum zu injizieren (Cefazolin, 20 mg / kg) und das Analgetikum Buprenorphin (Dosis 0,08 mg / kg) intramuskulär in das rechte Bein. Zu große Menge an Flüssigkeitsverlust während der Operation zu vermeiden verabreichen warme sterile Kochsalzlösung subkutan in 3-5% des Körpergewichts vor der Operation, und wenn es am Ende erforderlich. Steriler Augensalbe für die Augen, um sie hydriert zu halten, um Verletzungen der Hornhaut zu verhindern. </li><li> Nach den Drogeninjektionen, rasieren und reinigen Sie die gesamte rechte Hinterbein der Ratte mit chlorohezadine oder andere Desinfektionslösung und übertragen das Tier auf den OP-Tisch. (Das Bein operiert müssen die gleichen sein wie die, die eingespritzt wurde.) </li><li> Legen Sie das Tier auf einer beheizten Fläche in der Bauchlage (Abbildung 1A). Stellen Sie sicher, die Gesichtsmaske auf der Nase und Mund achtern bleibter die Übergabe an den OP-Tisch, und pflegen die in 2.3 genannten Anästhesie-Schema). Drapieren den Bereich des chirurgischen Eingriffs mit einem sterilen Abdecktuch gefenstert, so daß nur die Schenkel für eine Operation vorgesehen ausgesetzt. </li><li> Stellen einen ungefähren Einschnitt von 3-4 cm (1B) durch die Haut verlauf kraniolaterale auf der Oberfläche des rechten Oberschenkels des Trochanter major in die suprakondyläre Bereich des Knies mit einem Skalpell (Abbildung 1C). Setzen Sie den Schaft des Oberschenkelknochens durch sanfte Dissektion Trennung der Fascia lata, und sicherzustellen, dass das Muskelgewebe wird nicht geschnitten. Danach trennen auseinander die M. vastus lateralis und M. Bizeps femoris und heben Sie den M. tensor fasciae latae, die volle Länge des Oberschenkelknochens aus (darauf achten, dass der Ischiasnerv wird beibehalten; 1D). </li><li> In der geplanten Fläche von Osteotomie, bereiten Sie die Oberschenkelknochen entlang der Mittelbereich der Diaphyse durch Lösen der umgebenden Muskelgewebe aus dem femur. Zuerst starten, indem Sie den Henahan Aufzug senkrecht auf der freigelegten Oberfläche des Oberschenkelknochens und dann mit einem Skalpell, lassen Sie die Muskeln in dem angrenzenden Gebiet. <ol><li> Weiterhin durch Vorschieben nach vorne und gehen um die Oberschenkel, die Nähe zur Knochenoberfläche, bis alle der umgebenden Muskelgewebe aus dem gesamten Mittelteil des Knochens (wo der Defekt wird erstellt) gelöst und die Muskulatur wird komplett gereinigt aus den Knochen. Während dies zu tun, ist es sehr wichtig, in der Nähe der Knochenoberfläche zu bleiben, um zu vermeiden, schneiden keine größeren Gefäße. </li></ol></li><li> Für ein 5 mm großes Knochendefekt, Loop 2 Stück Gigli Drahtsäge (0,22 mm) um den Knochen in medio-lateralen Ausrichtung (1E, F). Nach Schleifen der Drahtsäge, Position einstückig an der distalen Seite des Oberschenkelknochens in der Nähe des Kniegelenks, und ein zweites Teil an der proximalen Seite in der Nähe des Hüftgelenks. Mit S-Form gebogene Sezieren und Ligat klemmen die Gigli Draht sah Stücke auf jeder SeiteUre Pinzette, so dass es bleibt in der vorgesehenen Stelle. Wenn ein einzelner Schnitt Osteotomie geplant ist, dann nur ein Stück Draht Säge. </li><li> Verwenden Sie den Fixateur externe Platte als Schablone, um die genaue Position des Implantats zu bestimmen. Die Position des Fixateur externe ist so nah wie möglich an der Mitte des Oberschenkels ist. <ol><li> Positionieren Sie den Fixateur externe Platte auf der anterolateralen Oberfläche der Knochen. Dies wird durch nach außen Drehen des Femurs erreicht. In dieser Position das weiche Gewebe Schicht ist an der dünnsten, die übermäßige Weichteilspannung unter der Fixateur Platte verhindert, nachdem die Wunde geschlossen ist. </li><li> Dann leicht anheben Fixateur externe Platte an der Knochenoberfläche, um sicherzustellen, dass die Löcher der Platte an die Knochenoberfläche zentriert. Halten Sie den Fixateur externe mit einer kleinen Klemme, damit es parallel zur Längsachse des Knochens zu bleiben, und dann mit einem Elektrowerkzeug oder eine Handbohrmaschine um das erste Loch auf der proximalen Seite des Oberschenkelknochens mit dem 0,79 bohrenmm Bohrer. Vor voran vorwärts, stellen Sie sicher, dass die Spitze des Bohrers ist immer noch auf der Knochenoberfläche zentriert. </li><li> Wenn die Spitze des Bohrers entschlüpft, verwenden Sie die 1,00 mm Platinen Zähler (8F), um die Position der ersten Bohrung zu zentrieren. Der Zähler Platinen sollte verwendet werden, um alle verbleibenden Befestigungsstifte positionieren. Dadurch wird eine perfekte Ausrichtung der Bohrungen und der Fixateur Platte relativ zu der Knochenoberfläche. </li></ol></li></ol> 3. Fixateur externe Implantationsverfahren Mit Schneidführung <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Platte des Fixateur externe ist nicht auf den Kopf, bevor es mit dem Clip an der Säge Führung montiert. Diese bestimmen, indem die Größe der Löcher auf der Platte. Die richtige Seite ist mit einem Durchmesser des größeren Lochs nach oben ein. Wenn die Differenz zwischen der Größe der Löcher in der Fixateur ist nicht ersichtlich, verwenden Sie die Gegen Platine. <ol><li> Führen Sie die Spitze des Zählers Platinen in eines der Löcher aufder Fixateur Platte, wenn der Zählerplatine in das Loch passt, dann ist dies die Oberseite des Fixateurs, jedoch, wenn die Spitze des Gegenplatinen nicht passt, dann ist dies eine Unterseite des Fixateurs und muß umgedreht werden, für die Implantation entsprechend. (Achtung:.. Achten Sie darauf, auf die Längsachse des Knochens senkrecht bohren, da dies eine perfekte Ausrichtung der Fixateur an die Knochenoberfläche zu gewährleisten Die Richtung der ersten Bohrung bestimmt die endgültige Ausrichtung des Fixateur am Knochen Denken Sie an die Befestigungsstifte die gleiche Länge haben, und wenn die Fixiereinrichtung nicht parallel zur Längsachse des Knochens ist der Abstand zwischen dem Fixateur und den Knochen zu sehr unterscheiden und die Fähigkeit aller vier Befestigungsstifte, beide Kortex eindringen kann.) </li><li> Nach der Ausrichtung wird bestätigt, Clip die Platte an der Sägenführung (Abbildung 2a, b) und klemmen Sie dann das Gerät auf den Knochen, so dass der erste vorgebohrtes Lochmit der ersten Bohrung auf der Platte (2C) ausgerichtet ist. Verwenden Sie die 0,70 mm Vierkant in die Handbohrmaschine eingesetzt, um die erste Montagestift in das Loch zu fahren. Dadurch wird reproduzierbare Positionierung für die restlichen Montagestifte erlauben. </li><li> Nachdem die erste Montagestift ist vorhanden, dann bohren Sie das am weitesten entfernte Loch von der ersten Montage an der distalen Seite Stift, und fahren Sie die zweite Montagestift in das Loch. Die Implantation Reihenfolge der beiden mittleren Befestigungszapfen ist nicht wichtig. </li></ol></li></ol> 4. Fixateur externe Implantationsverfahren Ohne die Saw Guide: Die Anwendung des Fixateur externe kann auch ohne Verwendung der Sägelehre durchgeführt werden. Die ersten Schritte des Fixateur externe Implantation sind die gleichen, bis das Gerät mit der Säge Führung auf dem Knochen (Schritt 3.1) abgeschnitten. Wenn die Säge Führung nicht verwendet wird, ist es sehr wichtig, den Fixateur Platte in der richtigen Orientierung während haltendas gesamte Antragsverfahren. Der Femur muss extern in die anterolaterale Richtung gedreht werden. <ol><li> Halten des Fixateur externe Platte mit einer kleinen Klemme oder S-förmig gekrümmten Sezieren und Ligatur Zange, so daß er parallel zur Längsachse des Knochens (3A) ist. Die Anwendung des ersten Befestigungsstift der Ausrichtung des Fixateurs zu bestimmen, muss daher die Drehung des Knochens beibehalten werden, bis der erste Stift eingesetzt wird (3B). Nachdem der erste Stift ist vorhanden, vorsichtig mit der Pinzette, um den Fixateur Platte, die als Bohrerführung wirkt, zu halten. </li><li> Legen Sie den Bohrer in das zweite Loch - das ist das distale Loch der geplanten Osteotomie Spalt (3C). Vor dem Bohren prüfen, um sicherzustellen, dass das zweite Loch hat die gleiche Ausrichtung wie das erste Loch; auch sicherstellen, dass nach dem Bohren abgeschlossen ist, beide Kortex eingedrungen sind. </li><li> Legen Sie die 0,70 mm im Quadrat box Schraubenschlüssel auf den Handbohrer und legen Sie die Montagestift in die Spitze. Vorsichtig in der Platte des Fixateur externe legen Sie sie, ohne die Ausrichtung der ersten vorgebohrtes Loch. </li><li> Sobald sich die Spitze in Kontakt mit dem Knochen, den Schraubenschlüssel zu drehen beginnen unter Dauer axiale Belastung auf das proximale Ende des Handbohrer angewendet. Nach etwa 5 Umdrehungen, stellen Sie sicher, dass das Gewinde am proximalen Ende des Haltebolzens fängt der Körper des Fixateur externe Platte ist. Dieser Thread sperrt das System. Mehr drehen, wenn das Ende des Knochengewinde nahe der oberen Oberfläche des Knochens (3D). </li><li> Nachdem die Stifte am meisten distalen und proximalen Seite vorhanden sind, vorzubohren die restlichen zwei Mittelbohrungen. Die Implantation Reihenfolge der beiden mittleren Pins ist nicht wichtig (3C). </li><li> Nachdem der Fixateur externe vorhanden ist, verwenden Sie die 0,22 mm Gigli Drahtsäge durch die Sägenführung gerichtet, um die segmentalen Defekt machen (Figure 4A). Wenn das zweite Verfahren ausgewählt wird, wird die Sägeführung, bevor sie einen Defekt abgeschnitten. <ol><li> Dazu übergeben Sie einen 0,22 mm Gigli Draht sah durch die 2 Nuten unterhalb des Oberschenkelknochens (5A), eine 5 mm segmentalen Defekt durch wechselseitige Bewegung hin und her (5B) erstellen mit ausreichender Bewässerung (Einsatz 5 ml Spritze mit Kochsalzlösung bei verzichten die Zeit des Mangels Schöpfung). Um Schäden an den Weichteilen zu vermeiden, schneiden Sie den Draht Säge in der Nähe der Knochen auf der einen Seite nach Abschluss der Osteotomie. Entfernen Sie die Säge Führung (4B). </li></ol></li><li> Nachdem der Defekt oder Osteotomie erstellt wird, entfernen Sie die Sägenführung und schließen die Wunde in Schichten, die erste Muskel (4C), und dann die Haut (4D). Bevor die Wunde geschlossen ist, zu behandeln, den Mangel als im Studienprotokoll vorgesehen. Schließen Sie die Muskelschicht und die Fascia lata mit Ethibond Vicrylnaht 4-0, und die Haut mit Ethicon Monocryl 3-0 sÜNFTIGE. Vermeiden Sie Ziehen Nahtmaterial über nicht sterile Oberflächen während Nähen von Wunden. Hinweis: Um Wunde beißt zu vermeiden, muss die Naht am Ende nicht in die untere Implantat distal. Ebenso können Hautkleber anstelle einer Naht verwendet werden. </li><li> An den ersten drei postoperativen Tagen, geben der Ratte Analgetikum alle 12 h und Antibiotika alle 24 Stunden. Natürlich ist die postoperative Gabe von Medikamenten wird von der Sorte und Marke der von jedem Forscher verwendeten Medikamente variieren je (siehe Drogen Spezifikation Anleitung). </li><li> Überwachen Tiere häufig nach dem Eingriff sicherstellen, dass sie aus der Narkose zu erholen und erst dann bringt sie zu dem Gehäuse Möglichkeiten. Bieten Einzelgehäuse für die ersten paar Tage nach der Operation, um sicherzustellen, dass es keine Komplikationen. </li><li> Überwachen Wasser, die Nahrungsaufnahme und das Körpergewicht nach der Operation, um sicherzustellen, dass das Tier nicht in Schmerz und Leid. Wenn das Tier zeigt eine verminderte Aktivität, Schwierigkeiten beim Bewegen um (mögliche Implantatversagen), ataxia, ungepflegt fettiges Fell, Porphyrin-Färbung um die Augen und Nasenlöcher, gekrümmte Haltung, Atemnot, verminderte Aufnahme von Nahrung und Wasser, etc. konsultieren Sie einen Tierarzt. </li></ol> 5. Änderung der Fixateur externe Steifigkeit in vivo <ol><li> Wenn das Studienprotokoll erfordert die Änderung der Fixateur Steifigkeit während des Heilungsprozesses in vivo Dies wird durch die Änderung der Verbindungselemente mit den speziellen Verriegelungsschrauben mit 0,5 mm Vierkantschlüssel Box auf der Hand Bohrmaschine befestigt erreicht. Für dieses Verfahren, das zu betäuben Ratte (siehe 2.3 im Protokoll) und geben Analgesie (siehe 2.4 im Protokoll) nur einmal zum Zeitpunkt des Verfahrens (6A). <ol><li> Sedieren die Ratte, und legen Sie die Spitze des 0,50 mm Vierkant in die Verriegelungsschraube an der Seite des montierten Fixateur angebracht ist, und starten Sie vorsichtig gegen den Uhrzeigersinn drehen, bis der Stift liegt auf halbem Weg aus (6B </strong&gt;). Nach dieser Teil abgeschlossen ist, wiederholt das Verfahren für den zweiten Stift, der auf der gleichen Seite des Fixateur externe Platte (6C) ist. </li><li> Wenn beide Stifte auf der gleichen Seite sind halb aus Verwenden einer Pinzette oder einer Klemme an dem Verbindungselement an der gegenüberliegenden Seite mit einer sanften Bewegung (6D) zu entfernen. Das Verbindungselement sollte sich lösen einfach, wenn es nicht tut, dann tun Sie ein zusätzliches paar Umdrehungen auf beiden Verriegelungsschrauben um sicherzustellen, dass die Spitze des Verriegelungsschraube ist nicht im Anschlusselement eingebettet ist. </li><li> Nachdem das Verbindungselement entfernt wird, schieben Sie die gewünschte Steifigkeit Verbindungselement an Stelle des entfernten eine (6E), und von der gegenüberliegenden Seite mit dem Vierkant zu drehen beginnen, bis die Verriegelungsschraube ist auf halbem Weg auf der gegenüberliegenden Seite (Abbildung 6F). Wiederholen Sie den Vorgang für die zweite Verriegelungsschraube (6G). Wichtig: thist, wird die Umstellung auf die entgegengesetzte Seite der Platte erfordern, um sicherzustellen, dass beide Verriegelungsschrauben sind auf halbem Weg auf der Seite, wo das Verbindungselement ersetzt wurde (6H, I). </li><li> Nach dieser Teil erfolgreich abgeschlossen ist, entfernen Sie die zweite Verbindungselement (6J) und ersetzen Sie es mit der gleichen Steifigkeit Verbindungselement wie die auf der gegenüberliegenden Seite (6K) ersetzt. Nachdem das zweite Verbindungselement an Ort und Stelle ist, starten Sie den Antrieb der Verriegelungsschraube, bis die Verriegelungsschraube Ende verlässt die gegenüberliegende Seite der Platte, und die ineinandergreifenden Schraubenspitze hat die gleiche Menge auf jeder Seite (Abbildung 6L) verlassen. Wiederholen Sie den Vorgang für die zweite Verriegelungsschraube (Abbildung 6 M, N). Dieser Vorgang dauert ca. 15 Minuten in Anspruch. </li></ol></li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

Der Autor Romano Matthys ist Mitarbeiter von RISystem AG Davos, Schweiz, die die Implantate, Implantat spezielle Instrumente und Verbrauchsmaterialien in diesem Artikel verwendet wird, erzeugt. Der Autor Vaida Glatt hat keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Die wichtigsten Schritte eines chirurgischen Verfahrens eine große Knochendefekt zu schaffen, sind: 1) die Wahl der geeigneten Körpergewicht der Ratten, die Größe des Fixateur externe entsprechen; 2) Aufrechterhalten einer sterilen Umgebung während des Verfahrens; und 3) nach dem chirurgischen Eingriff Protokoll. Die Hauptziele dieser Studie waren zu entwerfen, herzustellen und zu charakterisieren, eine neue, variable Steifigkeit Fixateur externe für die Ratte Oberschenkel großen Defe...

Eine Reihe von Studien haben unser Verständnis der biologischen Mechanismen der Knochengewebereparatur beteiligt 1-6 verbessert. Die Auswirkungen der mechanischen Bedingungen auf die Knochenreparatur, wie axial, Scherung und interfragmentäre Bewegungen (IFM) wurden ausgiebig 7-15 sucht. In den letzten Jahren begann immer mehr Studien entstehen beschreibt den Einfluss der mechanischen Umgebung auf die Knochenheilung mit Fraktur, Osteotomie und großen Segmentknochendefekt in-vivo-Modellen. Daher sind zuverlässige Fixierung Methoden erforderlich, um reproduzierbare und zuverlässige Ergebnisse zu erhalten Studie. Die mechanische Umgebung der Bruchheilung ist sehr wichtig, da es die Art und Weise der Bruch heilt bestimmt. Somit ist die Wahl der Befestigungsvorrichtung sehr wichtig und sollte in Abhängigkeit von der Studiendesign sorgfältig ausgewählt werden, und anderen Faktoren, wie der Spaltgröße und der Art der Fraktur. Mechanischen Eigenschaften der Befestigungsvorrichtung einre noch wichtiger, wenn die Untersuchung der Knochenheilung von großen Knochendefekten, eine Fixierung, die nicht nur eine konstante Spaltgröße während des Experiments Zeitraum von Vollbelastung, sondern auch eine ideale Umgebung für die mechanische Heilung Knochen bietet etablieren. Fixateur externe sind häufig in Fraktur und großen Knochendefekt experimentellen Heil Modelle verwendet, weil sie einen Vorteil gegenüber anderen Fixierungsvorrichtungen haben. Der Hauptvorteil der externen Fixatoren sind, dass sie erlauben die Änderung der mechanischen Umgebung an der Defektstelle in vivo ohne sekundäre Intervention, die durch eine Änderung oder Einstellung der Stabilisierungsstange der Vorrichtung während des Verlaufs des Experiments als die erreicht werden kann, Knochenheilung fortschreitet. Darüber hinaus erlaubt es die Anwendung der spezifischen lokalen mechanischen Stimulation, um die Reparatur von Knochen zu verbessern, und bietet auch die Möglichkeit, die Steifigkeit des Kallus in vivo zu messen. Dennoch sind die Geräte haben auch ein paar Nachteile, ua: Irritation des Weichgewebes, Infektionen und Pin Bruch. Leider waren solche Implantate nicht &quot;von der Stange&quot; zu der Zeit der Implantatentwicklung, und Ermittler wurden gezwungen, um benutzerdefinierte entwerfen ihre eigenen Fixateur für bestimmte Anwendungen. Daher eine Einschränkung der Forschung in diesem Bereich war der Mangel an experimentellen Kontrolle über die lokalen mechanischen Umgebung innerhalb eines großen segmentalen Defekt sowie Osteotomien, wie es heilt. Die mechanischen Eigenschaften eines Fixateur externe werden definiert und kann moduliert werden, indem eine große Anzahl von Variablen, die umfassen: die Entfernung zwischen den Stiften, Stiftdurchmesser, Stiftmaterial, die Anzahl der Stifte, Fixateur Länge, Fixateur Taktnummer, Fixateur Stangenmaterial, Fixateur bar Dicke und der Abstand von der Knochenoberfläche an den Fixateur bar (Offset). Überraschenderweise konnte nur eine geringe Zahl von Untersuchungen festgestellt, daß die mechanische Beiträge der einzelnen Komponenten untersucht haben,der Fixateur oder ganze Rahmenkonfigurationen in Nagerstudien 16,18,28 verwendet. Zum Beispiel zeigten die Ergebnisse einer Studie, dass einer der Hauptgründe, die Gesamtsteifigkeit der Befestigungs Konstrukt wurde durch die Flexibilität der Stifte in Bezug auf die Offset-, Durchmesser und Materialeigenschaften 28 dominiert. Die Ergebnisse der oben genannten Studien deuten klar darauf hin, dass die Kenntnis der mechanischen Umgebung der Fixiervorrichtung vorgesehen ist äußerst wichtig, und doch in vielen Fällen ist nicht im Detail untersucht. Die vorliegende Papier berichtet das Design, die Spezifikationen und in vivo Implantation eines Fixateur externe, die dieses Problem behebt. Dieser Fixateur ermöglicht auch die Modulation der mechanischen Umgebung dadurch den Heilungsprozess, eine Eigenschaft, die die Untersuchung der mechanisch-Empfindlichkeit der unterschiedlichen Stadien des Heilungsprozesses in vivo ermöglicht. Zusätzlich sowie zur Einführung eines kontrollierten und reproduzierbaren lokale Mechanikeral-Umgebung können die Zugänglichkeit auch für die Modulation dieser Umgebung in verschiedenen Stadien der Knochenheilung. Der Fixateur wir entworfen wurde, auf externe Fixation, die weithin für Frakturfixierung 16-21 und großen Defekt Modelle in Versuchstieren 22-27 verwendet wird. Der Unterschied zwischen unseren Fixateur externe und der anderen vorhandenen Motiven in der Literatur berichtet ist, dass ihre Stabilität Stange mit Schrauben befestigt ist, um einen festen Griff mit Kirschnerdrähten (K-Drähte) haben. Diese Art der Konstruktion erfordert Schrauben nachgezogen werden alle zwei Wochen (manchmal sogar wöchentlich), um sicherzustellen, dass der Abstand des Offset wird beibehalten, wie die Belastung durch Gewichtsbelastung, um die Lockerung des Stabilitäts bar zu verhindern. Wenn eine solche Lockerung auftritt, ermöglicht sie unerwünschte zusätzliche Belastung Bedingungen wie eckig, Quer-und Drehbewegungen des Scher Heilung von Knochen (basierend auf persönlichen Erfahrungen, die Kommunikation mit researchers). diesem Wissen wurde ein Fixateur externe als solche ausgebildet ist, dass, wenn die Steifigkeit des Fixateurs geändert werden muss, wäre es durch Entfernen von Verbindungselementen, um das Hauptmodul, wo die Befestigungsstifte eingebettet angebracht erreicht werden. Die in-vivo Pilotversuch wurde mit dem neuen Prototyp Fixateur externe durchgeführt, um sicherzustellen, dass es alle vorgeschlagenen Anforderungen erfüllt, bevor sie in größeren Mengen hergestellt wird. Das Hauptziel für diese Arbeit ist es, eine neue Operationsmethode für einen externen Fixateur für große Knochendefekte und Osteotomien bei der Ratte mit der Fähigkeit, in vivo Steifigkeit während des Heilungsprozesses verändern verwendet zu präsentieren. Diese Befestigungsmethode ist die in vivo an der Oberschenkelknochen von Ratten aufgetragen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

Die mechanische Umgebung der Heilung von gebrochenen Knochen ist sehr wichtig, da es die Art und Weise der Bruch heilt bestimmt. In den vergangenen zehn Jahren hat es große klinische Interesse an der Verbesserung der Knochenheilung durch die Veränderung der Umwelt durch mechanische Fixierung Stabilität in der Läsion. Eine Einschränkung der präklinischen Tierforschung in diesem Bereich ist der Mangel an experimentellen Kontrolle über die lokalen mechanischen Umgebung innerhalb eines großen segmentalen Defekt sowie Osteotomien, wie sie zu heilen. In diesem Papier auf die Gestaltung und die Verwendung von einem externen Fixateur berichten wir, um die Heilung von großen Knochendefekten oder segmentale Osteotomien studieren. Diese Vorrichtung ermöglicht nicht nur eine kontrollierte axiale Steifigkeit auf der Knochenbefall, wie es heilt, sondern es ermöglicht auch die Änderung der Steifigkeit während des Heilungsprozesses in vivo. Die durchgeführten Versuche haben gezeigt, dass die Fixiereinrichtungen konnten eine 5 mm Schenkeldefekt Spalt aufrechtzuerhalten bei Ratten in vivo während uneingeschränkte KäfigAktivität für mindestens 8 Wochen. Ebenso beobachteten wir keine Verzerrung oder Infektionen, einschließlich Infektionen Stift während des gesamten Heilungsphase. Diese Ergebnisse zeigen, dass die neu entwickelten Fixateur externe konnte reproduzierbar und standardisierte Stabilisierung zu erreichen, und die Veränderung der mechanischen Umgebung des in vivo-Ratten großen Knochendefekten und verschiedene Größe Osteotomien. Dies bestätigt, dass der externe Fixateur ist für die präklinische Forschung Untersuchungen mit einem Rattenmodell auf dem Gebiet der Knochenregeneration und Reparatur gut geeignet.

Design-Spezifikationen Stabilisierung des Femurs der Ratte mit der externen Fixierungssystem ermöglicht die Erstellung von Osteotomien von 0,5 bis 5 mm. Der Fixateur externe System gesperrt ist Fixateur externe aus Polyetheretherketon (PEEK - [Hauptkörper]) hergestellt und Titan-Aluminium-Niob-Legierung (TAN - [die Befestigungszapfen]), die eine einfache, reproduzierbare und einstellbare Konstruktion bietet, und ist in vier verschiedenen Steifigkeiten: 10, 40, 70 und 100% (100% ist dabei die ...

Watch this Scientific Journal Video about Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models at JoVE.com

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Einstellbare Steifheit, Fixateur externe für die Ratte Femurosteotomie und segmentale Knochendefekt Modelle

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

adjustable-stiffness-external-fixator-for-rat-femur-osteotomy

Research

JoVE Journal

Medicine

22.5K Aufrufe.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Serie: Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Models von Knochenmetastasen

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

Forschung

Medizin

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Verfahren für Menschen V. saphena<em&gt; Ex-vivo-</em&gt; Perfusion und Außen Verstärkung

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Einrichtung eines segmentalen Femoral Critical-size Defektmodell in Mäusen durch Plattenosteosynthese Stabilisierte

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Eine intramedulläre Verriegelungsnagel für Standardisierte Fixierung von Femur Osteotomien zur Analyse von normalen und Defekte Knochenheilung bei Mäusen

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Methode der direkten segmentale Intra-Leber-Lieferung Mit einer Rattenleber Hilar Clamp Modell

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

In Vivo Bewertung der Fraktur Kallus Entwicklung während der Knochenheilung bei Mäusen mit einem MRI-kompatiblen Osteosynthese Gerät für Maus Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Sampling Strategies and Processing of Biobank Tissue Samples from Porcine Biomedical Models

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of genetically modified pig models, and the often-limited number of available animals of these models, establishment of (biobank) collections of adequately processed tissue samples suited for a broad spectrum of subsequent analyses methods, including analyses not specified at the time point of sampling, represent meaningful approaches to take full advantage of the translational value of the model. With respect to the peculiarities of porcine anatomy, comprehensive guidelines have recently been established for standardized generation of representative, high-quality samples from different porcine organs and tissues. These guidelines are essential prerequisites for the reproducibility of results and their comparability between different studies and investigators. The recording of basic data, such as organ weights and volumes, the determination of the sampling locations and of the numbers of tissue samples to be generated, as well as their orientation, size, processing and trimming directions, are relevant factors determining the generalizability and usability of the specimen for molecular, qualitative, and quantitative morphological analyses. Here, an illustrative, practical, step-by-step demonstration of the most important techniques for generation of representative, multi-purpose biobank specimen from porcine tissues is presented. The methods described here include determination of organ/tissue volumes and densities, the application of a volume-weighted systematic random sampling procedure for parenchymal organs by point-counting, determination of the extent of tissue shrinkage related to histological embedding of samples, and generation of randomly oriented samples for quantitative stereological analyses, such as isotropic uniform random (IUR) sections generated by the &#34;Orientator&#34; and &#34;Isector&#34; methods, and vertical uniform random (VUR) sections.

The practical application and performance of methods for generation of representative tissue samples of porcine animal models for a broad spectrum of downstream analyses in biobank projects are demonstrated, including volumetry, systematic random sampling, and differential processing of tissue samples for qualitative and quantitative morphologic and molecular analyses types.

Probenahmestrategien und Verarbeitung der Biobank Gewebeproben von porcinen biomedizinische Modelle

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

Verwenden ein Knie Arthrometer auszuwertende gewebespezifischen Beiträge zum Knie Beugung Kontraktur in der Ratte

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...