Dr. Keating es financiado por CA100335 subvención del Departamento de Defensa y es una de St. Baldrick becario de la Fundación.

Todos los procedimientos descritos fueron revisados ​​y aprobados por nuestro comité de cuidado de los animales y el uso institucional. 1. plan del experimento <ol><li> Elija células a inyectar. Las células procedentes de una variedad de fuentes son candidatos para la inyección: líneas de cultivo de células adherentes, clones modificados genéticamente, células de neuroesferas, cultivos primarios o tumores desagregados. El tipo de modelo deseado definirá el sitio más apropiado de la inyección. <ol><li> Determinar el número de células por inyección. El número de células requerido para formar tumores varía con la línea celular y debe ser determinada empíricamente; tasa de crecimiento del tumor depende en gran medida del tipo de célula, el número de células y el número de pases en cultivo de tejido. El número de células que van desde 1 × 10 4 2 x 10 5 o más por inyección han producido tumores de tasas de crecimiento diferentes. </li><li> Limitar el volumen de inyección. Las células deben ser suspendidos en el volumen pequeño de medio libre de suero o de fosfato tamponada saline (PBS) que permite el paso fácil liso, a través de una aguja de 26 g. Cuanto menor sea el volumen efectivamente entregado en el cerebro, el más preciso y definido el tumor resultante; resultados óptimos se obtienen mediante la inyección de volúmenes que van del 3 al 6 l. Plan para preparar un volumen total final de al menos 50 l de células suspendidas, sin importar el número de inyecciones previstas, para permitir la medición exacta, la mezcla y de muestreo. </li></ol></li><li> Elija ratones apropiado para el modelo. Los modelos murinos de tumores humanos utilizan típicamente ratones inmunocomprometidos jóvenes para evitar el rechazo del injerto inmune mediada. No es necesario que el trabajo se lleve a cabo en un gabinete de seguridad biológica, si se toman las precauciones adecuadas, incluyendo la descontaminación, desinfección y esterilización de materiales y equipos. El trabajo que se muestra aquí se ha hecho en ratones atímicos, hombres y mujeres, de entre 6 y 12 semanas de edad. Los ratones que pesan menos de 20 g puede ser difícil de posición sobre comotereotaxic marco y pueden ser más susceptibles a la hipotermia. </li></ol> 2. Monte el Equipo <ol><li> Obtener y descontaminar un ratón marco estereotáxico, consola de alineación, y soporte del cabezal de la anestesia de gas del ratón, bomba microjeringa, almohadilla de calor, máquina de anestesia, lámpara de trabajo de fibra óptica, y un taladro rotativo de velocidad variable. Limpie y desinfecte todo el equipo. </li><li> Programar los parámetros de inyección (incluyendo el volumen de inyección, la tasa, las unidades de tasa, tipo jeringa de flujo) y otras variables necesarias para el funcionamiento de la bomba de jeringa. Optimizar los ajustes para cada modelo en particular. NOTA: En estas inyecciones los ajustes eran 3.000 muestras nl a un ritmo de 400 nl / min (unidades de gasto &quot;M&quot;) usando una jeringa de 25 l (Tipo de dispositivo &quot;E&quot;) en el modo de no agrupados (&quot;N&quot;). </li><li> Limpie una microjeringa precisión con 26 T aguja con varios enjuagues de agua desionizada estéril (diH 2 O) y 70% de etanol (EtOH), haciendo un ri definitivanse con diH 2 O. Algunos, pero no todos los modelos están diseñados para ser esterilizado en autoclave. Asegúrese de que el movimiento del émbolo es suave y libre. </li><li> Obtener el equipo de administración de anestesia. El isoflurano es el anestésico preferido ya que es fácil de regular la profundidad y duración de la anestesia. Asegúrese de que la unidad estereotáxica está equipado con un accesorio de gas anestesia ratón y que el tubo y conectores necesarios están en su lugar para suministrar la mezcla de gas de la máquina de anestesia para el ratón. </li><li> Herramientas quirúrgicas Autoclave, incluyendo tijeras de punta fina, dos pinzas / hemostáticos (con dientes) para la sutura, tijeras, pinzas de tamaño medio a medio y punta fina, y al menos dos de 1 mm brocas dentales. Mantener limpias instrumentos durante el procedimiento con 70% de EtOH, desinfectante, o un esterilizador de cuentas. </li><li> Obtener isoflurano, analgésico, oftálmica ungüento / lubricante, ungüento antibiótico, solución salina, el peróxido de hidrógeno al 30% (H 2 O 2), antiséptico, y cera de hueso (si se desea) a partir de unasuministro de veterinaria o médica. Preparar estéril diH 2 O y el 70% de EtOH. Desechables tales como gasas, apósitos estériles, suturas, hisopos de etanol, hisopos de algodón con punta, guantes quirúrgicos estériles, hojas quirúrgicas y más están detallados en la lista de materiales. Un marcador permanente de punta fina para marcar el cráneo debe ser descontaminado y dedicada para uso quirúrgico. </li></ol> 3. preparar células para inyección <ol><li> En los experimentos que se muestran aquí, seleccione una línea celular humana inmortalizada GBM. Determinar el número de células (2 x 10 5) y el volumen de suspensión que se inyecta (3 l) empíricamente; detalles pueden variar con el tipo de célula. Utilizar un volumen de al menos 50 l para facilitar la exacta medición, mezcla, y la inyección. </li><li> Trypsinize células y resuspender en medios de comunicación o PBS. Lleve a cabo los siguientes pasos justo antes de la inyección de células: <ol><li> Retire el medio de las células mediante aspiración y enjuague con 10 ml de PBS por placa de 100 mm; eliminar PBS. </li><li> Add 1 ml de tripsina a cada placa de 100 mm y se incuba a RT el tiempo suficiente para producir una única suspensión celular. </li><li> Detener la actividad de la tripsina con 5 ml Medio Eagle Modificado de Dulbecco (DMEM) + 10% de suero fetal bovino (FBS) por placa de 100 mm. </li><li> Precipitar las células por centrifugación a 450 xg y resuspender en ~ 5 ml de suero libre de DMEM (SF-DMEM) por placa de 100 mm. </li><li> Recuento de células viables utilizando un hemocitómetro o un contador de células automatizado. </li><li> Ajuste la densidad de células vivas a 2 x 10 5 células / 3 l (o según lo determinado por la experimentación) sedimentando las células y resuspensión en SF-DMEM. </li></ol></li><li> Mantenga células refrigerados en hielo o una compresa frío (no permita que las células se congelen). Mezclar suavemente con un movimiento rápido del dedo. </li></ol> 4. Anestesiar y Preparar ratón para Cirugía <ol><li> Inducir la anestesia utilizando ~ 5% de isoflurano (oxígeno flujo ~ 2 L / min) o como lo indique el veterinario. La inducción debe tomar de 2 a 3 min. Mantener ratón en una profundidad adecuadade la anestesia con ~ 3% de isoflurano. <ol><li> Comprobar la profundidad de la anestesia por pellizco dedo del pie, si está indicado ajustar isoflurano y continuar vigilando la respiración y la puntera respuesta pellizco durante todo el procedimiento. Cubra ratón con gasas para el calor y el ratón del monitor con regularidad durante todo el procedimiento, que puede tardar de 45 minutos a 1 hora, dependiendo de la velocidad de inyección. </li></ol></li><li> Coloque el ratón en el marco estereotáxico deslizando cuidadosamente la barra paladar sobre la lengua y en la boca. Enganche los incisivos delanteros en el agujero del diente. Utilice barras de oído para estabilizar la cabeza, con la superficie de oreja a ojo lo más cerca horizontal posible. No fuerce las barras en el canal auditivo. Es fundamental para posicionar la cabeza de forma segura: comprobar el movimiento de lado a lado y de arriba a abajo suavemente con los dedos. Utilice los controles ajustables de la unidad estereotáxica para optimizar en forma. </li><li> Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico. Limpie la piel entre las orejas y los ojos dos veces con alternancia de aplicaciones de povidona-yodoe antiséptico y 70% de EtOH. </li><li> Inyectar por vía subcutánea analgésico elegido (SQ) en el flanco (o según las indicaciones). </li></ol> 5. Realizar Inyección <ol><li> Determinar el sitio de la inyección. El sitio de inyección puede variar con el tamaño y la cepa de ratón y el tipo de célula. Las células inyectadas demasiado cerca de los ventrículos pueden conducir a cráneo-vertebral propagación de la enfermedad. Las células inyectadas demasiado superficial pueden crecer a través del trayecto de la aguja. NOTA: En los experimentos que se muestran aquí, el objetivo se define como la región frontal de la corteza cerebral un sitio de 2,5 mm lateral (derecha), se eligió 1,5 mm anterior y 3,5 mm ventral con respecto a la bregma (Figura 1), produciendo un tumor del cerebro medio en los ratones que van desde 20 a 30 g. </li><li> Hacer una pequeña incisión (~ 8 mm de largo) utilizando una técnica estéril a través de la piel de la cabeza para exponer el bregma y el sitio de la inyección. Un corte diagonal, desde un punto entre el eje de la línea media y el ojo derecho hacia el oído derecho ( <strong&gt; Figura 2) permite el acceso tanto a la bregma y el sitio de inyección. </li><li> Retirar la piel y utilizar un hisopo de algodón estéril para secar la superficie del cráneo. Seque el hueso con otro hisopo humedecido con H 2 O 2 para visualizar bregma. El H 2 O 2 se producen burbujas de oxígeno, dejando las líneas finas de espuma blanca a lo largo de las suturas coronal y sagital que se cruzan en bregma. </li><li> Bloqueo de una jeringa vacía con la aguja en la microbomba y maniobrar la punta de la aguja directamente sobre el bregma; conjunto coordina en la consola de alineación a 0,0 mm lateral, 0.0 mm anterior / posterior y 0,0 mm ventral / dorsal. </li><li> Mueva la aguja a 2,5 mm lateral (derecha) y 1,5 mm anterior con respecto al bregma (o ubicación deseada) utilizando los botones de control en la unidad estereotáxica. Levante ligeramente la jeringa y marcar la ubicación exacta en el cráneo con un rotulador dedicado. Si la superficie externa del cráneo no está en un plano nivelado con bregma (i.e., el dorsal / ventral de coordenadas ya no lee cero), restablezca el ventral / dorsal lectura a 0,0 para asegurar que la profundidad de la inyección no se desplaza. </li><li> Perforar un pequeño agujero en el cráneo con un taladro rotatorio de mano equipado con una punta dental estéril en el sitio apropiado marcado con la pluma en el paso 5.5. Mantenga la broca en un ángulo en el cráneo y tocar muy suavemente la punta hasta el hueso. Repita según sea necesario. La perforación casi pero no completamente a través del hueso, dejando la aguja para penetrar realmente esta capa del cráneo, los resultados en la inyección limpio. </li><li> Quite el polvo de hueso con un bastoncillo de algodón humedecido en PBS o solución salina. Devuelva la jeringa a la bomba y bajar la aguja directamente hacia el agujero de trépano para confirmar la ubicación. Si el orificio de trepanación no está centrada con la aguja, utilice el taladro para agrandar la abertura. </li><li> Mezclar suavemente la suspensión celular y extraer las células dentro de la jeringa utilizando el controlador de la bomba. Evite las burbujas y las matas y limpiar el ingenio agujah una gasa con alcohol para eliminar las células contaminantes en la superficie exterior. Si la jeringa / aguja está obstruido o congelado, quitar y limpiar rápidamente con agua estéril y 70% de EtOH. </li><li> Bajar la aguja hasta el nivel de la superficie del cráneo (0,0 mm ventral / dorsal). Luego, lentamente (durante aproximadamente 1 min) bajar la aguja para perforar a través de todo el espesor del cráneo y de penetrar en el cerebro a una profundidad de 4 mm ventrall. Retire la aguja lentamente a 3,5 mm ventral. Si la cabeza del ratón se mantiene firmemente en la unidad estereotáxica, no debería ser casi ningún movimiento del cráneo. </li><li> Confirme que los parámetros correctos se introducen en el controlador de la bomba (sección 2.2) y presione &quot;RUN / STOP&quot; (o como lo indique el manual del producto) a autoinject células. Monitorear el ratón y ajuste isoflurano si está indicado. Ver la jeringa y asegúrese de que el émbolo se mueve en el barril. Movimiento congelado u obstruido puede dar lugar a una inclinación / émbolo roto. </li><li> Espere 1 a 2 min con la aguja en la blluvia, a continuación, muy lentamente (más de 3 a 4 min) retirar la aguja del tejido. Tiempo total para retirar la aguja después de se haya completado la inyección es de 5 min. Use un hisopo de algodón para secar la zona alrededor del orificio de trepanación; dejar los bordes de la piel abierta para permitir que el hueso se seque. </li><li> Retire la jeringa de la bomba y enjuagar rápidamente 3 veces con H2O estéril, 3 veces con EtOH al 70%, y 3 veces con H2O estéril (o como lo indique el fabricante). Limpie la aguja con EtOH y reservar. </li><li> Aplicar cera de hueso estéril (equivalente a 1 o 2 l) para el orificio de trepanación y utilizar el extremo de madera de una torunda de algodón estéril para apisonar la cera sobre y dentro del hueso. Si la superficie se seca adecuadamente, se debe pegarse. </li><li> Spread paño estéril sobre el área de trabajo del ratón y de los alrededores y suturar la incisión; tres puntos de sutura deben ser suficientes. Alternativamente, adhesivo quirúrgico puede ser utilizado. Aplique un antibiótico tópico. </li><li> Reducir isoflurano al 0% y eliminar el ratón de la unidad estereotáxica, siendo careful para proteger los dientes. Revise las orejas, la boca y la lengua. </li><li> Vigilar estrechamente el ratón después de la inyección. Coloque el ratón sobre una almohadilla de calor para 5 a 10 minutos; luego traslado a la jaula (en el cojín de calor) y observar hasta que el ratón se despierta y es ambulatoria. No deje el ratón sin atención hasta que se haya recuperado lo suficiente conciencia para mantener la posición decúbito esternal. No devuelva el ratón para la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente. Considere el uso de analgesia adicional si se notan signos de dolor. </li></ol> 6. Finalizar y seguimiento de la recuperación y el desarrollo de tumores <ol><li> Limpie todos los instrumentos y equipos que utilizan el 70% de EtOH, un esterilizador de cuentas o desinfectante entre los ratones. </li><li> Monitorear los ratones inyectados durante dos días después del procedimiento para detectar signos de dolor, infección u otras complicaciones. Inyectar analgésico a las 24 y 48 horas (o indicación en contrario) después del procedimiento. Retire las suturas a los 7 a 10 días, si es necesario. </li><li> Evaluar los ratones en busca de signos clínicos de enfermedad, paralysis, disminución de la actividad, pérdida de peso, convulsiones, o enfermedad general. </li><li> Supervisar el desarrollo del tumor mediante el método adecuado [resonancia magnética (MRI), En Vivo Imaging Systems (IVIS), etc]. </li></ol>

<ol>
	<li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research.">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li><li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate/putamen+nuclei+of+the+mouse+brain.">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li><li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector.">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li><li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma.">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li><li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme.">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li><li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice.">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li><li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP+PS1+transgenic+mice.">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626 (2013).</li><li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy:+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model.">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li><li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging.">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li><li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation.">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li><li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme.">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models.">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Modelos ortotópico de ratón de cáncer del cerebro humano puede ser una excelente herramienta para evaluar la eficacia de las terapias clínicas, pero se debe tener cuidado para optimizar la colocación de las células en el tejido cerebral. Los estudios han demostrado que los volúmenes alícuotas excesivas, técnica de inyección subóptima y las tasas de inyección precipitadas pueden conducir a la permeabilidad y la aparición de células tumorales en lugares no deseados (ventrículos, la médula espinal, las regi...

Estudios in vitro de células tumorales cerebrales son de incalculable valor para la disección de los mecanismos moleculares que impulsan el crecimiento, la supervivencia, la migración y la invasión de las células cancerosas; experimentos de células cultivadas pueden definir las vías de señalización, sugerir posibles dianas terapéuticas, y caracterizar la respuesta celular al tratamiento farmacológico. Pero in vitro sistemas son demasiado simplistas para predecir la respuesta del organismo a los productos farmacéuticos; que carecen de las reacciones fisiológicas, respuestas inmunes, microambiente celular, y heterogeneidad general de los sistemas de animal vivo. Genéticamente modelos de ingeniería puede ser muy valiosa, cuando esté disponible, pero existen diferencias moleculares entre las especies y de las células murinas pueden no recapitular los acontecimientos en los procesos humanos, dando lugar a discrepancias significativas al comparar los modelos animales a observación clínica 1. Modelos de xenoinjertos en ratones consistente (SQ) inyección subcutánea de líneas celulares de tumores cerebrales humanos bajo la piel del flanco son fáciles de realizary medir; que se pueden usar para abordar los efectos de la modificación genética y la administración del fármaco / entrega, el metabolismo y la toxicidad. Inconvenientes significativos, sin embargo, limitan la utilidad de los modelos SQ. El microambiente no recapitula la de un tumor cerebral de origen natural: las interacciones de los diversos tipos de células y tejidos; la vasculatura local y otros innumerables factores única para el cerebro no se pueden replicar. Para reproducir con mayor precisión el medio único de un tumor cerebral de origen natural y probar los efectos de las intervenciones farmacéuticas, un modelo ortotópico de ratón debe ser utilizado. Además, las técnicas ortotópico se pueden utilizar como parte de un enfoque de ingeniería genética en el que las células no cancerosas humanas primarias (diferenciado o progenitor) son modificadas genéticamente y se inyecta en el sitio correspondiente de un ratón, con o sin células del estroma humanos, lo que resulta en la tumorigénesis similar a la observada en los seres humanos 1. En este artículo se describeuna metodología para crear con precisión y de manera reproducible tumores cerebrales en ratones. Usando esta técnica, el usuario puede inyectar con precisión una pequeña alícuota de células suspendidas en una ubicación especificada de la región fronto-parieto-temporal de la corteza cerebral de ratón. Mortalidad Mouse es extremadamente baja; en nuestras manos, no hay ratones han muerto a causa de complicaciones quirúrgicas después de 185 procedimientos. Características del tumor resultante se pueden comparar con la de los tumores clínicos humanos típicos; por ejemplo: la rapidez de crecimiento, grado de necrosis, extensión de la invasión, la heterogeneidad del tipo de células, la presencia de células mitóticas, marcadores de proliferación y apoptosis, etc líneas celulares o muestras de tejido o desagregados tumorales humanas pueden ser evaluados en base a su capacidad para simular presentación clínica real. Pharmaceuticals, seleccionados en base a su rendimiento en el cultivo de células, se puede probar en el contexto de un metabolismo funcionamiento, el sistema circulatorio, y la barrera sangre-cerebro, tal como existen en un ingenio de los animales cargadosha tumor, todo en un contexto arquitectónico relevante. Además, las células elegidas para inyección se pueden modificar genéticamente para investigar el impacto de caídas específicas, deleciones, knock-ins, mutaciones, etc, sobre el crecimiento del tumor y la supervivencia. Un número de publicaciones de documentos de estudios de tumores utilizando una variedad de técnicas intracraneales. Yamada et al. Hizo un estudio detallado de la inyección de colorante y de las células U87 y se encontró que la minimización del volumen y la tasa de inyección produce la mejor tumor 2. . Brooks et al encontró superior reproducibilidad y la eficiencia utilizando un inyector controlado por microprocesador en lugar de un método manual para entregar vectores virales; sus conclusiones con respecto a los parámetros óptimos de inyección son aplicables a la entrega de 3 celdas. Shankavaram et al. Demostraron que con glioblastoma multiforme (GBM) líneas de células inyectadas ortotópicamente (usando un método manual) en el cerebro recapituló el perfil de expresión génica de la cltumores inical más estrechamente que sea en xenoinjertos in vitro o SQ, que apoya el uso de modelos intracraneales para estudios preclínicos 4. Giannini et al. Células de especímenes quirúrgicos humanos que habían sido sostenidas en los flancos de ratones desnudos por pases seriados en los cerebros de los ratones inyectados adicionales, y demostró que este enfoque conserva pacientes alteraciones genéticas del tumor en el modelo 5. Resultados similares fueron reportados por Yi et al 6. Uso de una configuración estereotáxica, sitio de la inyección cuidadosamente definido, y una velocidad de inyección lenta y constante, se obtuvieron tumores cerebrales reproducibles con tasas de crecimiento consistente y de alta (100%) Tasa de injerto. La validez de esta técnica, por lo tanto ha sido bien establecida; una búsqueda en la literatura sugiere que las aplicaciones de esta técnica son extensas. Carty et al. Utiliza inyecciones intracraneales para entregar con éxito vectores virales que expresan genes terapéuticos en la corteza frontal de transgenic modelo de la enfermedad de Alzheimer 7. Thaci et al. Describe el uso de inyecciones intracraneales para entregar adenovirus oncolítico terapéutico en un vehículo basado en células madre neuronales en ratones desnudos que llevan ya ortotópicamente tumores inyectados GBM 8. Claramente, las inyecciones intracraneales son una herramienta versátil y eficaz para la investigación preclínica. Publicaciones anteriores en el Diario de los experimentos visualizados describen enfoques fundamentales 9-11, pero tomamos el concepto de la inyección del tumor intracraneal y modelado ortotópico a un nivel más alto de precisión usando tecnología fácil de dominar.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:145px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:287px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Equipment</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console.</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 923-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Ear Bars</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Medel 922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fiber Optic Illuminator</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">12-562-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">UltraMicroPump III</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMP3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Micro4 microprocessor</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMC4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Variable speed hand-held rotary drill</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">Model 300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Dental drill bit, 1.0 mm</td>
			<td style="width:87px;">Spoelting</td>
			<td style="width:145px;">514554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Heating pad</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Isoflurane vaporizer system</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Medical tubing and connectors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td style="width:287px;">to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Instruments</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Precision 25 ul micro syringe</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7636-01</td>
			<td>Model 702, without needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microsyringe needles, 26s gauge&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7804-04</td>
			<td>RN, 25 mm point style 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Medium-sized standard scissors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Standard serrated forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Serrated hemostats (2)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Supplies</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td>
			<td style="width:87px;">MWI</td>
			<td style="width:145px;">J463G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Surgical blades #10, stainless (Feather)</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">296#10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:349px;">Isoflurane (Fluriso)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-528-60</td>
			<td style="width:287px;">Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Pfizer</td>
			<td style="width:145px;">NDC 61106-8507-01</td>
			<td>dilute in saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Ophthalmic ointment (artificial tears)</td>
			<td style="width:87px;">Rugby</td>
			<td style="width:145px;">NDC 0536-6550-91</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Topical antibiotic (AK-Poly-Bac )</td>
			<td style="width:87px;">Akorn</td>
			<td style="width:145px;">NDC 17478-238-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine)</td>
			<td style="width:87px;">Betadine</td>
			<td style="width:145px;">NDC 67618-150-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Hydrogen Peroxide, 30%</td>
			<td style="width:87px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:145px;">H325-100</td>
			<td>for visualizing skull landmarks</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile saline</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-807-25</td>
			<td>for diluting solutions, cleaning tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Bone wax</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">Item #501771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile drapes</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">25-517</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile surgical gloves</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">(to fit)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 2 x 2</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22028556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 4 x 4</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22-415-469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Alcohol prep pads (medium)</td>
			<td style="width:87px;">PDI</td>
			<td style="width:145px;">B603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile cotton-tipped applicators</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">23-400-114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:349px;">Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells</td>
			<td style="width:87px;">USA Scientific</td>
			<td style="width:145px;">1405-4700</td>
			<td>for cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Individually wrapped sterile dispo pipettes</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">BD 357575</td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">BD insulin syringes with needles&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">329461</td>
			<td>for analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">70% ethanol</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:349px;">Sterile di H2O</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microfuge tubes for cleaning solutions</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Felt tip pen (dedicated)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for marking skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors

Modelos de tumores ortotópico Actualmente la mejor manera de estudiar las características de un tipo de tumor, con o sin la intervención, en el contexto de un animal vivo - sobre todo en lugares con cualidades fisiológicas y arquitectónicos únicos, como el cerebro in vitro y modelos ectópicos no pueden. dar cuenta de las características tales como la vasculatura, la barrera de sangre del cerebro, el metabolismo, la administración de fármacos y toxicidad, y una serie de otros factores pertinentes. Ortotópico modelos tienen sus limitaciones también, pero con células tumorales técnica apropiada de interés pueden ser injertados con precisión en el tejido que más estrechamente imita las condiciones en el cerebro humano. Por métodos que proporcionan volúmenes medidos con precisión a definido con precisión lugares a una velocidad y presión constante, modelos de ratón de tumores cerebrales humanos con tasas de crecimiento predecibles se pueden crear de forma reproducible y son adecuados para el análisis fiable de las diversas intervenciones empleando. El protocolo aquí descrito se centra en el TEdetalles chnical de diseño y preparación para una inyección intracraneal, la realización de la cirugía, y garantizar el crecimiento tumoral exitosa y reproducible y proporciona puntos de partida para una variedad de condiciones que se pueden personalizar para una gama de diferentes modelos de tumor cerebral.

Xenoinjertos intracraneales confiables pueden ser creados con esta técnica se describe. La identificación de las estructuras críticas del cráneo de ratón (Figura 1) permitirá el reconocimiento de la bregma y guiar al investigador a una ubicación precisa y reproducible de la inyección. En estos estudios la línea parental U251, las células U251 transfectadas con luciferasa (Luc-U251), o U87 inmortalizado las células de cultivo de tejidos humanos GBM se suspendieron en 4 a 6 l de SF-DMEM y se in...

Watch this Scientific Journal Video about Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors at JoVE.com

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

El cerebro es un sitio único con cualidades que no están bien representados por los análisis in vitro o ectópicos. Modelos ortotópico de ratón con la ubicación y características de crecimiento reproducibles se pueden crear de forma fiable con inyecciones intracraneales utilizando un instrumento de fijación estereotáxica y una bomba de inyección de baja presión.

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Research

JoVE Journal

Medicine

15.5K vistas.  University of Colorado School of Medicine.  El cerebro es un sitio único con cualidades que no están bien representados por los análisis in vitro o ectópicos. Modelos ortotópico de ratón con la ubicación y características de crecimiento reproducibles se pueden crear de forma fiable con inyecciones intracraneales utilizando un instrumento de fijación estereotáxica y una bomba de inyección de baja presión. 

Video: Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

Establecimiento y propagación de los tumores del retinoblastoma humanos en ratones con deficiencia inmune

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Investigación

Medicina

Automated Midline Shift and Intracranial Pressure Estimation based on Brain CT Images

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system. To estimate the midline shift, first an estimation of the ideal midline is performed based on the symmetry of the skull and anatomical features in the brain CT scan. Then, segmentation of the ventricles from the CT scan is performed and used as a guide for the identification of the actual midline through shape matching. These processes mimic the measuring process by physicians and have shown promising results in the evaluation. In the second component, more features are extracted related to ICP, such as the texture information, blood amount from CT scans and other recorded features, such as age, injury severity score to estimate the ICP are also incorporated. Machine learning techniques including feature selection and classification, such as Support Vector Machines (SVMs), are employed to build the prediction model using RapidMiner. The evaluation of the prediction shows potential usefulness of the model. The estimated ideal midline shift and predicted ICP levels may be used as a fast pre-screening step for physicians to make decisions, so as to recommend for or against invasive ICP monitoring.

An automated midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system based on computed tomography (CT) images for patients with traumatic brain injury (TBI) is proposed using image processing and machine learning techniques.

Cambio automático línea media y la presión intracraneal Estimación basada en imágenes de TC del cerebro

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift ...

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

La implantación estereotáctica intracraneal y<em&gt; En vivo</em&gt; Radiología bioluminiscente de xenoinjertos de tumores en un sistema modelo de ratón de glioblastoma multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

Una novela de alta resolución<em&gt; En vivo</em&gt; Técnica de escaneo para el Estudio de la respuesta dinámica de estructuras intracraneales al crecimiento del tumor y Terapéutica

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generación de subcutánea e intrahepática hepatocelular carcinoma humano xenoinjertos en ratones inmunodeficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer's Disease and Normal Elderly

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are exacerbated when significant brain atrophy and age-related white matter changes (e.g. Leukoaraiosis) are present. Lesion Explorer (LE) is an accurate and reliable neuroimaging pipeline specifically developed to address such issues commonly observed on MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. The pipeline is a complex set of semi-automatic procedures which has been previously validated in a series of internal and external reliability tests1,2. However, LE's accuracy and reliability is highly dependent on properly trained manual operators to execute commands, identify distinct anatomical landmarks, and manually edit/verify various computer-generated segmentation outputs.
LE can be divided into 3 main components, each requiring a set of commands and manual operations: 1) Brain-Sizer, 2) SABRE, and 3) Lesion-Seg. Brain-Sizer's manual operations involve editing of the automatic skull-stripped total intracranial vault (TIV) extraction mask, designation of ventricular cerebrospinal fluid (vCSF), and removal of subtentorial structures. The SABRE component requires checking of image alignment along the anterior and posterior commissure (ACPC) plane, and identification of several anatomical landmarks required for regional parcellation. Finally, the Lesion-Seg component involves manual checking of the automatic lesion segmentation of subcortical hyperintensities (SH) for false positive errors.
While on-site training of the LE pipeline is preferable, readily available visual teaching tools with interactive training images are a viable alternative. Developed to ensure a high degree of accuracy and reliability, the following is a step-by-step, video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesion Explorer (LE) is a semi-automatic, image-processing pipeline developed to obtain regional brain tissue and subcortical hyperintensity lesion volumetrics from structural MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. To ensure a high level of accuracy and reliability, the following is a video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesión Explorer: Un video-guiada, Protocolo normalizado para precisa y fiable volumétrica derivados de la RM en la Enfermedad de Alzheimer y normal Ancianos

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mínimamente Invasiva Establecimiento de murino ortotópico xenoinjertos vejiga

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

En vivo de imágenes óptico de tumores del cerebro y la artritis Usando fluorescente SAPC-DOPS nanovesículas

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Excitotóxica Estimulación del cerebro Microslices como<em&gt; In vitro</em&gt; Modelo de Carrera

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Fast and Accurate Exhaled Breath Ammonia Measurement

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that uses a quantum cascade based laser. The monitor is coupled to a sampler that measures mouth pressure and carbon dioxide. The system is temperature controlled and specifically designed to address the reactivity of this compound. The sampler provides immediate feedback to the subject and the technician on the quality of the breath effort. Together with the quick response time of the monitor, this system is capable of accurately measuring exhaled breath ammonia representative of deep lung systemic levels. 
Because the system is easy to use and produces real time results, it has enabled experiments to identify factors that influence measurements. For example, mouth rinse and oral pH reproducibly and significantly affect results and therefore must be controlled. Temperature and mode of breathing are other examples. As our understanding of these factors evolves, error is reduced, and clinical studies become more meaningful. This system is very reliable and individual measurements are inexpensive. 
The sampler is relatively inexpensive and quite portable, but the monitor is neither. This limits options for some clinical studies and provides rational for future innovations.

Ammonia is an important physiologic metabolite relevant to various disease and wellness states. It is also a difficult molecule to measure in breath, which demands particular precautions be taken to obtain accurate results. Not all factors influencing ammonia are known, but progress can be difficult without accounting for these factors.

Rápido y preciso exhalado Amoníaco Medición

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that ...

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Resumen

Explorar más videos

Capítulos en este video