The authors thank the DFG (Hu 997/2-2) for financial support. FS acknowledges the Hanns-Seidel-Stiftung (HSS). SKr was supported by the Elitenetzwerk Bayern in the framework of the doctorate program Material Science of Complex Interfaces. SKi thanks the SFB 863 for financial support.

NOTA: Consulte la Figura 2 para una visión general del flujo del proceso que comprende la preparación, las medidas de adquisición de datos y análisis de datos. 1. Reactivo de instalación NOTA: Todos los productos químicos deben ser manejados con cuidado, y por lo tanto una bata de laboratorio, se deben usar guantes y protección para los ojos. Todas las operaciones deben realizarse en una campana de laboratorio. En particular, guantes especiales deben ser usados ​​en caso de uso cloroformo. <ol><li> Utilice productos químicos con bajo contenido de agua como el cloroformo seco rápidamente y almacenar en seco, pero no más de una semana. Almacenar tanto los productos químicos a -20 ° C y bajo gas nitrógeno o argón porque APTES ((3-aminopropil) triethoxysilan) (véase la Tabla 1) y PEG (polietilenglicol) son higroscópicos y PEG está sujeta a la oxidación en el aire. </li><li> Para evitar la exposición frecuente de las existencias al oxígeno atmosférico y la humedad, preparar alícuotas más pequeñas, idealmente dentro de un sistema guantera con un atmosphe nitrógenore. </li></ol> 2. Equipo de instalación NOTA: Para evitar una posible contaminación cruzada, utilice vasos fresca y limpia para cada paso. <ol><li> Cristalería limpia y pinzas en una solución de detergente durante 30 minutos en un baño de ultrasonidos a 60 ° C. </li><li> Enjuague y equipos sonicado desde el paso 2.1 dos veces a fondo con agua ultrapura. </li><li> Equipos de calor desde el paso 2.1 en solución RCA (agua ultrapura, peróxido de hidrógeno y amoniaco (5: 1: 1)) a 75 ° C en un horno durante 45 min y posteriormente enjuagar con agua ultrapura. </li><li> Por último, secar el material de vidrio y pinzas bajo una corriente de nitrógeno seco o en un horno (100 ° C, 3 h). </li></ol> 3. Sugerencia funcionalización NOTA: Use pinzas, vasos, etc. hecho de acero inoxidable, PTFE, vidrio o cualquier otro material que es químicamente estable en soluciones orgánicas si es aplicable. A menos que se especifique lo contrario, llevar a cabo todos los pasos en RT. La cantidad de solución de incubación necesarios depende del número de chips en voladizo. Asegúrese de que los voladizos se sumergen en las respectivas soluciones en todos los tiempos. NOTA: Use una campana para evitar la inhalación de los vapores orgánicos. <ol><li> Formación de grupos OH en la superficie en voladizo (&quot;activación&quot;) (aproximadamente 0,5 horas): <ol><li> Use pinzas para colocar las fichas frescas en voladizo (materiales: SiN, constantes de primavera: 10 a 100 pN / nm) en un portaobjetos de vidrio limpio y los puso en una cámara de plasma (100 W). </li><li> Evacuar cámara (~ 0,1 mbar). </li><li> Cámara de inundación con gas oxígeno y evacuar de nuevo. </li><li> Activar el proceso de plasma (potencia: 20%, duración: 15 min, presión de proceso: 0,25 mbar). </li></ol></li><li> Amino-silanización de voladizos (aproximadamente 1 hora): <ol><li> Preparar los 2,5 ml de solución APTES (ver Tabla 1) en una placa de Petri de vidrio - hacer esto muy bien durante el proceso de plasma. </li><li> Immediately después del proceso de plasma, sumerja cada voladizo durante 1 segundo en acetona y colóquelos inmediatamente después en la solución APTES. </li><li> Incubar durante 15 min a TA. </li><li> Enjuagar cuidadosamente las fichas en voladizo dos veces en 10 ml de acetona y una vez en 10 ml de cloroformo. </li><li> Opcional finales paso: Virutas Place voladizo desde el paso anterior en un portaobjetos de vidrio limpio y hornear durante 30 minutos a 70 ° C. Tenga en cuenta que también hay estrategias alternativas para la activación de la superficie, por ejemplo, tratamiento UV 12. </li></ol></li><li> PEGilación (aproximadamente 2 horas): NOTA: Realizar pasos 3.3.1-3.3.4 durante amino-silanización. NHS y grupos maleimida están sujetas a la hidrólisis en ambientes acuosos y la propia PEG está sujeto a la oxidación en el aire. Por lo tanto temporización (especialmente entre los pasos) es un parámetro crítico. Consulte 13 para más información. <ol><li> Preparar la solución de cloroformo (ver Tabla 1). </li><li> Para evitar la condensación, Cálido PEG empolva hasta RT antes de abrir la alícuota y pesando la cantidad apropiada. </li><li> Para el acoplamiento de los polímeros o lípidos con grupos amino, por separado resolver NHS-PEG-NHS (6 kDa) y metil-PEG-NHS (5 kDa) en la solución de cloroformo por agitación hasta que se disuelvan completamente. Consulte la Tabla 1 para las concentraciones. <ol><li> Alternativamente. para el acoplamiento de polímeros con grupos tiol resolver por separado Mal-NHS-PEG y metil-PEG-NHS en la solución de cloroformo. </li></ol></li><li> Mezclar las soluciones según sea necesario para ajustar una cierta relación entre el número de NHS o la maleimide- y las moléculas de PEG terminado en metilo (típicamente 1: 500). Tenga en cuenta que la proporción ideal tiene que ser determinada de forma iterativa en una serie de ciclos de preparación-experimento. </li><li> Incubar las virutas en voladizo en la solución de PEG durante 1 hora en una atmósfera cloroformo saturado para evitar la evaporación del cloroformo. </li></ol></li><li> Sonda Conjugación molécula(&gt; 1 hora): NOTA: En el siguiente 3.4.1-3.4.3, se describen tres ejemplos para el acoplamiento covalente de diferentes moléculas de la sonda a la punta del AFM. Para cada molécula el protocolo tiene que ser ajustado. Nota además, que en el ejemplo 1 y 3 NHS-química se utiliza mientras que en el ejemplo 2 el tiol funcionalizado polímero PI- g -PS está acoplado a la PEG-maleimida a través de la química. Para más detalles ver 14. <ol><li> Para poli (aminoácido) poli-D-tirosina (40-100 kDa) <ol><li> Disolver el politirosina conjugado molécula sonda en 1 M NaOH. Ajustar la concentración de 1 mg / ml. </li><li> Cambie el NaOH para tampón de borato de sodio (pH 8,1) utilizando columnas de desalación giro (7 kDa MWCO) inmediatamente antes de la funcionalización </li><li> Enjuagar los voladizos primero con 5 ml de cloroformo, después con 5 ml de etanol y finalmente con 5 ml de tampón de borato. </li><li> Incubar las fichas en voladizo durante 1 hora en la solución tampón de borato politirosina y luego enjuague con tampón de boratoy agua ultrapura. Almacene en agua ultrapura hasta que la medición. </li></ol></li><li> Para los polímeros con un esqueleto lineal (poliisopreno, 119 kDa) que tienen cadenas laterales injertadas (poliestireno, 88 kDa) 14 <ol><li> Se disuelve el PI g-PS en cloroformo seco. Ajustar la concentración de la solución de la conjugación a 4 mg / ml. </li><li> Enjuagar los voladizos con 5 ml de cloroformo y se incuba durante al menos 1 hr en la solución de conjugación. </li><li> Enjuague de nuevo en 5 ml de cloroformo y almacenar en cloroformo en un entorno de cloroformo-saturado (para evitar la evaporación de cloroformo) hasta que la medición. </li></ol></li><li> Para el Papa lípidos <ol><li> Disolver PAPA en cloroformo seco. Ajustar la concentración de 20 mM. </li><li> Enjuagar los voladizos con 5 ml de etanol y 5 ml de agua ultrapura antes de la incubación de los voladizos de 1 hr en la solución de lípidos. </li><li> Después de la incubación, enjuague voladizos con 5 ml de cloroformo, 5 ml de etanol y 5 ml de agua tibia y ultrapura (en este orden) para eliminar las moléculas de sonda sin unir y para deshacerse de los residuos de cloroformo. Utilice consejos funcionalizados inmediatamente. Alternativamente, guárdelos en cloroformo hasta que se necesite. </li></ol></li></ol></li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Esquema que muestra el proceso de funcionalización punta utilizando el ejemplo de la química NHS. De conexión (B) Química empleado para unir una molécula de sonda a la punta a través de un grupo amino. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Preparación 4. Superficie <ol><li> Autoensamblada monocapa (SAM) NOTA: Como superficie para el primer ejemplo, se eligió una capa monomolecular auto-ensamblada. Consulte la literatura 15 </sarriba&gt; para obtener más información. <ol><li> Portaobjetos de vidrio limpios con una solución de detergente y luego dos veces en agua ultrapura en un baño ultrasónico durante 30 minutos cada uno. Entonces, como un paso adicional de limpieza, colóquelos en la solución RCA (véase el paso 2.3) a 75 ° C durante 15 minutos. </li><li> Cubra las diapositivas con 10 níquel cromo nm y 100 nm de oro en un dispositivo de recubrimiento de vacío. Entonces almacenar en la nevera y limpio de nuevo en la solución de RCA directamente antes de la siguiente etapa. </li><li> Incubar las diapositivas de la etapa anterior en solución 2 mM 1-dodecanthiol / etanol durante 12 h. Los grupos tiol se unen a la superficie de oro y una auto monocapa hidrófobo ensambla. Enjuagar los portaobjetos con etanol y agua ultrapura y luego seca mediante una corriente de gas nitrógeno. Confirmar la hidrofobicidad de la superficie preparada con las mediciones de ángulo de contacto estático en un goniómetro con una cámara CCD 10. </li></ol></li><li> Hidrógeno diamante terminado NOTA: Como una superficie para el segundo ejemplo, se eligió un diamante terminado hidrógeno. La preparación de la superficie se realizó como se ha descrito previamente 16. </li><li> Apoyado bicapa lipídica NOTA: En el último ejemplo, se usó una superficie soportada bicapa lipídica (SLB) como una superficie. Para obtener una superficie tal, una solución (0,1 mg / ml) de las vesículas unilamelares grandes (LUVs) consistentes en la POPC fosfolípido se formaron por el método de extrusión. A continuación, 50 l de la solución LUV fueron puestos en una hoja de mica recién escindido (A = 1 cm²) y se incubaron durante 30 min. Finalmente la solución se lavó con 20 ml de agua ultrapura. Ver 17,18 para una descripción detallada de la preparación de SLBS. </li></ol> 5. Adquisición de Datos NOTA: Para los experimentos, utilizar un AFM, que proporciona la capacidad de medir en líquidos. Los procedimientos de adquisición de datos y análisis de datos son aplicables independientemente del modelo utilizado AFM. Además, en algunos experimentos que es ventajoso tener la posibilidad de controlar la temperature dentro de la célula líquida. Deflexión Cantilever se detectó mediante el método de desviación del rayo láser 19. Constantes de resorte se determinaron con el método de ruido térmico 20. <ol><li> Introduce el voladizo funcionalizado en un soporte en voladizo AFM que es adecuado para medir en los fluidos. </li><li> Ponga la superficie (preparación véase arriba) para tomar muestras en el AFM y cubrir con líquido. Ambos, de consola y la superficie ahora deben sumergirse en el líquido con la punta en voladizo que apunta hacia la superficie. Tenga en cuenta que en muchos casos una gota de líquido es suficiente. En cualquier caso la evaporación del fluido debe ser evitado, por ejemplo, mediante el uso de una célula de fluido cerrada. </li><li> Si procede, ajustar la temperatura deseada en el controlador. </li><li> Deje que el sistema se equilibre durante al menos media hora. </li><li> Registrar un espectro de ruido térmico del voladizo con el voladizo lejos de la superficie a fin de excluir cualquier superficie efectos de amortiguación. Tenga en cuenta que por lo general 10 o más espectros tienen que ser acumulada para obtener una relación suficiente de señal a ruido. </li><li> Acércate a la superficie. Tenga en cuenta que con el fin de conservar la geometría de la punta y la punta funcionalización el proceso de enfoque tiene que ser llevado a cabo cuidadosamente. Esto se puede lograr mediante, por ejemplo, se aproxima en modo de contacto intermitente. </li><li> Determinar la sensibilidad óptica inversa palanca (InvOLS) medida en nm / voltios. Para ello, empujando la punta en voladizo contra una superficie dura. <ol><li> Determinar los InvOLS mediante la medición de la pendiente de la distancia de recorrido piezo vs. el cambio en la tensión de fotodiodo. Se ajusta una línea a la parte de la curva de fuerza-distancia donde la punta en voladizo está en contacto con la superficie. En experimentos con una superficie blanda como bicapas lipídicas, llevar a cabo este paso en las zonas que no están cubiertas con una bicapa lipídica (&quot;puntos de defectos &#39;). </li></ol></li><li> Determinar la constante de resorte (pN / nm) mediante el ajuste de un oscilador armónico con el espectro de ruido térmico. Usofunción de software automatizado para la determinación de la constante de muelle; o consulte la literatura 20. </li><li> Inicie el experimento. <ol><li> Curvas numerosa fuerza Récord de distancia en cada condición experimental. Por lo general, utilice los siguientes valores para los parámetros experimentales: Frecuencia de muestreo de 5 kHz, la velocidad punta de 1 m / seg, retraer distancia de 1 m. NOTA: A veces, dependiendo de la dinámica del experimento estudiado, podría ser necesario esperar una cierta cantidad de tiempo con la punta en contacto con la superficie (&quot;tiempo de permanencia &#39;). NOTA: El experimento parámetros específicos puede desviarse sustancialmente de los valores indicados anteriormente. </li><li> Durante las mediciones a largo plazo, cero la posición del láser en el fotodiodo de vez en cuando por el reposicionamiento del fotodiodo. </li><li> Opcional: Después de cada curva de la fuerza, la ubicación de la AFM-punta a otra posición xy. </li><li> Al final del experimento, determinar la sensibilidad y el resorte CONSTAnt de nuevo para comprobar la consistencia y la estabilidad del sistema. NOTA: La comparación de la constante de resorte y la sensibilidad antes y después del experimento es también un medio para asegurar que las propiedades del sistema y de las propiedades de la punta se mantuvo sin cambios en el transcurso del experimento. Si la diferencia de las constantes de resorte no es demasiado grande (&lt;= 15%), que se pueden promediar, ya que la incertidumbre intrínseca de la determinación de la constante de muelle es también alrededor de 15%. Para las diferencias más grandes, es aconsejable encontrar primero y eliminar la causa para el cambio constante aparente de primavera antes de continuar con otros experimentos. </li></ol></li></ol> 6. Preparación de datos NOTA: En esta sección general de los pasos de preparación de datos que se realizan normalmente independiente del tipo específico de experimento para convertir las unidades de Newton y nanómetro, así como para corregir los datos se describen. Los análisis de datos específicos experimento se briefly describe más adelante en la respectiva sección de ejemplo representativo. <ol><li> Típicamente, llevar a cabo toda la preparación y análisis de datos los pasos automáticamente mediante un algoritmo de casa-escrita, por ejemplo, basado en el software IGOR Pro 6. </li><li> Convertir la señal de deflexión prima (DEFL) [V] en vigor multiplicándolo con los InvOLS [nm / V] y la constante elástica [nN / nm]. </li><li> Offset la fuerza de tal manera que la fuerza sobre el voladizo en una distancia suficiente desde la superficie (en voladizo sin carga) se convierte en 0 nN. </li><li> Calcular la posición de la punta real (también llamado de separación cuando se mide con relación a la superficie) * z, que toma la flexión del voladizo en cuenta: <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52456/52456eq1.jpg" /></li><li> Offset z * de una manera tal que z * = 0 corresponde a la posición z de la superficie. NOTA: Aquí, F es la fuerza que actúa sobre la punta y por lo tanto dobladaEs el voladizo (determinado en el paso 6.2.), z es la posición z-sensor de medición (directa dada por el instrumento) y k representa la constante del resorte (determinado en el paso 5.8). </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig2.jpg" /> Figura 2. Proceso de diagrama de flujo que muestra la preparación de la muestra, la adquisición de datos y el análisis de datos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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	<li>Scheuring, S., Sapra, K., M&#252;ller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+Single+Membrane+Proteins+by+Atomic+Force+Microscopy.">Probing Single Membrane Proteins by Atomic Force Microscopy.</a> Handbook of Single-Molecule Biophysics. , 449-485 (2009).</li><li>Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video+imaging+of+walking+myosin+V+by+high-speed+atomic+force+microscopy.">Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy.</a> Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).</li><li>Magonov, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atomic+Force+Microscopy+in+Analysis+of+Polymers.">Atomic Force Microscopy in Analysis of Polymers.</a> Encyclopedia of Analytical Chemistry. , (2006).</li><li>Rief, M., Clausen-Schaumann, H., Gaub, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequence-dependent+mechanics+of+single+DNA+molecules.">Sequence-dependent mechanics of single DNA molecules.</a> Nature Structural Biology. 6 (4), 346-349 (1999).</li><li>Li, H., Linke, W. a., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse+engineering+of+the+giant+muscle+protein+titin.">Reverse engineering of the giant muscle protein titin.</a> Nature. 418 (6901), 998-1002 (2002).</li><li>Bustamante, C., Smith, S. B., Liphardt, J., Smith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+studies+of+DNA+mechanics.">Single-molecule studies of DNA mechanics.</a> Current opinion in structural biology. 10 (3), 279-285 (2000).</li><li>Zhang, W., Zhang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+molecule+mechanochemistry+of+macromolecules.">Single molecule mechanochemistry of macromolecules.</a> Progress in Polymer Science. 28 (8), 1271-1295 (2003).</li><li>Hugel, T., Rief, M., Seitz, M., Gaub, H., Netz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+Stretched+Single+Polymers:+Atomic-Force-Microscope+Experiments+Versus+Ab-Initio+Theory.">Highly Stretched Single Polymers: Atomic-Force-Microscope Experiments Versus Ab-Initio Theory.</a> Physical Review Letters. 94 (4), 048301 (2005).</li><li>Stetter, F. W. S., Cwiklik, L., Jungwirth, P., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Lipid+Extraction+-+The+Anchoring+Strength+of+Cholesterol+in+Liquid+Ordered+and+Liquid+Disordered+Phases.">Single Lipid Extraction - The Anchoring Strength of Cholesterol in Liquid Ordered and Liquid Disordered Phases.</a> Biophysical journal. 107 (5), (2014).</li><li>Pirzer, T., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adsorption+mechanism+of+polypeptides+and+their+location+at+hydrophobic+interfaces.">Adsorption mechanism of polypeptides and their location at hydrophobic interfaces.</a> Chemphyschem. 10 (16), 2795-2799 (2009).</li><li>Butt, H. -. J., Cappella, B., Kappl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Force+measurements+with+the+atomic+force+microscope:+Technique,+interpretation+and+applications.">Force measurements with the atomic force microscope: Technique, interpretation and applications.</a> Surface Science Reports. 59 (1-6), 1-152 (2005).</li><li>Nash, M. A., Gaub, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-Molecule+Adhesion+of+a+Copolymer+to+Gold.">Single-Molecule Adhesion of a Copolymer to Gold.</a> ACS NANO. 6 (12), 10735-10742 (2012).</li><li>Hermanson, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Bioconjugate Techniques. , (1996).</li><li>Kienle, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+molecular+architecture+on+single+polymer+adhesion.">Effect of molecular architecture on single polymer adhesion.</a> Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 30 (15), 4351-4357 (2014).</li><li>Folkers, J. P., Laibinis, P. E., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-assembled+monolayers+of+alkanethiols+on+gold:+comparisons+of+monolayers+containing+mixtures+of+short-+and+long-chain+constituents+with+methyl+and+hydroxymethyl+terminal+groups.">Self-assembled monolayers of alkanethiols on gold: comparisons of monolayers containing mixtures of short- and long-chain constituents with methyl and hydroxymethyl terminal groups.</a> Langmuir. 8 (5), 1330-1341 (1995).</li><li>Dankerl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diamond+Transistor+Array+for+Extracellular+Recording+From+Electrogenic+Cells.">Diamond Transistor Array for Extracellular Recording From Electrogenic Cells.</a> Advanced Functional Materials. 19 (18), 2915-2923 (2009).</li><li>Leonenko, Z. V., Carnini, A., Cramb, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Supported+planar+bilayer+formation+by+vesicle+fusion:+the+interaction+of+phospholipid+vesicles+with+surfaces+and+the+effect+of+gramicidin+on+bilayer+properties+using+atomic+force+microscopy.">Supported planar bilayer formation by vesicle fusion: the interaction of phospholipid vesicles with surfaces and the effect of gramicidin on bilayer properties using atomic force microscopy.</a> Biochimica et biophysica acta. 1509 (1-2), 131-147 (2000).</li><li>Stetter, F. W. S., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Nanomechanical+Properties+of+Lipid+Membranes+are+Significantly+Influenced+by+the+Presence+of+Ethanol.">The Nanomechanical Properties of Lipid Membranes are Significantly Influenced by the Presence of Ethanol.</a> Biophysical Journal. 104 (5), 1049-1055 (2013).</li><li>Putman, C. A. J., De Grooth, B. G., Hulst, N. F., Greve, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+detailed+analysis+of+the+optical+beam+deflection+technique+for+use+in+atomic+force+microscopy.">A detailed analysis of the optical beam deflection technique for use in atomic force microscopy.</a> Journal of Applied Physics. 72 (1), 6-12 (1992).</li><li>Hutter, J. L., Bechhoefer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calibration+of+atomic-force+microscope+tips.">Calibration of atomic-force microscope tips.</a> Review of Scientific Instruments. 64 (7), 1868 (1993).</li><li>Krysiak, S., Liese, S., Netz, R. R., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peptide+desorption+kinetics+from+single+molecule+force+spectroscopy+studies.">Peptide desorption kinetics from single molecule force spectroscopy studies.</a> Journal of the American Chemical Society. 136 (2), 688-697 (2014).</li><li>Li, I. T. S., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interfacial+free+energy+governs+single+polystyrene+chain+collapse+in+water+and+aqueous+solutions.">Interfacial free energy governs single polystyrene chain collapse in water and aqueous solutions.</a> Journal of the American Chemical Society. 132 (18), 6530-6540 (2010).</li><li>Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theory,+analysis,+and+interpretation+of+single-molecule+force+spectroscopy+experiments.">Theory, analysis, and interpretation of single-molecule force spectroscopy experiments.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (41), 15755-15760 (2008).</li><li>Stetter, F. W. S., Cwiklik, L., Jungwirth, P., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Lipid+Extraction:+The+Anchoring+Strength+of+Cholesterol+in+Liquid-Ordered+and+Liquid-Disordered+Phases.">Single Lipid Extraction: The Anchoring Strength of Cholesterol in Liquid-Ordered and Liquid-Disordered Phases.</a> Biophysical Journal. 107 (5), 1167-1175 (2014).</li><li>Horinek, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peptide+adsorption+on+a+hydrophobic+surface+results+from+an+interplay+of+solvation,+surface,+and+intrapeptide+forces.">Peptide adsorption on a hydrophobic surface results from an interplay of solvation, surface, and intrapeptide forces.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (8), 2842-2847 (2008).</li><li>Ebner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionalization+of+probe+tips+and+supports+for+single-molecule+recognition+force+microscopy.">Functionalization of probe tips and supports for single-molecule recognition force microscopy.</a> Topics in current chemistry. 285 (April), 29-76 (2008).</li><li>Geisler, M., Balzer, B. N., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polymer+Adhesion+at+the+Solid-Liquid+Interface+Probed+by+a+Single-Molecule+Force+Sensor.">Polymer Adhesion at the Solid-Liquid Interface Probed by a Single-Molecule Force Sensor.</a> Small. 5 (24), 2864-2869 (2009).</li><li>Morfill, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Affinity-matured+recombinant+antibody+fragments+analyzed+by+single-molecule+force+spectroscopy.">Affinity-matured recombinant antibody fragments analyzed by single-molecule force spectroscopy.</a> Biophysical journal. 93 (10), 3583-3590 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Durante las últimas décadas, los experimentos de una sola molécula han proporcionado información sin precedentes sobre los mecanismos moleculares y que resultó ser un enfoque muy valiosa en ciencias de la vida y más allá. Para lograr buenas estadísticas y significativas de los experimentos SMFS, idealmente una y la misma molécula se utiliza en todo el curso del experimento. En contraste con los experimentos con conjuntos de moléculas, los experimentos SMFS son capaces de detectar eventos raros y estados molecu...

Durante los últimos 30 años, la microscopía de fuerza atómica (AFM) ha resultado ser una técnica de formación de imágenes valiosa para estudiar biológicos y sintéticos 1,2 3 materiales y superficies, ya que proporciona una resolución espacial molecular en las tres dimensiones y puede ser operado en varios disolvente ambientes. Además, AFM-fuerza única molécula de espectroscopia (SMF) permite medir las fuerzas que van desde la pN a μN régimen y ha dado una visión sin precedentes, por ejemplo, en el plegamiento de proteínas 4,5, física de polímeros 6-8, y la interacción molécula-superficie solo 9 - 12 .La razón detrás de estudio de las moléculas individuales en lugar de un conjunto de moléculas es evitar los efectos que a menudo enmascaran eventos raros o estados moleculares promedio ocultos. Además, una multitud de parámetros moleculares, tales como la longitud de contorno, la longitud Kuhn, la energía libre de adherencia, etc. puede serobtenido. Esto se detalla en los ejemplos siguientes. En un experimento típico de AFM-SMFS, la molécula de sonda se acopla a una punta muy afilada a través de una molécula de engarce. La punta en sí está situado en el extremo de un voladizo flexible. Si la punta se pone en contacto con la superficie de la molécula de sonda va a interactuar con esta superficie. Mediante la observación de la deflexión del voladizo después de la retracción de la punta, la fuerza, y por lo tanto la energía libre, para separar la molécula de la superficie puede ser determinada. Para obtener estadísticas significativas, un gran número de las llamadas curvas de fuerza-distancia tienes que estar adquirida. Además, para tener una verdadera experimentos sola molécula (es decir, utilizando una y la misma molécula de sonda sobre la duración de todo el experimento) la molécula sonda debe estar acoplado de forma covalente a la punta del AFM. Aquí, se presenta un protocolo experimental para funcionalización en voladizo con una sola molécula a través de un enlace covalente. La molécula sola o bien se puede acoplar a través de un amino o un tiol grupo a la punta del AFM. El proceso de conjugación se puede realizar en una amplia variedad de disolventes (orgánica y acuosa) para tener en cuenta las propiedades de solvatación de los polímeros utilizados. En la primera parte, un protocolo general para unir covalentemente una molécula única (&quot;molécula de sonda&quot;) a través de una molécula de unión a una punta de AFM se describe. Para este fin, NHS orgánico o maleimida-química se utiliza 13. Junto con el protocolo de tres moléculas ejemplo, los procesos de adquisición de datos y análisis de datos se describen y se proporcionan referencias para lectura adicional. Los ejemplos de moléculas son: la (lineal) tirosina polímero, el polímero de injerto PI- g-PS y el Papa de los lípidos. Esto incluye ligeras variaciones del protocolo, por ejemplo para unir covalentemente cisteínas. Además, una sección está dedicada a la preparación de diferentes superficies tales como una superficie de diamante, un CH 3 monocapa -placas, montado y bicapas lipídicas. Estas interfaces tienen proven ser buenas referencias y ejemplos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hellmanex III alkaline liquid concentrate (detergent solution)</td>
			<td>Hellma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RCA (ultrapure water, hydrogen peroxide (35 %), ammonia (32%); 5:1:1(v/v/v))</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectabond reagent / APTES (3-Aminopropyl)triethoxysilane</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry acetone (&#60; 50 ppm H2O)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry chloroform (&#62; 99.9 %)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triethylamine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrapure water</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Di-sodium tetraborate (&#62; 99.5 %)</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boric Acid</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofunctional &#945;-methoxy-&#969;-NHS PEG, 5kDa, &#8220;methyl-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heterobifunctional &#945;,&#969;-bis-NHS PEG, 6 kDa, &#8220;NHS-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heterobifunctional &#945;-maleimidohexanoic- &#969;-NHS PEG, 5 kDa, &#8220;Mal-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Probe molecule (polymer, lipid, etc.)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sufficient amount of glass crystallising dishes with spout (10 ml), glass petri dishes (500 &#181;l) and glass lids</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory oven model UF30</td>
			<td>Memmert, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controlled sonicator</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma system &#34;Femto&#34;, 100 W</td>
			<td>Diener, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>One separate glass syringe for each organic solvent</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes (0.5 ml or 1.5 ml)</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes: 10-100 &#181;l, 50-200 &#181;l and 100-1000 &#181;l</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM with temperature controlled fluid cell (e.g. MFP-3D with BioHeater)</td>
			<td>Asylulm Research, Santa Barbara</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft SiN cantilevers cantilever, typically made from silicon nitride (SiN) (spring constant less than 100 pN/nm, e.g. MLCT)</td>
			<td>Bruker AXS, Santa Barbara</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigating single molecule adhesion by atomic force spectroscopy

Espectroscopia de fuerza atómica es una herramienta ideal para estudiar moléculas en superficies e interfaces. Se presenta un protocolo experimental para acoplar una gran variedad de moléculas individuales de forma covalente a una punta de AFM. Al mismo tiempo la punta del AFM se pasiva para evitar interacciones no específicas entre la punta y el sustrato, que es un requisito previo para estudiar moléculas individuales unidos a la punta del AFM. Los análisis para determinar la fuerza de adhesión, la longitud de la adhesión, y la energía libre de estas moléculas en superficies sólidas y bio-interfaces son poco presentaron y se proporcionan referencias externas de lectura adicional. Moléculas ejemplo son los politirosina poli (aminoácido), polímero de injerto PI- g -PS y el Papa fosfolípido (1-palmitoil-2-oleoil- sn -glicero-3-fosfoetanolamina). Estas moléculas son desorbidos de diferentes superficies como CH 3 -SAMs, hidrógeno terminado diamante y apoyaron bicapas lipídicas en diversas condiciones de disolvente. Por último, laventajas de la fuerza espectroscópicas única molécula de experimentos se discuten incluyendo medios para decidir si realmente una sola molécula se ha estudiado en el experimento.

En lo siguiente, los resultados para el ejemplo de arriba describen moléculas, a saber, la politirosina polímeros de poli (aminoácido), polímero de injerto PI- g -PS y el Papa fosfolípido, se presentan. En primer lugar para cada ejemplo, experimentar detalles específicos de adquisición de datos y preparación de datos se proporcionan. A continuación, se muestran los resultados ejemplares para experimentos en los que estas moléculas se desorbe de diferentes superficies (CH 3 -SAMs, hidrógeno...

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Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

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Research

JoVE Journal

Engineering

10.2K vistas.  Technische Universität München. A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

Compact Puntos Cuánticos for Imaging sola molécula

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

Investigación

Ingeniería

Scanning-probe Single-electron Capacitance Spectroscopy

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the electronic quantum structure of small systems - including individual atomic dopants in semiconductors. Here we present a capacitance-based method, known as Subsurface Charge Accumulation (SCA) imaging, which is capable of resolving single-electron charging while achieving sufficient spatial resolution to image individual atomic dopants. The use of a capacitance technique enables observation of subsurface features, such as dopants buried many nanometers beneath the surface of a semiconductor material1,2,3. In principle, this technique can be applied to any system to resolve electron motion below an insulating surface.
As in other electric-field-sensitive scanned-probe techniques4, the lateral spatial resolution of the measurement depends in part on the radius of curvature of the probe tip. Using tips with a small radius of curvature can enable spatial resolution of a few tens of nanometers. This fine spatial resolution allows investigations of small numbers (down to one) of subsurface dopants1,2. The charge resolution depends greatly on the sensitivity of the charge detection circuitry; using high electron mobility transistors (HEMT) in such circuits at cryogenic temperatures enables a sensitivity of approximately 0.01 electrons/Hz&frac12; at 0.3 K 5.

Scanning-probe single-electron capacitance spectroscopy facilitates the study of single-electron motion in localized subsurface regions. A sensitive charge-detection circuit is incorporated into a cryogenic scanning probe microscope to investigate small systems of dopant atoms beneath the surface of semiconductor samples.

Sonda de barrido de un solo electrón espectroscopia de capacitancia

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the ...

Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, acceleration and forces involved in the locomotory behavior of nematodes suspended in a column of water in response to single wavelengths of light. We demonstrate how to evaluate the locomotion of a microscopic organism using Single Wavelength Shadow Imaging (SWSI) using two different examples.
The first example is a systematic and statistically viable study of the average descent of C. elegans in a column of water. For this study, we used living and dead wildtype C. elegans. When we compared the velocity and direction of nematode active movement with the passive descent of dead worms within the gravitational field, this study showed no difference in descent-times. The average descent was 1.5 mm/sec &#177; 0.1 mm/sec for both the live and dead worms using 633 nm coherent light.
The second example is a case study of select individual C. elegans changing direction during the descent in a vertical water column. Acceleration and force are analyzed in this example. This case study demonstrates the scope of other physical properties that can be evaluated using SWSI while evaluating the behavior using single wavelengths in an environment that is not accessible with traditional microscopes. Using this analysis we estimated an individual nematode is capable of thrusting with a force in excess of 28 nN.
Our findings indicate that living nematodes exert 28 nN when turning, or moving against the gravitational field. The findings further suggest that nematodes passively descend in a column of water, but can actively resist the force of gravity primarily by turning direction.

Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

The technique presented here measures the path of freely swimming microscopic species using single wavelength exposure. C. elegans are used to demonstrate shadow imaging as an inexpensive alternative to costly microscopes. This technique can be adapted to accommodate various orientations, environments and species to measure direction, speed, acceleration and forces.

Longitud de onda única Shadow Imaging de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion incluida la fuerza Estimaciones

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

Microscopía de Fuerza Atómica de Red-Light fotorreceptores a través de cartografía PeakForce cuantitativa nanomecánico Propiedad

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Making Record-efficiency SnS Solar Cells by Thermal Evaporation and Atomic Layer Deposition

Tin sulfide (SnS) is a candidate absorber material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. SnS offers easy phase control and rapid growth by congruent thermal evaporation, and it absorbs visible light strongly. However, for a long time the record power conversion efficiency of SnS solar cells remained below 2%. Recently we demonstrated new certified record efficiencies of 4.36% using SnS deposited by atomic layer deposition, and 3.88% using thermal evaporation. Here the fabrication procedure for these record solar cells is described, and the statistical distribution of the fabrication process is reported. The standard deviation of efficiency measured on a single substrate is typically over 0.5%. All steps including substrate selection and cleaning, Mo sputtering for the rear contact (cathode), SnS deposition, annealing, surface passivation, Zn(O,S) buffer layer selection and deposition, transparent conductor (anode) deposition, and metallization are described. On each substrate we fabricate 11 individual devices, each with active area 0.25 cm2. Further, a system for high throughput measurements of current-voltage curves under simulated solar light, and external quantum efficiency measurement with variable light bias is described. With this system we are able to measure full data sets on all 11 devices in an automated manner and in minimal time. These results illustrate the value of studying large sample sets, rather than focusing narrowly on the highest performing devices. Large data sets help us to distinguish and remedy individual loss mechanisms affecting our devices.

Tin sulfide (SnS) is a candidate material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. Here, we demonstrate the fabrication procedure of the SnS solar cells employing atomic layer deposition, which yields 4.36% certified power conversion efficiency, and thermal evaporation which yields 3.88%.

Haciendo eficiencia Registro SnS Células solares por evaporación térmica y la deposición de capas atómicas

Tin sulfide (SnS) is a candidate absorber material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. SnS offers easy phase control and rapid growth by congruent ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

Resolución de imagen subnanométrica con modulación de amplitud en microscopía de fuerza atómica en Líquido

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Quantitative Analysis of Vacuum Induction Melting by Laser-induced Breakdown Spectroscopy

Vacuum induction melting is a popular method for refining high purity metal and alloys. Traditionally, standard process control in metallurgy involves several steps, include drawing samples, cooling, cutting, transport to the laboratory, and analysis. The whole analysis process requires more than 30 minutes, which hinders on-line process control. Laser-induced breakdown spectroscopy is an excellent on-line analysis method that can satisfy the requirements of vacuum induction melting because it is fast and noncontact and does not require sample preparation. The experimental facility uses a lamp-pumped Q-switched laser to ablate melted liquid steel with an output energy of 80 mJ, a frequency of 5 Hz, a FWHM pulse width of 20 ns, and a working wavelength of 1,064 nm. A multi-channel linear charge coupled device (CCD) spectrometer is used to measure the emission spectrum in real time, with a spectral range from 190 to 600 nm and a resolution of 0.06 nm at a wavelength of 200 nm. The protocol includes several steps: standard alloy sample preparation and an ingredient test, smelting of standard samples and determination of the laser breakdown spectrum, and construction of the elements concentration quantitative analysis curve of each element. To realize the concentration analysis of unknown samples, the spectrum of a sample also needs to be measured and disposed with the same process. The composition of all main elements in the melted alloy can be quantitatively analyzed with an internal standard method. The calibration curve shows that the limit of detection of most metal elements ranges from 20-250 ppm. The concentration of elements, such as Ti, Mo, Nb, V, and Cu, can be lower than 100 ppm, and the concentrations of Cr, Al, Co, Fe, Mn, C, and Si range from 100-200 ppm. The R2 of some calibration curves can exceed 0.94.

During vacuum induction melting, laser-induced breakdown spectroscopy is used to perform real-time quantitative analysis of the main-ingredient elements of a molten alloy.

Análisis cuantitativo de fusión por inducción de vacío mediante espectroscopía de ruptura inducida por láser

Vacuum induction melting is a popular method for refining high purity metal and alloys. Traditionally, standard process control in metallurgy involves ...

An Efficient Method for Selective Desalination of Radioactive Iodine Anions by Using Gold Nanoparticles-Embedded Membrane Filter

Here, we demonstrate a detail protocol for the preparation of nanomaterials-embedded composite membranes and its application to the efficient and ion-selective removal of radioactive iodines. By using citrate-stabilized gold nanoparticles (mean diameter: 13 nm) and cellulose acetate membranes, gold nanoparticle-embedded cellulose acetate membranes (Au-CAM) have easily been fabricated. The nano-adsorbents on Au-CAM were highly stable in the presence of high concentration of inorganic salts and organic molecules. The iodide ions in aqueous solutions could rapidly be captured by this engineered membrane. Through a filtration process using an Au-CAM containing filter unit, excellent removal efficiency (&gt;99%) as well as ion-selective desalination result was achieved in a short time. Moreover, Au-CAM provided good reusability without significant decrease of its performances. These results suggested that the present technology using the engineered hybrid membrane will be a promising process for the large-scale decontamination of radioactive iodine from liquid wastes.

An efficient method for the rapid and ion-selective desalination of radioactive iodine in several aqueous solutions is described by using gold nanoparticles-immobilized cellulose acetate membrane filters.

Un método eficiente para la desalinización selectiva de aniones de yodo radiactivo mediante el uso de filtro de membrana incorporado en nanopartículas de oro

Here, we demonstrate a detail protocol for the preparation of nanomaterials-embedded composite membranes and its application to the efficient and ...

Atomic Force Microscopy Cantilever-Based Nanoindentation: Mechanical Property Measurements at the Nanoscale in Air and Fluid

An atomic force microscope (AFM) fundamentally measures the interaction between a nanoscale AFM probe tip and the sample surface. If the force applied by the probe tip and its contact area with the sample can be quantified, it is possible to determine the nanoscale mechanical properties (e.g., elastic or Young&#39;s modulus) of the surface being probed. A detailed procedure for performing quantitative AFM cantilever-based nanoindentation experiments is provided here, with representative examples of how the technique can be applied to determine the elastic moduli of a wide variety of sample types, ranging from kPa to GPa. These include live mesenchymal stem cells (MSCs) and nuclei in physiological buffer, resin-embedded dehydrated loblolly pine cross-sections, and Bakken shales of varying composition.
Additionally, AFM cantilever-based nanoindentation is used to probe the rupture strength (i.e., breakthrough force) of phospholipid bilayers. Important practical considerations such as method choice and development, probe selection and calibration, region of interest identification, sample heterogeneity, feature size and aspect ratio, tip wear, surface roughness, and data analysis and measurement statistics are discussed to aid proper implementation of the technique. Finally, co-localization of AFM-derived nanomechanical maps with electron microscopy techniques that provide additional information regarding elemental composition is demonstrated.

Quantifying the contact area and force applied by an atomic force microscope (AFM) probe tip to a sample surface enables nanoscale mechanical property determination. Best practices to implement AFM cantilever-based nanoindentation in air or fluid on soft and hard samples to measure elastic modulus or other nanomechanical properties are discussed.

An atomic force microscope (AFM) fundamentally measures the interaction between a nanoscale AFM probe tip and the sample surface. If the force applied by ...

Matrices de voladizo activo paralelo en AFMS para permitir inspecciones de alto rendimiento

Active Probe Atomic Force Microscopy with Quattro-Parallel Cantilever Arrays for High-Throughput Large-Scale Sample Inspection

An Atomic Force Microscope&#160;(AFM) is&#160;a powerful and versatile tool for nanoscale surface studies to capture 3D topography images of samples. However, due to their limited imaging throughput, AFMs have not been widely adopted for large-scale inspection purposes. Researchers have developed high-speed AFM systems to record dynamic process videos in chemical and biological reactions at tens of frames per second, at the cost of a small imaging area of up to several square micrometers. In contrast, inspecting large-scale nanofabricated structures, such as semiconductor wafers, requires nanoscale spatial resolution imaging of a static sample over hundreds of square centimeters with high productivity. Conventional AFMs use a single passive cantilever probe with an optical beam deflection system, which can only collect one pixel at a time during AFM imaging, resulting in low imaging throughput. This work utilizes an array of active cantilevers with embedded piezoresistive sensors and thermomechanical actuators, which allows simultaneous multi-cantilever operation in parallel operation for increased imaging throughput. When combined with large-range nano-positioners and proper control algorithms, each cantilever can be individually controlled to capture multiple AFM images. With data-driven post-processing algorithms, the images can be stitched together, and defect detection can be performed by comparing them to the desired geometry. This paper introduces principles of the custom AFM using the active cantilever arrays, followed by a discussion on practical experiment considerations for inspection applications. Selected example images of silicon calibration grating, highly-oriented pyrolytic graphite, and extreme ultraviolet lithography masks are captured using an array of four active cantilevers (&#34;Quattro&#34;) with a 125 &#181;m tip separation distance. With more engineering integration, this high-throughput, large-scale imaging tool can provide 3D metrological data for extreme ultraviolet (EUV) masks, chemical mechanical planarization (CMP) inspection, failure analysis, displays, thin-film step measurements, roughness measurement dies, and laser-engraved dry gas seal grooves.

Autor destacado: Introducción a la microscopía de fuerza atómica de sonda activa con matrices de voladizo cuattro-paralelo

Large-scale sample inspection with nanoscale resolution has a wide range of applications, especially for nanofabricated semiconductor wafers. Atomic force microscopes can be a great tool for this purpose, but are limited by their imaging speed. This work utilizes parallel active cantilever arrays in AFMs to enable high-throughput and large-scale inspections.

Microscopía de fuerza atómica de sonda activa con matrices en voladizo cuatór-paralelas para la inspección de muestras a gran escala de alto rendimiento

An Atomic Force Microscope&#160;(AFM) is&#160;a powerful and versatile tool for nanoscale surface studies to capture 3D topography images of samples. ...