Estamos muy agradecidos por el apoyo del Instituto de Investigación de Pregrado Vassar College Summer (URSI), el Fondo de Investigación Salmon Lucy Maynard, premio NASA No. NX09AU90A, Fundación Nacional de Ciencias Centro de Excelencia de Investigación en Ciencia y Tecnología (NSF-CREST) ​​laudo No 0630388 y la NSF laudo No 1.058.385.

1. C. Preparación elegans <ol><li> Preparar las placas de Petri de joven adulto C. elegans, como se describe en los experimentos anteriores que implican la suspensión de C. elegans en una cubeta llena de líquido 11. </li><li> En el día del análisis de vídeo, recoger nematodos adultos jóvenes en vivo directamente en una cubeta llena con agua destilada desionizada con un pico de platino como se describe en el paso 2. </li><li> Preparar muertos C. elegans con la exposición cloroformo. Continuar siguiendo el procedimiento descrito para recoger nematodos vivos descritos en la etapa 2. </li></ol> 2. Configuración óptica para el análisis de vídeo <ol><li> Montar el montaje experimental para crear imágenes de sombra como se muestra en la Figura 1. La cámara se puede colocar en cualquier distancia de la pantalla el tiempo que es capaz de capturar una vista frontal de la pantalla. Un buen lugar es al lado de la cubeta frente a la pantalla. <ol><li> El uso de al menos dos espejos paradirigir la salida del láser de helio-neón sintonizable en un expansor de haz de Galileo de modo que el haz se expande a un diámetro de 12 mm. </li><li> Coloque uno o dos agujeros de alfiler en la trayectoria del haz de manera que el haz pasa a través de los agujeros de alfiler sin ser obstruido. Utilice los orificios para asegurar la alineación se mantiene. </li><li> Dirigir el haz expandido en una cubeta de cuarzo montado que es 10 mm de ancho, 10 mm de profundidad y 4 cm de altura. </li><li> Ampliar la viga usando una lente plano convexa con una distancia focal positiva de 75 mm. </li><li> Coloque una pantalla de proyección de aproximadamente 120 cm de la lente. Distancias mayores que este producirán una mayor ampliación de la imagen de la sombra. Sin embargo, la calidad de la imagen disminuirá con una intensidad de luz más baja y un aumento de la perceptibilidad de la interferencia de difracción. </li><li> Colocar una cámara de alta velocidad, que es capaz de, al menos, 60 fps, justo al lado de la cubeta frente a la pantalla. </li></ol></li><li> Coloque un microscopio de disección, cerca del conjunto ópticopara la transferencia rápida de los nematodos en la cubeta. </li><li> Fije temporalmente una regla transparente con divisiones mm del centro del soporte de la cubeta perpendicular a la viga ampliado para que los proyectos de haces una imagen ampliada de la regla en la pantalla. Establecer la escala de longitud para el análisis de vídeo. <ol><li> En la pantalla de proyección, marque la distancia escala con una regla transparente fuera del centro de la imagen proyectada para evitar interferir con la proyección. <a href="Video_1_633nm.MOV" target="_blank">Haga clic aquí para el vídeo.</a> </li><li> Anote esta imagen y medir el aumento. Retire el legislador de la configuración. Repita este paso para otras longitudes de onda como el ángulo de refracción de la luz de cada longitud de onda a través de la lente puede variar debido a las aberraciones cromáticas. </li></ol></li><li> Vuelva a colocar la cubeta y llenarlo hasta dentro de 1 mm de la llanta con agua destilada. </li><li> Inicie la grabación mientras que la luz de la sala se encuentra en modo que la distancia escala está incluido en el mismomaterial de archivo como la imagen proyectada. Apague la luz. </li><li> El uso de un fino, aplanado recogida de alambre de platino, mueva adulto joven individuo C. elegans de uno en uno desde la placa de agar en la cubeta tocando la selección a la superficie del agua. El nematodo se hará visible en la columna de agua cuando entra en la viga debido a la luz dispersada. <a href="Video_2_CB678_633nm.mov" target="_blank">Haga clic aquí para el vídeo.</a> </li><li> Filmar las imágenes proyectadas de los gusanos a medida que pasan a través del haz láser expandida. Es importante tener en cuenta que la imagen proyectada se invierte y los gusanos aparecerá a moverse en la dirección opuesta de su movimiento real. Los gusanos que van descendiendo con la gravedad aparecerán a moverse hacia arriba en la pantalla (Figura 2). </li></ol> 3. Preparación de datos de vídeo <ol><li> Importar el vídeo en el programa de análisis de vídeo. </li><li> Ajuste la escala utilizando el factor de magnificación determinado previamente. </li><li> Track el desplazamiento lineal de la cabeza del nematodo sombra con al menos 10 puntos de datos en todo el camino recorrido. </li><li> Encuentre la velocidad en la dirección vertical, tomando derivada (&quot;Y&quot;, &quot;Time&quot;) y dividir este valor por el factor de aumento determinado en el paso 2.2. </li></ol> 4. Análisis de Datos <ol><li> Analizar el descenso lineal de un C. elegans: <ol><li> Revise para asegurarse de que los puntos de datos en la posición vertical contra gráfico de tiempo generalmente forman una línea recta. Algunas desviaciones pueden ser ignorados debido al movimiento de la cabeza del nematodo. Si en general los puntos de datos forman una línea recta, continúe con el paso 4.1.2, de lo contrario el descenso no es lineal y el análisis debe continuar usando el paso 5.1 en este protocolo. </li><li> Crear una línea de regresión lineal ajustando una línea recta 12 a los datos desde el menú Análisis. La pendiente de esta línea es entonces la velocidad vertical del C.elegans. La pendiente es el cambio en la posición dividido por el cambio en el tiempo durante un intervalo determinado. Determinar la velocidad de descenso de los gusanos vivos y muertos de esta manera (Figura 3). </li><li> Promediar las velocidades de natación verticales de los nematodos. Un tamaño de muestra de alrededor de 50 gusanos es suficiente. Comparar las velocidades de natación en gusanos vivos con velocidades de deriva en gusanos muertos. </li></ol></li></ol> 5. Analizar lineal Movimiento de C. elegans <ol><li> De la Sección 3, seleccione un archivo de vídeo analizado, que muestra un descenso lineal en la columna de agua (Figura 4). Un descenso no lineal se puede identificar mediante el paso 4.1.1 en este protocolo. </li><li> Seleccione &#39;Curve Fit&#39; en el menú &#39;Análisis&#39; en el software de análisis de vídeo. Seleccione un segundo orden (cuadrático) polinómica. Ajustar la curva. </li><li> Para una región de interés, ajuste el ajuste en el gráfico haciendo deslizar los soportes en cada lado of el ajuste en el gráfico hasta que la curva es muy cerca de los puntos de datos dentro de la forma y / o bien dentro de las barras de error. El programa de ajuste da una expresión matemática de la curva ajustada, que es la posición vertical, en función del tiempo. Tenga en cuenta los errores curva ajustada dadas por el programa asociado con las propiedades físicas. Un error relativo de 15% o por debajo es por lo general aceptable. </li><li> Añadir más curva se ajusta para cubrir las secciones adicionales de datos. Spline 13 las funciones para una cobertura óptima: asegúrese de que la curva de ajuste a la superposición y tratar de alinear las curvas adyacentes, de manera que el partido de laderas en las regiones que se superponen. </li><li> Obtener la velocidad de una región de interés tomando la derivada de la curva ajustada utilizando la expresión matemática obtenida en la etapa 5.1.3. Las velocidades pueden variar en el tiempo. Tenga en cuenta que la derivada es la pendiente de una función. El derivado puede obtenerse matemáticamente o gráficamente. En este caso es práctico utilizar la expr matemática dadaesión. </li><li> Tome la segunda derivada de las curvas ajustadas para obtener la aceleración. La aceleración puede variar en el tiempo. </li><li> Multiplique la aceleración de la masa del gusano para calcular el empuje que ejerce el gusano. Una masa estimada razonable es 3 g suponiendo que el gusano se compone principalmente de agua. </li></ol>

<ol>
	<li>Ward, A., Lie, J., Feng, Z., Xu, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans.">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nature Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li><li>Pierce-Shimomura, J. T., Chen, B. L., Mun, J. J., Ho, R., Sarkis, R., McIntire, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+crawling+and+swimming+locomotory+patterns+in+C.+elegans.">Genetic analysis of crawling and swimming locomotory patterns in C. elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 105-20987 (2008).</li><li>Vidal-Gadea, A. G., Davis, S., Becker, L., Pierce-Shimomura, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+behavioral+hierarchies+during+environmental+transitions+in+Caenorhabditis+elegans.">Coordination of behavioral hierarchies during environmental transitions in Caenorhabditis elegans.</a> Worm. 1, 5-11 (2012).</li><li>Berri, S., Boyle, J. H., Tassieri, M., Hope, I. A., Cohen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forward+locomotion+of+the+nematode+C.+elegans+is+achieved+through+modulation+of+a+single+gait.">Forward locomotion of the nematode C. elegans is achieved through modulation of a single gait.</a> HFSP Journal. 3, 186-193 (2009).</li><li>Keller, H. E., Pawley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Objective Lenses for Confocal Microscopy. Handbook of Biological Confocal Microscopy. , (2006).</li><li>Conrad, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depth+of+Field+in+Depth.">Depth of Field in Depth.</a> Large Format Page Retrieved. , (2011).</li><li>Demtr&#246;der, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laser Spectroscopy Basic Concepts and Instrumentation. , (2003).</li><li>Magnes, J., Raley-Susman, K., Melikechi, N., Sampson, A., Eells, R., Bello, A., Lueckheide, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Freely+Swimming+C.+elegans+Using+Laser+Diffraction.">Analysis of Freely Swimming C. elegans Using Laser Diffraction.</a> Open J. Biophys. 2 (3), 101-107 (2012).</li><li>Mood, A., Graybill, F., Boes, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Introduction to the Theory of Statistics. , (1974).</li><li>Taylor, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classical Mechanics. , (2005).</li><li>Magnes, J., Susman, K., Eells, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Locomotion+Study+of+Freely+Swimming+Micro-organisms+Using+Laser+Diffraction.">Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction.</a> J. Vis. Exp. (68), (2012).</li><li>Bevington, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Data Reduction and Error Analysis for the Physical Sciences. , (1969).</li><li>Lyche, T., Schumaker, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+spline+approximation+methods.">Local spline approximation methods.</a> Journal of Approximation Theory. 15 (4), 294-325 (1975).</li><li>Kim, N., Dempsey, C. M., Kuan, C. -. J., Zoval, J. V., O'Rourke, E., Ruvkun, G., Madou, M. J., Sze, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gravity+Force+Transduced+by+the+MEC-4/MEC-10+DEG/ENaC+Channel+Modulates+DAF-16/FoxO+Activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Gravity Force Transduced by the MEC-4/MEC-10 DEG/ENaC Channel Modulates DAF-16/FoxO Activity in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 177, 835-845 (2007).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La técnica SWSI proporciona un medio adicional para entender las capacidades de locomoción de organismos microscópicos como los nematodos de vida libre. Con esta técnica se ha distinguido entre la locomoción activa (natación) y la deriva pasiva debido a la gravedad que opera sobre los nematodos muertas. Además, cuando nadan libremente nemátodos cambian de dirección durante la locomoción en el agua, que son capaces de medir las fuerzas de arrastre y las fuerzas angulares, que están operando en los nematodos y ejercida por los nematodos. Los nematodos se encuentran con diferentes condiciones ambientales dentro del suelo. Hay bolsas de agua dentro del suelo, así como partículas sólidas y materiales biológicos de diferentes formas y texturas. Además, existen nematodos dentro de un entorno gravitacional que responden a 14. Además, los nematodos cerca de la superficie del suelo están expuestos a diferentes longitudes de onda de la luz, cambios en la temperatura y la humedad, así como biológicavariables como bacterias, hongos depredadores y otros organismos del suelo. Los nematodos deben responder a todas estas diferentes variables, nadando y arrastrándose en diferentes medios de comunicación, el torneado y la alteración de las estrategias de navegación. Todos estos cálculos complejos se llevan a cabo por sólo 302 neuronas, un subconjunto de los cuales están implicados en la locomoción, y 95 células musculares de la pared del cuerpo. Las mediciones del tipo descrito por la técnica SWSI proporcionan información importante sobre cómo nematodos lograr esta complejidad de navegación. Para la primera parte, hemos medido la tasa de descenso general de tipo salvaje C. elegans en 633 nm de luz. El uso de estas mediciones, se puede estimar la fuerza de arrastre a los encuentros de gusano. Para el estudio de caso de un nematodo de aceleración, las fuerzas involucradas cambio continuamente desde la fuerza de resistencia cambia con la velocidad. Hay algunas afirmaciones que podemos hacer acerca de las fuerzas que actúan sobre el gusano. A medida que el gusano se ralentiza y trata de swim hacia arriba la componente vertical de la fuerza de arrastre disminuye hasta llegar a cero en el punto más bajo de la trayectoria del nematodo. En este punto, el gusano debe tener una fuerza hacia arriba para nadar. Este método se puede modificar de varias maneras. Cualquier especie microscópicos que navega en un líquido claro se pueden seguir usando SWSI. Los estudios pueden llevarse a cabo con cualquier longitudes de onda que son accesibles a las cámaras digitales. Las cámaras digitales suelen recogerá longitudes de onda que van de la UV a IR cercano. Además, los estudios horizontales pueden llevarse a cabo dirigiendo el láser verticalmente hacia arriba. La especie puede entonces ser colocado en una superficie transparente horizontal, como un portaobjetos de microscopio. Ajuste del expansor de haz o el lente de aumento después de la expansión del haz puede agudizar las imágenes borrosas. El usuario debe asegurarse de ajustar todos los componentes de la mesa para asegurar la alineación de haz coherente y fácil. El método está limitada por wavelengt láser disponibleshs y resolución. En esencia, las ventajas de este método más de microscopios existentes, que son la flexibilidad en direcciones y longitudes de onda, son también puntos débiles desde la configuración es simple. La óptica poco sofisticados y motas del láser limitan la resolución. Algunos de estos inconvenientes, sin duda se puede mejorar en el futuro mediante la inclusión de filtro espacial y la proyección de la imagen directamente en una cámara CCD. Los pasos más críticos en el protocolo pueden ser fácilmente extraídas como se realiza el experimento por primera vez. La colocación del nematodo en la cubeta sin crear turbulencia es crítico. Además, las vibraciones pueden perturbar la configuración y alterar el comportamiento de los gusanos. Asegúrese de limitar el poder, que se utiliza a la sombra de la imagen. 2 mW para un rayo láser que es 1 mm de diámetro debe ser el máximo para evitar efectos de calentamiento. La configuración debe ser probado para la dispersión efectos al usar líquidos distintos del agua destilada. Actualmente la mayor parte microscopes operan en un plano horizontal con luz blanca o de color filtros, que siguen siendo muy amplio en la gama de longitud de onda. Microscopios que realmente utilizar longitudes de onda individuales y tener flexibilidad en el escenario de la visión, es decir, la colocación horizontal, por lo general se limitan a una ventaja o la otra. Además, este tipo de microscopios suelen ser muy caros y todavía limitado a planos focales a diferencia de nuestro método. Nuestra configuración puede ser fácilmente construido con un presupuesto muy bajo. Este método está listo para ser utilizado por las escuelas, las empresas ambientales, así como otras entidades que operan con pocos fondos. En el futuro, este método se puede utilizar en una configuración muy sofisticado para estudiar los efectos en tiempo real sobre la locomoción y mechanosensation de especies microscópicas. Este método hace que los estudios de longitud de onda única en una amplia gama de ángulos y profundidades de visión fácilmente disponibles.

Caenorhabditis elegans es un nematodo del suelo beneficiosos de vida libre que es un organismo modelo de gran alcance para el estudio de los mecanismos de regulación de genes, desarrollo y, más recientemente, para la comprensión de la biología sensorial y el comportamiento. A pesar de tener sólo 302 neuronas, C. elegans son capaces de complejos patrones de locomoción, los comportamientos reproductivos, la navegación, la quimiotaxis y muchos otros comportamientos. C. elegans poseen mecanorreceptores, quimiorreceptores e incluso detectar longitudes de onda de luz azul (Ward et al., 2008) 1. Aunque se sabe mucho sobre los circuitos neuronales de la función sensoriomotora y los patrones de locomoción generales en C. elegans, menos se sabe acerca de las respuestas a los múltiples estímulos simultáneos o condiciones ambientales más complejos que se pueden modelar con un microscopio. Algunos estudios han puesto de manifiesto los patrones de locomoción más complejos que son 2,3,4 muy plástico. Nuestro enfoque metodológico permitirá estudios de nematodes en solución en tiempo real en el que podemos proporcionar fácilmente múltiples condiciones ambientales simultáneamente. Esta pregunta es difícil de abordar utilizando técnicas convencionales de imagen basada en el microscopio. Hemos desarrollado una técnica que nos permite colocar los nematodos dentro de una columna de agua para examinar los comportamientos de locomoción, así como determinar las capacidades de los nematodos para cambiar la locomoción en respuesta a diferentes condiciones ambientales. Longitud de onda única Shadow Imaging (SWSI) se presenta en este trabajo por primera vez para hacer frente a las deficiencias de los microscopios tradicionales. Microscopios tradicionales se limitan a observar especies en un plano focal horizontal unas pocas micras de profundidad 5,6. En cuanto a los estudios de longitud de onda única, la mayoría de los microscopios tradicionales utilizan filtros de color para filtrar la luz blanca de manera muy amplia, por lo general, 50 a 100 nm. El uso de un láser para SWSI se estrecha la selección de longitud de onda de menos de 1 nm, mientras que el mantenimiento de signoificant intensidad de la luz 7. Del mismo modo, las longitudes de onda individuales se han utilizado para medir las frecuencias de natación de C. elegans en tiempo real 8. Para la primera demostración de nuestro método, monitoreamos la posición horizontal, x, y la posición vertical, y, de un C. libremente la natación elegans en una columna de agua, más de una distancia de alrededor de un centímetro. En particular, estamos interesados ​​en el movimiento vertical ya que la gravedad también actúa verticalmente. La pendiente de un ajuste lineal a la posición vertical da la velocidad vertical, V y, del nematodo a medida que desciende en la columna de agua: <img alt="Fórmula" fo:content-width="0.5in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq1.jpg" width="50" /> (1) La raíz cuadrada media del error (RMSE) 9 indica la calidad del ajuste e indica si la velocidad de descenso es generalmente constante. Las velocidades verticales se promedian para eacespecies h y gusanos muertos. El uso de estos resultados, el arrastre, que la experiencia gusanos puede ser estimado. Para la segunda demostración de nuestro método, hemos seleccionado C. elegans que no descienden a una velocidad constante a diferencia de la mayoría de los gusanos observados. Los gusanos seleccionados o bien se dieron la vuelta y nadó hacia arriba o hacia rondaban por un tiempo antes de continuar el descenso. Físicamente, este estudio de caso muestra que la idea central de un microorganismo de natación se puede calcular. Las leyes de Newton dictan que un cuerpo que cambia de dirección se acelera, lo que implica una fuerza neta, <img alt="Fórmula 1" fo:content-width="0.3in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq.jpg" width="25" /> , Es que actúa sobre ese cuerpo 10: <img alt="Fórmula 2" fo:content-width="0.7in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq2.jpg" width="70" /> (2) donde <img alt="p" fo:content-width="0.1in" src="/files/ftp_upload/51424/51424p.jpg" width="10" /> esla cantidad de movimiento y t es el tiempo. La aceleración del gusano es directamente proporcional a la fuerza que actúa sobre el gusano ya que la masa del gusano permanece constante. Como resultado, la fuerza neta vertical es: <img alt="Fórmula 3" fo:content-width=".8in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq3.jpg" width="70" /> (3) donde m es la masa de un tornillo sin fin y una de las y representa la aceleración vertical. La fuerza neta en la dirección vertical representa la fuerza de propulsión gusano en la misma dirección. El empuje total se puede calcular tomando la componente horizontal en cuenta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:852px;" width="852">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:143px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:375px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tunable Helium-Neon laser&#160;</td>
			<td>Research Electro-Optics</td>
			<td>30602</td>
			<td>Four wavelengths can be selected between 543 nm and 633 nm.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">2 Front Surface Aluminum Mirrors</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>PF10-03-F01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High Speed Exilim Camera</td>
			<td style="width:143px;">Casio</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quartz Cuvette</td>
			<td style="width:143px;">Starna Cells</td>
			<td style="width:119px;">21/G/5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LoggerPro (Software)</td>
			<td style="width:143px;">Vernier</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.vernier.com/products/software/lp/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mathematica 8</td>
			<td style="width:143px;">Wolfram</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.wolfram.com/</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">&#160;5x &#8211; 10x variable zoom Galilean beam expander</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>BE05-10-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plano-convex lens with a positive focal length of 75 mm</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:119px;">LA1257</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single wavelength shadow imaging of caenorhabditis elegans locomotion including force estimates

Este estudio demuestra una técnica de bajo costo y sencillo que permite la medición de las propiedades físicas, tales como posición, velocidad, aceleración y fuerzas implicadas en el comportamiento locomotor de los nematodos en suspensión en una columna de agua en respuesta a longitudes de onda individuales de luz. Demostramos cómo evaluar la locomoción de un organismo microscópico usando Longitud de onda única Shadow Imaging (SWSI) utilizando dos ejemplos diferentes. El primer ejemplo es un estudio sistemático y estadísticamente viable del descenso promedio de C. elegans en una columna de agua. Para este estudio, hemos utilizado de estar y de tipo salvaje muerto C. elegans. Cuando se comparó la velocidad y la dirección de nematodo movimiento activo con el descenso pasiva de gusanos muertos dentro del campo gravitatorio, este estudio no mostró diferencias en el descenso veces. El descenso promedio fue de 1,5 mm / s ± 0,1 mm / s, tanto para los gusanos vivos y muertos utilizando 633 nm coherenteluz. El segundo ejemplo es un estudio de caso de la selección de personal C. elegans cambiar de dirección durante el descenso en una columna vertical de agua. La aceleración y la fuerza se analizan en este ejemplo. Este estudio de caso demuestra el alcance de otras propiedades físicas que pueden ser evaluados utilizando SWSI mientras se evalúa el comportamiento utilizando longitudes de onda individuales en un ambiente que no es accesible con microscopios tradicionales. El uso de este análisis se estimó un nematodo individuo es capaz de empujar con una fuerza de más de 28 nN. Nuestros hallazgos indican que los nematodos que viven ejercen 28 nN al girar o moverse contra el campo gravitatorio. Los resultados sugieren además que los nematodos pasivamente descienden en una columna de agua, pero pueden resistir activamente la fuerza de gravedad sobre todo por el sentido de giro.

Descent Steady La primera investigación no muestra diferencias distinguibles en las tasas descendentes de la C. elegans durante SWSI utilizando 633 nm. Se encontró que las tasas descendentes de ser constante a 1,5 mm / s ± 0,1 mm / s, tanto para el vivo y el muerto C. elegans. Un tamaño de muestra de 50 gusanos generó una variación razonable de 7% tanto para vivir y gusanos muertos. No hay aceleración que actúa sobre los gusanos desde la velocidad de descenso es constante, de manera que la fuerza de arrastre es igual a la fuerza gravitacional menos la fuerza de flotabilidad. Esto implica que la densidad del gusano es ligeramente más grande que la del agua; Sin embargo, para las estimaciones más abajo todavía es práctico suponer que la densidad de un nematodo es más o menos la del agua. Cambio de dirección La segunda investigación, un estudio de caso, demuestra que los nematodos son capaces de cambiar de dirección y pueden nadar hacia arriba contrala gravedad. Dos curvas se ajustaron para el desplazamiento vertical del nematodo de manera que los segundos derivados de esas curvas podrían ser estriados para representar gráficamente la aceleración en función del tiempo (Figura 5). &#160; Es aconsejable mantener el orden polinomio lo más bajo posible, manteniendo un buen ajuste. Un polinomio de orden inferior indica una menor variación en la aceleración en el tiempo. Los términos de polinomios de orden superior serán insignificantes, y por lo tanto innecesario, si el orden del polinomio es demasiado alto. Este gusano decelera a una velocidad constante de 0,110 mm / seg 2 ± 0.002 mm / seg 2, se da la vuelta y se acelera a la misma velocidad de 0.110 mm / seg 2 ± 0,002 mm / s 2 hasta poco después de el punto de entrega. El C. elegans continúa moviéndose hacia arriba con una aceleración de la disminución de 1,252 a 0,00708 t en mm / s 2 hasta que la aceleración cae a cero. Teniendo en cuenta la ecuación. 3, y una masa gusano estimado de 3 y #956, g, el gusano se somete a una fuerza neta vertical, F Ny, de 0,33 pN hasta poco después de que el punto de inflexión. Descenso: Hay tres tipos de fuerzas que actúan sobre el gusano hasta que el gusano llega al punto de cambio de tendencia: la gravedad, la fricción, la flotabilidad y de empuje (figura 6a). La fuerza neta es igual a la suma vectorial de las tres fuerzas. Aquí consideramos sólo las componentes verticales: F Ny = F + Dy F Ty-F g + F B (4) donde F B es la fuerza de flotabilidad. F g es igual en magnitud pero de dirección opuesta a la fuerza de flotabilidad suponiendo que la densidad del gusano es la del agua. La ecuación. 4 entonces se puede escribir de la siguiente manera: F Ny = F + Dy F Ty (5) F Ny se mantiene constante durante el descenso. Esto implica queF Dy + F Ty permanece constante hasta el nematodo alcanza el punto de cambio de tendencia. F Dy es más grande en la parte superior, que es el comienzo de la trayectoria, y se reduce gradualmente a cero hasta que la velocidad es cero en el punto de entrega mientras que F Ty debe aumentar para mantener F Ny constante. Turnaround: No hay fuerza de arrastre en la dirección vertical en el punto de cambio de tendencia ya que la velocidad vertical es igual a cero en ese punto. Las únicas fuerzas que actúan en la dirección vertical son la gravedad, - F G, flotabilidad, F B y el gusano de empuje vertical, F Ty, tal como se representa en la Figura 6b. En este punto, el empuje de la C. elegans se pueden determinar: F Ty = F Ny (6) El empuje en la parte inferior de la trayectoria es entonces aproximadamente igual a 0,33 pN, que es de aproximadamente 0,001% del peso del gusano. Teniendo encuenta que el peso estimado, F g de una C. elegans es de 28 nN, Ascenso: Del mismo modo, durante el ascenso, la resistencia aumenta, pero se apunta hacia abajo (Figura 6c): F Ny = Dy-F + F Ty (7) El empuje aplicado por el gusano debe ahora ser incluso más grande y ser igual a la suma de la fuerza de arrastre y el peso. El gusano se está desacelerando después de empezar a nadar. Para nadar a la misma velocidad como el gusano descendió, el gusano tendría que ejercer un empuje hacia arriba de por lo menos dos veces su peso. Al pasar Un ejemplo de un gusano que se ralentiza su descenso durante aproximadamente 3 segundos se presenta en la Figura 7. &#160; Un polinomio grado 3 rd es un ajuste razonable para la trayectoria general. Los errores en la aceleración y la velocidad de este ajuste son menos de 15%. El gusano comienza con un UPWA significativard empuje, se ralentiza y empieza a girar en torno a 68 segundos; Sin embargo, la aceleración hacia arriba disminuye continuamente (Figura 8) &#160; hasta que la aceleración neta es igual a cero alrededor de 68,5 seg. Esto a la larga conduce a una aceleración neta en la dirección hacia abajo seguido por otro punto cero en la velocidad (Figura 9) &#160; y el nematodo comienza a descender de nuevo en 69 seg. Es interesante que la aceleración vertical máxima observada en este caso es 2,7 mm / s 2. La aceleración en los puntos de inflexión son 0.455 mm / seg y 2 - 0.455 mm / s 2, respectivamente; aproximadamente cuatro veces mayor que en el caso del nematodo que se da la vuelta y nada hacia arriba. Usando la ecuación. 6, se puede estimar que el empuje hacia arriba es de aproximadamente 1,32 pN en el primer punto de inflexión. En el segundo punto de giro, la aceleración neta es negativa para que el empuje hacia arriba es 1,32 pN. o: páginas together.within-keep = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1.jpg" /> Figura 1. Montaje experimental. El láser, expansor de haz, la lente y la pantalla son esenciales para la configuración experimental. Los espejos de orientación y puntos de aguja pueden omitirse, pero hará que la alineación óptica menos estable. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2.jpg" /> Figura 2. Longitud de onda única sombra de la imagen (SWSI). Usando 2 mW de 543 nm de luz láser a la sombra de un gusano se proyecta sobre una pantalla. La imagen se invierte de manera que el nematodo aparece a caer hacia arriba. 424/51424fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Vertical descenso de un solo tipo salvaje C. elegans en una columna de agua. Este nematodo fue ensombrecida por la luz coherente de 633 nm. La pendiente del ajuste lineal indica una velocidad descendente de 1,09 mm / s ± 0,01 mm / seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4.jpg" /> Figura 4. Gráfico Desplazamiento de una sola alza de natación de tipo salvaje C. elegans. Dos ataques estriados trazan la trayectoria global del nematodo. El segundo derivado del ajuste revela la aceleración. La aceleración máxima se determina fácilmente a partir de la primera ajuste: 0,110 mm<html> / Seg 2 ± 0,002 mm / s 2. Sólo un par de barras de error se muestran de manera que los puntos de datos y el ajuste permanecen visibles. Este nematodo fue ensombrecida por la luz coherente de 633 nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5.jpg" /> Gráfico de la figura 5. Aceleración de un solo tipo salvaje C. elegans. Este nematodo mantiene una aceleración hacia arriba constante de 0,110 mm / s 2 ± 0,002 mm / s 2 haciendo que se reduzca la velocidad y luego mueva hacia arriba. Poco después de que el punto de inflexión de la aceleración disminuye de forma constante y la aceleración neta disminuye a cero.<html> g &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="La figura 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6.jpg" /> Diagramas de la Figura 6. Fuerza para el descenso, el punto y el ascenso. Flotabilidad y la gravedad de giro son iguales en magnitud y opuestas en dirección, de manera que el efecto de estas fuerzas se anulan entre sí. Por tanto, no se muestran en estos diagramas. (A) El gusano está descendiendo con un simple arrastrar y empuje hacia arriba. (B) El gusano se encuentra en el punto más bajo de la trayectoria sin arrastre. El empuje es hacia arriba. (C) El gusano es ascendente con un simple arrastrar hacia abajo, mientras que el empuje es hacia arriba. &quot;Src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig7.jpg &quot;/&gt; Figura 7. Desplazamiento del gráfico único nematodo flotando. El gusano se ralentiza y empieza a dar la vuelta en unos 68 segundos, pero comienza a descender alrededor de 69 seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig7highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8.jpg" /> .. Figura 8 graph Aceleración de un solo nematodo cierne Este gusano comienza con una aceleración hacia arriba de 2,7 mm / s 2, se reduce a cero y, finalmente, tiene una aceleración hacia abajo de -. 2.6 mm / seg 2 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para conocer el vers grandes</a>ión de esta figura. <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9.jpg" /> Figura 9. Gráfico Velocidad de un solo nematodo flotando. Este gusano se haya detenido a los 68 segundos y comienza a dirigirse hacia arriba, se ralentiza y alcanza velocidad cero en la dirección vertical en 69 segundos seguido de un descenso. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Tabla 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424table1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424table1.jpg" width="400" /> Tabla 1. Velocidades promedio de descenso de N2 C. elegans. 50 en vivo y 50 nematodos muertas se tracked durante su descenso. La velocidad media para los descensos es el mismo para el vivo y los gusanos muertos: 1,5 mm / s ± 0,1 mm / seg.

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Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

La técnica presentada aquí mide el camino de nadar libremente especies microscópicas utilizando exposición única longitud de onda. C. elegans se utilizan para demostrar sombra de formación de imágenes como una alternativa económica a los microscopios costosos. Esta técnica se puede adaptar para acomodar varias orientaciones, entornos y especies para medir la dirección, la velocidad, la aceleración y fuerzas.

Longitud de onda única Shadow Imaging de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion incluida la fuerza Estimaciones

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

Compact Puntos Cuánticos for Imaging sola molécula

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

Investigación

Ingeniería

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

Microscopía de Fuerza Atómica de Red-Light fotorreceptores a través de cartografía PeakForce cuantitativa nanomecánico Propiedad

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Preparation and Friction Force Microscopy Measurements of Immiscible, Opposing Polymer Brushes

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low friction at the interface. Nevertheless, these systems can be sensitive to wear due to interdigitation of the opposing brushes. In a recent publication, we have shown via molecular dynamics simulations and atomic force microscopy experiments, that using an immiscible polymer brush system terminating the substrate and the slider surfaces, respectively, can eliminate such interdigitation. As a consequence, wear in the contacts is reduced. Moreover, the friction force is two orders of magnitude lower compared to traditional miscible polymer brush systems. This newly proposed system therefore holds great potential for application in industry. Here, the methodology to construct an immiscible polymer brush system of two different brushes each solvated by their own preferred solvent is presented. The procedure how to graft poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAM) from a flat surface and poly(methyl methacrylate) (PMMA) from an atomic force microscopy (AFM) colloidal probe is described. PNIPAM is solvated in water and PMMA in acetophenone. Via friction force AFM measurements, it is shown that the friction for this system is indeed reduced by two orders of magnitude compared to the miscible system of PMMA on PMMA solvated in acetophenone.

The methodology to perform friction force microscopy experiments for contacting brushes is presented: Two polymer brushes that are grafted from (a) substrates and (b) colloidal probes are slid to show that, by using two contacting immiscible brush systems, friction in sliding contacts is reduced compared to miscible brush systems.

Preparación y Fricción Fuerza Microscopía mediciones de inmiscibles, opuestos polímero Cepillos

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low ...

Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. At the same time the AFM tip is passivated to prevent unspecific interactions between the tip and the substrate, which is a prerequisite to study single molecules attached to the AFM tip. Analyses to determine the adhesion force, the adhesion length, and the free energy of these molecules on solid surfaces and bio-interfaces are shortly presented and external references for further reading are provided. Example molecules are the poly(amino acid) polytyrosine, the graft polymer PI-g-PS and the phospholipid POPE (1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine). These molecules are desorbed from different surfaces like CH3-SAMs, hydrogen terminated diamond and supported lipid bilayers under various solvent conditions. Finally, the advantages of force spectroscopic single molecule experiments are discussed including means to decide if truly a single molecule has been studied in the experiment.

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

Measurement of Scattering Nonlinearities from a Single Plasmonic Nanoparticle

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus have potential applications in nonlinear optics, which requires extraordinary optical intensity. One of the most studied nonlinearities in plasmonics is nonlinear absorption, including saturation and reverse saturation behaviors. Although scattering and absorption in nanoparticles are closely correlated by the Mie theory, there has been no report of nonlinearities in plasmonic scattering until very recently. 
Last year, not only saturation, but also reverse saturation of scattering in an isolated plasmonic particle was demonstrated for the first time. The results showed that saturable scattering exhibits clear wavelength dependence, which seems to be directly linked to the localized surface plasmon resonance (LSPR). Combined with the intensity-dependent measurements, the results suggest the possibility of a common mechanism underlying the nonlinear behaviors of scattering and absorption. These nonlinearities of scattering from a single gold nanosphere (GNS) are widely applicable, including in super-resolution microscopy and optical switches. 
In this paper, it is described in detail how to measure nonlinearity of scattering in a single GNP and how to employ the super-resolution technique to enhance the optical imaging resolution based on saturable scattering. This discovery features the first super-resolution microscopy based on nonlinear scattering, which is a novel non-bleaching contrast method that can achieve a resolution as low as l/8 and will potentially be useful in biomedicine and material studies.

Saturable and reverse saturable scattering were discovered in isolated plasmonic particles and adopted as a novel non-bleaching contrast method in super-resolution microscopy. Here the experimental procedures of detecting and extracting nonlinear scattering are explained in detail, as well as how to enhance resolution with the aid of saturated excitation microscopy.

La medición de la dispersión no linealidades de una nanopartícula Individual plasmónicas

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus ...

Use of a Multi-compartment Dynamic Single Enzyme Phantom for Studies of Hyperpolarized Magnetic Resonance Agents

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due to fundamental constraints imposed by the hyperpolarized state, exotic imaging and reconstruction techniques are commonly used. A practical system for characterization of dynamic, multi-spectral imaging methods is critically needed. Such a system must reproducibly recapitulate the relevant chemical dynamics of normal and pathological tissues. The most widely utilized substrate to date is hyperpolarized [1-13C]-pyruvate for assessment of cancer metabolism. We describe an enzyme-based phantom system that mediates the conversion of pyruvate to lactate. The reaction is initiated by injection of the hyperpolarized agent into multiple chambers within the phantom, each of which contains varying concentrations of reagents that control the reaction rate. Multiple compartments are necessary to ensure that imaging sequences faithfully capture the spatial and metabolic heterogeneity of tissue. This system will aid the development and validation of advanced imaging strategies by providing chemical dynamics that are not available from conventional phantoms, as well as control and reproducibility that is not possible in vivo.

A multi-compartment dynamic phantom is used to simulate some biology of interest for metabolic studies using hyperpolarized magnet resonance agents.

El uso de un de varios compartimentos dinámico sola enzima fantasma de Estudios de hiperpolarizados Agentes de Resonancia Magnética

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

Resolución de imagen subnanométrica con modulación de amplitud en microscopía de fuerza atómica en Líquido

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Measurement of Quantum Interference in a Silicon Ring Resonator Photon Source

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit manipulation, and integrated single-photon detectors. Here, we present the key aspects of preparing and testing a silicon photonic quantum chip with an integrated photon source and two-photon interferometer. The most important aspect of an integrated quantum circuit is minimizing loss so that all of the generated photons are detected with the highest possible fidelity. Here, we describe how to perform low-loss edge coupling by using an ultra-high numerical aperture fiber to closely match the mode of the silicon waveguides. By using an optimized fusion splicing recipe, the UHNA fiber is seamlessly interfaced with a standard single-mode fiber. This low-loss coupling allows the measurement of high-fidelity photon production in an integrated silicon ring resonator and the subsequent two-photon interference of the produced photons in a closely integrated Mach-Zehnder interferometer. This paper describes the essential procedures for the preparation and characterization of high-performance and scalable silicon quantum photonic circuits.

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum systems. Presented here is a method for preparing and testing a silicon photonic chip for quantum measurements.

La medición de interferencia cuántica en una fuente de silicio resonador de anillo de fotones

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit ...

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column inside an optical cuvette. A 632 nm continuous wave HeNe laser is directed through the cuvette using front surface mirrors. A significant distance of at least 20-30 cm traveled after the light passes through the cuvette ensures a useful far-field (Fraunhofer) diffraction pattern. The diffraction pattern changes in real time as the nematode swims within the laser beam. The photodiode is placed off-center in the diffraction pattern. The voltage signal from the photodiode is observed in real time and recorded using a digital oscilloscope. This process is repeated for 139 wild type and 108 &#34;roller&#34; C. elegans. Wild type worms exhibit a rapid oscillation pattern in solution. The &#34;roller&#34; worms have a mutation in a key component of the cuticle that interferes with smooth locomotion. Time intervals that are not free of saturation and inactivity are discarded. It is practical to divide each average by its maximum to compare relative intensities. The signal for each worm is Fourier transformed so that the frequency pattern for each worm emerges. The signal for each type of worm is averaged. The averaged Fourier spectra for the wild type and the &#34;roller&#34; C. elegans are distinctly different and reveal that the dynamic worm shapes of the two different worm strains can be distinguished using Fourier analysis. The Fourier spectra of each worm strain match an approximate model using two different binary worm shapes that correspond to locomotory moments. The envelope of the averaged frequency distribution for actual and modeled worms confirms the model matches the data. This method can serve as a baseline for Fourier analysis for many microscopic species, as every microorganism will have its unique Fourier spectrum.

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to distinguish different nematodes using far-field diffraction signatures. We compare the locomotion of 139 wild type and 108 &#34;Roller&#34; C. elegans by averaging frequencies associated with the temporal Fraunhofer diffraction signature at a single location using a continuous wave laser.

Basado en la transformada de Fourier Análisis difracción de vivir Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column ...

Measurement of Dynamic Force Acted on Water Strider Leg Jumping Upward by the PVDF Film Sensor

This study aimed to make an explanation for the phenomenon in nature that water strider usually jumps or glides on the water surface easily but quickly, with its peak locomotion speed reaching 150 cm/s. First of all, we observed the microstructure and hierarchy of water strider legs using the scanning electron microscope. On the basis of the observed morphology of the legs, a theoretical model of the detachment from water surface was established, which explained water striders' capability to slide on water surface effortlessly in terms of energy reduction. Secondly, a dynamic force measurement system was devised using the PVDF film sensor with excellent sensitivity, which could detect the whole interaction process. Subsequently, a single leg in contact with water was pulled upward at different speeds, and the adhesion force was measured at the same time. The results of the departing experiment suggested a deep understanding of the fast jumping of water striders.

The protocol here is dedicated to investigating the free and quick maneuvering of water strider on water surface. The protocol includes observing the microstructure of legs and measuring the adhesion force when departing from water surface at different speeds.

Medición de fuerza dinámica en agua Strider pierna saltando hacia arriba por el Sensor de la película PVDF

This study aimed to make an explanation for the phenomenon in nature that water strider usually jumps or glides on the water surface easily but quickly, ...