Agradecemos a los autores de Robinson et al. 12 por sus contribuciones al manuscrito del que se deriva parcialmente este protocolo.

El uso de animales son aprobados por el Oberlin College Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión y están de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio 21. 1. Preparación para la Infusión Viral Nota: Este protocolo utiliza BSL-1 precauciones. Cuando se emplea BSL-2 precauciones, una bata de laboratorio desechable, guantes, cubiertas para zapatos, protecciones oculares y un respirador de partículas (tipo N95) son obligatorios. Todos los individuos de manipulación BSL-2 compuestos deben ser probados para encajar un respirador de partículas por una agencia de salud pública local. Consulte Lowery y Majewska (2010) 22 para obtener más detalles sobre la manipulación y el almacenamiento de los vectores virales. <ol><li> Tras el primer uso, alícuota y almacenar virus sin utilizar en 20 tubos de microcentrífuga mu l para evitar la congelación y descongelación repetida. </li><li> Preparar la superficie de trabajo mediante la eliminación de los objetos innecesarios y la esterilización de la superficie con etanol al 70%. Preparar un 1Solución de lejía al 0% para la descontaminación de los residuos de AAV. Coloque un vaso lleno de la solución de lejía y una estéril 10 l jeringa sobre la superficie de trabajo. Coloque el tubo de microcentrífuga con el AAV en un recipiente con hielo picado durante la puesta en marcha. </li><li> Coloque el tubo de microcentrífuga con el virus en un tornillo de banco estándar. Cargar una jeringa de 10 l con al menos 4 l de AAV. Tener cuidado de no doblar la punta de la jeringa contra la parte inferior del tubo de microcentrífuga durante la carga. Asegúrese de que no haya burbujas de aire en los 4 l de solución de AAV en la jeringa. </li><li> Deseche el tubo de virus vacío en el vaso que contiene 10% de lejía. Almacene las partes no utilizadas del virus como lo especifica el proveedor. </li><li> Añadir adicional de 10% de lejía al contenedor de residuos, y permitir que los residuos que se siente durante 30 minutos antes de disponer los residuos líquidos descontaminado. </li><li> Deseche todo el equipo de protección y los residuos de plástico en un contenedor de riesgo biológico según las instrucciones de las directrices institucionales. Decontaminate cualquier equipo o superficies que estuvieron en contacto con el virus utilizando 10% de lejía. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Prepare el área quirúrgica mediante la colocación de papel absorbente banco bajo el aparato estereotáxico y en un espacio adyacente designada como un área dedicada manipulación de virus. <ol><li> Coloque un contenedor de residuos de lejía al 10% en el área de manipulación de virus dedicado cerca del aparato quirúrgico. </li></ol></li><li> Provocar un nivel constante de anestesia y preparar la rata para la cirugía. <ol><li> Coloque la rata en una cámara de inducción que contiene una mezcla de gas isoflurano (intervalo de 1 a 3%) y oxígeno (100% a aproximadamente 1 L / min) hasta que haya una pérdida de la conciencia y la falta de movimiento intencionado bruto. Mantener la anestesia con isoflurano en todo el procedimiento quirúrgico. </li><li> Después se alcanza 6 anestesia profunda, afeitarse la rata de entre los ojos o ligeramente detrás de las orejas. </li><li> Coloque la rata de nuevo en la cámara de inducción para un1-3 min adicional. </li><li> Asegúrese de que el sistema de anestesia con isoflurano está conectado al cono de la nariz de la cirugía estereotáxica. Abra la llave de paso en la tubería de isoflurano para comenzar el flujo de isoflurano al stereotax. Mantener el isoflurano y oxígeno a los niveles especificados anteriormente. </li><li> Coloque la rata en un aparato estereotáxico asegurando la boca sobre la barra bocado y asegurar las barras de oído. </li><li> Aplicar lubricante ocular para los ojos y betadine al sitio quirúrgico antes de la incisión. </li></ol></li><li> Haga una incisión en la línea media 2,4 cm de la piel en la superficie dorsal del cráneo comenzando aproximadamente 2 mm caudales a los ojos. Retirar la piel para exponer el cráneo. Periódicamente inculcar 0,9% de solución salina estéril estéril en los márgenes de la zona quirúrgica para evitar que los tejidos de secado. </li><li> Tejido membranoso claro desde el cráneo hasta bregma y lambda son claramente visibles. </li><li> Asegúrese de que el cráneo es de nivel mediante la medición de las coordenadas dorsal-ventral enbregma y en lambda. Ajuste el dispositivo estereotáxica en consecuencia hasta coordenadas dorsal-ventral en bregma y lambda difieren en no más de 0,04 mm. </li><li> En este momento, reducir el gas isoflurano a entre 2 y 2,5%. </li><li> Devuelva el taladro para bregma, REZERO las coordenadas y luego mover el taladro para el medio-lateral deseada y anterior-posterior de coordenadas. </li><li> Perforar un agujero en la parte de coordenadas utilizando una broca de 0,9 mm, ya que produce un agujero de tamaño apropiado para una jeringa de infusión 28 G. </li><li> Establecer la bomba de infusión para entregar virus a una tasa de 0,2 l / min. Coloque la jeringa en el brazo de infusión del dispositivo estereotáxico y bajar la jeringa en la coordenada deseada. Entregar la cantidad deseada de virus (oscilar 0,1 a 0,8 l). Por ejemplo, entregar 0,8 l de AAV durante 4 min. Nota: realizar estudios piloto para determinar el volumen de infusión ideal y la propagación típico de virus en cada región de interés. <ol><li> Después de la entrega de virus es complete abandonan la jeringa en su lugar durante 10 min para evitar el reflujo en el tracto de la aguja. Lentamente levante la jeringa a una velocidad de alrededor de 5 mm / min. Repita hasta que todas las coordenadas se han infundido con AAV. </li></ol></li><li> Cierre la herida con grapas quirúrgicas y recubrir la herida con ungüento antibiótico tópico. </li><li> Siga las directrices institucionales para el manejo del dolor postoperatorio. </li><li> Coloque la rata en una jaula con ropa de cama, una tapa y señalización adecuada y volver a la rata a la instalación para animales. <ol><li> Si trabaja bajo BSL-2 precauciones, recoger ropa de cama para la cantidad de tiempo (por lo general 48 a 72 h) especificado por las directrices institucionales. Coloque la ropa de cama en un envase para peligros biológicos. </li><li> Deseche todos los materiales de AAV-contaminada como se especifica en las directrices para su eliminación segura. </li></ol></li></ol> 3. Aparato Behavioral Nota: El aparato precondicionamiento sensorial consiste en un condicionamiento operante cham estándarber (12 &quot;L x 9.5&quot; W x 11.5 &quot;H) con un suelo de rejilla de acero inoxidable, 2 paredes laterales de plexiglás y 2 paredes metálicas. <ol><li> Montar una luz de 2,8 W en una de las paredes de aluminio para servir como la luz de la casa y como estímulo visual cuando brilló a 2 Hz. Montar un altavoz en la cámara para ofrecer los estímulos auditivos (a 10 seg, 1500 Hz, 78 dB tono puro y un dB de ruido blanco 10 seg 78). <ol><li> Utilice una tolva de alimentos para entregar 45 bolitas de comida mg en la copa de los alimentos. Dentro de la taza de comida, fotocélulas de infrarrojos detectan el tiempo total empleado en la taza de alimentos antes, durante y después de las presentaciones de los estímulos y recompensas de comida. </li><li> Casa de las cámaras en los gabinetes de atenuar el sonido (22 &quot;W x 22&quot; H x 16 &quot;D) equipadas con ventiladores de escape (~ 68 dB). </li><li> Utilice un ordenador PC con el software Med Associates para controlar la cámara operante y adquirir los datos. Durante las sesiones acondicionado, recoger datos sobre el tiempo total dedicado a la cabeza en la taza de alimentos durante Presentación de la (s época 5) estímulo de luz y durante la presentación de la recompensa de comida (5 seg época). Durante la sesión de prueba, recoger datos sobre el tiempo total empleado en la taza de alimentos en respuesta a las presentaciones de los estímulos auditivos (10 seg época principio, cuando se terminan los estímulos auditivos). </li></ol></li></ol> 4. Descripción de la sensorial Precondicionamiento Paradigma <ol><li> Después de la recuperación de la cirugía, de manera gradual alimentos restringir las ratas a 85% de su peso corporal libre de alimentación. Consulte con el personal veterinario para un paradigma de la restricción de alimentos apropiados. Nota: El 3-fase paradigma precondicionamiento sensorial se ilustra en la Figura 2. </li><li> Precondicionamiento Sesiones (1 Fase; diarias sesiones de entrenamiento 64 min a cabo a través de 4 días consecutivos): <ol><li> Ratas presentes con 12 ensayos entremezclados que consisten en la entrega de estímulos auditivos y visuales. Incluya intervalos inter-ensayo que media 4,5 minutos (rango 4,0 a 5,0 min) después de cada unapresentación uditory. </li><li> El 6 de los ensayos, un tono de actualidad (estímulo preacondicionada) durante 10 s, seguido inmediatamente por una presentación de 5 segundos del estímulo luz intermitente. </li><li> En los otros 6 ensayos, presentar el ruido blanco (estímulo no apareado) solo por 10 seg. </li></ol></li><li> Sesiones acondicionado (Fase 2; Daily sesiones de entrenamiento de 64 minutos realizadas en los 5 días consecutivos): <ol><li> Ratas presentes con 8 ensayos que consisten en la entrega del estímulo visual (el estímulo luz intermitente) durante 5 segundos seguidos inmediatamente por la entrega de dos bolitas de comida 45 mg. Incluya intervalos inter-ensayo que la media 7 min (rango 6,0 a 8,0 min) después de cada ensayo. De vez en cuando las ratas requieren más de 5 sesiones de acondicionamiento para aprender la asociación comida ligera. </li></ol></li><li> Prueba de Sesión (Fase 3; una sola sesión de 78 minutos): <ol><li> Presentar las ratas con 12 ensayos entremezclados que consisten en la entrega de los estímulos auditivos solos. Incluya intervalos inter-ensayo que AVErabia 4,5 min (rango 4,0 a 5,0 min) después de cada presentación auditiva. </li><li> En 6 de los ensayos, presentar el estímulo de tono (el estímulo preacondicionado) solo por 10 seg. </li><li> En los otros 6 ensayos, presentar el ruido blanco (el estímulo desapareado) solo por 10 seg. </li></ol></li><li> Contrarrestar los estímulos al completar el estudio con un segundo conjunto de ratas que reciben el ruido blanco como el estímulo preacondicionado y el tono como el estímulo no apareado. </li></ol> 5. farmacológico y conductual Procedimiento <ol><li> Encienda la alimentación del aparato de comportamiento y cargar el código en PC Med para la sesión del comportamiento apropiado. El aparato de comportamiento de alambre y el programa de tal manera que los aficionados que se montan en los gabinetes de atenuación de sonido se encienden cuando la alimentación está encendida. </li><li> Para preparar una solución de 1 mg / ml de la clozapina N-óxido (CNO), pesan 5,0 mg de CNO en un tubo cónico de 15 ml y añadir 5 ml de agua estéril o 5 ml de 0,9% estéril saline. Vortex hasta que la solución es clara. <ol><li> Si CNO no se disuelve en la solución o si se desean soluciones más concentradas de CNO añadir un agente solubilizante, tal como DMSO 23. Específicamente, para preparar una solución 1 mg / ml de CNO con 0,5% de DMSO, pesan 5,0 mg de CNO y añadir 25 l de DMSO a un tubo cónico de 15 ml. Flick garantizar suavemente que los contenidos permanecen en la base del tubo. Cuando la solución se vuelve clara, añadir 5 ml de agua estéril o 5 ml de solución salina estéril al 0,9%. Otras instrucciones para la preparación de soluciones de CNO están disponibles en la página de recursos DREADD wiki 25. </li><li> Preparar una nueva solución CNO cada día que se administra. </li></ol></li><li> Inyectar el CNO por vía intraperitoneal a una dosis de 1 mg / kg aproximadamente 30 minutos antes de las pruebas de comportamiento. Por ejemplo, inyectar un 200 g rata con 0,2 ml de la solución de 1 mg / ml CNO. El curso de la dosis y tiempo de administración CNO fueron seleccionados sobre la base de los informes publicados previamente 2,12.<ol><li> Inyectar CNO 30 min antes de cada sesión de preacondicionamiento (Fase 1, total de 4 días de inyecciones) pero administrar el vehículo antes de todas las sesiones de comportamiento posteriores. </li></ol></li><li> Después de 30 min, colocar las ratas en las cámaras de las pruebas de comportamiento e iniciar el código de ordenador para la sesión de comportamiento apropiado. </li><li> Sobre la terminación de la tarea de comportamiento, retire inmediatamente las ratas de las cámaras y volver a las ratas a la colonia animal. </li></ol> 6. Análisis de la Conducta de datos Nota: La variable dependiente para todas las sesiones de comportamiento es la cantidad de tiempo que la cabeza de la rata es el interior de la taza del alimento tal como se detecta por la interrupción de las fotocélulas de infrarrojos en la taza del alimento. Los datos (en segundos) se recogen y registran por el software de ordenador. <ol><li> No realizar los análisis en los datos generados durante la fase de acondicionamiento previo. </li><li> Para las sesiones de acondicionamiento: analizar una de cada uno ratasbilidad de aprender la asociación comida ligera comparando el comportamiento de taza de alimentos durante la presentación del estímulo visual a través de las 5 sesiones de comportamiento. En concreto, se calcula el tiempo medio de permanencia en la taza de alimentos durante la época de luz 5 segundos para cada uno de 8 ensayos / sesión (es decir, un promedio de 8 ensayos que son cada 5 segundos de duración / rata). Comparar el control promedio y los valores experimentales para cada uno de 5 sesiones diarias (ver Figura 3A). <ol><li> Analizar la motivación de las ratas para obtener recompensa de comida comparando el comportamiento de taza de alimentos durante la entrega del premio de comida (5 seg época) a través de las 5 sesiones de comportamiento utilizando el mismo cálculo como se especifica para la época luz 5 seg arriba. Estos valores serán siempre superiores a las adquiridas durante la presentación del estímulo visual (véase la Figura 3B). </li></ol></li><li> Para la sesión de prueba: calcular una relación de discriminación que describe el comportamiento de la taza del alimento de las ratas en respuesta a pressentaciones de cada estímulo auditivo. <ol><li> En concreto, para cada rata, se divide el tiempo medio de permanencia en la taza después de cada comida de 6 presentaciones del estímulo preacondicionada sensorial (es decir, el tono) por la suma del tiempo medio de permanencia en la taza después de cada comida de 6 presentaciones del estímulo sensorial preacondicionada (es decir, el estímulo de tono) más el promedio del tiempo total empleado en la taza después de cada comida de 6 presentaciones del estímulo no emparejado (es decir, el estímulo de ruido blanco). Cada época es 10 seg de duración. Nota: Una puntuación de la discriminación de 0.5 o mayor demuestra que las ratas aprendieron las asociaciones inherentes al paradigma precondicionamiento sensorial. </li></ol></li></ol> 7. Verificación de AAV Colocación y Expresión <ol><li> Anestesiar y perfundir las ratas transcardially utilizando paraformaldehído al 4%. Debido al uso de marcadores fluorescentes, no exceda un momento posterior a la fijación de 2 horas a minmizar pérdida de antigenicidad y para preservar la señal fluorescente. </li><li> Deshidratar cerebros perfundidos mediante la transferencia de ellos en un frasco de cerebro que contiene 30 ml de una solución de sacarosa al 20% en solución salina tamponada con fosfato (1x) durante un mínimo de 2 días o hasta que el cerebro se hunde hasta el fondo de la jarra cerebro. </li><li> Use un micrótomo de deslizamiento congelación para hacer secciones del cerebro coronal (20-40 micras) a lo largo de toda la extensión rostrocaudal de la región de interés. </li><li> Llevar a cabo la inmunohistoquímica dirigido contra el receptor etiquetado o la proteína indicadora para determinar la ubicación y la expresión del receptor diseñador y / o reportero 12. Un protocolo de tinción inmunohistoquímica se proporciona en la página de recursos DREADD wiki 25. </li><li> Montar las secciones en portaobjetos y cubreobjetos-Superfrost además utilizando 100-200 l de un medio de montaje acuoso. </li><li> Realizar microscopía de fluorescencia en el tejido cerebral para verificar la colocación de AAV y expresión de proteínas 12,24.</li>
</ol>

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Neurosci. 33 (28), 11668-11676 (2013).</li><li>Cassatarro, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse+pharmacogenetic+modulation+of+the+nucleus+accumbens+reduces+ethanol+consumption+in+a+limited+access+paradigm.">Reverse pharmacogenetic modulation of the nucleus accumbens reduces ethanol consumption in a limited access paradigm.</a> Neuropsychopharm. 39, 283-290 (2014).</li><li>Krashes, M. J., Shah, B. P., Koda, S., Lowell, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+versus+delayed+stimulation+of+feeding+by+the+endogenously+released+AgRP+neuron+mediators.">Rapid versus delayed stimulation of feeding by the endogenously released AgRP neuron mediators.</a> GABA, NPY and AgRP. Cell Metab. 18 (4), 588-595 (2014).</li><li>Gage, F. H., Bjorklund, A., Stenevi, U., Dunnett, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+correlates+of+compensatory+collateral+sprouting+by+aminergic+and+cholinergic+afferents+in+the+hippocampal+formation.">Functional correlates of compensatory collateral sprouting by aminergic and cholinergic afferents in the hippocampal formation.</a> Brain Res. 268 (1), 39-47 (1983).</li><li>Nelson, R. J., Young, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior+in+mice+with+targeted+disruption+of+single+genes.">Behavior in mice with targeted disruption of single genes.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 22 (3), 453-462 (1998).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Este protocolo se describe cómo aplicar un enfoque de farmacogenética (DREADD) para investigar cómo una región específica del cerebro contribuye a una tarea de aprendizaje compleja de múltiples fases. Con la capacidad de silenciar temporalmente y de forma remota la actividad neuronal en regiones discretas del cerebro a través de las fases de aprendizaje, esta combinación de enfoques ofrece una plataforma para investigar una amplia gama de comportamientos, incluyendo las formas más matizadas o enmascarados de ap...

Un reto apasionante en el campo de la neurociencia conductual es determinar los sustratos neurales de comportamientos complejos. Un número de técnicas tales como lesiones permanentes, la inactivación cerebral temporal a través de cánulas e implantes optogenética se han empleado para identificar las contribuciones de regiones discretas del cerebro a subcomponentes de comportamientos complejos. Si bien estos enfoques informan a nuestra comprensión de la especificidad regional durante el aprendizaje, cada técnica no es sin limitaciones. Específicamente, las lesiones permanentes suelen realizarse antes de las pruebas de comportamiento, por lo tanto sus efectos están presentes durante toda la duración del paradigma. Estudios de canulación que implican la presentación de un inactivador neural a corto plazo (por ejemplo, la tetrodotoxina) puede producir un daño sustancial al tejido cerebral y pueden inducir estrés en sujetos justo antes de las pruebas de comportamiento. Además, la inactivación a través de la canulación se limita a la región de tejido que rodea lapunta de la cánula. Por último, mientras que la optogenética ofrece una gama de flexibilidad para el control temporal de la actividad en regiones específicas del cerebro, es un costo prohibitivo y técnicamente exigente. Estas limitaciones pueden ser superadas mediante un enfoque de farmacogenética (diseño-Receptores-exclusiva-Activado por Diseñador-Drogas, DREADDs) 1,2. Es importante destacar que, mientras que el concepto de la farmacogenética es sofisticada, la ejecución de la técnica es sencilla. Similar a los métodos quirúrgicos estereotáxicas tradicionales que implican la infusión de la toxina (por ejemplo, NMDA, ácido iboténico) en regiones discretas del cerebro, esta técnica implica la infusión de un virus adeno-asociado (AAV) que contiene un fragmento de ADN para un receptor de proteína G inhibitoria modificado acoplado (hM4Di; el receptor de diseñador) en la región de interés de los roedores de laboratorio estándares (véase la Figura 1). El vector viral también contiene un indicador fluorescente (mcitrine). Una vez incorporado ena las células, el receptor de diseñador (y proteína indicadora) se expresan al máximo ~ 3 semanas después de la infusión y se pueden activar selectivamente para 2-5 hr por la administración sistémica de la droga de diseño de otra manera biológicamente inerte, clozapina-N-óxido (CNO) 1 , 3. Debido a que el experimentador está dotado de control temporal preciso, todavía remoto a través de la actividad neural en regiones específicas del cerebro, la farmacogenética combina particularmente bien con los paradigmas de comportamiento que se llevan a cabo en múltiples fases. En este ejemplo, la contribución de la corteza retroesplenial (RSC) al estímulo-estímulo de aprendizaje se compara con su papel en el aprendizaje pavloviano, sin embargo esta combinación de enfoques se adapta bien a cualquier número de preguntas que tratan de identificar la forma específica las regiones del cerebro contribuyen a comportamiento complejo. Además, mientras que no se describe en el presente protocolo, los enfoques virales y transgénicos se pueden utilizar para lograr tipo de células específicas DREADD expresión 2. Como is inherente a paradigmas conductuales que implican tipos farmacológicos y / o de otro tipo de manipulaciones experimentales, una cuidadosa consideración de diseño experimental y el análisis cuantitativo posterior se requiere cuando se emplea el enfoque DREADD. Los experimentadores nuevos al enfoque DREADD se hace referencia a una revisión exhaustiva de la tecnología actual DREADD 2. Cada día, los organismos aprenden acerca de nuevos estímulos y eventos y sus relaciones entre sí. Incluso en un ambiente familiar, tales como el hogar, uno es rápida para detectar alteraciones en las relaciones entre los estímulos debido a que estos cambios pueden ser predictivos de eventos significativos. Tal estímulo-estímulo (es decir, relacional) aprendizaje implica la conjunción de múltiples estímulos y tradicionalmente se ha asociado con el hipocampo, que reside centralmente dentro del lóbulo temporal medial 4. Sin embargo, no existe el hipocampo ni actuar de manera aislada; regiones corticales, tanto dentro como fueralado del lóbulo temporal medial proporcionar información sensorial crítica para la formación del hipocampo 5-7. Los estudios tradicionales de lesiones permanentes proporcionan evidencia convincente para la participación de un número de regiones corticales (por ejemplo, las cortezas retrosplenial, postrhinal y entorrinal) en el aprendizaje dependiente del hipocampo, pero están limitados en su capacidad de discernir el papel de una región en particular durante las fases discretas de aprendizaje 8-10. El presente protocolo pone a prueba la hipótesis de que la RSC es necesaria para el aprendizaje estímulo-estímulo por silenciar a la RSC en una sola fase de un 3-fase paradigma precondicionamiento sensorial 11,12. Brevemente, las ratas reciben infusiones de un AAV que contiene el receptor diseñador y ~ 3 semanas más tarde se administró el fármaco de diseño (CNO) 30 min antes del inicio de las pruebas de comportamiento. En el presente protocolo, las ratas experimentales reciben CNO durante la primera fase de pruebas (cuando lear estímulo-estímuloción se produce) y reciben vehículo durante los próximos 2 fases de pruebas. Para controlar los efectos involuntarios de CNO en el comportamiento, infundir ratas con el receptor de diseñador (hM4Di) e inyectar con vehículo en lugar de CNO. Para tener en cuenta los efectos generales de infusión viral y la expresión del receptor, infundir un virus de control que no contiene el receptor de diseñador y administrar CNO. Un número de diferentes serotipos de AAV se utilizan para entregar material genético. Las directrices actuales de los NIH para la investigación con recombinante o moléculas sintéticas que mantiene AAV (todos los serotipos) y constructos de AAV recombinantes o sintéticos, en la que el transgén no codifica ya sea un producto génico potencialmente tumorigénicos o una molécula de toxina y se producen en la ausencia de una virus auxiliar, requiere BSL-1 Precauciones (Grupo Apéndice B-1. Riesgo 1 (RG1) Agentes) 13. Un número de comentarios relativos a la estructura de AAV, utilidad y seguridad están disponibles 14,15. Cabe destacar que, aunque, Debido a las preocupaciones relativas a posibles 16,17 y potenciales mecanismos carcinogénicos reproductivos 18-20 en roedores, algunas instituciones requieren el uso de BSL-2 precauciones cuando se trabaja con AAV. Verifique la BSL apropiado antes de su uso mediante la consulta con los comités de supervisión de las instituciones individuales en los que la investigación se llevó a cabo, los Centros para el Control de Enfermedades y las directrices del NIH para investigaciones con ADN recombinante Moléculas 13 cuando se usan vectores virales para la manipulación de genes en los Estados Unidos. De protección personal, de formación investigadora, vector de contención, descontaminación, eliminación de materiales descontaminados, y después de la inyección de animales necesidades de vivienda son especificados por estas directrices. Además, consulte y siga apropiada Institucional Cuidado de Animales y utilizar las directrices del comité o directrices del comité de supervisión institucionales equivalentes para asegurar la manipulación, administración y disposición de AAV.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" >
	
	
	<tbody>
		<tr >
			<td >Male, Long Evans Rats, 55-60 d</td>
			<td >Hilltop Lab Animals Inc</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >rAAV8/hSyn-HA-hM4D(Gi)-IRES-mCitrine</td>
			<td >Virus Vector Core</td>
			<td ></td>
			<td>Caution:&#160; This is a BSL-1 compound</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >rAAV8/hSyn-GFP</td>
			<td >Virus Vector Core</td>
			<td ></td>
			<td>Caution:&#160; This is a BSL-1 compound</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Clozapine-N-Oxide</td>
			<td >R&#38;D Systems</td>
			<td >4936-10</td>
			<td>Designer Drug</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Rat Cage lid (Polycarbonate)</td>
			<td >Alternative Design&#160;</td>
			<td >FT 8XL-PC</td>
			<td>Used to cover animal cages 48-72 hours post infusion</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Filer Paper (Replacement)</td>
			<td >Alternative Design&#160;</td>
			<td >FP-R-1018XAD</td>
			<td>Filter paper that goes with cage lids</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Table Top Vise</td>
			<td >JETS</td>
			<td >2201-265</td>
			<td>For holding microscentrifuge tubes containing AAV in the hood</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Medline Biohazard liners&#160;</td>
			<td >Staples</td>
			<td >113444</td>
			<td>Biohazard Trash Bags</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >United Solutions 34 gallon rectangular wheeled trashcan with hook and lock handle&#160;</td>
			<td >Amazon.com</td>
			<td ></td>
			<td>Biohazard Trash Can</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane, 100 mL</td>
			<td >Patterson Veterinary Supply Inc.&#160;</td>
			<td >07-890-8540</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dual Small Animal Stereotaxic with Digital Display Readout Console</td>
			<td >David Kopf</td>
			<td >Model 942</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Non-rupture Ear Bars, set of 2 (Rat)</td>
			<td >David Kopf</td>
			<td >Model 955</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Anesthesia Mask (Rat)</td>
			<td >David Kopf</td>
			<td >Model 906</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >High speed Stereotaxic drill includes table top motor controller, foot pedal, handpiece, stereotaxic handpiece holder</td>
			<td >David Kopf</td>
			<td >Model 1474</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microdrill burrs, 0.9 mm</td>
			<td >Fine Science Tools Inc</td>
			<td >19007-09</td>
			<td>Surgical supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Automated Syringe pump with Micro4 Controller&#160;</td>
			<td >David Kopf</td>
			<td >Model UMP3-1</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pro-animal detachable Ceramic Blade Clipper Kit</td>
			<td >Ahdis</td>
			<td >21420</td>
			<td>Surgical supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Betadine Skin Cleanser</td>
			<td >Perdue&#160; Products L.P</td>
			<td >67618-149-04</td>
			<td>Surgical supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Triple Antiobiotic Ointment</td>
			<td >Medline Supply</td>
			<td >53329-087-01</td>
			<td>Surgical supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube Vet Ointment</td>
			<td >Only Veterinary Supply</td>
			<td >17033-211-38</td>
			<td>Surgical supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dino-lite&#160;</td>
			<td >Microscope</td>
			<td >AD7013MTL</td>
			<td>An alternative to the traditional disection scope</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dino-lite Rigid TableTop Boom Stand</td>
			<td >Microscope</td>
			<td >MS36B</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >28 Gauge 10uL Syringe</td>
			<td >Hamilton&#160;</td>
			<td >80308-701SN</td>
			<td>Surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Extra Tall MDF Sound attenuating Cubicle</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-018MD</td>
			<td>22&#39;Wx22&#34;Hx16&#34;D</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Extra Tall Modular Test Chamber</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-007</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stainless Steel Grid Floor&#160;</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-005</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >House Light</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-215M</td>
			<td>Used as the house light and stimulus light</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Modular Pellet Dispenser&#160;</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-203M-45</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pellet Recetacle, Cup Type</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-200R1M</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Head Entry Detector for Rat</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-254-CB</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dustless precision food pellets, 45 mg</td>
			<td >Bio-Serv</td>
			<td >F0165</td>
			<td >Behavioral supply</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cage Speaker for Rat Chamber</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ENV-224AM</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Programmable Audio Generator&#160;</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >ANL-926</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Smart Ctrl 8 Input/16 output Package</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >DIG-716P2</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Large Table Top Cabinet and Power Supply</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >SG-6510D</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PCI Interface Package</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >DIG-700P2-R2</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >MED Intel core Computer Pkg with X Pro 19&#34; Monitor</td>
			<td >Med Associates, Inc</td>
			<td >COM-103V</td>
			<td>Behavioral equipment</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Paraformaldehyde (grannular), 1 kg</td>
			<td >Electron Microsopy Sciences</td>
			<td >19210</td>
			<td>Hazard:&#160; carcinogen, weigh in hood</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Rabbit Monoclonal antibody (HA-Tag)</td>
			<td >Cell Signaling Technologies&#160;</td>
			<td >3724S</td>
			<td>Histology reagent</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >XP Rabbit monoclonal antibody (GFP)</td>
			<td >Cell Signaling Technologies&#160;</td>
			<td >2956S</td>
			<td>Histology reagent</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Anti-Rabbit IgG</td>
			<td >Cell Signaling Technologies&#160;</td>
			<td >4412S</td>
			<td>Histology supplies</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Superfrost Plus slides&#160;</td>
			<td >VWR international</td>
			<td >483111-703</td>
			<td>Histology supplies</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for remotely silencing neural activity in rodents during discrete phases of learning

Este protocolo describe cómo temporalmente y de forma remota silenciar la actividad neuronal en regiones discretas del cerebro mientras que los animales están involucrados en tareas de aprendizaje y memoria. El enfoque combina la farmacogenética (Diseñador-Receptores-exclusiva-Activado por Designer-Drogas) con un paradigma de comportamiento (precondicionamiento sensorial) que está diseñado para distinguir entre diferentes formas de aprendizaje. Específicamente, la entrega mediada por virus se utiliza para expresar un receptor de proteína G inhibitoria modificado genéticamente acoplado (el diseñador del receptor) en una región del cerebro discreta en el roedor. Tres semanas más tarde, cuando los niveles de expresión del receptor de diseñador son altos, un agente farmacológico (el diseñador de Drogas) se administra sistémicamente 30 min antes de una sesión de comportamiento específico. El fármaco tiene afinidad por el receptor diseñador y por lo tanto resulta en la inhibición de las neuronas que expresan el receptor diseñador, pero es de otra manera biológicamente inerte. La región del cerebro permanece silenciada durante 2-5 horas (Depending de la dosis y vía de administración). Al finalizar el paradigma de comportamiento, el tejido cerebral se evaluó para la colocación correcta y la expresión del receptor. Este enfoque es particularmente útil para determinar la contribución de las regiones cerebrales individuales a componentes específicos de comportamiento y puede ser utilizado a través de cualquier número de paradigmas de comportamiento.

Resultados de la Conducta Al finalizar el experimento, la eficacia de la inactivación temporal específica de la región debe evaluarse cuantitativamente y cualitativamente. El presente ejemplo consiste en un paradigma 3-fase conductual (precondicionamiento sensorial), en el que se administró CNO para atenuar la actividad neuronal en la RSC durante las sesiones de preacondicionamiento para probar la hipótesis de que la RSC es necesario para la formación de asociaciones entre estímulos neut...

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A Method for Remotely Silencing Neural Activity in Rodents During Discrete Phases of Learning

This protocol describes how to temporarily and remotely silence neuronal activity in discrete brain regions while rats are engaged in learning and memory tasks. The approach combines pharmacogenetics (Designer-Receptors-Exclusively-Activated-by-Designer-Drugs) with a behavioral paradigm (sensory preconditioning) that is designed to distinguish between different components of learning.

Un método para Remotamente silenciamiento actividad neural en roedores Durante fases discretas de aprendizaje

This protocol describes how to temporarily and remotely silence neuronal activity in discrete brain regions while animals are engaged in learning and ...

a-method-for-remotely-silencing-neural-activity-rodents-during

Research

JoVE Journal

Behavior

14.6K vistas.  Oberlin College. This protocol describes how to temporarily and remotely silence neuronal activity in discrete brain regions while rats are engaged in learning and memory tasks. The approach combines pharmacogenetics (Designer-Receptors-Exclusively-Activated-by-Designer-Drugs) with a behavioral paradigm (sensory preconditioning) that is designed to distinguish between different components of learning.

Video: A Method for Remotely Silencing Neural Activity in Rodents During Discrete Phases of Learning

Meal Duration as a Measure of Orofacial Nociceptive Responses in Rodents

A lengthening in meal duration can be used to measure an increase in orofacial mechanical hyperalgesia having similarities to the guarding behavior of humans with orofacial pain. To measure meal duration unrestrained rats are continuously kept in sound attenuated, computerized feeding modules for days to weeks to record feeding behavior. These sound-attenuated chambers are equipped with chow pellet dispensers. The dispenser has a pellet trough with a photobeam placed at the bottom of the trough and when a rodent removes a pellet from the feeder trough this beam is no longer blocked, signaling the computer to drop another pellet. The computer records the date and time when the pellets were taken from the trough and from this data the experimenter can calculate the meal parameters. When calculating meal parameters a meal was defined based on previous work and was set at 10 min (in other words when the animal does not eat for 10 min that would be the end of the animal&#39;s meal) also the minimum meal size was set at 3 pellets. The meal duration, meal number, food intake, meal size and inter-meal interval can then be calculated by the software for any time period that the operator desires. Of the feeding parameters that can be calculated meal duration has been shown to be a continuous noninvasive biological marker of orofacial nociception in male rats and mice and female rats. Meal duration measurements are quantitative, require no training or animal manipulation, require cortical participation, and do not compete with other experimentally induced behaviors. These factors distinguish this assay from other operant or reflex methods for recording orofacial nociception.

A lengthening in meal duration represents orofacial nociceptive behavior in rodents similar to the guarding behavior of humans with orofacial pain. Eating is a behavior that requires no training or animal manipulation, requires cortical participation, and is not competing with other experimentally induced behaviors, distinguishing this assay from alternative reflex or operant measurements.

Duración de la comida como medida de las respuestas nociceptivas orofaciales en roedores

A lengthening in meal duration can be used to measure an increase in orofacial mechanical hyperalgesia having similarities to the guarding behavior of ...

Investigación

Comportamiento

Automated Visual Cognitive Tasks for Recording Neural Activity Using a Floor Projection Maze

Neuropsychological tasks used in primates to investigate mechanisms of learning and memory are typically visually guided cognitive tasks. We have developed visual cognitive tasks for rats using the Floor Projection Maze1,2&#160;that are optimized for visual abilities of rats permitting stronger comparisons of experimental findings with other species.
In order to investigate neural correlates of learning and memory, we have integrated electrophysiological recordings into fully automated cognitive tasks on the Floor Projection Maze1,2. Behavioral software interfaced with an animal tracking system allows monitoring of the animal's behavior with precise control of image presentation and reward contingencies for better trained animals. Integration with an in vivo electrophysiological recording system enables examination of behavioral correlates of neural activity at selected epochs of a given cognitive task.
We describe protocols for a model system that combines automated visual presentation of information to rodents and intracranial reward with electrophysiological approaches. Our model system offers a sophisticated set of tools as a framework for other cognitive tasks to better isolate and identify specific mechanisms contributing to particular cognitive processes.

We describe protocols for training rats for chronic electrophysiological recordings in fully automated cognitive tasks on a Floor Projection Maze.

Tareas Cognitivas Visuales automatizadas para grabación Neural actividad utilizando una proyección del suelo Maze

Neuropsychological tasks used in primates to investigate mechanisms of learning and memory are typically visually guided cognitive tasks. We have ...

Measuring Neural and Behavioral Activity During Ongoing Computerized Social Interactions: An Examination of Event-Related Brain Potentials

Social exclusion is a complex social phenomenon with powerful negative consequences. Given the impact of social exclusion on mental and emotional health, an understanding of how perceptions of social exclusion develop over the course of a social interaction is important for advancing treatments aimed at lessening the harmful costs of being excluded. To date, most scientific examinations of social exclusion have looked at exclusion after a social interaction has been completed. While this has been very helpful in developing an understanding of what happens to a person following exclusion, it has not helped to clarify the moment-to-moment dynamics of the process of social exclusion. Accordingly, the current protocol was developed to obtain an improved understanding of social exclusion by examining the patterns of event-related brain activation that are present during social interactions. This protocol allows greater precision and sensitivity in detailing the social processes that lead people to feel as though they have been excluded from a social interaction. Importantly, the current protocol can be adapted to include research projects that vary the nature of exclusionary social interactions by altering how frequently participants are included, how long the periods of exclusion will last in each interaction, and when exclusion will take place during the social interactions. Further, the current protocol can be used to examine variables and constructs beyond those related to social exclusion. This capability to address a variety of applications across psychology by obtaining both neural and behavioral data during ongoing social interactions suggests the present protocol could be at the core of a developing area of scientific inquiry related to social interactions.

Research on social exclusion has grown tremendously in recent years. As the field expands, it is imperative to develop sophisticated methodologies allowing for the simultaneous measurement of neural and behavioral outcomes during social exclusion. This protocol utilizes event-related brain potentials to record ongoing neural activity during computerized social interactions.

La medición del comportamiento neuronal y la actividad en curso Durante las interacciones sociales informatizados: Un examen de potenciales cerebrales relacionados con eventos

Social exclusion is a complex social phenomenon with powerful negative consequences. Given the impact of social exclusion on mental and emotional health, ...

The Double-H Maze: A Robust Behavioral Test for Learning and Memory in Rodents

Spatial cognition research in rodents typically employs the use of maze tasks, whose attributes vary from one maze to the next. These tasks vary by their behavioral flexibility and required memory duration, the number of goals and pathways, and also the overall task complexity. A confounding feature in many of these tasks is the lack of control over the strategy employed by the rodents to reach the goal, e.g., allocentric (declarative-like) or egocentric (procedural) based strategies. The double-H maze is a novel water-escape memory task that addresses this issue, by allowing the experimenter to direct the type of strategy learned during the training period. The double-H maze is a transparent device, which consists of a central alleyway with three arms protruding on both sides, along with an escape platform submerged at the extremity of one of these arms.
Rats can be trained using an allocentric strategy by alternating the start position in the maze in an unpredictable manner (see protocol 1; &#167;4.7), thus requiring them to learn the location of the platform based on the available allothetic cues. Alternatively, an egocentric learning strategy (protocol 2; &#167;4.8) can be employed by releasing the rats from the same position during each trial, until they learn the procedural pattern required to reach the goal. This task has been proven to allow for the formation of stable memory traces.
Memory can be probed following the training period in a misleading probe trial, in which the starting position for the rats alternates. Following an egocentric learning paradigm, rats typically resort to an allocentric-based strategy, but only when their initial view on the extra-maze cues differs markedly from their original position. This task is ideally suited to explore the effects of drugs/perturbations on allocentric/egocentric memory performance, as well as the interactions between these two memory systems.

The goal of this protocol is to investigate spatial cognition in rodents. The double-H water maze is a novel test, which is particularly useful to elucidate the different components of learning, consolidation and memory, as well as the interplay of memory systems.

El Doble-H Maze: Una prueba del comportamiento robusto para el Aprendizaje y la Memoria en roedores

Spatial cognition research in rodents typically employs the use of maze tasks, whose attributes vary from one maze to the next. These tasks vary by their ...

Quantifying Learning in Young Infants: Tracking Leg Actions During a Discovery-learning Task

Task-specific actions emerge from spontaneous movement during infancy. It has been proposed that task-specific actions emerge through a discovery-learning process. Here a method is described in which 3-4 month old infants learn a task by discovery and their leg movements are captured to quantify the learning process. This discovery-learning task uses an infant activated mobile that rotates and plays music based on specified leg action of infants. Supine infants activate the mobile by moving their feet vertically across a virtual threshold. This paradigm is unique in that as infants independently discover that their leg actions activate the mobile, the infants&#8217; leg movements are tracked using a motion capture system allowing for the quantification of the learning process. Specifically, learning is quantified in terms of the duration of mobile activation, the position variance of the end effectors (feet) that activate the mobile, changes in hip-knee coordination patterns, and changes in hip and knee muscle torque. This information describes infant exploration and exploitation at the interplay of person and environmental constraints that support task-specific action. Subsequent research using this method can investigate how specific impairments of different populations of infants at risk for movement disorders influence the discovery-learning process for task-specific action.

A method is described in which 3-4 month old infants learn a task by discovery and their leg movements are captured to quantify the learning process.

La cuantificación de aprendizaje en jóvenes Bebés: Seguimiento de la pierna acciones durante una tarea de descubrimiento-learning

Task-specific actions emerge from spontaneous movement during infancy. It has been proposed that task-specific actions emerge through a discovery-learning ...

Asymmetric Walkway: A Novel Behavioral Assay for Studying Asymmetric Locomotion

Behavioral assays are commonly used for the assessment of sensorimotor impairment in the central nervous system (CNS). The most sophisticated methods for quantifying locomotor deficits in rodents is to measure minute disturbances of unconstrained gait overground (e.g., manual BBB score or automated CatWalk). However, cortical inputs are not required for the generation of basic locomotion produced by the spinal central pattern generator (CPG). Thus, unconstrained walking tasks test locomotor deficits due to motor cortical impairment only indirectly. In this study, we propose a novel, precise foot-placement locomotor task that evaluates cortical inputs to the spinal CPG. An instrumented peg-way was used to impose symmetrical and asymmetrical locomotor tasks mimicking lateralized movement deficits. We demonstrate that shifts from equidistant inter-stride lengths of 20% produce changes in the forelimb stance phase characteristics during locomotion with preferred stride length. Furthermore, we propose that the asymmetric walkway allows for measurements of behavioral outcomes produced by cortical control signals. These measures are relevant for the assessment of impairment after cortical damage.

Here, we present a protocol to quantify precise stepping in rodents. Cortical and the spinal central pattern generator signals are required for precise foot-placement during obstructed locomotion. We report here the novel constrained walking task that directly examines precise stepping behavior.

Asimétrica Pasarela: Un Ensayo Novela conductual para Estudiar asimétrica Locomoción

Behavioral assays are commonly used for the assessment of sensorimotor impairment in the central nervous system (CNS). The most sophisticated methods for ...

Using the Activity-based Anorexia Rodent Model to Study the Neurobiological Basis of Anorexia Nervosa

Anorexia nervosa (AN) is a psychiatric illness characterized by excessively restricted caloric intake and abnormally high levels of physical activity. A challenging illness to treat, due to the lack of understanding of the underlying neurobiology, AN has the highest mortality rate among psychiatric illnesses. To address this need, neuroscientists are using an animal model to study how neural circuits may contribute toward vulnerability to AN and may be affected by AN. Activity-based anorexia (ABA) is a bio-behavioral phenomenon described in rodents that models the key symptoms of anorexia nervosa. When rodents with free access to voluntary exercise on a running wheel experience food restriction, they become hyperactive &#8211; running more than animals with free access to food. Here, we describe the procedures by which ABA is induced in adolescent female C57BL/6 mice. On postnatal day 36 (P36), the animal is housed with access to voluntary exercise on a running wheel. After 4 days of acclimation to the running wheel, on P40, all food is removed from the cage. For the next 3 days, food is returned to the cage (allowing animals free food access) for 2 hr daily. After the fourth day of food restriction, free access to food is returned and the running wheel is removed from the cage to allow the animals to recover. Continuous multi-day analysis of running wheel activity shows that mice become hyperactive within 24 hr following the onset of food restriction. The mice run even during the limited time during which they have access to food. Additionally, the circadian pattern of wheel running becomes disrupted by the experience of food restriction. We have been able to correlate neurobiological changes with various aspects of the animals&#8217; wheel running behavior to implicate particular brain regions and neurochemical changes with resilience and vulnerability to food-restriction induced hyperactivity.

Here we present a protocol to induce activity-based anorexia (ABA) in female adolescent mice. ABA is a condition of hyperactivity evoked by imposing food restriction on rodents with access to a running wheel. This phenomenon is being used as a model to study the underlying neurobiology of anorexia nervosa.

Utilizando la anorexia Roedor modelo basado en actividades para el Estudio de las bases neurobiológicas de la anorexia nerviosa

Anorexia nervosa (AN) is a psychiatric illness characterized by excessively restricted caloric intake and abnormally high levels of physical activity. A ...

A Novel Experimental and Analytical Approach to the Multimodal Neural Decoding of Intent During Social Interaction in Freely-behaving Human Infants

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental paradigms and analysis tools have been limited to constrained laboratory tasks and contexts due to technical limitations imposed by the available set of measuring and analysis techniques and the age of the subjects. These limitations severely limit the study of developmental neural dynamics and associated neural networks engaged in cognition, perception and action in infants performing &#8220;in action and in context&#8221;. This protocol presents a novel approach to study infants and young children as they freely organize their own behavior, and its consequences in a complex, partly unpredictable and highly dynamic environment. The proposed methodology integrates synchronized high-density active scalp electroencephalography (EEG), inertial measurement units (IMUs), video recording and behavioral analysis to capture brain activity and movement non-invasively in freely-behaving infants. This setup allows for the study of neural network dynamics in the developing brain, in action and context, as these networks are recruited during goal-oriented, exploration and social interaction tasks.

This protocol presents a novel methodology for the neural decoding of intent from freely-behaving infants during unscripted social interaction with an actor. Neural activity is acquired using non-invasive high-density active scalp electroencephalography (EEG). Kinematic data is collected with inertial measurement units and supplemented with synchronized video recording.

Un nuevo enfoque experimental y analítico al Multimodal Neural Decodificación de Intención Durante interacción social en Libremente-comportarse Infantes Humanos

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental ...

Feeding Experimentation Device (FED): Construction and Validation of an Open-source Device for Measuring Food Intake in Rodents

Food intake measurements are essential for many research studies. Here, we provide a detailed description of a novel solution for measuring food intake in mice: the Feeding Experimentation Device (FED). FED is an open-source system that was designed to facilitate flexibility in food intake studies. Due to its compact and battery powered design, FED can be placed within standard home cages or other experimental equipment. Food intake measurements can also be synchronized with other equipment in real-time via FED's transistor-transistor logic (TTL) digital output, or in post-acquisition processing as FED timestamps every event with a real-time clock. When in use, a food pellet sits within FED's food well where it is monitored via an infrared beam. When the pellet is removed by the mouse, FED logs the timestamp onto its internal secure digital (SD) card and dispenses another pellet. FED can run for up to 5 days before it is necessary to charge the battery and refill the pellet hopper, minimizing human interference in data collection. Assembly of FED requires minimal engineering background, and off-the-shelf materials and electronics were prioritized in its construction. We also provide scripts for analysis of food intake and meal patterns. Finally, FED is open-source and all design and construction files are online, to facilitate modifications and improvements by other researchers.

Feeding Experimentation Device FED: Construction and Validation of an Open-source Device for Measuring Food Intake in Rodents

Feeding Experimentation Device (FED) is an open-source device for measuring food intake in mice. FED can also synchronize food intake measurements with other techniques via a real-time digital output. Here, we provide a step-by-step tutorial for the construction, validation, and usage of FED.

La alimentación de dispositivos Experimentación (FED): construcción y validación de un dispositivo de fuente abierta para la medición de la ingesta de alimentos en roedores

Food intake measurements are essential for many research studies. Here, we provide a detailed description of a novel solution for measuring food intake in ...

A Computational Method to Quantify Fly Circadian Activity

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. Fundamental mechanisms that underlie this temporal control are widely studied using the fruit fly Drosophila melanogaster as a model organism. In flies, the clock is typically studied by analyzing multiday locomotor recording. Such a recording shows a complex bimodal pattern with two peaks of activity: a morning peak that happens around dawn, and an evening peak that happens around dusk. These two peaks together form a waveform that is very different from sinusoidal oscillations observed in clock genes, suggesting that mechanisms in addition to the clock have profound effects in producing the observed patterns in behavioral data. Here we provide instructions on using a recently developed computational method that mathematically describes temporal patterns in fly activity. The method fits activity data with a model waveform that consists of four exponential terms and nine independent parameters that fully describe the shape and size of the morning and evening peaks of activity. The extracted parameters can help elucidate the kinetic mechanisms of substrates that underlie the commonly observed bimodal activity patterns in fly locomotor rhythms.

A method to quantify the main temporal features seen in fly circadian locomotor rhythms is presented. The quantification is achieved by fitting fly activity with a multi-parametric model waveform. The model parameters describe the shape and size of the morning and evening peaks of daily activity.