This video article is sponsored by Cerebos Pacific Limited. This work is supported by National Medical Research Council Collaborative Research Grant (NMRC-CBRG-0041/2013) and Ministry of Education Academic Research Funding (MOE AcRF- Tier 1 - T1-2012 Oct -02).

Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de la Universidad Nacional de Singapur. 1. Preparación de líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) <ol><li> Preparar la ACSF que consiste en (en mM) 124 NaCl, 3,7 KCl, 1,0 MgSO 4 .7H 2 O, 2.5 CaCl 2 • 2H 2 O, 1.2 KH 2 PO 4, 24,6 NaHCO 3, y 10 D-glucosa. Asegúrese de que el pH de la ACSF está entre 7.2 hasta 7.4 cuando burbujeado a la saturación con 95% O 2 y 5% de mezcla de CO 2 (carbógeno). 21 Utilice esta ACSF tanto para la disección, rebanada preparación y para la perfusión durante las grabaciones electrofisiológicas. NOTA: Utilice aparato limpia para la medición y la celebración de la ACSF. El uso de aparatos impuro puede conducir a soluciones turbias o formación de precipitados. Use agua desionizada durante todos los preparativos. </li><li> Preparar un 2 L 10x ACSF Stock excluyendo NaHCO3 </sub&gt; y D-glucosa en un matraz volumétrico. Añadir los reactivos a agua desionizada en el orden siguiente: NaCl (144.96g), KCl (5,52 g), MgSO 4 .7H 2 0 (4,92 g), CaCl 2 • 2H 2 0 (7,56 g), KH 2 PO 4 (3,28 g) y la parte superior hasta un volumen de 2 L. Revuelva continuamente durante al menos 30 minutos utilizando un agitador magnético para asegurar que todos los reactivos se disuelven. Guarde el archivo en 4 o C y utilizar dentro de 2 semanas. </li><li> Antes de la disección y los experimentos, se diluye el stock de ACSF en un matraz aforado junto con la adición de cantidades requeridas de NaHCO 3 y D-glucosa. Para una solución 1 L, diluir 100 ml de la acción a 1 L después de añadir 2,07 g de NaHCO3 y 1,802 g de D-glucosa. La ACSF debe ser una solución clara libre de cualquier precipitado o partículas sin disolver. </li><li> Enfriar alrededor de 200-300 ml de ACSF en hielo, para ser utilizado durante la disección. Asegúrese de que la ACSF utilizada para la disección es de entre 2-4 ° C. Utilice la ACSF restante para electropexperimentos hysiological. Burbuja todas las soluciones ACSF a la saturación con carbógeno (5% de CO 2, 95% O 2) de forma continua. A la espera de la ACSF se enfríe, preparar el área de disección y la cámara de corte. </li></ol> 2. Preparación de la Cámara de interfaz NOTA: Una cámara de corte interfaz cerebro, que se utiliza para la incubación de los cortes y el mantenimiento de ellos durante registros electrofisiológicos (Figura 2B), se compone de dos compartimentos. La cámara inferior contiene agua mantenida a 32 ° C destila por un controlador de temperatura y se burbujeó continuamente con carbógeno. <ol><li> Encienda el controlador de temperatura y preestablecido que a 32 ° C. Lave la cámara superior de 10 a 15 minutos mediante la ejecución de agua destilada a través de la tubería de entrada. Asegúrese de que la cámara superior está limpio antes de colocar la red. Compruebe que el nivel de agua en la cámara inferior es de aproximadamente 70% lleno de agua destilada. </li><li> Coloca elneta en la cámara superior para proporcionar una superficie de descanso para las rebanadas (Figura 2C). Ajuste el tubo de flujo de salida para asegurar que el nivel de la solución está suficientemente mojando toda el área de la red. Coloque la tapa encima de la red para mantener un ambiente humidificado carbógeno dentro de la cámara superior. </li><li> Ajustar la velocidad de flujo de 1 ml / min. Mantener esta velocidad de flujo a lo largo del período de incubación rebanada y el experimento. Comience carbogenating la ACSF 1x recién preparada y sumerja el tubo de entrada a la ACSF. Permita 20 minutos para el ACSF a saturarse con carbógeno y de la cámara superior para ser llenado con él. </li></ol> 3. Preparación de rodajas de hipocampo agudas NOTA: El protocolo de disección consiste en (1) La eliminación del cerebro del animal en ACSF frío y (2) Aislamiento y corte en rodajas del hipocampo. A fin de que las neuronas que permanecen viables, aíslan y colocan cerebro en ACSF frío rápidamente y completar el conjuntoproceso que incluye cortar dentro de 3-5 min. <ol><li> La extracción del cerebro en ACSF fría <ol><li> Coloque las herramientas de disección de la manera mostrada en la Figura 1A. Organizar las herramientas de acuerdo con el orden de uso para facilitar el proceso de disección. Antes de empezar, asegúrese de que todas las herramientas de disección están listos. </li><li> Montar una hoja de afeitar, limpiado con acetato de etilo, etanol absoluto y agua destilada, en el helicóptero de tejido manual (Figura 1B), asegure firmemente y asegúrese de que el borde de corte está alineada de manera uniforme. Prueba de cortar un trozo de papel de filtro para asegurar que la hoja está firmemente asegurado. Ajuste el deslizamiento Vernier micrómetro a su posición inicial. </li><li> La eutanasia del animal utilizando dióxido de carbono (CO 2) en una cámara de inducción y decapitar con tijeras de vendaje o guillotina. Usando una tijera Iris, quitar la piel y de la piel por encima del cráneo. Haga un corte a través de la parte posterior para eliminar el brainstem.Make una pequeña incisión a lo largo ªe lado derecho del cráneo y una incisión más larga a la izquierda. ¡CUIDADO! Haga solamente una pequeña incisión en el lado que se utiliza para los experimentos para evitar dañarlo. Al insertar las tijeras, asegúrese de que la fuerza aplicada es hacia arriba para evitar daños en el cerebro. </li><li> Retirar con cuidado el cráneo con un hueso rongeur comenzando desde la izquierda hacia el lado derecho del cráneo para revelar la corteza. Una fina capa de duramadre también puede ser visto. Retire con cuidado las placas frontales con la gubia. Eliminar la mayor parte de la duramadre, junto con las placas frontales. ¡CUIDADO! Tenga cuidado de que la duramadre no cortar a través del tejido cerebral. </li><li> Retire la duramadre restante, en su caso, específicamente en la unión entre la corteza y el cerebelo con el extremo plano de una espátula. Para los pasos 3.1.5 y 3.1.6, es decir, mantener la presión hacia arriba, lejos del cerebro para evitar dañarlo. El uso de la espátula, cuchara suavemente el cerebro en una placa de Petri llena de frío y ACSF carbogenated (2-4 ° C), placed en un bloque de refrigeración de aluminio. </li></ol></li><li> Aislamiento del hipocampo <ol><li> El uso de un bisturí, hacer un corte recto para extirpar el cerebelo y otro corte para quitar la parte anterior del cerebro (aproximadamente un cuarto). Hacer un corte superficial a lo largo de la línea media. </li><li> Retire cuidadosamente la corteza con una hoz, a partir de la línea media para revelar el hipocampo dorsal. Retire la capa de la corteza anterior del hipocampo. Utilice los dedos o pinzas en ángulo para apoyar el cerebro. Hacer un pequeño corte en la comisura del hipocampo. Retire con cuidado el hipocampo con la hoz partir de hipocampo dorsal utilizando movimientos ondulantes. ¡CUIDADO! Sea amable para evitar el estiramiento y desgarro del hipocampo. </li><li> Retire el córtex y los tejidos conectivos en todo el hipocampo aislada con la hoz. </li></ol></li><li> Cortando el tejido del hipocampo y la transferencia de las rebanadas sobre la cámara de interfaz <ol><li> Coloque un pedazo de ACSF-papel de filtro empapado (Grado 1, 30 mm) en la etapa de corte de la máquina de cortar manual. Cucharada y colocar el tejido del hipocampo en el papel de filtro. Mueva el papel de filtro para alinear el hipocampo en una orientación adecuada en relación con la hoja de la máquina de cortar de manera que el hipocampo se corta en un ángulo de alrededor de 70 o a la fimbria. </li><li> Seque el exceso de solución que rodea el tejido del hipocampo con un papel de filtro plegado (Grado 1, 85 mm), dejando el hipocampo ligeramente húmedo. Comience cortando el hipocampo transversalmente. Slice y desechar el tejido desde el extremo del hipocampo, donde la morfología rebanada no está claro. </li><li> Cortar el tejido restante en rodajas micras de espesor 400. Recoge rodajas de hipocampo suavemente de la hoja con un cepillo con cerdas suaves usando movimientos birlar suaves y coloque las rodajas en un pequeño vaso lleno de ACSF carbogenated frío. Realice los pasos 3.3.1-3.3.3 lo más rápidamente posible ya que el tejido del hipocampo se expone al aire. NOTA: En general, las dos terceras partes del hipocampo se corta, y 4-6 rebanadas con morfología clara se pueden preparar. </li><li> Transfiera las rebanadas suavemente en la red en la cámara de corte con una pipeta Pasteur de plástico limpio con una punta ancha (hecho cortando 2-3 cm de la punta). Ajuste cuidadosamente la posición de los cortes en la red utilizando una pequeña jeringa con una punta doblada. Coloque las rodajas de una manera que facilite la localización del electrodo y la grabación. Compruebe que las rodajas están suficientemente rodeados por ACSF pero no están sumergidas o flotantes (Figura 2C-D). Cubra la cámara e incubar las rodajas de 2/3 h. NOTA: La capa de células piramidales en los cortes sanos debe mostrar cierta transparencia. </li></ol></li></ol> 4. Grabación de respuestas CA3-CA1 sinápticas NOTA: La electrofisiología configuración utilizada para el campo de potencial de grabación se muestra en la Figura 2A. Un Faradías jaula se recomienda si la interferencia eléctrica está fuera del control después de la adecuada conexión a tierra de los ajustes eléctricos. Muchos tipos diferentes de cámaras sumergidas y de interfaz están disponibles comercialmente. Sin embargo, las cámaras de la interfaz se prefieren como rebanadas exhiben respuestas sinápticas más robustas en ellos. <ol><li> Posicionamiento de electrodos <ol><li> Encienda el aparato eléctrico (estimuladores y amplificadores) que se utilizarán. Montar y asegurar los electrodos de estimulación y registro de los titulares de plexiglás de los micromanipuladores. NOTA: Utilizamos monopolar, laca recubiertos, electrodos de acero inoxidable de resistencia 5 mO tanto para fines de estimulación y registro. </li><li> Antes de usar, inserte estos electrodos dentro de los capilares de vidrio tirados y asegurar con pegamento epoxi exponer sólo una pequeña porción de la punta del electrodo (Figura 2E). Esto da fuerza a los electrodos de lo contrario esbeltas y ayuda a asegurar con firmeza en el eletitulares ctrode. </li><li> Guiada bajo el microscopio, coloque el electrodo (s) estimulante en el estrato radiado de la región CA1 para estimular las fibras colaterales de Schaffer y el electrodo de registro en la región dendrítica apical de CA1 para grabar (fEPSP) las respuestas de campo-EPSP. NOTA: Acercamiento de la superficie del líquido por encima de la rebanada con los electrodos da un sonido que ayuda a localizar rápidamente la superficie de la rebanada (proporcionado, el amplificador está conectado a un altavoz). </li><li> En marcado y captura experimentos sinápticas, de acuerdo con la necesidad del experimento, dos posiciones o tres electrodos de estimulación (S1, S2 o S3) a cada lado del electrodo de registro para estimular dos o más entradas independientes pero superpuestos. Coloque los estimulantes y grabación de electrodos a unos 200 m de distancia. </li><li> Si es necesario, localizar otro electrodo de registro en la capa de estrato piramidal para la grabación de pico de población (Figura 3A) .Cuando tanto elelectrodos han tocado el corte, utilizando el software de adquisición, dará una estimulación de prueba para asegurar una señal fEPSP adecuada. NOTA: Nosotros usamos, impulsos bifásicos de corriente constante (duración del impulso de 0,1 ms / de onda media) para la estimulación de prueba. </li><li> Una vez que se obtiene una señal fEPSP adecuada, cuidadosamente baje los electrodos unos 200 m de profundidad utilizando mandos de movimiento fino de los manipuladores. Permitir 20 min para las rodajas se recuperen. Pon a prueba la independencia vía con una facilitación del protocolo de dos pulsos 27,28. </li></ol></li><li> Relación insumo-producto <ol><li> Determinar la relación de entrada-salida (estimulación aferente vs pendiente fEPSP) para cada entrada mediante la medición del valor de la pendiente en un rango de intensidades de corriente. Realice este entre 20 mu de 100 mu. A continuación, establezca la intensidad de estimulación para cada entrada para obtener 40% de la pendiente máxima fEPSP. Mantener esta constante durante todo el experimento. </li><li> Después de 15-20 minutos, comenzará a grabar la línea de base. Supervisar el fEPSP pendiente de cerca durante este período y restablecer la intensidad del estímulo si la pendiente fluctúa más del 10% del valor de ajuste y comenzar una nueva línea de base. Registro al menos 30 minutos o 1 hora inicial estable antes de continuar. NOTA: Para la prueba o la estimulación basal, utilizamos cuatro barridos de 0,2 Hz bifásicos pulsos de corriente, constantes (0,1 mseg por polaridad) dados cada 5 minutos. Una inclinación de estas cuatro respuestas se considera entonces como una repetición. Las señales son filtradas y amplificadas por un amplificador diferencial, digitalizado utilizando un convertidor de analógico a digital y monitoreado en línea con el software hecho a medida. </li></ol></li><li> La inducción de LTP / LTD usando los protocolos de estimulación NOTA: Tanto LTP y LTD han sido clasificados como temprano y tarde-LTP / LTD basado en los requisitos de la síntesis de proteínas; la traducción que requiere este último y / o transcripción de su difunto mantenimiento [de revisión ver 4]. Una variedad de paradigmas de estimulación eléctrica puede specifically inducen las diferentes formas de LTP y LTD. <ol><li> WTET: 100 Hz, 21 pulsos bifásicos de corriente constante (0,2 mseg por fase). </li><li> STET: Tres explosiones de 100 pulsos de un segundo (100 Hz) cada 10 minutos (Pulse ancho de 0,2 ms por fase). </li><li> 900 ráfagas más de una duración 15 min. 1 explosión consta de 3 pulsos (0,2 ms de ancho) con un intervalo entre impulsos de 50 ms (20 Hz). El intervalo entre la explosión es de 1 seg (número total de pulsos 2.700). </li></ol></li></ol> 5. Limpieza de la cámara de corte y sistema de perfusión <ol><li> Después de la grabación ha terminado, recoja las rodajas de hipocampo para su posterior análisis bioquímico o de lo deseche de manera apropiada. Cierre el suministro de carbógeno y controlador de temperatura. Lave el pelele carbógeno en agua destilada. </li><li> Limpie la red a fondo con un cepillo y agua destilada. Lavar el equipo de perforación durante 15-20 min con agua destilada a una velocidad de flujo superior. Una vez en 3-4 días, cambiar el agua destilada en elcompartimento inferior de la cámara y también limpia la cámara regularmente con solución de peróxido de hidrógeno al 3% para evitar el crecimiento de hongos. </li></ol>

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U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anisomycin+inhibits+the+late+maintenance+of+long-term+depression+in+rat+hippocampal+slices+in+vitro.">Anisomycin inhibits the late maintenance of long-term depression in rat hippocampal slices in vitro.</a> Neuroscience Letters. 338, 147-150 (2003).</li><li>Ishikawa, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+neuropsin+(KLK8)-dependent+synaptic+associativity+in+the+hippocampal+pyramidal+neuron.">Diversity of neuropsin (KLK8)-dependent synaptic associativity in the hippocampal pyramidal neuron.</a> The Journal of physiology. 589, 3559-3573 (2011).</li><li>Ishikawa, Y., Horii, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropsin+(KLK8)-dependent+and+-independent+synaptic+tagging+in+the+Schaffer-collateral+pathway+of+mouse+hippocampus.">Neuropsin (KLK8)-dependent and -independent synaptic tagging in the Schaffer-collateral pathway of mouse hippocampus.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28, 843-849 (2008).</li><li>Sajikumar, S., Morris, R. G. M., Korte, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Competition+between+recently+potentiated+synaptic+inputs+reveals+a+winner-take-all+phase+of+synaptic+tagging+and+capture.">Competition between recently potentiated synaptic inputs reveals a winner-take-all phase of synaptic tagging and capture.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 111, 12217-12221 (2014).</li><li>Navakkode, S., Sajikumar, S., Frey, J. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+type+IV-specific+phosphodiesterase+inhibitor+rolipram+and+its+effect+on+hippocampal+long-term+potentiation+and+synaptic+tagging.">The type IV-specific phosphodiesterase inhibitor rolipram and its effect on hippocampal long-term potentiation and synaptic tagging.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 7740-7744 (2004).</li><li>Kohl, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemisphere-specific+optogenetic+stimulation+reveals+left-right+asymmetry+of+hippocampal+plasticity.">Hemisphere-specific optogenetic stimulation reveals left-right asymmetry of hippocampal plasticity.</a> Nature. 14, 1413-1415 (2011).</li><li>Frey, U., Huang, Y. Y., Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+cAMP+Simulate+a+Late+Stage+of+LTP+in+Hippocampal+CA1+Neurons.">Effects of cAMP Simulate a Late Stage of LTP in Hippocampal CA1 Neurons.</a> Science. 260, 1661-1664 (1993).</li><li>Erdogdu, G., Uto, A., Hossmann, K. -. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+global+ischemia+and+recirculation+of+rat+brain+on+protein+synthesis+in+vitro.">The effect of global ischemia and recirculation of rat brain on protein synthesis in vitro.</a> Metab Brain Dis. 8, 199-206 (1993).</li><li>Djuricic, B., Berger, R., Paschen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+synthesis+and+energy+metabolism+in+hippocampal+slices+during+extended+(24+hours)+recovery+following+different+periods+of+ischemia.">Protein synthesis and energy metabolism in hippocampal slices during extended (24 hours) recovery following different periods of ischemia.</a> Metab Brain Dis. 9, 377-389 (1994).</li><li>Park, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA+receptor-dependent+long-term+potentiation+comprises+a+family+of+temporally+overlapping+forms+of+synaptic+plasticity+that+are+induced+by+different+patterns+of+stimulation.">NMDA receptor-dependent long-term potentiation comprises a family of temporally overlapping forms of synaptic plasticity that are induced by different patterns of stimulation.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 369, 20130131 (2014).</li></ol>

El acceso abierto para este artículo de vídeo es patrocinado por Cerebos Pacific Limited.

Corte de hipocampo aguda es un excelente sistema modelo para el estudio de LTP y otros procesos de plasticidad funcionales tales como STC y transversal de captura. Se conserva gran parte de la red estructural laminar de los circuitos del hipocampo, permite localizaciones de los electrodos precisos y ofrece al lado, una plataforma abierta para la rápida manipulación neurofarmacológico sin una barrera sangre-cerebro. En este artículo se describe la metodología para la preparación de cortes de hipocampo agudas viables de ratas adultas jóvenes y utilizarlos para investigar STC y cross-tagging. Investigaciones anteriores han hecho hincapié en que el género y la edad de los animales son factores importantes a considerar para su uso en estudios de electrofisiología. Se utilizan 27,28 animales adultos tanto jóvenes con las funciones de los receptores adultos plenamente expresadas (ratas Wistar machos de entre 5-7 semanas). 23 Asimetrías en las conexiones entre el hipocampo izquierdo y derecho se han observado en los roedores y 29principales diferencias en la expresión del receptor de NMDA han sido reportados como bien 34. Hemos utilizado el hipocampo derecho con el fin de ser coherente con nuestros estudios anteriores LTP. 23,32 Sin embargo, ninguno de los hipocampos se puede utilizar siempre y cuando se mantenga la coherencia. Como en cualquier protocolo, es muy importante para llevar a cabo el aislamiento y cortar procedimientos rápidamente, pero teniendo cuidado de que el tejido no se estira, dañado, rindió seco o hipóxica. Las variaciones en el pH, la temperatura y la composición iónica de las soluciones pueden tener un efecto profundo sobre la viabilidad de las rebanadas y los resultados. Por lo tanto tales variaciones deben ser evitados. Se ha observado que la liberación de calcio dependiente del receptor de glutamato que ocurren durante las etapas de preparación puede afectar irreversiblemente la síntesis de proteínas en el tejido nervioso 35,36, 37. El uso de máquinas de cortar tejidos manuales puede ayudar a minimizar este al permitir que el proceso se complete muy rápidamente en comparación con vibraslicers. Sin embargo, muchos laboratorios también utilizan efectivamente vibraslicers con las precauciones necesarias para preservar la viabilidad de la rebanada. Otro factor importante a considerar es el largo período de incubación antes de comenzar los experimentos. Esto se ha observado que es realmente crucial para lograr la estabilidad en los niveles estatales y activación quinasa metabólicos en las rebanadas después de la perturbación causada durante la preparación 23. Dicha estabilidad es necesaria para mantener la coherencia en las grabaciones de larga duración. Nos re-enfatizar en esta observación y sugerimos las largas horas de incubación de alrededor de 3 horas. Una variedad de parámetros de estimulación son conocidos para inducir LTP, pero los mecanismos moleculares provocados en cada caso puede no ser el mismo (para revisión ver 38). Esto puede influir en la durabilidad y otras características de la LTP, que, a su vez, pueden afectar los resultados de marcado y captura experimentos sinápticas. Por lo tanto es importante validar los paradigmas y las características de estimulacióndel suscitó LTP en las condiciones del laboratorio que realice y mantener la consistencia. Por lo general, no consideramos experimentos con grandes salvas de fibras presinápticas y con fEPSPs máximas de menos de 0,5 mV y los experimentos que implican cambios sustanciales en la volea de fibra durante las grabaciones también se rechazan. Además, aunque la realización de la vía de dos o tres experimentos de la vía, es importante para garantizar la independencia vía. Esto puede llevarse a cabo con un protocolo de facilitación dos pulsos 28. Una desventaja de los sistemas de grabación de interfaz es la formación de gotas de condensación en los electrodos durante las horas de grabación largos debido a las diferencias de temperatura y humedad entre la cámara y los alrededores. Estas gotitas deben ser cuidadosamente borrado de vez en cuando. De lo contrario, las gotitas pueden gotear sobre las rebanadas y causar perturbación o incluso la pérdida de señales. Por lo general, abordamos este by secante hábilmente las gotitas guiadas bajo el microscopio utilizando una delgada mecha de papel de filtro, sin tocar los electrodos. Sin embargo, la mejor solución sería utilizar un sistema de calefacción centralizada, tal como el sistema ETC desarrollado por la Universidad de Edimburgo investigadores. En una nota final, existe una variedad de metodologías en los laboratorios de todo el mundo que se utilizan para la preparación de cortes de hipocampo para diferentes propósitos experimentales. Cada uno de los procedimiento ofrece algunas ventajas sobre el otro. Uno tiene que optimizar cuidadosamente los detalles minuciosos de el protocolo para adaptarse a la finalidad del experimento. Esperamos que este artículo le ayuda en la mejora de algunos aspectos de la metodología para el estudio de los procesos asociativos tardías como STC y transversal de captura.

The encoding and storage of information in the brain still remains the most significant and keenly pursued challenge in neuroscience. Over the years, long-term potentiation (LTP) and long-term depression (LTD) have emerged as the leading cellular correlates of memory1,2. These activity dependent changes, which exhibit input specificity and associativity, result in the stabilization of memory traces in the neuronal networks 1,3,4. The maintenance of the two forms of synaptic plasticity requires the synthesis of plasticity-related products (PRPs)5-10. Synapse specificity that involves the interaction of newly synthesized protein only with specific activated synapses expressing LTP or LTD, is critical to memory. This specificity is explained by the concept of &#8216;Synaptic Tagging and Capture&#8217; (STC), where the PRPs interact with recently active, &#8216;tagged&#8217; synapses11,12. The STC process offers a framework for associative properties of memories at the cellular level. It provides us with a conceptual basis of how short-term forms of plasticity are transformed into long-lasting forms of plasticity in an associative and time-dependent manner13.
During the process of STC, a strong tetanization in one input that leads to protein synthesis dependent late-LTP, results in the reinforcement of a protein synthesis independent early-LTP induced in another independent input on to the same population of neurons into a persistent one13. The setting of a local synaptic tag by a transient neural activity and the synthesis of the diffusible PRPs by the strong neural activity are the two key events during STC13,14. The capture of the PRPs by the recently potentiated &#8216;tagged&#8217; synapses is fundamental to the maintenance of long-term potentiation. Many studies have been done to confirm the existence of STC phenomenon15-17 and identify the candidate &#8216;tags&#8217;18 and &#8216;PRPs&#8217;19. Calcium/calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII) and extracellular signal-regulated kinase1/2 (ERK1/2); CaMKIV, Protein Kinase M (PKM) and brain-derived neurotrophic factor (BDNF) are some of the candidate molecules for &#8216;tag&#8217; and &#8216;PRP&#8217; respectively19-21. The synaptic tagging model has further been expanded to include the positive associative interactions between LTP and LTD - the &#8220;synaptic cross-tagging&#8221;22. In synaptic cross-tagging, a late LTP/ LTD in one synaptic input transforms the opposite protein synthesis-independent early-LTD/LTP in an independent input into its long-lasting form or vice versa22. 
The hippocampal slice preparation is the most widely used model in the studies of long-term synaptic plasticity23,24. Much of the understanding about the concepts of synaptic tagging and cross- tagging arises from the studies done in CA1 region of the hippocampus and because of the technical complexity many of the labs are still unable to study these processes. Experimental conditions for the preparation of rat hippocampal slices and the recording of stable late-LTP/LTD for extended hours are extremely important to study synaptic tagging/cross-tagging23,25,26. This article describes the detailed experimental procedures for studying long-term plasticity processes such as STC and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using stable, long-term field-potential recordings from acute hippocampal slices of rats.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>I. Dissection Tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Bandage scissors</td>
			<td>KLS Martin, Germany</td>
			<td>21-195-23-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>LX553R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Iris scissors</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BC140R,</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>BC100R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Bone rongeur</td>
			<td>World Precision Instruments (WPI), Germany</td>
			<td>14089-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Scalpel</td>
			<td>World Precision Instruments (WPI), Germany;</td>
			<td>500236-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>BB73</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Scalpel blade#11</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BB511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Sickle scaler</td>
			<td>KLS Martin, Germany</td>
			<td>38-685-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. Angled forceps</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BD321R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8. Anesthetizing/Induction chamber</td>
			<td>MIP Anesthesia Technologies (Now, Patterson Scientific), Oregon</td>
			<td>AS-01-0530-LG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>II. ACSF component chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Magnesium sulphate heptahydrate (MgSO4.7H20)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Calcium chloride dihydrate (CaCl2.2H2O)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C3881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Sodium bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. D-Glucose anhydrous (C6H12O6)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>III. Electrophysiology Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Microscope</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td>Model SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Temperature Controller</td>
			<td>Scientific Systems Design Inc. Canada</td>
			<td>PTC03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Differential AC Amplifier</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>Model 1700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Isolated Pulse Stimulator</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>Model 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Oscilloscope</td>
			<td>Rhode &#38; Schwarz</td>
			<td>HM0722</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Digital-Analog Converter</td>
			<td>Cambridge Electronic Design Ltd. Cambridge, UK</td>
			<td>CED-Power 1401-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. Interface Brain Slice Chamber</td>
			<td>Scientific Systems Design Inc. Canada</td>
			<td>BSC01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8. Tubing Pump</td>
			<td>Ismatec, Idex Health &#38; Science, Germany</td>
			<td>REGLO-Analog</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9. Carbogen Flowmeter</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>03220-44</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10. Fiber Light Illuminator</td>
			<td>Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber Lite MI-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>11. Micromanipulators</td>
			<td>Marzhauser Wetzlar, Germany</td>
			<td>00-42-101-0000 (MM-33)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>00-42-102-0000 (MM-32)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12. Electrodes</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>571000 (Stainless steel; 0.010, 5M&#8486;, 8 degree)</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigation of synaptic tagging/capture and cross-capture using acute hippocampal slices from rodents

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity is achieved in neurons within a specific time frame. These long-term plasticity-related processes are the leading candidate models to study the basis of memory formation and persistence at the cellular level. Both STC and cross-tagging involve two serial processes: (1) setting of the synaptic tag as triggered by a specific pattern of stimulation, and (2) synaptic capture, whereby the synaptic tag interacts with newly synthesized plasticity-related proteins (PRPs). Much of the understanding about the concepts of STC and cross-tagging arises from the studies done in CA1 region of the hippocampus and because of the technical complexity many of the laboratories are still unable to study these processes. Experimental conditions for the preparation of hippocampal slices and the recording of stable late-LTP/LTD are extremely important to study synaptic tagging/cross-tagging. This video article describes the experimental procedures to study long-term plasticity processes such as STC and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using stable, long-term field-potential recordings from acute hippocampal slices of rats.

La metodología descrita se ha utilizado para estudiar las formas de larga duración de LTP / LTD y sus interacciones asociativas tales como etiquetado sináptica y transversal de captura de cortes de hipocampo agudos de ratas adultas. 23 Esta técnica ha demostrado ser eficaz para los experimentos con ratas (Wistar) y una variedad de cepas de ratón 30,31. La metodología se ha utilizado con éxito para las grabaciones de LTP estables de hasta a 8-12 hr. 32 La &#39;etiqueta&#39; establecido por el tetanization débil de una entrada (S1) captura la inducida por la fuerte tetanization de otra entrada independiente, sino que se superponen &quot;PPR&quot; (S2; Figura 3B, círculos rellenos) transformando la forma en descomposición de otra manera de la LTP (principios -LTP) en S1 en una de larga duración de un (Figura 3B, círculos abiertos) (Para la comparación de las primeras LTP inducida por WTET ver 20,33). Los PRP capturados por los débilesetiqueta de conjunto tetanization no necesariamente provienen de la inducida STET-tarde-LTP, pero también puede ser proporcionada por el inducido SLFS tarde-LTD. Este tipo de interacción asociativa positiva entre LTP y LTD se conoce como &#39;cross-tagging / captura &quot;. La temprana-LTP inducida WTET en S1 se reforzó a finales del LTP (Figura 3C, círculos abiertos) mediante la captura de las PPR proporcionados por el inducido SLFS tarde-LTD en S2 (Figura 3C, círculos llenos). Estadísticamente potenciación o depresión significativa se mantuvo en S1 y S2 en ambos casos en comparación con su propia línea de base (prueba de Wilcoxon, p &lt;0,05). Para que se produzca la interacción-tag PRP, el orden temporal de los dos eventos (débil-fuerte antes de /-fuerte-débil antes) no es crucial siempre y cuando la ventana de tiempo entre los dos eventos se mantiene dentro del intervalo de 30-60 minutos. Sería conveniente incluir un tercero, independiente, pero la superposición sináptica enpuesto y lo utilizan como un control de la línea de base para monitorear la estabilidad de las grabaciones. Los protocolos de estimulación eléctrica utilizados para inducir formas temprana y tardía de LTP / LTD deben ser validados en experimentos de una sola entrada para la consistencia y fiabilidad antes de utilizarlos en experimentos STC. También nos gustaría hacer hincapié en la importancia de la metodología rebanada preparación se describe en el protocolo ya que el éxito de estos experimentos se basa en gran medida de la calidad de las lonchas. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig1.jpg" /> Figura 1. Herramientas (A) utilizados en la disección del hipocampo: (a) Vendaje Tijeras (b) Iris tijeras (c) gubia ósea (d) una espátula fina, (e) el número de bisturí 11 (f) hoz (g) Soft pincel -bristle (h) de plástico pipeta Pasteur (i) de papel de filtro (85 mm) (j) de papel de filtro (30 mm) (k) vasos de vidrio (l) bloques de refrigeración de aluminio para adaptarse placa de Petri y cubiletesplato (m) Petri. (B) cortador de tejidos manual. (a) Plataforma (b) corte el brazo con portacuchillas (c) Vernier micrómetro, la resolución de 10 micras. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig2.jpg" /> Figura 2. Electrofisiología configuración para la grabación de potencial del campo que consisten de estimuladores (A) (b) un amplificador diferencial (c) un convertidor analógico a digital (d) del osciloscopio (e) ordenador con software de adquisición (f) de vibraciones sobremesa resistentes (g) microscopio con&gt; 4x magnificación (h) de la interfaz de cámara cerebro-slice (i) un sistema de perfusión para el regulador de temperatura ACSF y carbógeno alimentación (j) (k) una fuente de iluminación (l) manipuladores con los titulares de los electrodos. (B) Interfaz cerebro-slicecámara. (C) y (D) rodajas de hipocampo en la cámara de interfaz. electrodos de acero (E) de acero sellado en un capilar de vidrio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig3.jpg" /> Figura 3. (A) Representación esquemática de una rebanada y el electrodo ubicación del hipocampo transversal para la grabación-potencial de campo: En esta representación, dos electrodos de estimulación (S1 y S2) se colocan en el stratum radiatum de la región CA1 para estimular dos independientes pero solapamiento entradas sinápticas neuronas piramidales CA1 Onto. Dos electrodos de registro extracelular, uno para grabar campo EPSP (potencial excitatorio postsináptico) del compartimiento dendrítico apical y otra para grabar somática pico de población de la célula piramidalcuerpos, se encuentran en el estrato radiatum y estrato piramidal respectivamente. CA1- cornu ammonis región 1, CA3- cornu ammonis región 3, giro dentado DG-fibras colaterales SC- Schaffer, S1-estimulante electrodo 1, electrodo S2 estimulante 2. (B) Débil antes fuerte paradigma para estudiar STC: tetanization Débil (WTET) se aplica a S1 (círculos abiertos) para la inducción de LTP temprana seguida de tetanization fuerte (STET) de S2 (círculos rellenos) en 30 min para inducir la tarde-LTP. La temprana-LTP en S1 se reforzó a finales del LTP mostrando etiquetado y capturar la interacción (n = 6) (C) Débil antes fuerte paradigma para estudiar cruz-etiquetado:. Temprano-LTP es inducida por WTET en S1 (círculos abiertos), seguido por la inducción de la tarde-LTD en S2 (círculos rellenos) utilizando SLFS después de 30 minutos. En S1, a principios-LTP se transforma en tarde-LTP duración de 6 horas mostrando cruz-etiquetado y captura (n = 6). Flecha individual representa tetanization débil aplicada para la inducción temprana-LTP. Triplete de flechas representafuerte tetanization para inducir tarde-LTP. La flecha discontinua representa el punto de tiempo en el que SLFS se aplica a la entrada sináptica representante para inducir la tarde-LTD. Las barras de error indican SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig3large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents

This video article describes experimental procedures to study long-term plasticity and its associative processes such as synaptic tagging, capture and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using acute hippocampal slices from rodents.

Investigación de sináptica Tagging / Captura y Cruz de captura utilizando aguda hipocampo rebanadas de Roedores

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity ...

investigation-synaptic-taggingcapture-cross-capture-using-acute

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.7K vistas.  National University of Singapore. This video article describes experimental procedures to study long-term plasticity and its associative processes such as synaptic tagging, capture and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using acute hippocampal slices from rodents.

Video: Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents

Preparation of Oligomeric &beta;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). &beta;-amyloid (A&beta;), a peptide produced in high amounts in AD, is known to reduce Long-Term Potentiation (LTP), a cellular correlate of learning and memory. Indeed, LTP impairment caused by A&beta; is a useful experimental paradigm for studying synaptic dysfunctions in AD models and for screening drugs capable of mitigating or reverting such synaptic impairments. Studies have shown that A&beta; produces the LTP disruption preferentially via its oligomeric form. Here we provide a detailed protocol for impairing LTP by perfusion of oligomerized synthetic A&beta;1-42 peptide onto acute hippocampal slices. In this video, we outline a step-by-step procedure for the preparation of oligomeric A&beta;1-42. Then, we follow an individual experiment in which LTP is reduced in hippocampal slices exposed to oligomerized A&beta;1-42 compared to slices in a control experiment where no A&beta;1-42 exposure had occurred.

Preparation of Oligomeric &amp;#946;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

One feature of Alzheimer's Disease is the elevation of A&beta;1-42 peptide. Here we provide a protocol for preparing synthetic A&beta;1-42 oligomers, which impairs hippocampal Long-Term Potentiation, a cellular correlate of memory. This procedure is useful for investigating mechanisms of A&beta;-induced pathology and drug screening.

Preparación de oligómeros β-amiloide 1-42 Y la inducción del deterioro de plasticidad sináptica en rodajas de hipocampo

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). ...

Investigación

Neurociencias

Preparation of Acute Hippocampal Slices from Rats and Transgenic Mice for the Study of Synaptic Alterations during Aging and Amyloid Pathology

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The hippocampus can be extracted quickly and easily from rats and mice and slices remain viable for hours in oxygenated artificial cerebrospinal fluid. Moreover, basic electrophysisologic techniques are easily applied to the investigation of synaptic function in hippocampal slices and have provided some of the best biomarkers for cognitive impairments. The hippocampal slice is especially popular for the study of synaptic plasticity mechanisms involved in learning and memory. Changes in the induction of long-term potentiation and depression (LTP and LTD) of synaptic efficacy in hippocampal slices (or lack thereof) are frequently used to describe the neurologic phenotype of cognitively-impaired animals and/or to evaluate the mechanism of action of nootropic compounds. This article outlines the procedures we use for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and Alzheimer's disease (AD)1-3. Use of aged rats and AD model mice can present a unique set of challenges to researchers accustomed to using younger rats and/or mice in their research. Aged rats have thicker skulls and tougher connective tissue than younger rats and mice, which can delay brain extraction and/or dissection and consequently negate or exaggerate real age-differences in synaptic function and plasticity. Aging and amyloid pathology may also exacerbate hippocampal damage sustained during the dissection procedure, again complicating any inferences drawn from physiologic assessment. Here, we discuss the steps taken during the dissection procedure to minimize these problems. Examples of synaptic responses acquired in "healthy" and "unhealthy" slices from rats and mice are provided, as well as representative synaptic plasticity experiments. The possible impact of other methodological factors on synaptic function in these animal models (e.g. recording solution components, stimulation parameters) are also discussed. While the focus of this article is on the use of aged rats and transgenic mice, novices to slice physiology should find enough detail here to get started on their own studies, using a variety of rodent models.

This article outlines procedures for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and age-related neurodegenerative diseases, such as Alzheimer&#x2019;s disease.

Preparación de la aguda rodajas de hipocampo de ratas y ratones transgénicos para el estudio de las alteraciones sinápticas durante el envejecimiento y la patología amiloide

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation de las neuronas del cerebro de roedores Rodajas para el Estudio de la transmisión sináptica y la imagen terminales presinápticos

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Post-embedding Immunogold Labeling of Synaptic Proteins in Hippocampal Slice Cultures

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as colloidal gold can reveal the localization and distribution of specific antigens in various tissues1. The two most widely used techniques are pre-embedding and post-embedding techniques. In pre-embedding immunogold-electron microscopy (EM) techniques, the tissue must be permeabilized to allow antibody penetration before it is embedded. These techniques are ideal for preserving structures but poor penetration of the antibody (often only the first few micrometers) is a considerable drawback2. The post-embedding labeling methods can avoid this problem because labeling takes place on sections of fixed tissues where antigens are more easily accessible. Over the years, a number of modifications have improved the post-embedding methods to enhance immunoreactivity and to preserve ultrastructure3-5.
Tissue fixation is a crucial part of EM studies. Fixatives chemically crosslink the macromolecules to lock the tissue structures in place. The choice of fixative affects not only structural preservation but also antigenicity and contrast. Osmium tetroxide (OsO4), formaldehyde, and glutaraldehyde have been the standard fixatives for decades, including for central nervous system (CNS) tissues that are especially prone to structural damage during chemical and physical processing. Unfortunately, OsO4 is highly reactive and has been shown to mask antigens6, resulting in poor and insufficient labeling. Alternative approaches to avoid chemical fixation include freezing the tissues. But these techniques are difficult to perform and require expensive instrumentation. To address some of these problems and to improve CNS tissue labeling, Phend et al. replaced OsO4 with uranyl acetate (UA) and tannic acid (TA), and successfully introduced additional modifications to improve the sensitivity of antigen detection and structural preservation in brain and spinal cord tissues7. We have adopted this osmium-free post-embedding method to rat brain tissue and optimized the immunogold labeling technique to detect and study synaptic proteins.
We present here a method to determine the ultrastructural localization of synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons. We use organotypic hippocampal cultured slices. These slices maintain the trisynaptic circuitry of the hippocampus, and thus are especially useful for studying synaptic plasticity, a mechanism widely thought to underlie learning and memory. Organotypic hippocampal slices from postnatal day 5 and 6 mouse/rat pups can be prepared as described previously8, and are especially useful to acutely knockdown or overexpress exogenous proteins. We have previously used this protocol to characterize neurogranin (Ng), a neuron-specific protein with a critical role in regulating synaptic function8,9 . We have also used it to characterize the ultrastructural localization of calmodulin (CaM) and Ca2+/CaM-dependent protein kinase II (CaMKII)10. As illustrated in the results, this protocol allows good ultrastructural preservation of dendritic spines and efficient labeling of Ng to help characterize its distribution in the spine8. Furthermore, the procedure described here can have wide applicability in studying many other proteins involved in neuronal functions.

The localization and distribution of proteins provide important information for understanding their cellular functions. The superior spatial resolution of electron microscopy (EM) can be used to determine the subcellular localization of a given antigen following immunohistochemistry. For tissues of the central nervous system (CNS), preserving structural integrity while maintaining antigenicity has been especially difficult in EM studies. Here, we adopt a procedure that has been used to preserve structures and antigens in the CNS to study and characterize synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons.

Post-Etiquetado Inmunoelectrónica incorporación de proteínas sinápticas en cultivos de cortes de hipocampo

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pareadas Grabaciones de células enteras en organotípicos de hipocampo rebanadas

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Measuring Synaptic Vesicle Endocytosis in Cultured Hippocampal Neurons

During endocytosis, fused synaptic vesicles are retrieved at nerve terminals, allowing for vesicle recycling and thus the maintenance of synaptic transmission during repetitive nerve firing. Impaired endocytosis in pathological conditions leads to decreases in synaptic strength and brain functions. Here, we describe methods used to measure synaptic vesicle endocytosis at the mammalian hippocampal synapse in neuronal culture. We monitored synaptic vesicle protein endocytosis by fusing a synaptic vesicular membrane protein, including synaptophysin and VAMP2/synaptobrevin, at the vesicular lumenal side, with pHluorin, a pH-sensitive green fluorescent protein that increases its fluorescence intensity as the pH increases. During exocytosis, vesicular lumen pH increases, whereas during endocytosis vesicular lumen pH is re-acidified. Thus, an increase of pHluorin fluorescence intensity indicates fusion, whereas a decrease indicates endocytosis of the labelled synaptic vesicle protein. In addition to using the pHluorin imaging method to record endocytosis, we monitored vesicular membrane endocytosis by electron microscopy (EM) measurements of Horseradish peroxidase (HRP) uptake by vesicles. Finally, we monitored the formation of nerve terminal membrane pits at various times after high potassium-induced depolarization. The time course of HRP uptake and membrane pit formation indicates the time course of endocytosis.

Synaptic vesicle endocytosis is detected by light microscopy of pHluorin fused with synaptic vesicle protein and by electron microscopy of vesicle uptake.

Medición de endocitosis vesícula sináptica en neuronas Hippocampal cultivadas

During endocytosis, fused synaptic vesicles are retrieved at nerve terminals, allowing for vesicle recycling and thus the maintenance of synaptic ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Grabación de la plasticidad sináptica en rebanadas Hippocampal agudas mantenidas en un pequeño volumen reciclado - perfusión- y sistema de cámara de tipo inmersión

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is tightly regulated during development and neuronal maturation. Importantly, deficits in synapse number can lead to cognitive dysfunction. Therefore, the evaluation of synapse number is an integral part of neurobiology. However, as synapses are small and highly compact in the intact brain, the assessment of absolute number is challenging. This protocol describes a method to easily identify and evaluate synapses in hippocampal rodent slices using immunofluorescence microscopy. It includes a three-step procedure to evaluate synapses in high-quality confocal microscopy images by analyzing the co-localization of pre- and postsynaptic proteins in hippocampal slices. It also explains how the analysis is performed and gives representative examples from both excitatory and inhibitory synapses. This protocol provides a solid foundation for the analysis of synapses and can be applied to any research investigating the structure and function of the brain.

A protocol for accurately identifying and analyzing synapses in hippocampal slices using immunofluorescence is outlined in this article.

Evaluación de la densidad de sinapsis en rebanadas de hipocampo cerebral de roedor

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

Single Synapse Indicators of Glutamate Release and Uptake in Acute Brain Slices from Normal and Huntington Mice

Synapses are highly compartmentalized functional units that operate independently on each other. In Huntington&#39;s disease (HD) and other neurodegenerative disorders, this independence might be compromised due to insufficient glutamate clearance and the resulting spill-in and spill-out effects. Altered astrocytic coverage of the presynaptic terminals and/or dendritic spines as well as a reduced size of glutamate transporter clusters at glutamate release sites have been implicated in the pathogenesis of diseases resulting in symptoms of dys-/hyperkinesia. However, the mechanisms leading to the dysfunction of glutamatergic synapses in HD are not well understood. Improving and applying synapse imaging we have obtained data shedding new light on the mechanisms impeding the initiation of movements. Here, we describe the principle elements of a relatively inexpensive approach to achieve single synapse resolution by using the new genetically encoded ultrafast glutamate sensor iGluu, wide-field optics, a scientific CMOS (sCMOS) camera, a 473 nm laser and a laser positioning system to evaluate the state of corticostriatal synapses in acute slices from age appropriate healthy or diseased mice. Glutamate transients were constructed from single or multiple pixels to obtain estimates of i) glutamate release based on the maximal elevation of the glutamate concentration [Glu] next to the active zone and ii) glutamate uptake as reflected in the time constant of decay (TauD) of the perisynaptic [Glu]. Differences in the resting bouton size and contrasting patterns of short-term plasticity served as criteria for the identification of corticostriatal terminals as belonging to the intratelencephalic (IT) or the pyramidal tract (PT) pathway. Using these methods, we discovered that in symptomatic HD mice ~40% of PT-type corticostriatal synapses exhibited insufficient glutamate clearance, suggesting that these synapses might be at risk to excitotoxic damage. The results underline the usefulness of TauD as a biomarker of dysfunctional synapses in Huntington mice with a hypokinetic phenotype.

We present a protocol to evaluate the balance between glutamate release and clearance at single corticostriatal glutamatergic synapses in acute slices from adult mice. This protocol uses the fluorescent sensor iGluu for glutamate detection, a sCMOS camera for signal acquisition and a device for focal laser illumination.