This work was supported by EU Marie Curie Fellowship (EU/300686-InfO) to S.B. and a Research Prize from the United European Gastroenterology Foundation to H.C. We would like to thank Harry Begthel, Jeroen Korving and the Hubrecht Imaging Center for technical assistance, Meritxell Huch for help with initial organoid culture and Yana Zavros for discussion.

1. Establecimiento de Gástrico organoides Cultura Nota: Este protocolo se puede utilizar para el aislamiento de las glándulas gástricas de ratón o el tejido humano. Se aconseja el uso de tejido de aproximadamente 1 cm ². El tejido humano se puede obtener de resecciones o biopsias gástricas. <ol><li> Preparación del material Nota: La matriz sótano utilizado es Matrigel. Mantener la matriz de sótano en hielo en todo momento. Almacene la matriz sótano a -20 ° C y descongelar en hielo antes de su uso. El medio basal se refiere a Advanced DMEM / F12 suplementado con HEPES; una fuente de glutamina apropiado tal como Glutamax y antibióticos apropiados tales como 1x Primocin. La incubadora utilizado es una incubadora de cultivo celular estándar (37 ° C, atmósfera humidificada, 5% de CO 2) <ol><li> Esterilizar los utensilios de preparación en autoclave o utilizando el 100% de alcohol isopropílico: pinzas cortantes, tijeras, un bisturí y un portaobjetos de microscopía de vidrio. </li><li> El día antes del aislamiento, coloque un 24 welplaca de cultivo de células L en la incubadora. </li><li> Preparar la matriz sótano de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. Preparar alícuotas de 1 ml para evitar los ciclos de congelación y descongelación repetidas. </li><li> Preparar 500 ml quelantes búfer y enfriar en hielo. Preparar tampón 1x a partir de agua destilada estéril con 5,6 mM Na 2 HPO 4, 8,0 mM KH 2 PO 4, NaCl 96,2 mM, 1,6 mM KCl, sacarosa mM 43,4, 54,9 mM D-sorbitol, 0,5 mM DL-ditiotreitol (ATENCIÓN), pH 7. Si la planificación de varios aislamientos, preparar una solución concentrada 5x sin el DL-ditiotreitol. Filtro estéril la memoria intermedia. Antes de aislamiento, diluir el tampón 5x con agua estéril a 1x y añadir DL-ditiotreitol justo antes de aislamiento. </li><li> Preparar y diluir todos los factores de crecimiento de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Utilice de pequeño tamaño alícuotas y evitar los ciclos de congelación-descongelación. Factores de crecimiento funcionales son cruciales para los resultados. </li><li> Medio basal Dejar enfriar en hielo y enfriar la centrífuga a 46; C. </li><li> Calentar otra alícuota de medio basal a 37 ° C. </li></ol></li><li> Aislamiento de las glándulas <ol><li> Recoger aproximadamente 1 cm² de tejido en el hielo medio basal frío. Mantenga en hielo hasta su preparación. Si bien es preferible procesar el tejido lo más pronto posible, el tejido tienda en medio en el hielo si es necesario. </li><li> Coloque el tejido en una placa de Petri de 10 cm y se cubre con tampón de quelación 1x frío. Lave moviendo suavemente hacia atrás y hacia adelante. </li><li> Coloque el tejido en un lugar seco 10 cm placa de Petri. Con unas pinzas, retire con cuidado el moco, así como la capa muscular debajo de un microscopio estereoscópico. Lave el tejido en tampón quelante 1x fría moviendo suavemente hacia atrás y hacia adelante. </li><li> Coloca 1 cm 2 de tejido en un nuevo seco placa de 10 cm, Petri. Con una tijera cortan en 20-50 pedazos pequeños de aproximadamente 2/5 del tamaño mm². </li><li> Con unas pinzas, colocar todas las piezas en un tubo de 50 ml. </li><li> Tome un 10 ml pipeta de plástico estéril. Humedezca la pipeta en tampón 1x quelante. Guardarel uso de esta misma pipeta durante todo el procedimiento. </li><li> Añadir 10 ml de tampón quelante 1x frío al tubo de 50 ml. Lave las piezas pipeteando enérgicamente arriba y hacia abajo 10 veces. Deje que las piezas se asientan. Eliminar el sobrenadante. </li><li> Repita el lavado (paso 1.2.7) hasta que el sobrenadante es claro. Esto tarda aproximadamente 50-100 ml de tampón 1x para el quelante 1 cm² de tejido humano. </li><li> Incubar las piezas de tejido en 20 ml de tampón 1x quelante suplementadas con EDTA 10 mM a temperatura ambiente durante 10 min con suave invirtiendo cada 2 min. NOTA: El tiempo y la temperatura de esta incubación pueden optimizarse para cualquier velocidad y / o preservación de la arquitectura glandular. Ellos pueden ir de varias horas de incubación a 4 ° C en una plataforma de balanceo para 5 min a 37 ° C en un agitador con 200 rpm. Los buenos puntos de partida para el estómago de ratón son 30 min a 4 ° C en una plataforma de rodadura y para el estómago humano, 10 min a TA. </li><li> Pipeta una vez suavemente hacia arriba y hacia abajo con la pipeta 10 ml. Permitir la pieces se asienten. Eliminar el sobrenadante. </li><li> El uso de la pipeta, transferir las piezas para una limpieza 10 cm placa de Petri. Retire el líquido. </li><li> Coloque un portaobjetos de microscopía de vidrio en la parte superior de las piezas de tejido. Observe el tejido intacto bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X. </li><li> Aplique presión sobre la lámina de vidrio y placa de Petri. Mantenga tanto en la mano (con guantes estériles) y presionando el cristal con el dedo pulgar. El borde del tejido aparecerá nublado que indica que las glándulas son liberados fuera del tejido. </li><li> Tenga en cuenta las glándulas liberados bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X. </li><li> Recoger las glándulas y tejidos en 30 ml de medio basal frío. Deje que los fragmentos de tejido grandes asientan. </li><li> Recoger el sobrenadante que contiene glándulas en dos tubos de 15 ml. </li><li> Centrifugar 5 min a 200 xg y 4 ° C. Sobrenadante Descartar. El sedimento contiene glándulas aisladas. Manténgalos en hielo. </li></ol></li><li> Siembra de las glándulas <ol&gt; <li> Para la siembra, mantener matriz sótano en todo momento en frío de hielo, por lo que permanecerá líquida. </li><li> Alternativa 1: Semilla de 6 pocillos de una fila de dilución. <ol><li> Suspender el precipitado en 60 l de matriz sótano. </li><li> Preparar 5 estériles tubos de 1,5 ml en hielo con conteniendo cada uno 50 l de matriz de sótano. Transferencia de 10 l de suspensión de matriz glándulas / sótano en el primer tubo de 1,5 ml. Suspender las glándulas y la transferencia de 10 l de esta solución a la siguiente tubo de 1,5 ml. Repita el procedimiento para los próximos tubos. </li></ol></li><li> Alternativa 2: Semilla una cantidad calculada de glándulas por pocillo. Comience con 100 glándulas por matriz, sótano 50 l en un pocillo de una placa de 24 pocillos. <ol><li> Suspender cuidadosamente las glándulas sedimentadas en 10 ml de medio basal. Ponga 50 l en una limpia 10 ml placa de Petri. Contar el número de glándulas bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X. </li><li> Calcular la concentración de glándulas en la solución. Transferir el volumen que contains 400 glándulas a un nuevo tubo de 15 ml. </li><li> Centrifugar 5 min a 200 xg y 4 ° C. Desechar el sobrenadante y mantener el tubo en hielo. Añadir 200 l matriz sótano y volver a suspender cuidadosamente. Mantenga en hielo. </li></ol></li><li> Tome la C 24 y placa caliente 37 ° (consulte el paso 1.1.2) de la incubadora. Coloque una gota de 50 glándulas mu l en la matriz sótano en el centro del pozo. La gota se forma una cúpula. </li><li> Transferir con cuidado la placa posterior a la incubadora de cultivo de células. Deje que la matriz sótano solidificar 10 min. </li><li> Preparar medio caliente con todos los factores de crecimiento. <ol><li> Para glándulas humanos: Suplemento el medio basal con los siguientes factores de crecimiento para organoides gástricas humanas: 50 ng / ml de EGF, 10% de medio noggin acondicionado, 10% de medio acondicionado-R-spondin1, 50% de medio Wnt acondicionado, 200 ng / ml de factor de crecimiento de fibroblastos (FGF) 10, 1 nM gastrina, y 2 mM inhibidor de TGFbeta y 10 mM rho asociada bobina en espiral formando proteína serina / treonina quinasa<html> inhibidor (RHOKi). </li><li> Para glándulas murinos: Suplemento el medio basal con los siguientes factores de crecimiento para organoides gástricos ratón: 50 ng / ml de EGF, 10% de medio noggin acondicionado, 10% de medio R-spondin1 acondicionado, 50% de medio Wnt acondicionado, 100 ng / FGF10 ml, 10 nM gastrina, 0,5 mM inhibidor de TGFbeta y 10 mM RHOKi. </li></ol></li><li> Tome la placa de la incubadora. Añadir cuidadosamente 500 l medio con todos los factores de crecimiento (1.3.6) a cada pocillo sin alterar la matriz sótano. Coloque de nuevo a la incubadora. </li><li> Actualizar el medio 3 veces por semana (cada 2-3 días). Por medio refrescante, eliminar el medio de edad con salir de la caída de la matriz basal intacta. Añadir con cuidado medio fresco, cálido, con todos los factores de crecimiento. No agregue RHOKi. Sólo añadir RHOKi directamente después de la siembra de las glándulas o después de la separación de los organoides (paso 2). </li></ol></li></ol> 2. La aprobación de Gástrico organoides Cultura Antes de microinyección. ove_content &quot;&gt; Nota: Cada tipo de cultura organoid tiene su propio tiempo de duplicación del ratón intestinal, así como cultivos gástricos se suelen dividir 1:. 5 cada 5-7 días culturas intestinales humanos se dividieron 1:.. 5 cada 10-12 días Humano culturas gástricos se dividen 1: 5 cada 14 días Si inició a partir de células individuales, organoides gástricos humanos también pueden tomar 20 días para formar adecuadamente Es una buena señal si las estructuras en ciernes rodean la luz central En este protocolo, organoides se dividen en... pocillos 4 para microinyección. Mantenimiento de organoides sigue el mismo protocolo, pero puede utilizar cualquier otra placa de cultivo celular, tales como placas estándar de cultivo celular de 24 pocillos. <ol><li> Preparación del material <ol><li> Pipetas Pasteur autoclave. </li><li> El día antes de la aprobación, coloque una placa de cultivo celular 4 bien en la incubadora a 37 ° C. Los 4 pocillos tienen bordes bajos y permiten micromanipulación. </li><li> Preparar la matriz sótano de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. En el día de passaging, descongelar matriz sótano en el hielo. </li><li> Preparar y diluir todos los factores de crecimiento de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. </li><li> Medio basal Dejar enfriar en hielo y enfriar la centrífuga a 4 ° C. </li></ol></li><li> Pasaje de las Culturas organoides <ol><li> Tome la placa con los organoides de la incubadora. Retire medio de un pozo. </li><li> Añadir 1 ml de medio basal frío a la matriz sótano en el pozo. Usando una micropipeta 1 ml, pipetear enérgicamente arriba y hacia abajo hasta que la matriz sótano se divide. Transferir a un tubo de 15 ml. Coloque sobre hielo. </li><li> Tome una pipeta Pasteur de vidrio y una fuente de fuego como un mechero Bunsen. <ol><li> Mantenga la punta de la pipeta en el fuego hasta que la abertura de la punta se ha reducido de 1,5 mm a 0,5 mm (Figura 1). Deje que la pipeta se enfría hasta TA. </li><li> Humedezca la pipeta en medio basal. Una pipeta de manera óptima estrechado ocupará el medio visiblemente más lento que una pipeta un-reducido, pero aún así lo hará todoujo pipetear también. </li></ol></li><li> Recoger organoides en la pipeta y pipetear enérgicamente 10 veces arriba y abajo. La ruptura de los organoides se puede observar a simple vista. </li><li> Añadir 9 ml de medio basal frío y centrifugar durante 5 min a 200 xg y 4 ° C. </li><li> Deseche cuidadosamente todo el sobrenadante. Suspender el sedimento en 250 matriz sótano l. Mantenga en hielo. </li><li> Tome la cálida placa de cultivo de 4 y 37 ° C y colocar una gota de matriz de 50 l organoides / sótano en cada pocillo. </li><li> Transfiera la placa cuidadosamente de nuevo a la incubadora. Deje que la matriz sótano solidificar a 37 ° C durante 10 minutos. </li><li> Preparar medio apropiado, ya sea para el ratón o humanos organoides como se indica en el paso 1.3.6. </li><li> Tome la placa de la incubadora y superponer cada gota matriz sótano con 500 l de medio. </li><li> La transferencia de la placa a la incubadora. </li><li> Actualizar el medio 3 veces por semana cada 2-3 días (véase 1.3.8.). </li><li> Para la congelación de los organoides, mechancamente perturbar organoides como se describe para la división en este protocolo (Pasos 2.2.1-2.2.5.). Suspender los fragmentos organoides en 500 ml de medio de congelación y congelar a -80 ° C utilizando criotubos y un recipiente de congelación. Para el almacenamiento a largo plazo, la transferencia de los tubos para nitrógeno líquido. </li><li> Para descongelar organoides, preparar la placa de la cultura, la matriz de sótano, factores de crecimiento, medio frío y caliente como se indica en los pasos 1.1.2, 1.1.3., 1.1.5., 1.1.6., 1.1.7. Calentar el vial congelado usando un baño de agua, y las células de transferencia inmediatamente después de la descongelación a un tubo de 15 ml con 10 ml de medio basal frío. Centrífuga y la placa de las células como se indica en 2.2.5 a 2.2.12. Nota: La microinyección de organoides es laborioso, pero permite la posibilidad única de estudiar la interacción en 3D. </li><li> Si no se necesitan estudios 3D, sembrar organoides en dos dimensiones. Para ello, interrumpir los organoides como se establece en los pasos 2.2.1 al 2.2.6. Añadir medio 2.250 l fría con todos los factores de crecimiento de 250 l de ma sótanotrix con fragmentos organoides. <ol><li> De semillas en 5 pocillos de una placa de 24 pocillos con 500 l por pocillo. Cambie medio 3 veces por semana, con el reemplazo cuidadosamente los 400 l superiores solamente, para mantener la matriz de sótano en la parte inferior de la placa sin ser molestados. Nota: organoides adjuntará a la placa de cultivo celular y expandirse en 2D. La microscopía electrónica ha demostrado que el lado apical de las células se enfrenta el medio en el pocillo (datos no mostrados). </li><li> Antes de la infección, intercambiar todo medio que incluye la matriz sótano, para permitir que las bacterias se adhieran a las células. Un protocolo similar se ha descrito también para la infección con H. 14 pylori. Capas de células 2D pueden no contener todos los tipos de células que están presentes en organoides 3D. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. La microinyección de organoides Cultura. Nota: Este protocolo se puede utilizar para microinyectar bacterias en organoides. Puede ser útil para iniciar la inyección con organoidesque son más permisivas para la microinyección. Por ejemplo, organoides gástricos ratón pueden convertirse en grandes organoides quísticas que son fáciles de atacar. <ol><li> Preparación del material <ol><li> Tire de un capilar de vidrio en dos agujas de inyección utilizando un extractor de micropipeta, de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. El extractor de micropipeta calentará el capilar de vidrio en el medio y se tire del capilar en dos partes, generando de este modo dos agujas de vidrio. Es práctico para tirar varias agujas y almacenarlos en una placa de Petri limpia. </li><li> Para permitir que la infección bacteriana, quitar los antibióticos de todos los medios de comunicación por lo menos 3 cambios de medio (= una semana). Esto diluirá antibióticos de matriz sótano. Si se utiliza una cepa bacteriana que es resistente a un antibiótico específico, añadir este antibiótico específico para reducir al mínimo las posibilidades de contaminación. </li><li> Preparar la mesa de trabajo para microinyecciones. Para el trabajo a diferentes niveles de bioseguridad puede ser necesario colocar un estéreomicroscopio dentro de un banco estéril. En este protocolo, inyecte H. pylori bajo nivel de bioseguridad 2 condiciones bajo un microscopio estereoscópico dentro de un banco estéril. </li><li> Cultura las bacterias de acuerdo con protocolos estándar 13,23. </li><li> Para estimar la multiplicidad de infección (MOI), estimar dos parámetros: el número de bacterias y el número de células por organoide como se indica a continuación. El MOI puede correlacionar con resultados, por ejemplo, con anfitriones IL-8 mRNA expresión 13. <ol><li> Para calcular la densidad bacteriana en la solución de la infección, primero establecer la curva estándar de unidades de densidad y formación de colonias ópticos (CFU) de acuerdo con protocolos estándar 24. Una densidad óptica de 0,1 a 550 nm debe producir aproximadamente 10 7 UFC / ml. </li><li> Para estimar el número de células por organoid, cuente el número de organoides en 1 también. Interrumpir organoides como se indica en los pasos 2.2.1-2.2.4. Después de la centrifugación 5 min a 200 xg y 4 ° C,Añadir 1 ml de solución de disociación enzimática y resuspender. <ol><li> Incubar a 37 ° C con agitación durante repetida 5-10 min. Determinar si las células han disociado en células individuales bajo el microscopio (microscopio invertido Leica DMIL tales como un aumento de 10x). Si es necesario prolongar la incubación. </li><li> Recuento de células por organoide utilizando un hemocitómetro y calcular el número de células por organoide. Organoides gástricas humanas con un diámetro de alrededor de 200 micras tienen aproximadamente 4.000 células. La inyección de 0,2 l de una solución bacteriana con 1 x 10 9 bacterias por ml resultados en una MOI aproximada de 50. </li></ol></li></ol></li></ol></li><li> La inyección de organoides. Nota: Para la microinyección, la aguja de vidrio se estabiliza en un soporte, que puede ser maniobrado en 3 dimensiones por un micromanipulador. Organoides permanecen dentro de la matriz sótano dentro del pozo. Debido al tamaño y la colocación en el pozo, no todos los organoides son igualmente unamenable de la inyección. Por lo general, los 30 organoides más grandes de un pozo pueden ser dirigidos en 5 min. <ol><li> Bacterias de la cosecha y se lavan en medio basal de acuerdo con los protocolos estándar 24. </li><li> Calcular el número de bacterias por ml de acuerdo con la densidad óptica (véase el paso 3.1.5.1). Diluir las bacterias a 1 x 10 9 bacterias por ml en medio basal. </li><li> Tome una aguja de vidrio. Uso de fórceps romper la punta de manera que la apertura será de aproximadamente 10 m de ancho. </li><li> Inserte la aguja en el soporte de inyección y fijarlo a la micromanipulador. </li><li> Toma aproximadamente 10 l solución bacteriana en la aguja. </li><li> Coloque una placa de 4 bien con bordes bajos que contienen cultivos organoides bajo el microscopio estereoscópico. </li><li> Navegación con el micromanipulador, apuntar una sola organoides con la aguja. Coloque la aguja cerca de la organoid y luego insertar la aguja en el organoid con un movimiento rápido. Inyectar approximately 0,2 l solución bacteriana en cada uno de organoides usando el microinyector. </li></ol></li><li> Organoides cosecha para cualquier análisis. <ol><li> Como ejemplo, fijar organoides después de 4 horas. Eliminar el sobrenadante y añadir 1 ml de formaldehído al 2% e incubar 20 minutos a temperatura ambiente o O / N a 4 ° C. Organoides pueden ser procesadas para inmunohistoquímica acuerdo con procedimientos estándar 25. </li></ol></li></ol>

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W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+human+development+and+disease+in+pluripotent+stem-cell-derived+gastric+organoids.">Modelling human development and disease in pluripotent stem-cell-derived gastric organoids.</a> Nature. 516 (7531), 400-404 (2014).</li><li>Bartfeld, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Expansion+of+Human+Gastric+Epithelial+Stem+Cells+and+Their+Responses+to+Bacterial+Infection.">In Vitro Expansion of Human Gastric Epithelial Stem Cells and Their Responses to Bacterial Infection.</a> Gastroenterology. 148 (1), (2014).</li><li>Schlaermann, P., Toelle, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+human+gastric+primary+cell+culture+system+for+modelling+Helicobacter+pylori+infection+in+vitro.">A novel human gastric primary cell culture system for modelling Helicobacter pylori infection in vitro.</a> Gut. , (2014).</li><li>Bertaux-Skeirik, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD44+Plays+a+Functional+Role+in+Helicobacter+pylori-induced+Epithelial+Cell+Proliferation.">CD44 Plays a Functional Role in Helicobacter pylori-induced Epithelial Cell Proliferation.</a> PLOS Pathogens. 11 (2), e1004663 (2015).</li><li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Lgr5+stem+cells+build+crypt+villus+structures+in+vitro+without+a+mesenchymal+niche.">Single Lgr5 stem cells build crypt villus structures in vitro without a mesenchymal niche.</a> Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).</li><li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+Expansion+of+Epithelial+Organoids+From+Human+Colon,+Adenoma,+Adenocarcinoma,+and+Barrett's+Epithelium.">Long-term Expansion of Epithelial Organoids From Human Colon, Adenoma, Adenocarcinoma, and Barrett's Epithelium.</a> Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).</li><li>Barker, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lgr5+ve+Stem+Cells+Drive+Self-Renewal+in+the+Stomach+and+Build+Long-Lived+Gastric+Units+In+Vitro.">Lgr5+ve Stem Cells Drive Self-Renewal in the Stomach and Build Long-Lived Gastric Units In Vitro.</a> Cell Stem Cell. 6 (1), 25-36 (2010).</li><li>Huch, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+expansion+of+single+Lgr5++liver+stem+cells+induced+by+Wnt-driven+regeneration.">In vitro expansion of single Lgr5+ liver stem cells induced by Wnt-driven regeneration.</a> Nature. 494 (7436), 247-250 (2013).</li><li>Huch, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-Term+Culture+of+Genome-Stable+Bipotent+Stem+Cells+from+Adult+Human+Liver.">Long-Term Culture of Genome-Stable Bipotent Stem Cells from Adult Human Liver.</a> Cell. 160 (1-2), 299-312 (2015).</li><li>Boj, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoid+Models+of+Human+and+Mouse+Ductal+Pancreatic+Cancer.">Organoid Models of Human and Mouse Ductal Pancreatic Cancer.</a> Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).</li><li>Karthaus, W. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+multipotent+luminal+progenitor+cells+in+human+prostate+organoid+cultures.">Identification of multipotent luminal progenitor cells in human prostate organoid cultures.</a> Cell. 159 (1), 163-175 (2014).</li><li>Bartfeld, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+and+single-cell+imaging+of+NF-kappaB+oscillations+using+monoclonal+cell+lines.">High-throughput and single-cell imaging of NF-kappaB oscillations using monoclonal cell lines.</a> BMC cell. 11, 21 (2010).</li><li>Blanchard, T. G., Nedrud, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Maintenance+of+Helicobacter+Species.">Laboratory Maintenance of Helicobacter Species.</a> Curr Protoc Microbiol. , (2006).</li><li>Van Es, J. H., de Geest, N., van de Born, M., Clevers, H., Hassan, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intestinal+stem+cells+lacking+the+Math1+tumour+suppressor+are+refractory+to+Notch+inhibitors.">Intestinal stem cells lacking the Math1 tumour suppressor are refractory to Notch inhibitors.</a> Nat Commun. 1 (2), 1-5 (2010).</li><li>Andersson-Rolf, A., Fink, J., Mustata, R. C., Koo, B. -. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Video+Protocol+of+Retroviral+Infection+in+Primary+Intestinal+Organoid+Culture.">A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture.</a> J Vis Exp. (90), (2014).</li><li>Stange, D. E., Koo, B. -. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiated+Troy++Chief+Cells+Act+as+Reserve+Stem+Cells+to+Generate+All+Lineages+of+the+Stomach+Epithelium.">Differentiated Troy+ Chief Cells Act as Reserve Stem Cells to Generate All Lineages of the Stomach Epithelium.</a> Cell. 155 (2), 357-368 (2013).</li><li>Van de Wetering, M., Sancho, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+beta-catenin/TCF-4+complex+imposes+a+crypt+progenitor+phenotype+on+colorectal+cancer+cells.">The beta-catenin/TCF-4 complex imposes a crypt progenitor phenotype on colorectal cancer cells.</a> Cell. 111 (2), 241-250 (2002).</li><li>Schumacher, M. A., Aihara, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+murine-derived+fundic+organoids+in+studies+of+gastric+physiology.">The use of murine-derived fundic organoids in studies of gastric physiology.</a> Journal Physiol. 593 (8), 1809-1827 (2015).</li><li>Schwank, G., Andersson-Rolf, A., Koo, B. -. K., Sasaki, N., Clevers, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+BAC+Transgenic+Epithelial+Organoids.">Generation of BAC Transgenic Epithelial Organoids.</a> PLoS ONE. 8 (10), e76871 (2013).</li><li>Koo, B. -. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+gene+expression+in+primary+Lgr5+organoid+cultures.">Controlled gene expression in primary Lgr5 organoid cultures.</a> Nat Meth. 9 (1), 81-83 (2012).</li><li>Schwank, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+repair+of+CFTR+by+CRISPR/Cas9+in+intestinal+stem+cell+organoids+of+cystic+fibrosis+patients.">Functional repair of CFTR by CRISPR/Cas9 in intestinal stem cell organoids of cystic fibrosis patients.</a> Cell Stem Cell. 13 (6), 653-658 (2013).</li><li>Li, V. S. W., Ng, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wnt+Signaling+through+Inhibition+of+&#946;-Catenin+Degradation+in+an+Intact+Axin1+Complex.">Wnt Signaling through Inhibition of &#946;-Catenin Degradation in an Intact Axin1 Complex.</a> Cell. 149 (6), 1245-1256 (2012).</li><li>Van de Wetering, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prospective+derivation+of+a+'Living+Organoid+Biobank'+of+colorectal+cancer+patients.">Prospective derivation of a 'Living Organoid Biobank' of colorectal cancer patients.</a> Cell. 161 (4), 933-945 (2015).</li></ol>

Hans Clevers is an inventor on several patents for organoid culture. Otherwise the authors have nothing to disclose.

This protocol describes the use of ever-expanding, untransformed primary organoids from adult stem cells for infection biology. Critical steps are i) the isolation of viable glands, ii) expansion of organoids and iii) the microinjection. Below are some suggestions for modifications, troubleshooting and technical considerations. 
Compared to other isolation methods, which use vigorous shaking or pipetting to release glands and can be equally successful, the technique presented here has the adva...

El estudio de los patógenos se basa en sistemas de modelos adecuados para imitar la infección in vivo. Para algunos agentes infecciosos, sistemas de modelos adecuados faltan mientras que algunos de los sistemas que se utilizan están lejos de ser óptima. Un ejemplo es la bacteria gástrica por Helicobacter pylori (H. pylori), que está causalmente relacionada con el desarrollo de cáncer gástrico. Sin embargo, en ausencia de un sistema de cultivo celular más adecuado, muchos estudios que tienen como objetivo analizar los mecanismos moleculares subyacentes de desarrollo del cáncer de líneas celulares de cáncer de utilización, lo que representa el punto final de la cascada canceroso. Las células primarias, no transformadas sería un mejor modelo para estos estudios. Sin embargo, las células primarias sólo están disponibles a partir de un pequeño número de donantes y no pueden ser cultivadas durante largos períodos de tiempo más largos. En los últimos años, la investigación de células madre ha hecho progresos significativos para proporcionar nuevas fuentes para cultivos de células primarias para el estudio de la biología de la infección. Culturas detres fuentes de células madre se han utilizado: las células madre embrionarias (ESC), células madre pluripotentes inducidas (IPSC) o células madre adultas. Se han utilizado para modelar las infecciones con virus, tales como el citomegalovirus 1,2 o Virus de Hepatitis C 3 - 7, parásitos, tales como Plasmodium falciparum 8 o 9 Toxoplasma gondii, y las bacterias, tales como Bacterioides thetaiotaomicron 10 o 11 Salmonella enterica. Más recientemente, varios enfoques han sido publicados para modelar la infección con H. pylori con organoides derivadas de CES o iPS células 12, las células madre adultas de ratón 21,22 humanos o células madre adultas 13 - 15. El desarrollo de las culturas organoides a partir de células madre adultas originó a partir de un estudio, en el que las células madre individuales aislados a partir de epitelio intestinal murino fueron sembradas en una matriz de 3-dimensional yincrustado en un medio que imitaba el entorno de las células madre intestinales que contienen EGF como mitógeno, R-espondina para mejorar Wnt de señalización y Noggin para inhibir la proteína morfogenética ósea (BMP) de señalización 16. Cabe destacar que estos cultivos no requieren co-cultivo con células mesenquimales. En estas condiciones, las células madre proliferan y forman estructuras pequeñas con dominios que alberga las células de las criptas intestinales, y dominios que contienen las células de la vellosidad intestinal. Los organoides tanto auto-organizan para imitar la situación in vivo. Hoy en día, las células madre adultas de muchos tejidos murinos y humanos se puede cultivar in vitro y la auto-organizarse en organoides que se asemejan a su contraparte en vivo, como el intestino delgado y colon 17, estómago 13,18, 19,20 hígado, páncreas y 21 de próstata 22. Aquí le ofrecemos un protocolo de vídeo a la cultura del ratón o organoides gástricos humanos de cel madre adultasls y los microinyectar con H. pylori. Este protocolo se basa en informes anteriores 13,18. Este método puede ser adaptado para el cultivo y la infección de otras culturas organoides como organoides intestinales.

<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15630-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Advanced DMEM/F12</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12634-028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel, GFR, phenol free</td>
			<td>BD</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>35050-079</td>
			<td>Stock concentration 200 mM, final concentration 2 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>17504-044</td>
			<td>Stock concentration 50 x, final concentration 1x</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-Acetylcysteine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9165-5G</td>
			<td>Stock concentration 500 mM, final concentration 1 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Murine recombinant EGF</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>PMG8043</td>
			<td>Stock concentration 500 &#181;g/mL, final concentration 50 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human recombinant FGF10</td>
			<td>Peprotech</td>
			<td>100-26</td>
			<td>Stock concentration 100 &#181;g/mL, final concentration 200 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TGF&#946;i A-83-01</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>2939</td>
			<td>Stock concentration 500 &#181;M, final concentration 2 &#181;M&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nicotinamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>N0636</td>
			<td>Stock concentration 1 M, final concentration 10 mM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>[Leu15]-Gastrin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G9145</td>
			<td>Stock concentration 100 &#181;M, final concentration 1 nM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RHOKi Y-27632</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Y0503</td>
			<td>Stock concentration 10 mM, final concentration 10 &#181;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wnt3A conditioned medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stable cell line generated in the Clevers Lab. Final concentration 50%. Cells can be obtained from Hans Clevers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R-spondin1 conditioned medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stable cell line generated in the Kuo Lab. Final concentration 10%. Cell line can be obtained from Calvin Kuo, Stanford.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Noggin conditioned medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stable cell line generated in the Clevers Lab. Final concentration 10%. Cells can be obtained from Hans Clevers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R-spondin3</td>
			<td>R&#38;D</td>
			<td>3500-RS/CF</td>
			<td>Alternative source for R-spondin. This has been tested on human intestine organoids (1 &#181;g/mL), but not yet on gastric organoids.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Noggin</td>
			<td>Peprotech</td>
			<td>120-10</td>
			<td>Alternative source for noggin. This has been tested on human intestine organoids (100 ng/mL), but not yet on gastric organoids.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE express</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>12605036</td>
			<td>Enzymatic dissociation solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CoolCell&#174; Alcohol-Free Cell Freezing Containers</td>
			<td>biocision</td>
			<td>BCS-405</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recovery Cell Culture Freezing Medium</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12648-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primocin</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>ant-pm-1</td>
			<td>An antibiotics composition agains bacteria and fungi. It is helpful after initiation of a culture. For long term culture you can switch to other antibiotics or none.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Stock concentration 10000/10000 U/mL, final concentration 100/100 U/mL. Can be used alternatively to Primocin in long term culture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers</td>
			<td>Neolabs</td>
			<td>2-1033</td>
			<td>Tweezers with fine tips are helpful for the removal of muscle layer from the tissue.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 Well Multidishes</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>144444</td>
			<td>You can use other Multidishes. These were particularly helpful for microinjections because they have a low outer rim and allow more mobility for the manipulator.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>M-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microinjector</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>IM-5B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Workbench</td>
			<td>Clean Air</td>
			<td></td>
			<td>Custom made to fit the stereomicroscope in ML2 condition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cappillaries</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>GC100T-10</td>
			<td>1 mm outer diameter, 0,78 mm inner diameter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette Puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>Flaming Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti Cag A antibody</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>sc-25766</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

organoids as model for infectious diseases: culture of human and murine stomach organoids and microinjection of helicobacter pylori

Recently infection biologists have employed stem cell derived cultures to answer the need for new and better models to study host-pathogen interactions. Three cellular sources have been used: Embryonic stem cells (ESC), induced pluripotent stem cells (iPSC) or adult stem cells. Here, culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described and used for infection with the gastric pathogen Helicobacter pylori. Human gastric glands are isolated from resection material, seeded in a basement matrix and embedded in medium containing growth factors epidermal growth factor (EGF), R-spondin, Noggin, Wnt, fibroblast growth factor (FGF) 10, gastrin and transforming growth factor (TGF) beta inhibitor. In these conditions, gastric glands grow into 3-dimensional organoids containing 4 lineages of the stomach. The organoids expand indefinitely and can be frozen and thawed similarly as cell lines. For infection studies, bacteria are microinjected into the lumen of the organoids. Infected organoids are processed for imaging. The described methods can be adapted to other organoids and infections with other bacteria, viruses or parasites. This allows the study of infection-induced changes in primary cells.

Este protocolo permite el aislamiento de las glándulas gástricas (Figura 2). Las glándulas se siembran en la matriz sótano, que se solidifica como gota dentro de un pozo, proporcionando un marco dimensional 3 rica en laminina y colágeno para permitir que las glándulas crecen en organoides (Figura 3). Organoides típicamente comienzan como pequeños quistes y dentro de 12-16 días, se expanden en esferas con un diámetro de 50-300 micras de (Figura 4). Algunos orga...

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Organoids as Model for Infectious Diseases: Culture of Human and Murine Stomach Organoids and Microinjection of Helicobacter Pylori

Stem cell derived cultures harbor tremendous potential to model infectious diseases. Here, the culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described. The organoids are microinjected with the gastric pathogen Helicobacter pylori.

Organoides como Modelo para Enfermedades Infecciosas: Cultura de Derechos Humanos y organoides estomacales murinos y microinyección de Helicobacter Pylori

Recently infection biologists have employed stem cell derived cultures to answer the need for new and better models to study host-pathogen interactions. ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

34.9K vistas.  University Medical Centre Utrecht. Stem cell derived cultures harbor tremendous potential to model infectious diseases. Here, the culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described. The organoids are microinjected with the gastric pathogen Helicobacter pylori.

Video: Organoids as Model for Infectious Diseases: Culture of Human and Murine Stomach Organoids and Microinjection of Helicobacter Pylori

Detection of Infectious Virus from Field-collected Mosquitoes by Vero Cell Culture Assay

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many of these viruses have intensified in their endemic ranges and expanded to new territories, necessitating effective surveillance and control programs to respond to these threats. One strategy to monitor virus activity involves collecting large numbers of mosquitoes from endemic sites and testing them for viral infection. In this article, we describe how to handle, process, and screen field-collected mosquitoes for infectious virus by Vero cell culture assay. Mosquitoes are sorted by trap location and species, and grouped into pools containing &le;50 individuals. Pooled specimens are homogenized in buffered saline using a mixer-mill and the aqueous phase is inoculated onto confluent Vero cell cultures (Clone E6). Cell cultures are monitored for cytopathic effect from days 3-7 post-inoculation and any viruses grown in cell culture are identified by the appropriate diagnostic assays. By utilizing this approach, we have isolated 9 different viruses from mosquitoes collected in Connecticut, USA, and among these, 5 are known to cause human disease. Three of these viruses (West Nile virus, Potosi virus, and La Crosse virus) represent new records for North America or the New England region since 1999. The ability to detect a wide diversity of viruses is critical to monitoring both established and newly emerging viruses in the mosquito population.

We describe a method to process and screen field-collected mosquitoes for a diversity of viruses by Vero cell culture assay. By employing this technique, we have detected 9 different viruses from 4 taxonomic families in mosquitoes collected in Connecticut.

Detección del virus infeccioso de campo recogidos por los mosquitos del ensayo cultivo celular Vero

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many ...

Investigación

Inmunología e Infección

Rapid Identification of Gram Negative Bacteria from Blood Culture Broth Using MALDI-TOF Mass Spectrometry

An important role of the clinical microbiology laboratory is to provide rapid identification of bacteria causing bloodstream infection. Traditional identification requires the sub-culture of signaled blood culture broth with identification available only after colonies on solid agar have matured. MALDI-TOF MS is a reliable, rapid method for identification of the majority of clinically relevant bacteria when applied to colonies on solid media. The application of MALDI-TOF MS directly to blood culture broth is an attractive approach as it has potential to accelerate species identification of bacteria and improve clinical management. However, an important problem to overcome is the pre-analysis removal of interfering resins, proteins and hemoglobin&#160;contained in blood culture specimens which, if not removed, interfere with the MS spectra and can result in insufficient or low discrimination identification scores. In addition it is necessary to concentrate bacteria to develop spectra of sufficient quality. The presented method describes the concentration, purification, and extraction of Gram negative bacteria allowing for the early identification of bacteria from a signaled blood culture broth.

The application of matrix-assisted laser desorption/ionization time of flight (MALDI-TOF) mass spectrometry (MS) directly to blood culture broth expedites the identification of bacteria. The presented method is a rapid and reliable method for identification of Gram negative bacteria directly from blood culture broth.

La identificación rápida de bacterias gram negativas de Cultura sangre caldo de cultivo utilizando MALDI-TOF espectrometría de masas

An important role of the clinical microbiology laboratory is to provide rapid identification of bacteria causing bloodstream infection. Traditional ...

High Resolution Electron Microscopy of the Helicobacter pylori Cag Type IV Secretion System Pili Produced in Varying Conditions of Iron Availability

Helicobacter pylori is a helical-shaped, gram negative bacterium that colonizes the human gastric niche of half of the human population1,2. H. pylori is the primary cause of gastric cancer, the second leading cause of cancer-related deaths worldwide3. One virulence factor that has been associated with increased risk of gastric disease is the Cag-pathogenicity island, a 40-kb region within the chromosome of H. pylori that encodes a type IV secretion system and the cognate effector molecule, CagA4,5. The Cag-T4SS is responsible for translocating CagA and peptidoglycan into host epithelial cells5,6. The activity of the Cag-T4SS results in numerous changes in host cell biology including upregulation of cytokine expression, activation of proinflammatory pathways, cytoskeletal remodeling, and induction of oncogenic cell-signaling networks5-8. The Cag-T4SS is a macromolecular machine comprised of sub-assembly components spanning the inner and outer membrane and extending outward from the cell into the extracellular space. The extracellular portion of the Cag-T4SS is referred to as the &#8220;pilus&#8221;5. Numerous studies have demonstrated that the Cag-T4SS pili are formed at the host-pathogen interface9,10. However, the environmental features that regulate the biogenesis of this important organelle remain largely obscure. Recently, we reported that conditions of low iron availability increased the Cag-T4SS activity and pilus biogenesis. Here we present an optimized protocol to grow H. pylori in varying conditions of iron availability prior to co-culture with human gastric epithelial cells. Further, we present the comprehensive protocol for visualization of the hyper-piliated phenotype exhibited in iron restricted conditions by high resolution scanning electron microscopy analyses.

High Resolution Electron Microscopy of the Helicobacter pylori Cag Type IV Secretion System Pili Produced in Varying Conditions of Iron Availability

Here we describe a method to visualize the oncogenic bacterial organelle known as the Cag Type IV Secretion System (Cag-T4SS). We find that the Cag-T4SS is differentially produced on the surface of H. pylori in response to varying conditions of iron availability.

Microscopía Electrónica de Alta Resolución de la<em&gt; Helicobacter pylori</em&gt; Cag secreción tipo IV Sistema Pili Producido en condiciones variables de Hierro disponibilidad

Helicobacter pylori is a helical-shaped, gram negative bacterium that colonizes the human gastric niche of half of the human population1,2.  H. pylori is ...

Isolation and Flow Cytometric Characterization of Murine Small Intestinal Lymphocytes

The intestines &#8212; which contain the largest number of immune cells of any organ in the body &#8212; are constantly exposed to foreign antigens, both microbial and dietary. Given an increasing understanding that these luminal antigens help shape the immune response and that education of immune cells within the intestine is critical for a number of systemic diseases, there has been increased interest in characterizing the intestinal immune system. However, many published protocols are arduous and time-consuming. We present here a simplified protocol for the isolation of lymphocytes from the small-intestinal lamina propria, intraepithelial layer, and Peyer&#39;s patches that is rapid, reproducible, and does not require laborious Percoll gradients. Although the protocol focuses on the small intestine, it is also suitable for analysis of the colon. Moreover, we highlight some aspects that may need additional optimization depending on the specific scientific question. This approach results in the isolation of large numbers of viable lymphocytes that can subsequently be used for flow cytometric analysis or alternate means of characterization.

There is growing interest in the quantitative characterization of intestinal lymphocytes owing to increasing recognition that these cells play a critical role in a variety of intestinal and systemic diseases. In this protocol, we describe how to isolate single cell populations from different small-intestinal compartments for subsequent flow cytometric characterization.

El aislamiento y la citometría de flujo Caracterización de murino Small intestinal linfocitos

The intestines &#8212; which contain the largest number of immune cells of any organ in the body &#8212; are constantly exposed to foreign antigens, both ...

The Madagascar Hissing Cockroach as an Alternative Non-mammalian Animal Model to Investigate Virulence, Pathogenesis, and Drug Efficacy

Many aspects of innate immunity are conserved between mammals and insects. An insect, the Madagascar hissing cockroach from the genus Gromphadorhina, can be utilized as an alternative animal model for the study of virulence, host-pathogen interaction, innate immune response, and drug efficacy. Details for the rearing, care and breeding of the hissing cockroach are provided. We also illustrate how it can be infected with bacteria such as the intracellular pathogens Burkholderia mallei, B. pseudomallei, and B. thailandensis. Use of the hissing cockroach is inexpensive and overcomes regulatory issues dealing with the use of mammals in research. In addition, results found using the hissing cockroach model are reproducible and similar to those obtained using mammalian models. Thus, the Madagascar hissing cockroach represents an attractive surrogate host that should be explored when conducting animal studies.

We present a protocol to utilize the Madagascar hissing cockroach as an alternative non-mammalian animal model to conduct bacterial virulence, pathogenesis, drug toxicity, drug efficacy, and innate immune response studies.

La cucaracha que silba como un modelo alternativo de animales no mamíferos para investigar la eficacia de la droga, virulencia y patogenia de Madagascar

Many aspects of innate immunity are conserved between mammals and insects. An insect, the Madagascar hissing cockroach from the genus Gromphadorhina, can ...

Mouse Models Of Helicobacter Infection And Gastric Pathologies

Helicobacter pylori is a gastric pathogen that is present in half of the global population and is a significant cause of morbidity and mortality in humans. Several mouse models of gastric Helicobacter infection have been developed to study the molecular and cellular mechanisms whereby H. pylori bacteria colonize the stomach of human hosts and cause disease. Herein, we describe protocols to: 1) prepare bacterial suspensions for the in vivo infection of mice via intragastric gavage; 2) determine bacterial colonization levels in mouse gastric tissues, by polymerase chain reaction (PCR) and viable counting; and 3) assess pathological changes, by histology. To establish Helicobacter infection in mice, specific pathogen-free (SPF) animals are first inoculated with suspensions (containing &#8805;105 colony-forming units, CFUs) of mouse-colonizing strains of either Helicobacter pylori or other gastric Helicobacter spp. from animals, such as Helicobacter felis. At the appropriate time-points post-infection, stomachs are excised and dissected sagittally into two equal tissue fragments, each comprising the antrum and body regions. One of these fragments is then used for either viable counting or DNA extraction, while the other is subjected to histological processing. Bacterial colonization and histopathological changes in the stomach may be assessed routinely in gastric tissue sections stained with Warthin-Starry, Giemsa or Haematoxylin and Eosin (H&#38;E) stains, as appropriate. Additional immunological analyses may also be undertaken by immunohistochemistry or immunofluorescence on mouse gastric tissue sections. The protocols described below are specifically designed to enable the assessment in mice of gastric pathologies resembling those in human-related H. pylori diseases, including inflammation, gland atrophy and lymphoid follicle formation. The inoculum preparation and intragastric gavage protocols may also be adapted to study the pathogenesis of other enteric human pathogens that colonize mice, such as Salmonella Typhimurium or Citrobacter rodentium.

Mouse Models Of Helicobacter Infection And Gastric Pathologies

Mice represent an invaluable in vivo model to study infection and diseases caused by gastrointestinal microorganisms. Here, we describe the methods used to study bacterial colonization and histopathological changes in mouse models of Helicobacter pylori-related disease.

Modelos de ratón de la infección por Helicobacter y patologías gástricas

Helicobacter pylori is a gastric pathogen that is present in half of the global population and is a significant cause of morbidity and mortality in ...

Preparation of Murine Submandibular Salivary Gland for Upright Intravital Microscopy

The submandibular salivary gland (SMG) is one of the three major salivary glands, and is of interest for many different fields of biological research, including cell biology, oncology, dentistry, and immunology. The SMG is an exocrine gland comprised of secretory epithelial cells, myofibroblasts, endothelial cells, nerves, and extracellular matrix. Dynamic cellular processes in the rat and mouse SMG have previously been imaged, mostly using inverted multi-photon microscope systems. Here, we describe a straightforward protocol for the surgical preparation and stabilization of the murine SMG in anesthetized mice for in vivo imaging with upright multi-photon microscope systems. We present representative intravital image sets of endogenous and adoptively transferred fluorescent cells, including the labeling of blood vessels or salivary ducts and second harmonic generation to visualize fibrillar collagen. In sum, our protocol allows for surgical preparation of mouse salivary glands in upright microscopy systems, which are commonly used for intravital imaging in the field of immunology.

We describe a protocol to surgically expose and stabilize the murine submandibular salivary gland for intravital imaging using upright intravital microscopy. This protocol is easily adaptable to other exocrine glands of the head and neck region of mice and other small rodents.

Preparación de glándula salival submaxilar murino para la microscopia Intravital vertical

The submandibular salivary gland (SMG) is one of the three major salivary glands, and is of interest for many different fields of biological research, ...

Identification of Mouse and Human Antibody Repertoires by Next-Generation Sequencing

The immense adaptability of antigen recognition by antibodies is the basis of the acquired immune system. Despite our understanding of the molecular mechanisms underlying the production of the vast repertoire of antibodies by the acquired immune systems, it has not yet been possible to arrive at a global view of a complete antibody repertoire. In particular, B cell repertoires have been regarded as a black box because of their astronomical number of antibody clones. However, next-generation sequencing technologies are enabling breakthroughs to increase our understanding of the B cell repertoire. In this report, we describe a simple and efficient method to visualize and analyze whole individual mouse and human antibody repertoires. From the immune organs, representatively from spleen in mice and peripheral blood mononuclear cells in humans, total RNA was prepared, reverse transcribed, and amplified using the 5&#39;-RACE method. Using a universal forward primer and antisense primers for the antibody class-specific constant domains, antibody mRNAs were uniformly amplified in proportions reflecting their frequencies in the antibody populations. The amplicons were sequenced by next-generation sequencing (NGS), yielding more than 105 antibody sequences per immunological sample. We describe the protocols for antibody sequence analyses including V(D)J-gene-segment annotation, a bird&#39;s-eye view of the antibody repertoire, and our computational methods.

Here, we describe protocols for the analysis and visualization of the structure and constitution of whole antibody repertoires. This involves the acquisition of vast sequences of antibody RNA using next-generation sequencing.

Identificación de ratón y anticuerpos humanos repertorios por secuenciación de próxima generación

The immense adaptability of antigen recognition by antibodies is the basis of the acquired immune system. Despite our understanding of the molecular ...

Isolation of Single Intracellular Bacterial Communities Generated from a Murine Model of Urinary Tract Infection for Downstream Single-cell Analysis

In this article, we outline a procedure used to isolate individual intracellular bacterial communities from a mouse that has been experimentally infected in the urinary tract. The protocol can be broadly divided into three sections: the infection, bladder epithelial cell harvesting, and mouth micropipetting to isolate individual infected epithelial cells. The isolated epithelial cell contains viable bacterial cells and is nearly free of contaminating extracellular bacteria, making it ideal for downstream single-cell analysis. The time taken from the start of infection to obtaining a single intracellular bacterial community is about 8 h. This protocol is inexpensive to deploy and uses widely available materials, and we anticipate that it can also be utilized in other infection models to isolate single infected cells from cell mixtures even if those infected cells are rare. However, due to a potential risk in mouth micropipetting, this procedure is not recommended for highly infectious agents.

This protocol describes a simple method of isolating single, infected-bladder epithelial cells from a murine model of urinary tract infection.

Aislamiento de las comunidades bacterianas intracelulares solo generados a partir de un modelo murino de infección del tracto urinario para posteriores análisis unicelular

In this article, we outline a procedure used to isolate individual intracellular bacterial communities from a mouse that has been experimentally infected ...

Retrograde Parotid Gland Infusion through Stensen's Duct in a Non-Human Primate for Vectored Gene Delivery

Salivary glands are an attractive tissue target for gene therapy with promising results already leading to human trials. They are inherently capable of secreting proteins into the bloodstream and are easily accessible, making them potentially superior tissue sites for replacement hormone production or vaccination by gene transfer. Suggested methods for gene delivery include transcutaneous injection and retrograde infusion through salivary ducts. We demonstrate how to perform Retrograde Salivary Gland Infusion (RSGI) in non-human primates. We describe the important anatomic landmarks including identification of the parotid papilla, an atraumatic method of cannulating and sealing Stensen&#39;s Duct utilizing basic dental tools, polyethylene tubing, and cyanoacrylate, and the appropriate rate of infusion. While this is the least traumatic method of delivery, the method is still limited by the volume able to be delivered (&#60;0.5 mL) and the potential for trauma to the duct and gland. We demonstrate using fluoroscopy that an infusate can be fully delivered into the gland, and further demonstrate by immunohistochemistry the transduction of a typical vector and expression of the delivered gene.

Retrograde Parotid Gland Infusion through Stensen&#039;s Duct in a Non-Human Primate for Vectored Gene Delivery

Salivary glands have been proposed as a tissue target site for gene therapy, especially in the area of vaccination by gene transfer. We demonstrate gene delivery in a non-human primate model utilizing retrograde parotid infusion.

Infusión de la glándula parótida retrógrada a través del conducto de Stensen en un primate no humano para la entrega de genes vectores

Salivary glands are an attractive tissue target for gene therapy with promising results already leading to human trials. They are inherently capable of ...