The work was supported by EU through project FP7-PEOPLE-212-ITN 316832-OLIMPIA, 
Telethon - Italy (grants GGP12033 and GGP14022), Fondazione Cariplo (grant ID 2013-0738).

1. Preparación de fotoactivos Sustratos <ol><li> Preparar una P3HT: PCBM solución (1: 1 w / w) en clorobenceno a una concentración de 20 g P3HT / L. Mezclar la solución con un agitador magnético durante al menos 4 horas a 60 ° C. Considere un volumen de 150 l de solución para cada sustrato que se preparó. </li><li> Limpiar los portaobjetos de vidrio recubiertos con ITO (R = 10 Ω s / sq, 18x18 mm 2, el espesor de 170 micras) con baños consecutivos de agua desionizada, acetona e isopropanol en un aparato de ultrasonidos (10 min para cada paso). Seque el cubreobjetos con una pistola de nitrógeno. Poner las muestras en un limpiador de plasma a 100 W de potencia durante 10 min. </li><li> Deposita una fina capa de la capa activa en los sustratos limpios a través de spin-coating. <ol><li> Con una punta de diamante, corte un portaobjetos de vidrio de microscopio, (espesor ≈ 1 mm) para las mismas dimensiones laterales de los sustratos recubiertos de ITO. Retire la P3HT: solución PCBM de la placa de cocción y deje que se enfríe a temperatura ambiente. </li><li> Set de dos-steps programa spin-revestidor: i) 30 segundos a 800 rpm; ii) 30 segundos a 1.600 rpm. Posicionar el cursor en el mandril de la escisión revestidor e iniciar el vacío para arreglarlo. Ponga una gota de acetona en la diapositiva y, a continuación el sustrato limpiado, con la cara recubierta con ITO hacia arriba. Inicie el giro spin-recubridora para deshacerse del exceso de acetona. </li><li> Poner 150 ml de P3HT: solución PCBM sobre los sustratos y empezar de nuevo el spin-revestidor (usar el mismo protocolo descrito en 1.3.2). </li><li> Después de la escisión revestidor ha terminado, retire la muestra y separar cuidadosamente el sustrato revestido de la lámina de vidrio. Limpiar la parte posterior del sustrato con un hisopo de sala limpia por inmersión en acetona. Nota: Los sustratos fotoactivos se pueden almacenar durante algunos días en una caja oscura hasta su uso. Para períodos más largos, los mantienen en una guantera con gas inerte. </li></ol></li></ol> 2. Preparación de cultivos celulares de media y Electrofisiología Soluciones <ol><li> Preparar el medio de crecimiento completo (CGM) paraHEK-293 células: Dulbecco medio de Eagle modificado (DMEM) suplementado con 10% de suero bovino fetal (FBS) inactivado por calor no, 100 U / ml de penicilina y 100 mg / ml de estreptomicina. Esterilizar el medio de un sistema de 0.2 micras de filtración y se almacena a 4 ° C. </li><li> Preparar la solución extracelular en agua ultrapura (concentraciones en mM): 135 NaCl, 5,4 KCl, 5 HEPES, 10 glucosa, 1,8 CaCl 2, 1 de MgCl 2. Ajustar el pH a 7,4 con NaOH. Esterilizar la solución con un sistema de 0.2 micras de filtración y se almacena a 4 ° C. </li><li> Preparar la solución intracelular en agua ultrapura (concentraciones en mM): 12 KCl, 125 K-gluconato, 1 MgCl2, 0,1 CaCl 2, 10 EGTA, 10 HEPES, 10 ATP-Na 2. Tenga en cuenta que la ATP-Na 2 es sensible al calor y agregarlo pasado. Ajustar el pH a 7,4 con NaOH. Esterilizar la solución con un sistema de 0.2 micras de filtración, la alícuota en 1 ml tubos y almacenar a -20 ° C. </li></ol> 3. Revestimiento HEK-293 célulassobre los sustratos activos <ol><li> Coloque el sustrato fotoactivo en un vaso de precipitados de vidrio cubierto con aluminio o un plato Petri cerrada y poner en un horno a 120 ° C durante 2 hr para la esterilización. Desde este momento en adelante, realizar todas las operaciones en condiciones estériles. Poner las muestras en una campana estéril y dejar enfriar. </li><li> Revestir el sustrato fotoactivo con una capa de adhesión para reducir la hidrofobicidad de la superficie y para promover la adhesión celular. <ol><li> Coloque los sustratos activos en un P35 placa Petri o una placa de múltiples pocillos 6. Dada la hidrofobicidad de la capa de polímero conjugado, hacer un polidimetilsiloxano (PDMS) para fijar bien la muestra y confinar las soluciones. <ol><li> Mezclar PDMS y el catalizador en un 10: 1 proporción con una varilla de vidrio para obtener una suspensión viscosa. </li><li> Se vierte la suspensión en una placa de múltiples pocillos 6, dispensando una cantidad suficiente para cubrir la mitad de cada pocillo. </li><li> Espere a que la polimerización PDMS a RT. </li><li> Cortar las PDMS curados en el centro para obtanando una forma cuadrada de la misma dimensión de la muestra de polímero. </li><li> Esterilizar el PDMS pozos por inmersión en una mezcla de etanol-agua 70% durante al menos 30 min. </li></ol></li><li> Si bien el uso de los PDMS, rayar la capa fotoactiva a lo largo de toda la frontera del pozo con pinzas puntiagudas, con el fin de evitar el desprendimiento de toda la capa cuando la eliminación de los PDMS bien después de cultivo de células. </li><li> Cubrir toda la superficie de cada muestra con una solución de fibronectina (2 mg / L en PBS). Un volumen de entre 500 a 750 l por muestra suele ser suficiente si un PDMS también se utiliza (superficie transparente del pozo: 15x15 mm 2). Sin los PDMS así, alrededor de 2 ml de solución de fibronectina son necesarios para sumergir completamente la muestra; prestar atención a que el sustrato no flota, mientras que la adición de la solución. Incubar las muestras a 37 ° C durante al menos 1 hr. </li><li> Eliminar la solución de fibronectina con una pipeta de vidrio y lavar una vez con 2 ml de PBS. </li></ol></li><li> Plcomió HEK-293 células en las muestras tratadas con fibronectina a una densidad de 15.000 células / cm2 en medio de crecimiento completo. Use un volumen de 750-1.000 l de CGM para cada muestra si un PDMS también se utiliza, en caso contrario 2-3 ml de CGM son necesarios. Se incuban las células a 37 ° C y 5% de CO2 durante 24 a 48 horas. </li></ol> 4. protocolo de estimulación óptica y electrofisiológicos mediciones <ol><li> Ponga la solución extracelular en un baño de agua a 37 ° C a termalizar; descongelar la solución intracelular, lo puso en una jeringa de 1 ml con una aguja de calibre 34 y mantenerlo en contacto con el hielo para evitar la degradación del ATP. </li><li> Tome un sustrato celular recubierto de la incubadora, retirando cuidadosamente los PDMS bien si está presente. Retire el medio de cultivo con una pipeta de vidrio y enjuague la muestra con solución extracelular. Proceda lentamente para evitar el desprendimiento de células. </li><li> Ponga el dispositivo en la muestra-titular de la estación de electrofisiología con solutio extracelularn y el electrodo de referencia. Preparar micropipetas de vidrio frescos para patch-clamp con un extractor (resistencia ideal es en el rango de 2-4 mO). Llene la mitad de la pipeta con solución intracelular y montarlo en el micromanipulador. </li><li> Busque una célula sana parchear en el dispositivo. Para evitar la excitación no deseada del sustrato fotoactivo, utilice iluminación IR para formación de imágenes, la colocación de un filtro de paso de longitud de onda larga (por ejemplo, un corte de longitud de onda λ = 750 nm se puede utilizar para los polímeros que absorben en el visible) en frente de la iluminador de microscopio. </li><li> Parche la celda seleccionada y aplicar el protocolo deseado para la estimulación óptica mediante la entrega de la luz a la muestra a través de la trayectoria de excitación de fluorescencia del microscopio (Figura 1). Una descripción detallada del protocolo de patch-clamp se puede encontrar en la referencia 20. <ol><li> Coloque el parche pipeta en estrecha proximidad a la membrana celular con un manipulador micrométrica. Durante el posicionamiento, aplicar overpressure para la pipeta con el fin de evitar que se pegue la suciedad en la punta. La pipeta debe ser pocas micras por encima de la célula. </li><li> Empezar a bajar la pipeta hacia la membrana celular mientras se controla la resistencia de la pipeta en el software de control de parche. Cuando la resistencia de la pipeta se ha incrementado aproximadamente 1 MW, eliminar la sobrepresión de la pipeta mientras se aplica una succión suave, con el fin de formar el gigaseal entre la pipeta y la membrana celular (es decir, la resistencia medida debe aumentar a valores mayores que 1 GΩ) . </li><li> Aplicar un potencial negativo de la pipeta cerca de la celda esperada potencial de reposo (por HEK293 célula un potencial de -40 mV se puede utilizar) para ayudar a estabilizar el sello. Compensar los transitorios capacitivos debido a la capacitancia pipeta con los comandos relativos sobre el amplificador de parches y / o el software de control de parches. </li><li> Romper la membrana para permitir el acceso eléctrico a la citoplasma de la célula mediante la aplicación de una breve e intensa del pulso de succióna la pipeta. Ajuste el amplificador de patch al modo de pinza de corriente (I = 0, es decir, sin corriente inyectada en la célula) para realizar el seguimiento del potencial de la membrana celular. Esperar unos minutos para ver si el potencial de la pila es estable. </li><li> Aplicar el protocolo de iluminación deseada a la célula y registrar el efecto sobre el potencial de membrana. Nota: La iluminación puede ser entregado a la muestra ya sea desde la parte inferior o desde la parte superior, dependiendo de la arquitectura microscopio. <ol><li> Seleccione una longitud de onda de excitación que es bien absorbido por el material activo; para la P3HT: PCBM mezcla, una longitud de onda en el intervalo de 450-600 nm se puede utilizar. Fotoexcitación densidades adecuadas están en el rango de 10-100 mW / mm 2. Nota: pulsos cortos de luz (por debajo de 10 a 20 ms) resultan en una despolarización transitoria de la célula, mientras que con la iluminación prolongada (cientos de milisegundos o pulsos más largos) se observa una hiperpolarización sostenida hasta que la luz se apaga. </li></ol></li&gt; </ol></li></ol>

<ol>
	<li>Alivisatos, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanotools+for+Neuroscience+and+Brain+Activity+Mapping.">Nanotools for Neuroscience and Brain Activity Mapping.</a> ACS Nano. 7 (3), 1850-1866 (2013).</li><li>Spira, M. E., Hai, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-electrode+array+technologies+for+neuroscience+and+cardiology.">Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology.</a> Nat. Nanotechnol. 8 (2), 83-94 (2013).</li><li>Scanziani, M., H&#228;usser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiology+in+the+age+of+light.">Electrophysiology in the age of light.</a> Nature. 461 (7266), 930-939 (2009).</li><li>Bareket-Keren, L., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+interfaces+for+light+directed+neuronal+stimulation:+advances+and+challenges.">Novel interfaces for light directed neuronal stimulation: advances and challenges.</a> Int. J. Nanomed. 9 (1), 65-83 (2014).</li><li>Antognazza, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shedding+Light+on+Living+Cells.">Shedding Light on Living Cells.</a> Adv. Mater. , (2014).</li><li>Martino, N., Ghezzi, D., Benfenati, F., Lanzani, G., Antognazza, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organic+semiconductors+for+artificial+vision.">Organic semiconductors for artificial vision.</a> J. Mater. Chem. B. 1 (31), 3768-3780 (2013).</li><li>Antognazza, M. R., Scherf, U., Monti, P., Lanzani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organic-based+tristimuli+colorimeter.">Organic-based tristimuli colorimeter.</a> Appl. Phys. Lett. 90 (16), 163509 (2007).</li><li>Liao, C., Zhang, M., Yao, M. Y., Hua, T., Li, L., Yan, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flexible+Organic+Electronics+in+Biology:+Materials+and+Devices.">Flexible Organic Electronics in Biology: Materials and Devices.</a> Adv. Mater. , (2014).</li><li>Khodagholy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NeuroGrid:+recording+action+potentials+from+the+surface+of+the+brain.">NeuroGrid: recording action potentials from the surface of the brain.</a> Nat. Neurosci. 18 (2), 310-315 (2015).</li><li>Campana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+Recording+with+Conformable+Organic+Electrochemical+Transistor+Fabricated+on+Resorbable+Bioscaffold.">Electrocardiographic Recording with Conformable Organic Electrochemical Transistor Fabricated on Resorbable Bioscaffold.</a> Adv. Mater. 26 (23), 3874-3878 (2014).</li><li>Bonetti, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Lysinated+Thiophene-Based+Semiconductor+as+a+Multifunctional+Neural+Bioorganic+Interface.">A Lysinated Thiophene-Based Semiconductor as a Multifunctional Neural Bioorganic Interface.</a> Adv. Healthc. Mater. , (2015).</li><li>Benfenati, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+transparent+organic+transistor+structure+for+bidirectional+stimulation+and+recording+of+primary+neurons.">A transparent organic transistor structure for bidirectional stimulation and recording of primary neurons.</a> Nat. Mater. 12 (7), 672-680 (2013).</li><li>Rivnay, J., Owens, R. M., Malliaras, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Rise+of+Organic+Bioelectronics.">The Rise of Organic Bioelectronics.</a> Chem. Mater. 26 (1), 679-685 (2014).</li><li>Pires, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+stem+cell+differentiation+by+electrical+stimulation+using+a+cross-linked+PEDOT+substrate:+Expanding+the+use+of+biocompatible+conjugated+conductive+polymers+for+neural+tissue+engineering.">Neural stem cell differentiation by electrical stimulation using a cross-linked PEDOT substrate: Expanding the use of biocompatible conjugated conductive polymers for neural tissue engineering.</a> BBA-Gen. Subjects. 1850 (6), 1158-1168 (2015).</li><li>Ghezzi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+hybrid+bioorganic+interface+for+neuronal+photoactivation.">A hybrid bioorganic interface for neuronal photoactivation.</a> Nat. Commun. 2 (166), 1-7 (2011).</li><li>Ghezzi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+polymer+optoelectronic+interface+restores+light+sensitivity+in+blind+rat+retinas.">A polymer optoelectronic interface restores light sensitivity in blind rat retinas.</a> Nat. Photonics. 7 (5), 400-406 (2013).</li><li>Benfenati, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photostimulation+of+Whole-Cell+Conductance+in+Primary+Rat+Neocortical+Astrocytes+Mediated+by+Organic+Semiconducting+Thin+Films.">Photostimulation of Whole-Cell Conductance in Primary Rat Neocortical Astrocytes Mediated by Organic Semiconducting Thin Films.</a> Adv. Healthc. Mater. 3 (3), 392-399 (2014).</li><li>Martino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photothermal+cellular+stimulation+in+functional+bio-polymer+interfaces.">Photothermal cellular stimulation in functional bio-polymer interfaces.</a> Sci. Rep. 5 (8911), (2015).</li><li>Antognazza, M. R., Ghezzi, D., Musitelli, D., Garbugli, M., Lanzani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+hybrid+solid-liquid+polymer+photodiode+for+the+bioenvironment.">A hybrid solid-liquid polymer photodiode for the bioenvironment.</a> Appl. Phys. Lett. 94 (24), 243501 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essentials+of+Neuroscience.+Patch+Clamp+Electrophysiology.">Essentials of Neuroscience. Patch Clamp Electrophysiology.</a> JoVE Science Education Database. , (2015).</li><li>Scarpa, G., Idzko, A. L., G&#246;tz, S., Thalhammer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biocompatibility+Studies+of+Functionalized+Regioregular+Poly(3-hexylthiophene)+Layers+for+Sensing+Applications.">Biocompatibility Studies of Functionalized Regioregular Poly(3-hexylthiophene) Layers for Sensing Applications.</a> Macromol. Biosci. 10 (4), 378-383 (2010).</li><li>Bellani, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+P3HT/Oxygen+Charge+Transfer+Complex+Identification+in+Thin+Films+Exposed+to+Direct+Contact+with+Water.">Reversible P3HT/Oxygen Charge Transfer Complex Identification in Thin Films Exposed to Direct Contact with Water.</a> J. Phys. Chem. C. 118 (12), 6291-6299 (2014).</li><li>Wells, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+stimulation+of+neural+tissue+in+vivo.">Optical stimulation of neural tissue in vivo.</a> Opt. Lett. 30 (5), 504-506 (2005).</li><li>Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. P., Bezanilla, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infrared+light+excites+cells+by+changing+their+electrical+capacitance.">Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance.</a> Nat. Commun. 3 (736), 1-10 (2012).</li><li>Duke, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+and+selective+suppression+of+neural+activity+with+infrared+light.">Transient and selective suppression of neural activity with infrared light.</a> Sci. Rep. 3 (2600), 1-8 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Los pasos críticos del protocolo reportado para in vitro estimulación óptica de células concierne principalmente la elección del polímero sensible a la luz, los parámetros de esterilización térmica, la intensidad y la duración de los estímulos luminosos. Un P3HT: película delgada PCBM fue seleccionado aquí, ya que garantiza una buena estabilidad temporal y electroquímica. Sin embargo, hay que notar que no todos los polímeros sensibles a la luz pueden ofrecer interpretaciones analógicas, 22<...

La posibilidad de manipular la actividad celular con una resolución espacial y temporal precisa representa una estrategia clave en la investigación neurocientífica y en el tratamiento de trastornos neurológicos y psiquiátricos. 1 Los métodos tradicionales se basan en la estimulación eléctrica de las células utilizando electrodos colocados en la proximidad o en contacto con el sistema de destino, 2 que puede ser de diferente complejidad (una sola célula, red celular, rodajas de cerebro, in vivo tejidos cerebrales). Durante el siglo pasado, el uso de patch-clamp, metal y electrodos de sustrato integrado han proporcionado una imagen detallada de la fisiología y la fisiopatología de las neuronas individuales y de los mecanismos de funcionamiento de las redes neuronales. Sin embargo, la estimulación eléctrica sufre de limitaciones importantes. La primera de ellas está relacionada con una generalmente pobre resolución espacial debido a las dimensiones físicas de los electrodos y su geometría fija, que no se pueden adaptar fácilmentea los sistemas organizados complejos como los tejidos biológicos. Además, los problemas relacionados con la impedancia de los electrodos y de la diafonía entre los sistemas de estimulación y de registro se pueden deteriorar la relación final de señal a ruido de las mediciones. 3 Por otro lado, el uso de la luz para la estimulación puede ayudar a superar muchas limitaciones del enfoque eléctrica. En primer lugar, ofrece espacial sin precedentes (&lt;1 m) y la resolución temporal (&lt;1 ms), por lo que es posible dirigir tipos de células específicas e incluso compartimentos de células sub. Además, es altamente no invasivo ya que evita cualquier contacto físico con el tejido de interés y desenreda la estimulación de grabación. Además, tanto la intensidad de luz de longitud de onda y se pueden regular con precisión y por lo tanto diversos protocolos de estimulación se pueden aplicar. 3,4 Sin embargo, la gran mayoría de las células animales no presentan ninguna sensibilidad específica a la luz. Varias estrategias para stimulatio óptican por lo tanto se han propuesto, ya sea explotando mediadores moleculares sensibles a la luz cerca o dentro de las células, o el uso de dispositivo de fotoactivo colocado externamente, cerca de la célula. La primera categoría se refiere a los mecanismos endógenos como el estímulo a través de (IR) de luz visible o infrarroja, así como el uso de cualquiera de los compuestos fotoisomerizables / fotoescindible o la expresión genética de los actuadores moleculares fotosensibles (optogenética). La última clase incluye técnicas para la estimulación exógena logrado con el uso de nano / micro-partículas inorgánicas o sustratos de silicio fotoconductores. 5 Sin embargo, todos estos sistemas tienen lados brillantes e inconvenientes. En particular, la absorción endógena de las células en el rango visible es débil y no fiable, y la generación concomitante de especies reactivas de oxígeno puede ser perjudicial para la célula. En general, IR se utiliza para inducir el calentamiento térmico local debido a la absorción de agua, pero el coeficiente de extinción de agua es pequeño, por lo que requiere stluz infrarroja rong (de decenas a cientos de W / mm 2), que es difícil de administrar a través de la óptica del microscopio estándar y puede plantear problemas de seguridad para aplicaciones en vivo. Por otra parte, los compuestos de introducción en jaulas foto-conmutable tienen una acción limitada en el tiempo y, a menudo requieren de luz UV que es difícil de entregar debido a la penetración de tejido limitado. Además sufren de problemas de difusión de los compuestos activados sobre la fotólisis fuera de la zona iluminada. Por último, las herramientas de optogenética han permitido a los científicos para apuntar subpoblación celular específica y sub-compartimientos y están emergiendo rápidamente como una de las tecnologías clave en la investigación neurocientífica. Sin embargo, la inserción de un segmento de ADN exógeno a través de un vector viral plantea problemas de seguridad importantes, sobre todo en vista de la adopción en pacientes humanos. 5,6 Por estas razones, la investigación sobre nuevos materiales y dispositivos capaces de manipulación óptica celular es un tema muy caliente. Recientemente, una novela, se ha propuesto enfoque basado en el uso de polímeros conjugados sensibles a la luz, capaces de transducir eficientemente un estímulo óptico en una modulación de la actividad eléctrica celular. La estimulación de células por Polymer fotoexcitación (CSPP) técnica explota muchas características clave que permite típica de los semiconductores orgánicos: son intrínsecamente sensible a la luz en el rango visible; 7 que son biocompatibles, suave y conformable, y su flexibilidad mecánica permite una interfaz íntimo con el tejido tanto in vitro e in vivo 8-10. Aparte de eso, pueden ser fácilmente funcionalizados para adaptarse mejor a la interfaz con las células vivas, y para permitir la excitación específica, sondeo y detección de capacidades. 11,12 Además, soporte electrónico, así como el transporte iónico, lo que es ideal para la combinación del anuncio de la electrónica de la biología. 13,14 Curiosamente, pueden trabajar en modo fotovoltaico, evitando la necesidad de aplicar un sesgo f exterioro la estimulación óptica celular eficiente. 15 La fiabilidad de la técnica CSPP se ha demostrado previamente en varios sistemas, incluyendo las neuronas primarias, 15,16 astrocitos, 17 líneas de células secundarias 18 y los tejidos de la retina explantadas. 16 En este trabajo, todas las medidas necesarias para fabricar un bio-polímero sensible a la luz interfaz 19 para la estimulación óptica de los sistemas in vitro se describen en detalle. Como caso de estudio, una mezcla fotovoltaica orgánica prototípico de la región regulares poli (3-hexiltiofeno) (rr-P3HT), que funciona como el donador de electrones, y éster fenil-C61-butírico-ácido-metilo (PCBM), que actúa como el se emplea aceptor de electrones. A medida que el sistema biológico, se usan células embrionarias humanas de riñón (HEK-293). Se proporciona un ejemplo de un protocolo fotoestimulación con la grabación relativa de la actividad celular a través de mediciones electrofisiológicas. La plataforma descritaSin embargo, es de validez general, y se puede extender fácilmente a la utilización de otros polímeros conjugados (ajustando correctamente el proceso de solución de la preparación y los parámetros de deposición), diferentes tipos de células (cambiando adecuadamente el protocolo de cultivo celular, procedimiento y tiempo solicitado chapado para la siembra y la proliferación celular) y diferentes protocolos de estimulación (longitud de onda de luz, de frecuencia estímulos y duración, densidad fotoexcitación).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="693">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">rr-P3HT</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:191px;">698989-5G</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">ITO-coated substrates</td>
			<td style="width:120px;">Nano-CS</td>
			<td style="width:191px;">IT10300100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fibronectin</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:191px;">F1141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">chlorobenzene</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:191px;">319996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PCBM</td>
			<td style="width:120px;">Nano-C</td>
			<td style="width:191px;">Nano-CPCBM-BF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">acetone&#160;</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:191px;">270725</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:191px;">563935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">HEK cells</td>
			<td style="width:120px;">LGC standards srl</td>
			<td style="width:191px;">ATCC-CRL-1573</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HEPES</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:191px;">H0887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:191px;">P5244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">E-MEM</td>
			<td style="width:120px;">LGC standards srl</td>
			<td style="width:191px;">ATCC-30-2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">EDTA</td>
			<td style="width:120px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:191px;">E8008-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">FBS</td>
			<td style="width:120px;">LGC standards srl</td>
			<td style="width:191px;">ATCC-30-2020</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optical control of living cells electrical activity by conjugated polymers

Hybrid interfaces between organic semiconductors and living tissues represent a new tool for in-vitro and in-vivo applications. In particular, conjugated polymers display several optimal properties as substrates for biological systems, such as good biocompatibility, excellent mechanical properties, cheap and easy processing technology, and possibility of deposition on light, thin and flexible substrates. These materials have been employed for cellular interfaces like neural probes, transistors for excitation and recording of neural activity, biosensors and actuators for drug release. Recent experiments have also demonstrated the possibility to use conjugated polymers for all-optical modulation of the electrical activity of cells. Several in-vitro study cases have been reported, including primary neuronal networks, astrocytes and secondary line cells. Moreover, signal photo-transduction mediated by organic polymers has been shown to restore light sensitivity in degenerated retinas, suggesting that these devices may be used for artificial retinal prosthesis in the future. All in all, light sensitive conjugated polymers represent a new approach for optical modulation of cellular activity.
In this work, all the steps required to fabricate a bio-polymer interface for optical excitation of living cells are described. The function of the active interface is to transduce the light stimulus into a modulation of the cell membrane potential. As a study case, useful for in-vitro studies, a polythiophene thin film is used as the functional, light absorbing layer, and Human Embryonic Kidney (HEK-293) cells are employed as the biological component of the interface. Practical examples of successful control of the cell membrane potential upon stimulation with light pulses of different duration are provided. In particular, it is shown that both depolarizing and hyperpolarizing effects on the cell membrane can be achieved depending on the duration of the light stimulus. The reported protocol is of general validity and can be straightforwardly extended to other biological preparations.

Las células pueden ser fácilmente cultivadas en P3HT: PCBM sustratos, siempre que una capa de adhesión se deposita adecuada (como la fibronectina utilizado en la etapa 3.2 del protocolo descrito). P3HT: PCBM picos de absorción óptica en la parte verde del espectro visible; Sin embargo, otros polímeros conjugados sensibles a la luz se pueden seleccionar, de acuerdo con el rango de longitudes de onda de fotoestimulación preferida (Figura 2). Biocompatibilidad de est...

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Optical Control of Living Cells Electrical Activity by Conjugated Polymers

Control óptico de células vivas Actividad Eléctrica por conjugadas Polímeros

A method for stimulation of in-vitro cell cultures electrical activity with visible light, based on the use of organic semiconducting polymers is described.

Hybrid interfaces between organic semiconductors and living tissues represent a new tool for in-vitro and in-vivo applications. In particular, conjugated ...

optical-control-living-cells-electrical-activity-conjugated

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.5K vistas.  Istituto Italiano di Tecnologia. A method for stimulation of in-vitro cell cultures electrical activity with visible light, based on the use of organic semiconducting polymers is described.

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Fluorescence Lifetime Imaging of Molecular Rotors in Living Cells

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular events. Viscosity is one of the key parameters affecting the diffusion of molecules and proteins, and changes in viscosity have been linked to disease and malfunction at the cellular level.1-3 While methods to measure the bulk viscosity are well developed, imaging microviscosity remains a challenge. Viscosity maps of microscopic objects, such as single cells, have until recently been hard to obtain. Mapping viscosity with fluorescence techniques is advantageous because, similar to other optical techniques, it is minimally invasive, non-destructive and can be applied to living cells and tissues.
Fluorescent molecular rotors exhibit fluorescence lifetimes and quantum yields which are a function of the viscosity of their microenvironment.4,5 Intramolecular twisting or rotation leads to non-radiative decay from the excited state back to the ground state. A viscous environment slows this rotation or twisting, restricting access to this non-radiative decay pathway. This leads to an increase in the fluorescence quantum yield and the fluorescence lifetime. Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) of modified hydrophobic BODIPY dyes that act as fluorescent molecular rotors show that the fluorescence lifetime of these probes is a function of the microviscosity of their environment.6-8 A logarithmic plot of the fluorescence lifetime versus the solvent viscosity yields a straight line that obeys the F&ouml;rster Hoffman equation.9 This plot also serves as a calibration graph to convert fluorescence lifetime into viscosity.
Following incubation of living cells with the modified BODIPY fluorescent molecular rotor, a punctate dye distribution is observed in the fluorescence images. The viscosity value obtained in the puncta in live cells is around 100 times higher than that of water and of cellular cytoplasm.6,7 Time-resolved fluorescence anisotropy measurements yield rotational correlation times in agreement with these large microviscosity values. Mapping the fluorescence lifetime is independent of the fluorescence intensity, and thus allows the separation of probe concentration and viscosity effects. 
In summary, we have developed a practical and versatile approach to map the microviscosity in cells based on FLIM of fluorescent molecular rotors.

Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) has emerged as a key technique to image the environment and interaction of specific proteins and dyes in living cells. FLIM of fluorescent molecular rotors allows mapping of viscosity in living cells.

Imágenes de fluorescencia vida de rotores moleculares en las células vivas

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular ...

Investigación

Bioingeniería

Spatio-Temporal Manipulation of Small GTPase Activity at Subcellular Level and on Timescale of Seconds in Living Cells

Dynamic regulation of the Rho family of small guanosine triphosphatases (GTPases) with great spatiotemporal precision is essential for various cellular functions and events1, 2. Their spatiotemporally dynamic nature has been revealed by visualization of their activity and localization in real time3. In order to gain deeper understanding of their roles in diverse cellular functions at the molecular level, the next step should be perturbation of protein activities at a precise subcellular location and timing. 
To achieve this goal, we have developed a method for light-induced, spatio-temporally controlled activation of small GTPases by combining two techniques: (1) rapamycin-induced FKBP-FRB heterodimerization and (2) a photo-caging method of rapamycin. With the use of rapamycin-mediated FKBP-FRB heterodimerization, we have developed a method for rapidly inducible activation or inactivation of small GTPases including Rac4, Cdc424, RhoA4 and Ras5, in which rapamycin induces translocation of FKBP-fused GTPases, or their activators, to the plasma membrane where FRB is anchored. For coupling with this heterodimerization system, we have also developed a photo-caging system of rapamycin analogs. A photo-caged compound is a small molecule whose activity is suppressed with a photocleavable protecting group known as a caging group. To suppress heterodimerization activity completely, we designed a caged rapamycin that is tethered to a macromolecule such that the resulting large complex cannot cross the plasma membrane, leading to virtually no background activity as a chemical dimerizer inside cells6. Figure 1 illustrates a scheme of our system. With the combination of these two systems, we locally recruited a Rac activator to the plasma membrane on a timescale of seconds and achieved light-induced Rac activation at the subcellular level6.

A method for spatio-temporal control of small GTPase activity by light is described. This method is based on rapamycin-induced FKBP-FRB heterodimerization and photo-caging systems. Optimization of light-irradiation enables the spatio-temporally controlled activation of small GTPases at the subcellular level.

Espacio-Temporal de manipulación de la actividad GTPasa pequeña en el nivel subcelular y en escala de tiempo de segundos en las células vivas

Dynamic regulation of the Rho family of small guanosine triphosphatases (GTPases) with great spatiotemporal precision is essential for various cellular ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

Medición de las propiedades mecánicas de las células vivas mediante microscopía de fuerza atómica

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a model microorganism. The biosensor relies on direct binding of the target bacteria cells onto its surface, while no pretreatment (e.g.&#160;by cell lysis) of the studied sample is required. A mesoporous Si thin film is used as the optical transducer element of the biosensor. Under white light illumination, the porous layer displays well-resolved Fabry-P&#233;rot fringe patterns in its reflectivity spectrum. Applying a fast Fourier transform (FFT) to reflectivity data results in a single peak. Changes in the intensity of the FFT peak are monitored. Thus, target bacteria capture onto the biosensor surface, through antibody-antigen interactions, induces measurable changes in the intensity of the FFT peaks, allowing for a &#39;real time&#39; observation of bacteria attachment.
The mesoporous Si film, fabricated by an electrochemical anodization process, is conjugated with monoclonal antibodies, specific to the target bacteria. The immobilization, immunoactivity and specificity of the antibodies are confirmed by fluorescent labeling experiments. Once the biosensor is exposed to the target bacteria, the cells are directly captured onto the antibody-modified porous Si surface. These specific capturing events result in intensity changes in the thin-film optical interference spectrum of the biosensor. We demonstrate that these biosensors can detect relatively low bacteria concentrations (detection limit of 104 cells/ml) in less than an hour.

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor for rapid bacteria detection is introduced. The biosensor is based on a nanostructured porous Si, which is designed to directly capture the target bacteria cells onto its surface. We use monoclonal antibodies, immobilized onto the porous transducer, as the capture probes. Our studies demonstrate the applicability of these biosensors for the detection of low bacterial concentrations within minutes with no prior sample processing (such as cell lysis).

Detección óptica de<em&gt; E. coli</em&gt; Bacterias por mesoporosos Silicon Biosensores

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a ...

Nanomanipulation of Single RNA Molecules by Optical Tweezers

A large portion of the human genome is transcribed but not translated. In this post genomic era, regulatory functions of RNA have been shown to be increasingly important. As RNA function often depends on its ability to adopt alternative structures, it is difficult to predict RNA three-dimensional structures directly from sequence. Single-molecule approaches show potentials to solve the problem of RNA structural polymorphism by monitoring molecular structures one molecule at a time. This work presents a method to precisely manipulate the folding and structure of single RNA molecules using optical tweezers. First, methods to synthesize molecules suitable for single-molecule mechanical work are described. Next, various calibration procedures to ensure the proper operations of the optical tweezers are discussed. Next, various experiments are explained. To demonstrate the utility of the technique, results of mechanically unfolding RNA hairpins and a single RNA kissing complex are used as evidence. In these examples, the nanomanipulation technique was used to study folding of each structural domain, including secondary and tertiary, independently. Lastly, the limitations and future applications of the method are discussed.

Optical tweezers have been used to study RNA folding by stretching individual molecules from their 5&#8217; and 3&#8217; ends. Here common procedures are described to synthesize RNA molecules for tweezing, calibration of the instrument, and methods to manipulate single molecules.

Nanomanipulación de Soltero moléculas de ARN por Pinzas Ópticas

A large portion of the human genome is transcribed but not translated. In this post genomic era, regulatory functions of RNA have been shown to be ...

Transmission of Multiple Signals through an Optical Fiber Using Wavefront Shaping

The transmission of multiple independent optical signals through a multimode fiber is accomplished using wavefront shaping in order to compensate for the light distortion during the propagation within the fiber. Our methodology is based on digital optical phase conjugation employing only a single spatial light modulator, where the optical wavefront is individually modulated at different regions of the modulator, one region per light signal. Digital optical phase conjugation approaches are considered to be faster than other wavefront shaping approaches, where (for example) a complete determination of the wave propagation behavior of the fiber is performed. In contrast, the presented approach is time-efficient since it only requires one calibration per light signal. The proposed method is potentially appropriate for spatial division multiplexing in communications engineering. Further application fields are endoscopic light delivery in biophotonics, especially in optogenetics, where single cells in biological tissue have to be selectively illuminated with high spatial and temporal resolution.

We demonstrate the transmission of multiple independent signals through a multimode fiber using wavefront shaping employing a single spatial light modulator. By modulating the wavefront for each signal individually, spatially separated foci are transmitted. Potential applications are multiplexed data transfer in communications engineering and endoscopic light delivery in biophotonics.

La transmisión de señales múltiples a través de una fibra óptica Uso de frente de onda Shaping

The transmission of multiple independent optical signals through a multimode fiber is accomplished using wavefront shaping in order to compensate for the ...

Trapping of Micro Particles in Nanoplasmonic Optical Lattice

The plasmonic optical tweezer has been developed to overcome the diffraction limits of the conventional far field optical tweezer. Plasmonic optical lattice consists of an array of nanostructures, which exhibit a variety of trapping and transport behaviors. We report the experimental procedures to trap micro-particles in a simple square nanoplasmonic optical lattice. We also describe the optical setup and the nanofabrication of a nanoplasmonic array. The optical potential is created by illuminating an array of gold nanodiscs with a Gaussian beam of 980 nm wavelength, and exciting plasmon resonance. The motion of particles is monitored by fluorescence imaging. A scheme to suppress photothermal convection is also described to increase usable optical power for optimal trapping. Suppression of convection is achieved by cooling the sample to a low temperature, and utilizing the near-zero thermal expansion coefficient of a water medium. Both single particle transport and multiple particle trapping are reported here.

We describe a procedure to optically trap micro-particles in nanoplasmonic optical lattice.

Captura de partículas Micro en enrejado óptico Nanoplasmonic

The plasmonic optical tweezer has been developed to overcome the diffraction limits of the conventional far field optical tweezer. Plasmonic optical ...

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) Assays

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause inflammation, fever, hypo- or hypertension, and, in extreme cases, can lead to tissue and organ damage that may become fatal. The amounts of endotoxin in pharmaceutical products, therefore, are strictly regulated. Among the methods available for endotoxin detection and quantification, the Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) assay is commonly used worldwide. While any pharmaceutical product can interfere with the LAL assay, nano-formulations represent a particular challenge due to their complexity. The purpose of this paper is to provide a practical guide to researchers inexperienced in estimating endotoxins in engineered nanomaterials and nanoparticle-formulated drugs. Herein, practical recommendations for performing three LAL formats including turbidity, chromogenic and gel-clot assays are discussed. These assays can be used to determine endotoxin contamination in nanotechnology-based drug products, vaccines, and adjuvants.

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate LAL Assays

Detection of endotoxins in engineered nanomaterials represents one of the grand challenges in the field of nanomedicine. Here, we present a case study that describes the framework composed of three different LAL formats to estimate potential endotoxin contamination in nanoparticles.

Detección de endotoxinas en las formulaciones Nano mediante ensayos de Limulus Amoebocyte Lysate (LAL)

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause ...

Silicon Nanowires and Optical Stimulation for Investigations of Intra- and Intercellular Electrical Coupling

Myofibroblasts can spontaneously internalize silicon nanowires (SiNWs), making them an attractive target for bioelectronic applications. These cell-silicon hybrids offer leadless optical modulation capabilities with minimal perturbation to normal cell behavior. The optical capabilities are obtained by the photothermal and photoelectric properties of SiNWs. These hybrids can be harvested using standard tissue culture techniques and then applied to different biological scenarios. We demonstrate here how these hybrids can be used to study the electrical coupling of cardiac cells and compare how myofibroblasts couple to one another or to cardiomyocytes. This process can be accomplished without special equipment beyond a fluorescent microscope with coupled laser line. Also shown is the use of a custom-built MATLAB routine that allows the quantification of calcium propagation within and between the different cells in the culture. Myofibroblasts are shown to have a slower electrical response than that of cardiomyocytes. Moreover, the myofibroblast intercellular propagation shows slightly slower, though comparable velocities to their intracellular velocities, suggesting passive propagation through gap junctions or nanotubes. This technique is highly adaptable and can be easily applied to other cellular arenas, for in vitro as well as in vivo or ex vivo investigations.

This protocol describes the use of silicon nanowires for intracellular optical bio-modulation of cell in a simple and easy to perform method. The technique is highly adaptable to diverse cell types and can be used for in vitro as well as in vivo applications.

Nanohilos de silicio y estimulación óptica para investigaciones de acoplamiento eléctrico intra e intercelular

Myofibroblasts can spontaneously internalize silicon nanowires (SiNWs), making them an attractive target for bioelectronic applications. These ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

Medición del potencial de acción óptica unicelular en cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas por humanos

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...