Los autores desarrollaron este enfoque utilizando nuestras observaciones del trabajo llevado a cabo por Walter Boynton y Pete Sampou y el trabajo cooperativo en la desnitrificación con Todd Kana en la Universidad de Maryland Centro de Ciencia Ambiental. Desarrollo de nuestros enfoques de desnitrificación no habría sido posible sin el apoyo del Programa Sea Grant de Maryland y la Fundación Nacional de Ciencia. Los datos representativos utilizados aquí fueron recogidos con fondos de Maryland Sea Grant (R / AQ-5c) y la escritura de los esfuerzos fueron apoyados por Maryland Sea Grant (R / SV-2), la Oficina de NOAA Chesapeake Bay (NA13NMF4570210), la Asociación para la Recuperación de la ostra , la Fundación Nacional de Ciencia (OCE1427019), Exelon Corporation, y el Servicio de Medio Ambiente de Maryland / Maryland Administración de los Puertos.

Nota: La colección de núcleos con interfaces de sedimentos de aguas inalteradas es esencial para hacer buenas mediciones experimentales de intercambio; núcleos altamente perturbadas es probable que el intercambio de solutos agua de los poros con agua suprayacente y han mejorado la captación de oxígeno a través de la oxidación de Fe (II) y compuestos de azufre reducido. En este trabajo, hacemos hincapié en los procedimientos de incubación de sedimentos de sedimentos con sólo una somera inclusión de técnicas de muestreo de sedimentos y de los análisis químicos de los solutos y gases. Antes de la toma de muestras, o sobre la base de los resultados iniciales, determinar el grado de replicación de las necesidades generales del proyecto, el diseño estadístico o cantidad esperada de la variabilidad espacial pequeña escala. núcleos duplicados son el mínimo utilizado por muchos estudios y triplicados son útiles para permitir un mejor análisis estadístico. 1. Recolección y Manejo de Sedimentos Nota: La colección de sedimentos para los experimentos de cambio se lleva a cabo por medio de 1) la inserción manual de núcleos USIng buzos o en aguas poco profundas o humedales, vadeando, 2) polo de extracción de muestras utilizando una pértiga de aluminio con una válvula de cierre manual para retener sedimentos, o 3) Caja de extracción de muestras. <ol><li> En cada sitio, registrar la ubicación del sitio a través de GPS, determinar la parte inferior de oxígeno del agua, la temperatura, la salinidad y el uso de una sonda de calidad de agua, y determinar la radiación fotosintéticamente activa (PAR) en la superficie y el fondo usando un sensor de PAR / metro. <ol><li> Bajar la calidad del agua sonde a ~ 1 m por encima del sedimento y registrar las características del agua de fondo (profundidad, temperatura, oxígeno disuelto, temperatura y salinidad / conductividad). </li><li> Bajar un sensor PAR con una sonda submarina a la interfase agua-sedimento usando un marco de descenso. Comparar PAR lecturas cerca de la superficie del sedimento a las lecturas PAR inmediatamente por debajo de la interfase aire-agua para estimar la atenuación de la luz en las condiciones de luz ambiental. </li><li> Desplegar un nucleador de caja sobre el lado de la embarcación / nave, bajándolo lentamente para minimizar las perturbacionesal penetrar el sedimento. Examina la caja de machos correspondiente a la alteración visible o resuspensión excesiva. <ol><li> Para un nucleador de caja, insertar tubos centrales en el sedimento, y el uso de tapones de caucho butílico para cubrir la parte superior del núcleo. Para los experimentos de flujo, mientras que el equilibrio ideal sedimento / agua dentro del núcleo es de 15 cm de agua y 15 cm de sedimento, en grueso o sedimentos altamente compactados recogida de menos profundidad de sedimentos es un resultado aceptable. Si las tasas de agotamiento del oxígeno son excesivos, cambiar el equilibrio hacia una mayor altura de la columna de agua. </li><li> Típicamente utilizar de 6,35 cm de diámetro núcleos internos para estudios de aguas profundas y de los sedimentos con microalgas bentónicas o grandes poblaciones de animales, utilizar 10 cm núcleos de identificación. El límite principal para el tamaño del núcleo es la capacidad de limitar la parte inferior del núcleo. </li><li> Tapar el fondo con una placa de fondo de acrílico que tiene una junta tórica incrustada. Repita este proceso hasta que se recogen suficientes repeticiones. Con el extractor de polos, en primer lugar la placa de fondo de acrílico en el núcleo de liner, retire el núcleo de la descorazonador, y añadir el tapón. </li></ol></li></ol></li><li> Coloque los núcleos en un enfriador de agua con aislamiento de altura que se inunda con agua a temperatura ambiente desde el sitio; esto ayuda a mantener las temperaturas in situ. Asegúrese de que el refrigerador permanece en posición vertical. Desechar núcleos que están perturbados durante el transporte. </li><li> Bombear el agua residual tomada cerca de la superficie del sedimento en 20 bombonas L para su uso en los experimentos. Utilice una bomba de diafragma con 10-20 L / min o capacidad de una bomba peristáltica de alta velocidad. <ol><li> En aguas poco profundas no estratificado, llenar la bombona de &quot;mojar&quot; en el agua. La filtración del agua de fondo utilizando un filtro de cartucho en línea de alta capacidad puede ser útil en sitios con altas tasas de captación de columna de agua de oxígeno o la fotosíntesis (a la luz), lo que minimiza la corrección de la columna de agua sólo núcleos de control. </li></ol></li><li> Transportar los núcleos lo más rápidamente posible a la instalación de incubación. En el caso del transporte prolongado, aerOBIC núcleos pueden llegar a ser burbujeo o circulación anóxica y artificial son necesarios. </li></ol> 2. Configuración inicial <ol><li> En las instalaciones de incubación, lugar núcleos en una bañera de incubación o bien en una sala de ambiente con temperatura controlada, o en un incubador de doble pared con control de temperatura a través de un circulador de calefacción / refrigeración. Ajuste la temperatura a la temperatura del agua de fondo medidos en 1.1.1. </li><li> Añadir agua del fondo de la incubadora, sumergiendo completamente los núcleos de sedimentos. También añadir agua a 5 L bombonas con grifos que serán utilizados para dispensar agua de repuesto. </li><li> Añadir un núcleo de sólo agua (sin sedimento) a la incubadora. El uso de espacios en blanco de columna de agua es importante en la mayoría de los entornos para compensar cualquier procesos de columna de agua que afectan a los gases y los solutos. Para la medición de la desnitrificación, estas piezas en bruto pueden reflejar no sólo los procesos de columna de agua, pero el intercambio de gases con las paredes de acrílico del núcleo. </li><li> núcleos de burbujas waire ITH durante un mínimo de 2 horas para asegurar el equilibrio térmico y completo oxigenación de agua situada por encima. Ellos pueden mantenerse durante la noche y cursos de tiempo iniciaron la mañana siguiente. Largos períodos de preincubación no han sido evaluadas para la eficacia. <ol><li> Para la aireación, utilizar una pequeña burbujeador de &quot;T&quot; que consiste en ½ &quot;tubo de PVC con un acoplador de tres vías; un&quot; tubo de 1/8 insertado a la parte inferior de los resultados T en el arrastre de agua hacia arriba durante el burbujeo y no solamente asegura la oxigenación, pero la circulación del agua en el núcleo con el agua en la bañera de incubación. </li></ol></li></ol> 3. Procedimientos de incubación de sedimentos de aguas <ol><li> Después de comprobar la temperatura para asegurarse de que coincide con las condiciones de campo, adjuntar trompos a las copas de los núcleos. En este punto, sellar el núcleo desde el tanque de agua. Deje la válvula de toma de muestras en el núcleo abierto durante este proceso. barrer manualmente las burbujas de aire suavemente desde el lado inferior de la peonza. </li><li> Elevados el agua de reemplazo bombona ~ 30-40 cm más alto que las copas de los núcleos de incubación y purga de los conductos hacia abajo para eliminar el aire de la línea. Mientras que aún fluye, fije las líneas a la parte superior del núcleo y cerrar las válvulas. </li><li> Girar en el plato giratorio de agitación central y ajustar la velocidad de rotación de modo que los núcleos giran ~ 40 veces por minuto, o a una velocidad que es suficiente para mezclar la columna de agua, pero no volver a suspender el sedimento. </li><li> Aproximadamente 5 minutos después de todos los núcleos están selladas, abra la válvula de agua de reposición y la válvula de la muestra, y luego coloque un trozo corto de tubo a la válvula de muestra usando un adaptador Luer. Coloque este tubo de muestreo en la parte inferior de un tubo de vidrio 7 ml, que se llena a rebosar. Antes de tapar el tubo, añadir 10 l de 30 g L -1 HgCl 2 como conservante. <ol><li> Almacenar estas muestras bajo el agua a temperaturas cercanas a la temperatura de incubación. Otros laboratorios han utilizado con éxito 12 ml &quot;exeteiners&quot; para sample de almacenamiento. </li></ol></li><li> Para el muestreo de soluto, adjuntar un tubo de la jeringa 20 ml a la válvula de muestra y abrir la válvula de agua de repuesto. El cuerpo de la jeringa llena hasta la total utilizando sólo la gravedad. Adjuntar un émbolo y un disco de filtro, y luego filtrar las muestras en viales. Estas muestras para análisis de nutrientes se congelan a -20 ° C hasta su análisis. Nota: El curso del tiempo de toma de muestras en la oscuridad implica típicamente 4 periodos de muestreo con los intervalos entre muestreo que van desde 0,5 a&gt; 2 hr, dependiendo de la tasa de consumo de oxígeno. Con bajas tasas de consumo de oxígeno, los intervalos de tiempo son largos; en los sedimentos con altas tasas de respiración, los intervalos deben ser breves. Excesivamente grandes volúmenes de muestra tomadas en cada punto de muestra puede resultar en un muestreo demasiado grande una proporción de todo el volumen de la muestra; en nuestro trabajo estos volúmenes de muestra dan lugar a una corrección insignificante. Si es necesario un mayor volumen de la muestra, núcleos de mayor diámetro o una mayor altura de columna de aguapuede ser necesario. </li><li> No continúe con un curso de tiempo de muestreo por debajo de un umbral de agotamiento del oxígeno del 50%, con agotamiento de oxígeno del 25% por lo general proporcionan suficiente señal en las concentraciones de nutrientes. A continuación, utilice optodes calibrados para el análisis directo de las concentraciones de oxígeno y la saturación de oxígeno. <ol><li> Si los sedimentos son de ambientes de poca profundidad, sistema de iluminación, en la 4ª toma de muestras, encender las luces y tomar 3 muestras posteriores. Tenga en cuenta que en los sedimentos altamente fotosintéticos, la sobresaturación de O 2 y la formación de burbujas limita la medición de los flujos de gases en algunos casos. El monitoreo continuo de oxígeno es una alternativa cada vez más viable y valiosa, con la tecnología de medición de fibra óptica que tiene relativamente pequeñas sondas que son altamente confiable y precisa. </li></ol></li><li> Al término de las incubaciones de sedimentos, ya sea medir la altura de la columna de agua o un sifón en la columna de agua a un cilindro graduado para determ directamenteINE el volumen de agua, y tomar fotos de cada núcleo. </li></ol> Análisis 4. Muestra <ol><li> Muestras de bombeo para el análisis de N2, O2 y Ar en una membrana de entrada espectrómetro de masas, y determinar las proporciones de N 2: Ar y O2: Ar a &lt;0,03% de precisión 12,23. <ol><li> Pareja de un espectrómetro de masas de cuadrupolo a una entrada de la membrana. Empuje la muestra en el tubo de membrana usando una bomba peristáltica. Recoger los residuos de la muestra en un bidón de plástico y el tratamiento como residuos químicos debido a la conservación de Hg. Calibrar con agua desionizada equilibrada con aire a la temperatura de incubación. </li></ol></li><li> Realizar análisis de nutrientes en forma manual ≤ 5 ml de muestras o en volúmenes más pequeños usando analizadores automatizados. Tras la descongelación de la muestra, inicio analiza inmediatamente. La elección del procedimiento de análisis de nutrientes debe ceder una precisión suficiente para observar los cambios en la concentración de nutrientes durante la incubación. detección típicalímites son &lt;tendencias 0,05 mol L -1 y transcurso del tiempo pueden ser difíciles de observar en ambas concentraciones extremadamente bajas y muy altas de nutrientes. <ol><li> Para los análisis colorimétricos de fósforo reactivo soluble, utilizar la técnica de fosfomolibdato ácido ascórbico. Para los análisis de amonio, utilizar un desarrollo de color durante la noche utilizando un reactivo de hipoclorito de fenol 24. Automatizado de análisis colorimétricos, ya sea utilizando el flujo segmentado o un analizador discreto, son una gran alternativa y utilizar un volumen de muestra menor. </li><li> Para los análisis de nitrato más nitrito, utilizar el desarrollo de color durante la noche utilizando cloruro de vanadio como un reductor 25, o utilizar un analizador automático </li><li> Comparación de absorbancias determinaron en un espectrofotómetro UV / VIS a las curvas de calibración y determinar las concentraciones de una regresión de las concentraciones de normalización y absorbancias. </li></ol></li></ol> 5. Cálculo de intercambio agua-sedimento tarifas <ol><li> Una regresión de las concentraciones de gas o de nutrientes en función del tiempo de forma independiente para ambas incubaciones oscuridad como de iluminación, con la pendiente expresada en mol L -1 -1 hr. Corregir las laderas de los núcleos de incubación para la pendiente de los núcleos de la columna de sólo agua. Sólo utilice regresiones significativas (P &lt;0,05) para los cálculos; identificar los datos no significativos en las hojas de cálculo de datos finales. </li><li> Calcular las tasas de cambio de agua y sedimento de la pendiente del cambio de las concentraciones de constituyentes químicos en el agua suprayacente: <img alt="Ecuación 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098equation1.jpg" /> Donde F es el flujo (mol m -2 -1 hr),? C / Dt es la pendiente del cambio de concentración en el agua suprayacente (mol L -1 hr -1), V es el volumen del agua suprayacente (L) y A es el área del núcleo se incubaron (m -2) .Para estimar el flujo diario, multiplicar la tasa iluminada por las horas de luzy añadir a la tasa oscuro multiplicado por las horas de oscuridad. </li></ol> 6. Presentación de informes <ol><li> Al informar sobre los resultados de las mediciones de cambio de sedimento-agua, proporcionar información suficiente para que otros científicos a entender el ambiente que ha sido muestreada. La información esencial incluye: 1) la ubicación del sitio y de la profundidad del agua, 2) las características físicas, tales como el campo y la temperatura de incubación, y el PAR, 3) las características del agua de fondo, como el oxígeno, la concentración de nutrientes y salinidad, y 4) las características del sedimento, como el tamaño de grano, las concentraciones de materia orgánica, y la presencia de animales bentónicos. </li></ol>

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Distribution, abundance and primary production.</a> Estuaries. 19, 186-201 (1996).</li><li>Aller, R. C., Mackin, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open-incubation,+diffusion+methods+for+measuring+solute+reaction+rates+in+sediments.">Open-incubation, diffusion methods for measuring solute reaction rates in sediments.</a> J. Mar. Res. 47, 411-440 (1989).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La técnica descrita aquí se ha aplicado a numerosos tipos de sistemas acuáticos, tanto superficiales y profundas, y hemos encontrado que funciona bien en la mayoría de las circunstancias. Este enfoque fue adaptado de los enfoques utilizados por los colegas y presentados en la literatura; que está optimizado para la medición de desnitrificación a través de membrana de espectrometría de masas de entrada. Uno de los puntos fuertes de este método es la capacidad de manejar un gran número de núcleos de forma simultánea. Replicación de cada sitio con duplicado o triplicado núcleos aumenta la confianza en las mediciones, aunque un enfoque alternativo es el de maximizar los sitios con menos de replicación, bajo estas circunstancias, el valor medio para un segmento del medio ambiente puede ser más representativo de la variabilidad en la naturaleza. Para dilucidar las diferencias estacionales, una serie de tiempo de medición en un menor número de sitios puede ser una estrategia útil. En este protocolo, hay varios pasos críticos. De suma importancia para hacer smediciones Uccessful es la colección de núcleos con una interfaz agua-sedimento intactos. Aunque el rechazo de los núcleos que no cumplan este criterio en el campo puede ser agotador, núcleos pobres conducirán a una mala exactitud y precisión. Mantener núcleos aeróbicas airea y cerca de la temperatura colección original reducirá al mínimo los artefactos y mantener las poblaciones microbianas y metazoos sanas, intactas. Por último, para O 2 y N 2 muestras, la adición de conservante cloruro de mercurio es crítica. Hemos observado que la preservación inadecuada de las muestras de gas, incluyendo el calentamiento excesivo y el enfriamiento de los viales, puede poner en peligro estas mediciones de flujo. Otros laboratorios han empleado con éxito 7.0 M ZnCl2 como conservante menos tóxico que tiene menores costes de eliminación de residuos; para un 7 ml de muestra de una adición de 30 l es la adecuada. El análisis preciso y exacto de la relación de N 2 y Ar es clave para la determinación de la N 2 </sub&gt; fundentes. Observada N 2: Ar proporciones cambian en función de la concentración de oxígeno que lleva a algunos investigadores a abogar por la eliminación de oxígeno antes del análisis, en general, el uso de cobre calentada 28. La instrumentación utilizada en nuestro laboratorio se utilizó para determinar el efecto del oxígeno en N 2: Ar relaciones 23 y se encontró que el efecto sea muy pequeño, &lt;0,03% para el agotamiento del oxígeno modesto. Las diferencias en el enfoque para evaluar el oxígeno &quot;efecto&quot; parecen conducir a conclusiones diferentes por diferentes investigadores 23,28,29. Una gran efecto del oxígeno en N 2: relaciones Ar erróneamente conducirían a altas tasas de flujo de salida de N 2 N; en nuestra experiencia, tenemos muchas observaciones de N 2 insignificante -N flujo de salida a alta tasa de agotamiento de oxígeno. En los laboratorios en los que el efecto del oxígeno en N 2: relaciones de Ar aparecen grande, una alternativa útil es la medición independiente de las concentraciones de oxígeno usando electrodos o optodes y oxígenola eliminación a partir del análisis de espectrometría de masas utilizando Cu climatizada en línea. Solución de problemas de esta técnica es posible sólo después de un examen de los datos de flujo de sedimentos. Los factores clave a considerar cuando se regresiones son pobres si están agitación fue continua, se tomaron muestras y se conservan correctamente, y si el tiempo cursos eran demasiado corto para permitir la estimación de las tasas bajas. La longitud de experimentos generalmente se establece mediante el curso temporal de oxígeno, con bajas tasas de metabolismo que requiere incubaciones más largas para aumentar la relación señal a ruido incorporado en las regresiones del curso de tiempo. Las altas tasas de producción de oxígeno que producen O 2 burbujas hacen que los flujos de gases difícil, pero los flujos de soluto no pueden ser afectados. Es necesario comprender las limitaciones de este enfoque. Los pequeños núcleos cubren el 0,3% de un metro cuadrado y los núcleos más grandes cubren el 0,6%. En sitios con una heterogeneidad significativa en la escala del medidor, las distribuciones heterogéneas de animELA o plantas pueden sugerir que uno o dos núcleos pueden no ser una representación suficiente. También hay algunos entornos que presentan dificultades de medición. Para la medición de la desnitrificación, la presencia de metano o de oxígeno burbujas puede invalidar la técnica, con N 2: relaciones de Ar influenciados por la incorporación diferencial de los gases en las burbujas. En sedimentos colonizados por microalgas bentónicas, la formación de los resultados de burbujas de oxígeno en un decapado preferencial de N 2 con respecto a Ar, y la disminución de la N 2: relación de Ar. En general, no podemos medir la desnitrificación en el punto donde se forman burbujas. ambientes anaeróbicos plantean diferentes desafíos, y la aireación de núcleos cambia la dinámica redox en la interfase agua-sedimento. Sellamos hasta núcleos con las tapas de agitación inmediatamente después de la recolección y comenzamos los flujos sin tener que reemplazar la columna de agua por completo 30. Nuestros experimentos con sedimentos iluminados típicamente han saturación o casi saturacing niveles de iluminación 31, y por lo tanto maximizar el efecto de microalgas bentónicas. mediciones de cambio de sedimentos de agua son una medida del flujo neto de materiales a través de la interfaz agua-sedimento. Sin embargo, estas mediciones solo a menudo no pueden identificar los mecanismos que controlan estos intercambios interfaciales. Si la pregunta de investigación implica la comprensión de los mecanismos, otra información sobre la reactividad de la materia orgánica, la terminal de zonificación receptor de electrones, bioirrigation y bioturbación y organismos fotosintéticos que sean necesarias. Modelado esfuerzos 7 pueden requerir la determinación de la composición química del agua de los poros, las mediciones directas de la reactividad de la materia orgánica de 32 años, el número de poblaciones de animales, los sedimentos bio-irrigación, la acumulación de sedimentos, o manipulaciones experimentales de redox o que recubre la química del agua 13. En nuestros estudios, el intercambio de datos buena sedimento-agua es un componente clave de la comprensión de la química de los sedimentos acuáticos,y en conjunción con otras mediciones, se identifica el papel de los procesos de reciclaje de sedimentos en los ciclos biogeoquímicos acuáticos. Con el cuidado con respecto a la manipulación de sedimentos, control de temperatura, y la mezcla de columna de agua, las incubaciones núcleo son un enfoque útil para la estimación de la intercambio de solutos y gases en la interfase agua-sedimento. Sin embargo, las técnicas utilizadas aquí pueden necesitar modificaciones para algunos ambientes y para la logística difíciles, como los períodos de tiempo prolongados antes de la incubación. Hasta el momento, hemos aplicado con éxito este enfoque, a las desembocaduras de incubación,, humedal, lago, embalse, río y laguna de retención ambientes costeros con modificaciones mínimas.

Los sedimentos son componentes críticos biogeoquímicos de los ecosistemas acuáticos y, a menudo son importantes sumideros de nutrientes y contaminantes. Estudios pioneros de nutrientes, el gas y la biogeoquímica de metales de transición en los sedimentos lacustres revelan el intercambio de sedimentos de solutos y gases con agua suprayacente que había diferentes condiciones redox 1,2. Para los elementos de nutrientes, los sedimentos pueden ser una fuente de fósforo y nitrógeno fijado después de la remineralización de la materia orgánica, y un sumidero de oxígeno en ambientes no fotosintéticos 3,4. La fotosíntesis de los macrófitos sumergidos, macroalgas y microalgas bentónicas puede tener una profunda influencia sobre el intercambio de sustancias disueltas a través de la interfase agua-sedimento 5,6. Las mediciones del intercambio de solutos y gases a través de la interfase agua-sedimento se llevan a cabo tanto para la ciencia básica y ciencia aplicada propósitos, incluyendo la calibración de la ingeniería y científica water modelos de calidad 7,8. El objetivo de estos métodos, en la mayor medida posible, es proporcionar los tipos de cambio de sedimentos de agua fiable y precisa. Una amplia variedad de enfoques se han utilizado para evaluar intercambio químico en la interfase agua-sedimento. La acumulación de agua de fondo de los gases y solutos en sistemas estratificados puede ser útil 9, pero no es válido para el intercambio de sedimento-agua por encima de la termoclina o pycnoclines. correlación Eddy requiere mediciones de alta frecuencia de los gases, generalmente oxígeno, en combinación con la medición de alta frecuencia de las velocidades verticales de agua; esta técnica tiene una enorme promesa, pero actualmente no pueden proporcionar datos para estudios de intercambio de nutrientes. En cúpulas situ o cámaras son un método muy preferida, con la ventaja de cubrir una mayor superficie de los sedimentos y el mantenimiento de las temperaturas in situ, las presiones de aguas profundas y los niveles de luz 10. En la práctica, se trata de medidas muy costosas que requieren tiempo extensoen los buques de investigación más grandes; la mayoría de las aplicaciones son las zonas costeras o en los sedimentos oceánicos profundos. Utilizando técnicas de incubación núcleo flujo a través de las cámaras que alcanzan el estado estacionario son excelentes para mantener la química del agua suprayacente relativamente constante, incluyendo oxígeno, durante las incubaciones 11. Debido a que la tasa se determina en estado estacionario por las diferencias de concentración entre entrante y el agua que fluye hacia fuera, y por los tipos de cambio de agua, estas incubaciones pueden tomar una cantidad considerable de tiempo. El enfoque básico de incubación del curso del tiempo utilizado por nuestro laboratorio fue adaptado de enfoques utilizados por un número de diferentes laboratorios en América del Norte y Europa, y hay una cantidad considerable de la literatura sobre la base de este enfoque general. Se adaptó este método para la medición de los flujos de N 2 N 12, a menudo referida como la desnitrificación, y hemos aplicado a entornos fotosintéticos y sedimentos no fotosintética, incluyendo estuaries 13, lagos, embalses y humedales 14. A través de estos estudios hemos encontrado muchos entornos en los que nuestro enfoque general funciona bien, y algunos en los que no ocurre. La medición de la desnitrificación se ha realizado en muchos entornos terrestres y acuáticos diferentes porque este proceso representa una pérdida clave de nitrógeno a los ecosistemas. Numerosos enfoques se han utilizado para realizar mediciones de desnitrificación, algunos directa y algunos indirecta 15. Mediciones de flujo N 2 directos son muy difícil debido a la alta contenido atmosférico N 2, y altas concentraciones posteriores disueltos en agua 16. Dos enfoques han surgido como tener la mejor representación de las tasas relativas al medio ambiente: el emparejamiento de isótopos usando N isótopos 17 y la N proporción de 2: Ar utilizado en nuestro laboratorio. El método de isótopos de emparejamiento se ha utilizado con éxito en muchos entornos y tiene una sensibilidad muy alta a tasas bajas. Empleamos el N2: Enfoque Ar relación debido a su simplicidad, y porque es lo suficientemente sensible en los entornos afectados a menudo estudio. En este trabajo se describe el enfoque técnico que hemos utilizado durante las últimas dos décadas para hacer la medición del cambio de agua-sedimento de gases y solutos. Cualquier medida de intercambio de agua-sedimento deben tener en cuenta las condiciones de campo y una serie de parámetros experimentales. Estos factores incluyen la temperatura, condiciones de luz / oscuridad de 18, el flujo de la mezcla / física en la interfase agua-sedimento 19, 20 concentraciones de oxígeno disuelto, y otros factores que son elementos clave de la toma de buenas mediciones. Por ejemplo, si los núcleos son recogidos de las zonas que reciben la suficiente iluminación para el crecimiento de microalgas bentónicas, es necesario diseñar experimentos que incluyen tanto condiciones de luz y oscuridad de 21. Del mismo modo, la adición de agua oxigenada al suprayacente anóxica núcleosno replica las condiciones del campo. Recinto experimental de cualquier parte de los ecosistemas acuáticos pueden dar lugar a artefactos inevitables 22; es fundamental que los enfoques utilizados en un programa de medición de intercambio agua-sedimento 1) reconocen los factores que controlan el intercambio de agua-sedimento en cada ecosistema y 2) reducir al mínimo los artefactos derivados de la manipulación experimental.

<table><tbody><tr><td>Multiparameter sonde - temperature, oxygen, salinity</td><td>YSI</td><td>&quot;</td><td>Any high quality equipment will suffice</td></tr><tr><td>PAR Measurement</td><td>Li-Cor</td><td>6050000</td><td></td></tr><tr><td>Pole corer</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Box corer</td><td>DK-Denmark</td><td>HAPS Corer</td><td>We also use light box coring equipment</td></tr><tr><td>Small core tubes with O-ring fitted bottom, 3&#039; OD, 2.5&#039; ID.</td><td>various plastics companies</td><td></td><td>Clear acrylic</td></tr><tr><td>Medium core tubes with O-ring, 4.5&quot; OD, 4&quot; ID</td><td>various plastics companies</td><td></td><td>Clear acrylic</td></tr><tr><td>Butyl stopper size 13.5</td><td>generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stirring turntable</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Incubation tub</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Replacement water carboy</td><td>Nalgene</td><td>2320-0050</td><td></td></tr><tr><td>7 ml glass stoppered tube</td><td>Chemglass</td><td>not on inventory</td><td>&quot;Exetainers&quot; used by other labs</td></tr><tr><td>20 ml plastic syringe</td><td>generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe filters</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>ACF00004-CP</td><td></td></tr><tr><td>Compact Fluorescent Lights</td><td>Apollo Horticulture</td><td>CFL 8U 250W</td><td></td></tr></tbody></table>

the benthic exchange of o2, n2 and dissolved nutrients using small core incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

Los resultados de las mediciones de flujo de sedimentos cerca de una instalación de acuicultura en el río Choptank (Chesapeake Bay, MD) se muestran en la Figura 1 y la interpretación de estos resultados en el contexto del ecosistema se presentan en otro lugar 26. Las incubaciones se llevaron a cabo durante 7 horas, con incubaciones oscuro seguido de datos incubaciones iluminados. Los datos de los dos núcleos se muestran, así como la columna de agua solamente a controlar. La rápida disminución de oxígeno en la oscuridad fue atenuada en cierta medida por la iluminación; la tasa de fotosíntesis de la producción de microalgas no fue tan alta como la respiración, con el principal efecto de la iluminación de ser una disminución de la tasa de cambio de oxígeno. El núcleo de control experimentó una pequeña disminución en la concentración de oxígeno en la oscuridad y pequeños aumentos en la luz. Las concentraciones de N 2 se determinaron por el N 2: relación de Ar y lavalores de la literatura saturación calculados Ar para la temperatura y la salinidad observada 27. En una precisión típica de 0,02% para el N 2: relación de Ar, estos datos son precisos a ~ 0,1 mol L -1 N 2. Los núcleos de sedimentos y los núcleos en blanco la columna de agua tuvieron aumentos en N2 a través del tiempo, con tasas mucho más altas de aumento de los núcleos. Bajo iluminación, pistas fueron generalmente similares a la tasa oscura de N2 cambio. Flujos de disuelto NH 4 + eran bastante alto en este sitio, con aumento oscuro de&gt; 20 mol L -1 para un núcleo. Iluminadas NH 4 + flujos eran mucho más bajos. Ambos núcleos y en blanco la columna de agua habían disminución de NOx - concentración con el tiempo, la nivelación durante la iluminación. Para todos los flujos, los datos de concentración y los datos sobre el volumen del núcleo y otros parámetros relevantes se muestran en la <st<html> rong&gt; Tablas 1 y 2. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098fig1.jpg" /> Figura 1. Tiempo de datos de cursos de un sitio de aguas poco profundas en el río Choptank que estaba cubierto con flotadores que contienen ostras cultivadas. Los datos proceden de núcleos repetidas (A y B) y los datos de una columna en blanco de agua se muestran. Las concentraciones de oxígeno N 2, NH 4 + y NO x - (la suma de NO 3 - y NO 2 - se presentan tanto para la parte oscura de la incubación (área sombreada) y para la parte iluminada de la incubación, el cuarto tiempo. punto de la incubación oscura es también el primer punto de la serie temporal iluminada tiempo; las luces se encendieron en el momento de la toma de muestras las líneas son regresiones lineales y las pendientes se presentan en la Tabla 1..98 / 54098fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> Oxígeno - Dark </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 235.1 </td><td> 221,7 </td><td> 235.2 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 204.3 </td><td> 170,6 </td><td> 235.3 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 162,7 </td><td> 138,9 </td><td> 232 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77.9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,943 </td><td> 0,999 </td><td> 0,836 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -23.5 </td><td> -35.9 </td><td> -3,4 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -20.1 </td><td> -32.5 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -3095 </td><td> -4875 </td><td></td></tr><tr><td> Oxígeno - Luz </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77.9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 133,5 </td><td> 68.8 </td><td> 224.3 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 122,8 </td><td> 40.3 </td><td> 221,6 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 116 </td><td> 49.2 </td><td> 230,5 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,981 </td><td> 0,999 </td><td> 0,994 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -10.1 </td><td> -9.8 </td><td> 2.9 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -13 </td><td> -12.7 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -2.000 </td><td> -1905 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Dark </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 466.46 </td><td> 466,40 </td><td> 466,62 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 466,74 </td><td> 467,49 </td><td> 466,11 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 467,55 </td><td> 468,18 </td><td> 466,74 </td></tr><tr><td&gt; </td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,963 </td><td> 0.98 </td><td> 0,854 </td></tr><tr><td> Pendiente N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,471 </td><td> 0,645 </td><td> 0.12 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida N2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,351 </td><td> 0,525 </td><td></td></tr><tr><td> La dosis de N 2 -N (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 108.1 </td><td> 157,5 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Luz </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 468,84 </td><td> 469,21 </td><td> 467,26 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 469,39 </td><td> 469,71 </td><td> 467,47 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 469,62 </td><td> 470,04 </td><td> 467,41 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0.96 </td><td> 0,987 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Pendiente N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,481 </td><td> 0,378 </td><td> 0,096 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida N2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,386 </td><td> 0,282 </td><td></td></tr><tr><td> La dosis de N 2 -N (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 118,9 </td><td> 84.6 </td><td></td></tr><tr><td> Núcleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Volumen del núcleo (L) </td><td></td><td> 0.4874 </td><td> 0.4747 </td><td></td></tr></tbody></table> . Tabla 1. Datos del campo Tiempo de O 2 y N 2 de los sedimentos por debajo de los flotadores de ostras de la acuicultura en el río Choptank, un subestuary de la Bahía de Chesapeake Las concentraciones de gas se derivan de O 2: Ar y N2: Ar proporciones determinadas por la entrada de membrana espectrometría de masas. Los valores de tiempo de 2 curso de regresión R son significativas para valores&gt; 0.9025 (P &lt;0,05). Las pendientes son determinados por regresión lineal y las pendientes corregidas se determinan restando la velocidad de cambio de la columna de agua solamente en blanco. tasas positivas son flujos netos fuera de los sedimentos, las tasas negativas indican flujo en el sedimento. Los datos de flujo N 2 se expresan como N 2 -N, haciendo compaRison en NH 4 + y NO x - flujos más fácil. Este sitio tenía sedimentos que consiste principalmente de limo y arcilla con las condiciones de la columna de agua totalmente aeróbicas. El área de los núcleos fue 31,65 cm -2 y las profundidades de columna de agua fueron de 15,4 cm de núcleo A y 15,0 para el núcleo B. Todas las concentraciones de N2 y O2 son mol L -1. La tasa final de N2 flujo se expresa en N 2 -N. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> NH4 + - Dark </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 10.84 </td><td> 14.09 </td><td> 6.91 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 16.19 </td><td> 20.26 </td><td> 5.83 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 17.07 </td><td> 24.93 </td><td> 5.42 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td><td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,968 </td><td> 0,993 </td><td> 0,853 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 2.88 </td><td> 5.36 </td><td> -0.53 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 3.41 </td><td> 5.89 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 525 </td><td> 884 </td><td></td></tr><tr><td> NH4 + - Luz </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td&gt; <td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 24.05 </td><td> 36.45 </td><td> 4.13 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 25.00 </td><td> 37.60 </td><td> 3.79 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 26.96 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,978 </td><td> 1 </td><td> 0,966 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1.37 </td><td> 1.13 </td><td> -0.55 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1.92 </td><td> 1.68 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 296 </td><td> 252 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Dark </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 4.12 </td><td> 4.01 </td><td> 4.53 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 3.82 </td><td> 3.58 </td><td> 4.43 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 3.70 </td><td> 3.25 </td><td> 4.28 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,976 </td><td> 0,992 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,229 </td><td> -0,345 </td><td> -0,089 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0.14 </td><td> -0,256 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -21.6 </td><td> -38.4 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Luz </td><td> Tiempo (h) </td><td> Core A </td><td> núcleo B </td><td> Controlar </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 3.06 </td><td> 2.59 </td><td> 4.06 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 3.18 </td><td> 2.41 </td><td> 4.02 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 2.95 </td><td> 2.35 </td><td> 4.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,934 </td><td> 0,909 </td><td> 0,9 </td></tr><tr><td> Pendiente (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Pendiente corregida (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td></td></tr><tr><td> Tasa (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -12 </td><td> -15.5 </td><td></td></tr><tr><td> Núcleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr><tr><td> Volumen del núcleo (L) </td><td></td><td> 0.4874 </td><td> 0.4747 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabla 2. Datos de evolución en el tiempo de NH 4 + y NO x - a partir de los mismos núcleos de sedimentos utilizados para la Tabla 1. El tiempo del curso de regresión R 2 valores son significativos para valores&gt; 0.9025 (P &lt;0,05). Las pendientes son determinados por regresión lineal y las pendientes corregidas se determinan restando la velocidad de cambio de la columna de agua solamente en blanco. tasas positivas son flujos netosde los sedimentos, las tasas negativas indican flujo en el sedimento. Todas las concentraciones de NH 4 + y NO 2 - son mol L -1.

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The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

El intercambio de O bentónica<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; y nutrientes disueltos usando pequeños incubaciones Core

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

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Research

JoVE Journal

Environment

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

9.5K vistas.  University of Maryland Center for Environmental Science. Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems. 

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Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) loading from lake sediments can account for a substantial portion of the total P load in eutrophic, and some mesotrophic, lakes. Laboratory determination of P release rates from sediment cores is one approach for determining the role of internal P loading and guiding management decisions. Two principal alternatives to experimental determination of sediment P release exist for estimating internal load: in situ measurements of changes in hypolimnetic P over time and P mass balance. The experimental approach using laboratory-based sediment incubations to quantify internal P load is a direct method, making it a valuable tool for lake management and restoration.
Laboratory incubations of sediment cores can help determine the relative importance of internal vs. external P loads, as well as be used to answer a variety of lake management and research questions. We illustrate the use of sediment core incubations to assess the effectiveness of an aluminum sulfate (alum) treatment for reducing sediment P release. Other research questions that can be investigated using this approach include the effects of sediment resuspension and bioturbation on P release.
The approach also has limitations. Assumptions must be made with respect to: extrapolating results from sediment cores to the entire lake; deciding over what time periods to measure nutrient release; and addressing possible core tube artifacts. A comprehensive dissolved oxygen monitoring strategy to assess temporal and spatial redox status in the lake provides greater confidence in annual P loads estimated from sediment core incubations.

Lake eutrophication is a water quality issue worldwide, making the need to identify and control nutrient sources critical. Laboratory determination of phosphorus release rates from sediment cores is a valuable approach for determining the role of internal phosphorus loading and guiding management decisions.

Laboratorio-determinado Fósforo Flujo de sedimentos lacustres como medida de fósforo Interna Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) ...

Investigación

Medio ambiente

Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is built and can be transported to a temporary work space close to field sampling site(s) to facilitate rapid analysis. Cores are extruded into a portable glove bag, where they are sectioned and each 1-3 cm thick section (depending on core diameter) is sealed into 50 ml centrifuge tubes. Pore waters are separated with centrifugation outside of the glove bag and then returned to the glove bag for separation from the sediment. These extracted pore water samples can be analyzed immediately. Immediate analyses of redox sensitive species, such as sulfide, iron speciation, and arsenic speciation indicate that oxidation of pore waters is minimal; some samples show approximately 100% of the reduced species, e.g. 100% Fe(II) with no detectable Fe(III). Both sediment and pore water samples can be preserved to maintain chemical species for further analysis upon return to the laboratory.

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Sedimentos Core y Secciones Extracción de Pore aguas bajo condiciones anóxicas

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

Laboratory Simulation of an Iron(II)-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria

A conventional concept for the deposition of some Precambrian Banded Iron Formations (BIF) proceeds on the assumption that ferrous iron [Fe(II)] upwelling from hydrothermal sources in the Precambrian ocean was oxidized by molecular oxygen [O2] produced by cyanobacteria. The oldest BIFs, deposited prior to the Great Oxidation Event (GOE) at about 2.4 billion years (Gy) ago, could have formed by direct oxidation of Fe(II) by anoxygenic photoferrotrophs under anoxic conditions. As a method for testing the geochemical and mineralogical patterns that develop under different biological scenarios, we designed a 40 cm long vertical flow-through column to simulate an anoxic Fe(II)-rich marine upwelling system representative of an ancient ocean on a lab scale. The cylinder was packed with a porous glass bead matrix to stabilize the geochemical gradients, and liquid samples for iron quantification could be taken throughout the water column. Dissolved oxygen was detected non-invasively via optodes from the outside. Results from biotic experiments that involved upwelling fluxes of Fe(II) from the bottom, a distinct light gradient from top, and cyanobacteria present in the water column, show clear evidence for the formation of Fe(III) mineral precipitates and development of a chemocline between Fe(II) and O2. This column allows us to test hypotheses for the formation of the BIFs by culturing cyanobacteria (and in the future photoferrotrophs) under simulated marine Precambrian conditions. Furthermore we hypothesize that our column concept allows for the simulation of various chemical and physical environments &#8212; including shallow marine or lacustrine sediments.

Laboratory Simulation of an IronII-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria

We simulated a Precambrian ferruginous marine upwelling system in a lab-scale vertical flow-through column. The goal was to understand how geochemical profiles of O2 and Fe(II) evolve as cyanobacteria produce O2. The results show the establishment of a chemocline due to Fe(II) oxidation by photosynthetically produced O2.

Simulación de un laboratorio de hierro (II) ricos sistema de afloramiento Precámbrico marina para explorar el crecimiento de bacterias fotosintéticas

A conventional concept for the deposition of some Precambrian Banded Iron Formations (BIF) proceeds on the assumption that ferrous iron [Fe(II)] upwelling ...

Sediment Core Extrusion Method at Millimeter Resolution Using a Calibrated, Threaded-rod

Aquatic sediment core subsampling is commonly performed at cm or half-cm resolution. Depending on the sedimentation rate and depositional environment, this resolution provides records at the annual to decadal scale, at best. An extrusion method, using a calibrated, threaded-rod is presented here, which allows for millimeter-scale subsampling of aquatic sediment cores of varying diameters. Millimeter scale subsampling allows for sub-annual to monthly analysis of the sedimentary record, an order of magnitude higher than typical sampling schemes. The extruder consists of a 2 m aluminum frame and base, two core tube clamps, a threaded-rod, and a 1 m piston. The sediment core is placed above the piston and clamped to the frame. An acrylic sampling collar is affixed to the upper 5 cm of the core tube and provides a platform from which to extract sub-samples. The piston is rotated around the threaded-rod at calibrated intervals and gently pushes the sediment out the top of the core tube. The sediment is then isolated into the sampling collar and placed into an appropriate sampling vessel (e.g., jar or bag). This method also preserves the unconsolidated samples (i.e., high pore water content) at the surface, providing a consistent sampling volume. This mm scale extrusion method was applied to cores collected in the northern Gulf of Mexico following the Deepwater Horizon submarine oil release. Evidence suggests that it is necessary to sample at the mm scale to fully characterize events that occur on the monthly time-scale for continental slope sediments.

An extrusion method using a calibrated threaded-rod is presented, which allows for mm scale subsampling of aquatic sediment cores. Millimeter-scale sampling is necessary to fully characterize recent event stratigraphy in sediment records.

Método de extrusión de sedimentos Core con una resolución milimétrica Utilizando una varilla roscada-calibrado

Aquatic sediment core subsampling is commonly performed at cm or half-cm resolution. Depending on the sedimentation rate and depositional environment, ...

Química

Estimating Sediment Denitrification Rates Using Cores and N2O Microsensors

Denitrification is the primary biogeochemical process removing reactive nitrogen from the biosphere. The quantitative evaluation of this process has become particularly relevant for assessing the anthropogenic-altered global nitrogen cycle and the emission of greenhouse gases (i.e., N2O). Several methods are available for measuring denitrification, but none of them are completely satisfactory. Problems with existing methods include their insufficient sensitivity, and the need to modify the substrate levels or alter the physical configuration of the process using disturbed samples.This work describes a method for estimating sediment denitrification rates that combines coring, acetylene inhibition, and microsensor measurements of the accumulated N2O. The main advantages of this method are a low disturbance of the sediment structure and the collection of a continuous record of N2O accumulation; these enable estimates of reliable denitrification rates with minimum values up to 0.4-1 &#181;mol N2O m-2 h-1. The ability to manipulate key factors is an additional advantage for obtaining experimental insights. The protocol describes procedures for collecting the cores, calibrating the sensors, performing the acetylene inhibition, measuring the N2O accumulation, and calculating the denitrification rate. The method is appropriate for estimating denitrification rates in any aquatic system with retrievable sediment cores. If the N2O concentration is above the detection limit of the sensor, the acetylene inhibition step can be omitted to estimate the N2O emission instead of denitrification. We show how to estimate both actual and potential denitrification rates by increasing nitrate availability as well as the temperature dependence of the process. We illustrate the procedure using mountain lake sediments and discuss the advantages and weaknesses of the technique compared to other methods. This method can be modified for particular purposes; for instance, it can be combined with 15N tracers to assess nitrification and denitrification or field in situ measurements of denitrification rates.

Estimating Sediment Denitrification Rates Using Cores and N2O Microsensors

This method estimates sediment denitrification rates in sediment cores using the acetylene inhibition technique and microsensor measurements of the accumulated N2O. The protocol describes procedures for collecting the cores, calibrating the sensors, performing the acetylene inhibition, measuring the N2O accumulation, and calculating the denitrification rate.

Estimación de las tasas de desnitrificación sedimento usando corazones y N2O microsensores

Denitrification is the primary biogeochemical process removing reactive nitrogen from the biosphere. The quantitative evaluation of this process has ...

Simulating Temperature in a Soil Incubation Experiment

The study of warming impact on soils requires a realistic and accurate representation of temperature. In laboratory incubation studies, a widely adopted method has been to render constant temperatures in multiple chambers, and via comparisons of soil responses between low- and high-temperature chambers, to derive the warming impact on soil changes. However, this commonly used method failed to imitate both the magnitude and amplitude of actual temperatures as observed in field conditions, thus potentially undermining the validity of such studies. With sophisticated environmental chambers becoming increasingly available, it is imperative to examine alternative methods of temperature control for soil incubation research. This protocol will introduce a state-of-the-art environmental chamber and demonstrate both conventional and new methods of temperature control to improve the experimental design of soil incubation. The protocol mainly comprises four steps: temperature monitoring and programming, soil collection, laboratory incubation, and warming effect comparison. One example will be presented to demonstrate different methods of temperature control and the resultant contrasting warming scenarios; that is, a constant temperature design referred to as stepwise warming (SW) and simulated in situ temperature design as gradual warming (GW), as well as their effects on soil respiration, microbial biomass, and extracellular enzyme activities. In addition, we present a strategy to diversify temperature change scenarios to meet specific climate change research needs (e.g., extreme heat). The temperature control protocol and the recommended well-tailored and diversified temperature change scenarios will assist researchers in establishing reliable and realistic soil incubation experiments in the laboratory.

Laboratory soil warming experiments usually employ two or more constant temperatures in multiple chambers. By presenting a sophisticated environmental chamber, we provide an accurate temperature control method to imitate the magnitude and amplitude of in situ soil temperature and improve the experimental design of soil incubation studies.

Simulación de temperatura en un experimento de incubación de suelo

The study of warming impact on soils requires a realistic and accurate representation of temperature. In laboratory incubation studies, a widely adopted ...

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

Un método de bajo costo para medir la productividad primaria in situ de las comunidades de perifitón de las aguas lénticas

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

Método anaeróbico simulado in situ para el cultivo de microbios ambientales

A Set of In Situ Informed Simulated Medium Formats for Culturing Environmentally Acquired Anaerobic Microorganisms

Culture-dependent research of anaerobic microorganisms rests upon methodological competence. These methods must create and maintain suitable growth conditions (e.g., pH and carbon sources) for anaerobic microorganisms while also allowing samples to be extracted without compromising the artificial environment. To this end, methods that are informed by and simulate an in situ environment can be of great aid in culturing microorganisms from that environment. Here, we outline an in situ informed and simulated anaerobic method for culturing terrestrial surface and subsurface microorganisms, emphasizing anaerobic sample collection with minimal perturbation. This protocol details the production of a customizable anaerobic liquid medium, and the environmental&#160;acquisition and in vitro growth of anaerobic microorganisms. The protocol also covers critical components of an anaerobic bioreactor used for environmental simulations of sediment and anaerobic liquid media for environmentally acquired cultures. We have included preliminary Next Generation Sequencing data from a maintained microbiome over the lifespan of a bioreactor where the active culture dynamically adjusted in response to an experimental carbon source.

Autor destacado: Desentrañando los misterios de los microorganismos anaeróbicos terrestres en entornos inexplorados mediante el cultivo in situ

The focus of this paper is to detail best practices for making media for fastidious anaerobic microorganisms acquired from an environment. These methods help manage anaerobic cultures and can be applied to support the growth of elusive uncultured microorganisms, the "microbial dark matter."

Un conjunto de formatos de medios simulados informados in situ para el cultivo de microorganismos anaeróbicos adquiridos en el medio ambiente

Culture-dependent research of anaerobic microorganisms rests upon methodological competence. These methods must create and maintain suitable growth ...

El intercambio de O bentónica

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