Gli autori hanno sviluppato questo approccio con le nostre osservazioni del lavoro svolto da Walter Boynton e Pete Sampou e lavoro cooperativo su denitrificazione con Todd Kana presso l&#39;Università del Maryland Center for Environmental Science. Sviluppo dei nostri approcci denitrificazione non sarebbe stato possibile senza il sostegno del Mare di Grant Programma Maryland e la National Science Foundation. I dati rappresentativi utilizzati qui sono stati raccolti con un finanziamento da Maryland Sea Grant (R / AQ-5c) e la scrittura sforzi sono stati sostenuti da Maryland Sea Grant (R / SV-2), la Baia Ufficio NOAA Chesapeake (NA13NMF4570210), il Partenariato di recupero Oyster , la National Science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation, e il Servizio ambiente del Maryland / Maryland Port Administration.

Nota: La raccolta di nuclei con interfacce sedimento-acqua indisturbata è essenziale per fare delle buone misure sperimentali di scambio; nuclei altamente disturbati sono suscettibili di scambiare soluti acqua interstiziale con acqua sovrastante e hanno aumentato assorbimento di ossigeno attraverso l&#39;ossidazione di Fe (II) e composti solforati ridotti. In questo articolo, vogliamo sottolineare le procedure di incubazione sedimenti di sedimenti con solo un inserimento rapido di tecniche di campionamento dei sedimenti e le analisi chimiche dei soluti e gas. Prima di campionamento, o in base ai risultati iniziali, determinare il grado di replica da parte delle esigenze del progetto generale, il modello statistico, o la quantità prevista di variabilità spaziale su piccola scala. nuclei duplicati sono il minimo utilizzato da molti studi e triplicato sono utili per consentire una migliore analisi statistica. 1. sedimenti Raccolta e Manipolazione Nota: La raccolta di sedimenti per esperimenti di cambio viene effettuata utilizzando 1) inserimento manuale di nuclei using subacquei o in acque poco profonde o zone umide, guadando, 2) poli carotaggio utilizzando un palo di alluminio con valvola manuale chiusa per trattenere i sedimenti, o 3) scatola di carotaggio. <ol><li> In ogni sito, registrare la posizione del sito utilizzando il GPS, determinare l&#39;ossigeno fondo dell&#39;acqua, la temperatura, la salinità e utilizzando una sonda della qualità delle acque, e determinare la radiazione fotosinteticamente attiva (PAR) in superficie e di fondo con un PAR sensore / metro. <ol><li> Abbassare la qualità dell&#39;acqua sonde a ~ 1 m sopra il sedimento e registrare le caratteristiche dell&#39;acqua inferiore (profondità, temperatura, ossigeno disciolto, temperatura e salinità / conduttività). </li><li> Abbassare un sensore PAR con una sonda sottomarina all&#39;interfaccia acqua-sedimento utilizzando un telaio di abbassamento. Confronto PAR letture vicino alla superficie del sedimento di letture PAR immediatamente sotto l&#39;interfaccia aria-acqua per stimare l&#39;attenuazione della luce in condizioni di luce ambientale. </li><li> Distribuire uno scavino scatola sopra il lato della barca / nave, abbassando lentamente per ridurre al minimo i disturbiupon penetrando il sedimento. Esaminate la cassa d&#39;anima per disturbi visibili o risospensione eccessiva. <ol><li> Per una casella corer, inserire tubi interni nel sedimento, e utilizzare un tappo di materiale per coprire la parte superiore del nucleo. Per gli esperimenti di flusso, mentre il saldo sedimento / acqua ideale all&#39;interno del nucleo è di 15 cm di acqua e 15 cm di sedimento, in grossolano o sedimenti altamente compattati raccolta minore profondità sedimento è un risultato accettabile. Se i tassi di riduzione di ossigeno sono eccessive, spostare l&#39;equilibrio verso una maggiore altezza della colonna d&#39;acqua. </li><li> Tipicamente usare 6.35 cm centri interni di diametro per gli studi di acque profonde e per i sedimenti con microalghe bentoniche o grandi popolazioni di animali, utilizzare 10 core cm ID. Il principale limite di dimensioni del nucleo è la possibilità di ricoprire la parte inferiore del nucleo. </li><li> Cap inferiormente con una piastra di fondo acrilica che ha un O-ring incorporato. Ripetere questo processo fino repliche sufficienti vengono raccolti. Con il corer pole, il primo posto la piastra inferiore in acrilico nella Li nucleoner, rimuovere il nucleo dal carotiere, e aggiungere il tappo. </li></ol></li></ol></li><li> Luogo core in un refrigeratore d&#39;acqua isolato alto che è invaso da acqua ambiente dal sito; Questo aiuta a mantenere in temperatura in situ. Assicurarsi che il dispositivo di raffreddamento rimane in posizione eretta. Scartare nuclei che vengono disturbati durante il trasporto. </li><li> Pompa acqua di fondo prese vicino alla superficie del sedimento in 20 L damigiane per l&#39;uso negli esperimenti. Utilizzare una pompa a membrana con 10-20 L / min capacità o una pompa peristaltica ad alta velocità. <ol><li> In acqua non stratificato poco profondo, riempire la damigiana da &quot;inzuppare&quot; in acqua. La filtrazione delle acque di fondo con un filtro a cartuccia in linea ad alta capacità può essere utile nei siti con alti tassi di colonna d&#39;acqua assorbimento di ossigeno o la fotosintesi (alla luce), riducendo al minimo la correzione della colonna d&#39;acqua solo core di controllo. </li></ol></li><li> Trasportare i nuclei più rapidamente possibile alla struttura di incubazione. In caso di trasporto estesa, aernuclei obic possono diventare spumeggiante o circolazione anossica ed artificiale sono necessari. </li></ol> 2. Configurazione iniziale <ol><li> Nello stabilimento di incubazione, posto nuclei in una vasca di incubazione sia in una camera ambientale con temperatura controllata, o in un incubatore a doppia parete con controllo della temperatura mediante un circolatore di riscaldamento / raffreddamento. Impostare la temperatura a temperature dell&#39;acqua di fondo misurata in 1.1.1. </li><li> Aggiungere acqua basso verso l&#39;incubatore, sommergendo completamente i campioni di sedimenti. Anche aggiungere acqua per 5 L damigiane con attacchi che verranno utilizzati per erogare acqua sostituzione. </li><li> Aggiungere un nucleo solo-acqua (senza sedimenti) per l&#39;incubatrice. L&#39;uso di sbozzati colonna d&#39;acqua è importante nella maggior parte degli ambienti di compensare eventuali processi di colonna dell&#39;acqua che incidono gas e soluti. Per la misura di denitrificazione, questi spazi possono riflettere non solo i processi di colonna d&#39;acqua, ma lo scambio di gas con le pareti acriliche del nucleo. </li><li> nuclei Bubble waria ith per un minimo di 2 ore per assicurare l&#39;equilibrio termico e pieno ossigenazione dell&#39;acqua sovrastante. Essi possono essere tenuti durante la notte e corsi di tempo avviati il ​​mattino successivo. Più lunghi periodi di pre-incubazione non sono state valutate per l&#39;efficacia. <ol><li> Per l&#39;aerazione, utilizzare un piccolo gorgogliatore &quot;T&quot; costituita da ½ &quot;tubo in PVC con tre vie accoppiatore; un &#39;1/8 del tubo inserito sul fondo dei risultati T a trasportare acqua verso l&#39;alto durante gorgogliare e non solo assicura l&#39;ossigenazione, ma circolazione dell&#39;acqua nel nucleo con acqua in incubazione idromassaggio. </li></ol></li></ol> 3. Procedure di incubazione acqua-sedimento <ol><li> Dopo aver controllato la temperatura per garantire che corrisponda alle condizioni di campo, fissare trottole alle cime delle anime. A questo punto, sigillare il nucleo dall&#39;acqua del serbatoio. Lasciare la valvola di campionamento sul nucleo aperto durante questo processo. spazzare manualmente eventuali bolle d&#39;aria delicatamente dal lato inferiore della trottola. </li><li> EleVate l&#39;acqua sostituzione damigiana ~ 30-40 cm più alto le cime dei nuclei di incubazione e svuotare le linee verso il basso per eliminare l&#39;aria nella linea. Mentre ancora scorre, collegare le linee per le cime di base e chiudere le valvole. </li><li> Accendere il giradischi agitazione centrale e regolare la velocità di rotazione in modo che i campioni ruotano ~ 40 volte al minuto, o ad una velocità sufficiente a mescolare la colonna d&#39;acqua, ma non risospendere il sedimento. </li><li> Circa 5 minuti dopo tutti i core sono sigillate, aprire la valvola dell&#39;acqua di sostituzione e la valvola del campione, e poi allegare un breve pezzo di tubo alla valvola campione utilizzando un raccordo Luer. Inserire questo tubo di campionamento sul fondo di un tubo di vetro 7 ml, che viene riempito fino all&#39;orlo. Prima di tappatura tubo, aggiungere 10 ml di 30 g L -1 HgCl2 come conservante. <ol><li> Conservare questi campioni subacqueo a temperature prossime alla temperatura di incubazione. Altri laboratori hanno utilizzato con successo da 12 ml &quot;Exetainers&quot; per Samstoccaggio pio. </li></ol></li><li> Per il campionamento soluto, allegare un 20 ml siringa alla valvola del campione e aprire la valvola dell&#39;acqua di sostituzione. Il corpo della siringa si riempie fino al completo utilizzando solo la gravità. Attaccare un pistone e un disco filtro e quindi filtrare i campioni in fiale. Questi campioni per l&#39;analisi dei nutrienti sono congelati a -20 ° C fino al momento dell&#39;analisi. Nota: La durata di campionamento nel buio comporta tipicamente 4 periodi di campionamento con intervalli tra campionamento da 0,5 a&gt; 2 ore, a seconda del tasso di consumo di ossigeno. Con bassi tassi di assorbimento di ossigeno, gli intervalli di tempo sono lunghi; nei sedimenti con alti tassi di respirazione, gli intervalli devono essere brevi. Eccessivamente elevati volumi di campioni prelevati in ciascun punto di campionamento possono comportare campionamento troppo grande percentuale del volume del campione complesso; nel nostro lavoro questi volumi di campione comportare una rettifica trascurabile. Se è necessaria una maggiore volume di campione, nuclei di diametro maggiore o una maggiore altezza della colonna d&#39;acquapuò essere necessario. </li><li> Non procedere con un corso a tempo di campionamento di sotto di una soglia di consumo di ossigeno del 50%, con perdita di ossigeno del 25% di solito forniscono un segnale sufficientemente in concentrazioni di nutrienti. Qui, usare optodes calibrate per l&#39;analisi diretta delle concentrazioni di ossigeno e la saturazione di ossigeno. <ol><li> Se i sedimenti sono da ambienti illuminati poco profonde, al 4 ° campionamento, accendere le luci e prendere 3 campioni successivi. Si noti che in sedimenti altamente fotosintetici, sovrasaturazione di O 2 e di formazione di bolle limita la misura dei flussi di gas in alcuni casi. Il monitoraggio continuo di ossigeno è un&#39;alternativa sempre valida e prezioso con tecnologia di misura fibra ottica avente relativamente piccole sonde che sono altamente affidabili e precise. </li></ol></li><li> Al termine delle incubazioni sedimenti, sia misurare l&#39;altezza della colonna d&#39;acqua o sifone colonna d&#39;acqua in un cilindro graduato da determ direttamenteine il volume d&#39;acqua, e scattare foto di ogni core. </li></ol> Analisi 4. Campione <ol><li> Campioni pompa per l&#39;analisi di N 2, O 2 e Ar in una membrana Inlet spettrometro di massa, e determinare i coefficienti di N 2: Ar e O 2: Ar al &lt;0,03% precisione 12,23. <ol><li> Coppia un spettrometro di massa a quadrupolo ad un ingresso della membrana. Inserire il campione nel tubo membrana utilizzando una pompa peristaltica. Raccogliere i rifiuti campione in una damigiana di plastica e trattare come rifiuto chimico a causa del conservante Hg. Calibrare con acqua deionizzata equilibrata con aria alla temperatura di incubazione. </li></ol></li><li> Eseguire nutrienti analizza manualmente ≤ 5 ml campioni o su volumi più piccoli che utilizzano analizzatori automatici. Al momento lo scongelamento del campione, inizio analisi immediatamente. La scelta della procedura di analisi dei nutrienti deve cedere una precisione sufficiente per osservare i cambiamenti nella concentrazione di nutrienti durante l&#39;incubazione. rilevazione tipicalimiti sono &lt;tendenze 0,05 micromol L -1 e naturalmente il tempo può essere difficile da osservare sotto le due concentrazioni estremamente basse ed estremamente elevate di nutrienti. <ol><li> Per le analisi colorimetriche di solubili di fosforo reattivo, utilizzare la tecnica fosfomolibdato acido ascorbico. Per analizza l&#39;ammonio, utilizzare un sviluppo del colore durante la notte utilizzando un fenolo ipoclorito di reagente 24. Automatizzata analisi colorimetriche, sia utilizzando il flusso segmentato o un analizzatore discreta, sono una grande alternativa e utilizzare volume del campione inferiore. </li><li> Per le analisi di nitrato oltre il nitrito, utilizzare lo sviluppo del colore durante la notte utilizzando il cloruro di vanadio come riducente 25, o utilizzare un analizzatore automatico </li><li> Confronta assorbanza individuati su UV / VIS a curve standard e determinare le concentrazioni da una regressione delle concentrazioni standard e assorbanza. </li></ol></li></ol> 5. Calcolo dello scambio acqua-sedimento Tariffe <ol><li> Regredire le concentrazioni di gas o sostanze nutritive in funzione del tempo in modo indipendente per entrambe le incubazioni luce e al buio, con la pendenza espressa in micromol L -1 hr -1. Correggere le pendici dei nuclei di incubazione per la pendenza dei nuclei colonna di sola acqua. Utilizzare solo regressioni significative (p &lt;0,05) per i calcoli; identificare i dati non significativi nei fogli di calcolo dei dati finali. </li><li> Calcolare i tassi di cambio sedimenti-acqua dal versante del cambiamento delle concentrazioni di costituenti chimici nell&#39;acqua sovrastante: <img alt="Equazione 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098equation1.jpg" /> Dove F è il flusso (mmol m -2 h -1), ΔC / Dt è la pendenza della variazione di concentrazione in acqua sovrastante (mmol L -1 hr -1), V è il volume dell&#39;acqua sovrastante (L) e A è l&#39;area del nucleo incubato (m -2) .To stimare il flusso giornaliero, moltiplicare il tasso illuminata dalle ore di lucee aggiungere al tasso scuro moltiplicata per le ore di buio. </li></ol> 6. report <ol><li> Nel riportare i risultati di misurazioni di scambio sedimenti-acqua, fornire informazioni sufficienti per altri scienziati a capire l&#39;ambiente che è stato campionato. Informazioni essenziali comprende: 1) posizione del sito e l&#39;acqua di profondità, 2) caratteristiche fisiche come campo e temperatura di incubazione, e PAR, 3) caratteristiche dell&#39;acqua di fondo come l&#39;ossigeno, le concentrazioni di nutrienti e la salinità, e 4) le caratteristiche del sedimento come la dimensione del grano, le concentrazioni di materia organica, e la presenza di animali bentonici. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La tecnica qui descritta è stata applicata a numerosi tipi di sistemi acquatici, sia superficiali e profonde, e abbiamo trovato a lavorare bene nella maggior parte delle circostanze. Questo approccio è stato adattato da approcci utilizzati dai colleghi e presentati in letteratura; è ottimizzato per la misurazione di denitrificazione tramite spettrometria di massa membrana ingresso. Uno dei punti di forza di questo approccio è la capacità di gestire un gran numero di nuclei simultaneamente. Replica di ogni sito con doppio o triplo core aumenta la fiducia nelle misure, anche se un approccio alternativo è quello di massimizzare i siti con meno di replica, in queste circostanze il valore medio di un segmento ambientale può essere più rappresentativo della variabilità in natura. Per chiarire differenze stagionali, una serie temporale di misurazione ad un numero minore di siti può essere una strategia utile. In questo protocollo, ci sono diversi passaggi critici. Paramount per fare smisure Uccessful è la raccolta di nuclei con interfaccia sedimento-acqua intatto. Pur respingendo nuclei che non rispettano questo criterio nel campo può essere faticoso, nuclei poveri porterà alla scarsa accuratezza e precisione. Mantenere nuclei aerobici gassose e vicina alla temperatura originale collezione ridurrà al minimo gli artefatti e mantenere sani, intatti popolazioni microbiche e metazoi. Infine, per O 2 e N 2 campioni, l&#39;aggiunta di conservanti mercurico cloruro è critica. Abbiamo osservato che la conservazione impropria dei campioni di gas, tra cui un eccessivo riscaldamento e raffreddamento delle fiale, può compromettere queste misurazioni di flusso. Altri laboratori hanno utilizzato con successo 7,0 M ZnCl 2 come conservante meno tossico che ha minori costi di smaltimento dei rifiuti; per un 7 ml di campione una aggiunta di 30 microlitri è appropriato. L&#39;analisi precisa ed accurata del rapporto di N 2 e Ar è fondamentale per la determinazione della N 2 </sub&gt; flussi. Osservato N 2: rapporti Ar cambia in funzione della concentrazione di ossigeno che porta alcuni ricercatori a sostenere la rimozione di ossigeno prima dell&#39;analisi, generalmente utilizzando il rame riscaldati 28. La strumentazione utilizzata nel nostro laboratorio è stato utilizzato per determinare l&#39;effetto di ossigeno su N 2: Ar rapporti 23 e l&#39;effetto è risultato essere molto piccola, &lt;0,03% di riduzione di ossigeno modesta. Le differenze nell&#39;approccio a valutare l&#39;ossigeno &quot;effetto&quot; sembrano condurre a conclusioni diverse da diversi ricercatori 23,28,29. Un grande effetto dell&#39;ossigeno su N 2: rapporti Ar porterebbero ad erroneamente alti tassi di N 2 -N efflusso; nella nostra esperienza, abbiamo molte osservazioni di N trascurabile 2 -N efflusso sotto alto tasso di consumo di ossigeno. Nei laboratori in cui l&#39;effetto dell&#39;ossigeno N 2: rapporti Ar sembrano grandi, un&#39;utile alternativa è la misura indipendente dalle concentrazioni di ossigeno utilizzando elettrodi o optodes e ossigenorimozione dalla spettrometria di massa utilizzando Cu linea riscaldata. Risoluzione dei problemi di questa tecnica è possibile solo dopo l&#39;esame dei dati di flusso dei sedimenti. I fattori chiave da considerare quando regressioni sono poveri sono se agitazione era continuo, i campioni sono stati raccolti e conservati in modo corretto, e se il tempo corsi erano troppo breve per consentire la stima di tassi bassi. La lunghezza degli esperimenti generalmente è impostato dal corso tempo di ossigeno, con bassi tassi di metabolismo richiedono incubazioni più lunghi per aumentare il rapporto segnale rumore incorporato nelle regressioni corso di tempo. Alti tassi di produzione di ossigeno che producono O 2 bolle di rendere i flussi di gas difficili, ma i flussi di soluti possono essere influenzate. E &#39;necessario comprendere i limiti di questo approccio. I piccoli nuclei coprono 0,3% di un metro quadrato e le anime più grandi coprono 0,6%. In siti con sostanziale eterogeneità a scala metro, distribuzioni eterogenee di animals o le piante possono suggerire che uno o due core possono non essere una rappresentazione sufficiente. Ci sono anche alcuni ambienti che presentano difficoltà di misurazione. Per la misura di denitrificazione, la presenza di metano o di ossigeno bolle può invalidare la tecnica, con N 2: rapporti Ar influenzati per incorporazione differenziale di gas nelle bolle. In sedimenti colonizzata da microalghe bentoniche, la formazione di bolle di ossigeno risultati in strippaggio preferenziale N 2 rispetto a Ar, e diminuzione del N 2: rapporto Ar. In generale, non possiamo misurare denitrificazione nel punto in cui le bolle forma. ambienti anaerobici pongono sfide diverse, e l&#39;aerazione dei nuclei cambia le dinamiche redox all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Noi chiudiamo il core con cime di agitazione immediatamente dopo la raccolta e iniziare i flussi senza sostituire completamente il 30 la colonna d&#39;acqua. I nostri esperimenti con sedimenti illuminati in genere sono saturando o quasi saturating livelli di illuminazione 31, e quindi massimizzare l&#39;effetto di microalghe bentonici. misurazioni cambio sedimento-acqua sono una misura del flusso netto di materie livello dell&#39;interfaccia acqua-sedimento. Tuttavia, queste misurazioni sola spesso non possono identificare i meccanismi che controllano questi scambi interfacciali. Se la domanda di ricerca coinvolge meccanismi di comprensione, altre informazioni sulla reattività materia organica, terminale di zonazione accettore di elettroni, bioirrigation e bioturbazione, e organismi fotosintetici può essere necessario. Modellazione sforzi 7 potrebbero richiedere la determinazione della chimica acqua interstiziale, misure dirette di materia organica reattività 32, l&#39;enumerazione delle popolazioni animali, sedimenti bio-irrigazione, accrescimento sedimenti, o manipolazioni sperimentali di redox o sovrastante chimica dell&#39;acqua 13. Nei nostri studi, lo scambio buona acqua-sedimento dei dati è un componente chiave di comprensione della chimica dei sedimenti acquatici,e in combinazione con altre misurazioni, identifica il ruolo dei processi di riciclo sedimenti nei cicli biogeochimici acquatici. Con cura sull&#39;utilizzo in sedimenti, controllo di temperatura e colonna d&#39;acqua di miscelazione, incubazioni nucleo sono un utile approccio alla stima dello scambio di soluti e gas all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Tuttavia, le tecniche usate qui possono avere bisogno di modifiche per alcuni ambienti e per la logistica difficili, come ad esempio periodi di tempo prolungati prima dell&#39;incubazione. Finora, abbiamo applicato con successo questo approccio incubazione di estuario, costiere, ambienti umidi, lago, serbatoio, fiume e stagno di ritenzione con modifiche minime.

I sedimenti sono componenti critici biogeochimici degli ecosistemi acquatici e spesso sono importanti pozzi di assorbimento di nutrienti e contaminanti. Studi pionieristici di nutrienti, gas e metallo di transizione biogeochimica nei sedimenti lacustri hanno rivelato lo scambio dei sedimenti di soluti e gas con acqua sovrastante che aveva diverse condizioni redox 1,2. Per gli elementi nutritivi, sedimenti possono essere una fonte di fosforo e azoto fissato dopo rimineralizzazione di materia organica, e un lavandino per l&#39;ossigeno in ambienti non-fotosintetici 3,4. Fotosintesi di macrofite sommerse, macroalghe e microalghe bentoniche può avere profonde influenze sullo scambio di sostanze disciolte attraverso l&#39;interfaccia sedimento-acqua 5,6. Le misurazioni dello scambio di soluti e gas attraverso l&#39;interfaccia sedimento-acqua vengono effettuate sia per la scienza di base e scienza applicata scopi, fra cui tarature di ingegneria e scientifico water modelli di qualità 7,8. L&#39;obiettivo di questi metodi, per quanto possibile, è quello di fornire i tassi di cambio sedimento-acqua affidabili e precisi. Un&#39;ampia varietà di approcci sono stati utilizzati per valutare scambio chimico all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Accumulo di acqua inferiore del gas e soluti in sistemi stratificati può essere utile 9, ma non è valida per lo scambio acqua-sedimento sopra termoclini o pycnoclines. correlazione Eddy richiede misurazioni ad alta frequenza di gas, generalmente ossigeno, combinato con la misurazione ad alta frequenza della velocità dell&#39;acqua verticali; questa tecnica ha promessa enorme ma attualmente non possono fornire dati per Studi cambio nutrienti. In cupole situ o camere sono un metodo altamente preferito, con il vantaggio di coprire una maggiore superficie di sedimenti e mantenuto in temperatura situ, pressioni acque profonde e livelli di luce 10. In pratica, si tratta di misure molto costosi che richiedono tempo estesosu navi di ricerca più grandi; maggior parte delle applicazioni sono più profonde delle zone costiere o sedimenti oceanici. Tecniche di incubazione di base che utilizzano il flusso attraverso le camere che raggiungono lo stato stazionario sono eccellenti per mantenere relativamente costante chimica dell&#39;acqua sovrastante, tra cui l&#39;ossigeno, durante l&#39;incubazione di 11. Perché il tasso è determinato a regime da differenze di concentrazione tra flusso di carico e l&#39;acqua effluente, e dai tassi di cambio d&#39;acqua, queste incubazioni possono prendere una notevole quantità di tempo. L&#39;approccio incubazione nucleo decorso temporale utilizzato dal nostro laboratorio è stato adattato da approcci usati da diversi laboratori in Nord America e in Europa, e vi è una notevole quantità di letteratura sulla base di questo approccio generale. Abbiamo adattato questo approccio alla misurazione di N 2 -N flussi 12, spesso indicato come denitrificazione, e abbiamo applicato ad ambienti fotosintetici e non fotosintetica sedimenti, compresi estuaries 13, laghi, bacini e zone umide 14. Attraverso questi studi abbiamo trovato molti ambienti in cui il nostro approccio generale funziona bene, e alcuni in cui non funziona. La misurazione di denitrificazione è stata effettuata in molti ambienti terrestri e acquatici diversi perché questo processo rappresenta una perdita chiave di azoto ecosistemi. Numerosi approcci sono stati utilizzati per effettuare misurazioni di denitrificazione, alcune diretta e indiretta alcuni 15. Diretti N 2 misurazioni di flusso sono molto difficile a causa dell&#39;elevato contenuto atmosferico N 2, e successive concentrazioni elevate disciolti in acqua 16. Due approcci sono emersi come avente la migliore rappresentazione dei tassi di interesse ambientale: isotopo abbinamento con N isotopi 17 e la N rapporto 2: Ar utilizzato nel nostro laboratorio. Il metodo degli isotopi abbinamento è stato utilizzato con successo in molti ambienti e ha sensibilità molto alta a prezzi bassi. Impieghiamo la N2: Ar approccio rapporto causa della sua semplicità, sia perché è sufficientemente sensibile negli ambienti colpite spesso studiare. In questo articolo, si descrive l&#39;approccio tecnico che abbiamo utilizzato nel corso degli ultimi due decenni per rendere la misura dello scambio acqua-sedimento di gas e soluti. Eventuali misure di scambio acqua-sedimento devono prendere in considerazione le condizioni di campo e un certo numero di parametri sperimentali. Questi fattori includono la temperatura, condizioni di oscurità / luce 18, la miscelazione / flusso fisico all&#39;interfaccia acqua-sedimento 19, le concentrazioni di ossigeno disciolto 20, e di altri fattori che sono gli elementi chiave di fare buone misure. Ad esempio, se nuclei sono raccolti da aree che ricevono illuminazione sufficiente per la crescita di microalghe bentonici, è necessario escogitare esperimenti che comprendono entrambe le condizioni 21 chiari e scuri. Allo stesso modo, l&#39;aggiunta di acqua sovrastante ossigenato al anossiche corenon replica condizioni di campo. Recinzione Sperimentale di qualsiasi parte degli ecosistemi acquatici possono condurre ad artefatti inevitabili 22; è fondamentale che gli approcci utilizzati in un sedimento-acqua programma di misura di scambio 1) riconoscere i fattori che controllano lo scambio acqua-sedimento in ogni ecosistema e 2) riducono al minimo gli artefatti derivanti da manipolazione sperimentale.

<table><tbody><tr><td>Multiparameter sonde - temperature, oxygen, salinity</td><td>YSI</td><td>&quot;</td><td>Any high quality equipment will suffice</td></tr><tr><td>PAR Measurement</td><td>Li-Cor</td><td>6050000</td><td></td></tr><tr><td>Pole corer</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Box corer</td><td>DK-Denmark</td><td>HAPS Corer</td><td>We also use light box coring equipment</td></tr><tr><td>Small core tubes with O-ring fitted bottom, 3&#039; OD, 2.5&#039; ID.</td><td>various plastics companies</td><td></td><td>Clear acrylic</td></tr><tr><td>Medium core tubes with O-ring, 4.5&quot; OD, 4&quot; ID</td><td>various plastics companies</td><td></td><td>Clear acrylic</td></tr><tr><td>Butyl stopper size 13.5</td><td>generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stirring turntable</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Incubation tub</td><td></td><td></td><td>Built by machine shop</td></tr><tr><td>Replacement water carboy</td><td>Nalgene</td><td>2320-0050</td><td></td></tr><tr><td>7 ml glass stoppered tube</td><td>Chemglass</td><td>not on inventory</td><td>&quot;Exetainers&quot; used by other labs</td></tr><tr><td>20 ml plastic syringe</td><td>generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe filters</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>ACF00004-CP</td><td></td></tr><tr><td>Compact Fluorescent Lights</td><td>Apollo Horticulture</td><td>CFL 8U 250W</td><td></td></tr></tbody></table>

the benthic exchange of o2, n2 and dissolved nutrients using small core incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

I risultati di sedimenti misure di flusso vicino a un impianto di acquacoltura sul fiume Choptank (Chesapeake Bay, MD) sono mostrati in figura 1 e l&#39;interpretazione di questi risultati in un contesto ecosistema vengono presentati altrove 26. Le incubazioni sono state effettuate oltre 7 ore, con incubazioni scuro seguiti da dati incubazioni illuminati. I dati provenienti da due nuclei sono mostrati, nonche la colonna d&#39;acqua controllare soltanto. La rapida diminuzione di ossigeno nel buio è stato attenuato un po &#39;per l&#39;illuminazione; il tasso di fotosintesi delle microalghe produzione non era alto come la respirazione, con l&#39;effetto principale di illuminazione essendo una diminuita velocità di variazione di ossigeno. Il nucleo di controllo sperimentato piccole riduzioni della concentrazione di ossigeno nel buio e piccoli aumenti la luce. Le concentrazioni N 2 sono stati determinati dal N rapporto 2: Ar eI valori di saturazione letteratura calcolati Ar per la temperatura osservata e salinità 27. In un tipico precisione di 0,02% per il N rapporto 2: Ar, questi dati sono precisi a ~ 0,1 mmol L -1 N 2. I campioni di sedimenti e la colonna di acqua nuclei vuoti avevano aumenti di N 2 nel tempo, con tassi molto più alti di aumento delle anime. Sotto l&#39;illuminazione, le piste erano generalmente simile al tasso scuro di N 2 cambiamento. Flussi di disciolto NH 4 + erano piuttosto alti in questo sito, con aumento scuro di&gt; 20 micromol L -1 per un core. Illuminati NH 4 + flussi erano molto più bassi. Entrambi i core e il vuoto colonna d&#39;acqua erano in diminuzione NO x - la concentrazione nel corso del tempo, il livellamento durante l&#39;illuminazione. Per tutti i flussi, i dati di concentrazione ei dati sul volume core e altri parametri rilevanti sono mostrati in <st<html> rong&gt; tabelle 1 e 2. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098fig1.jpg" /> Figura 1. Tempo dati di rotta da un sito acque poco profonde nel fiume Choptank che è stato coperto con i galleggianti che contengono le ostriche coltivate. I dati provengono da nuclei ripetute (A e B) e i dati da uno spazio vuoto colonna d&#39;acqua sono mostrati. Le concentrazioni di ossigeno N 2, NH 4 + e NO x - (la somma di NO 3 - e NO 2 - sono presentati sia per la parte scura della incubazione (area ombreggiata) e per la parte illuminata dell&#39;incubazione La quarta volta. punto di incubazione buio è anche la prima volta punto della serie storica illuminata; le luci sono state accese al momento del campionamento le linee sono regressioni lineari e le piste sono presentati nella tabella 1..98 / 54098fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> Ossigeno - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 235.1 </td><td> 221,7 </td><td> 235.2 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 204.3 </td><td> 170,6 </td><td> 235.3 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 162.7 </td><td> 138,9 </td><td> 232 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,943 </td><td> 0,999 </td><td> 0,836 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -23,5 </td><td> -35,9 </td><td> -3.4 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -20,1 </td><td> -32,5 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -3095 </td><td> -4875 </td><td></td></tr><tr><td> Ossigeno - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222.2 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 133,5 </td><td> 68.8 </td><td> 224,3 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 122,8 </td><td> 40.3 </td><td> 221.6 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 116 </td><td> 49,2 </td><td> 230,5 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0.981 </td><td> 0,999 </td><td> 0,994 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -10,1 </td><td> -9.8 </td><td> 2.9 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -13 </td><td> -12.7 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -2.000 </td><td> -1905 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 466,46 </td><td> 466,40 </td><td> 466,62 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 466,74 </td><td> 467,49 </td><td> 466,11 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 467,55 </td><td> 468,18 </td><td> 466,74 </td></tr><tr><td&gt; </td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,963 </td><td> 0.98 </td><td> 0,854 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0,471 </td><td> 0.645 </td><td> 0,12 </td></tr><tr><td> Corretto Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0.351 </td><td> 0,525 </td><td></td></tr><tr><td> Tasso di N 2 -N (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 108.1 </td><td> 157.5 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 468,84 </td><td> 469,21 </td><td> 467,26 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 469,39 </td><td> 469,71 </td><td> 467,47 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 469,62 </td><td> 470,04 </td><td> 467,41 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0.96 </td><td> 0,987 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0.481 </td><td> 0,378 </td><td> 0.096 </td></tr><tr><td> Corretto Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0,386 </td><td> 0,282 </td><td></td></tr><tr><td> Tasso di N 2 -N (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 118,9 </td><td> 84,6 </td><td></td></tr><tr><td> Nucleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Volume di base (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> . Tabella 1. Tempo dati di rotta per O 2 e N 2 da sedimenti sotto i galleggianti di ostriche acquacoltura nel fiume Choptank, un subestuary della Chesapeake Bay Le concentrazioni di gas sono derivati ​​da O 2: Ar e N 2: rapporti Ar determinati tramite ingresso membrana spettrometria di massa. Il tempo di corso di regressione R 2 valori sono significativi per i valori&gt; 0,9025 (p &lt;0,05). Piste sono determinati mediante regressione lineare e piste corretti sono determinati sottraendo il tasso di variazione della colonna d&#39;acqua solo vuota. tassi positivi sono flussi netti fuori del sedimento, i tassi negativi indicano il flusso nel sedimento. I dati di N 2 flusso sono espressi in N 2 -N, rendendo compaRison NH 4 + e NO x - fondenti più facile. Questo sito ha avuto sedimenti costituiti principalmente da limo e argilla con le condizioni di colonna d&#39;acqua completamente aerobici. L&#39;area dei nuclei era 31.65 cm -2 e la profondità della colonna d&#39;acqua erano 15,4 cm per anima A e 15,0 per nucleo B. Tutte le concentrazioni di N 2 e O 2 sono mol L -1. Il tasso finale per N 2 flusso è espresso in N 2 -N. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> NH 4 + - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 10.84 </td><td> 14.09 </td><td> 6.91 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 16.19 </td><td> 20.26 </td><td> 5.83 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 17.07 </td><td> 24.93 </td><td> 5.42 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td><td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,968 </td><td> 0.993 </td><td> 0,853 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 2.88 </td><td> 5.36 </td><td> -0.53 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 3.41 </td><td> 5.89 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 525 </td><td> 884 </td><td></td></tr><tr><td> NH 4 + - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td&gt; <td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 24.05 </td><td> 36.45 </td><td> 4.13 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 25.00 </td><td> 37.60 </td><td> 3.79 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 26.96 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,978 </td><td> 1 </td><td> 0,966 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 1.37 </td><td> 1.13 </td><td> -0.55 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 1.92 </td><td> 1.68 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 296 </td><td> 252 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 4.12 </td><td> 4.01 </td><td> 4.53 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 3.82 </td><td> 3.58 </td><td> 4.43 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 3.70 </td><td> 3.25 </td><td> 4.28 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,976 </td><td> 0.992 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,229 </td><td> -0,345 </td><td> -0,089 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0.14 </td><td> -0,256 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -21,6 </td><td> -38,4 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 3.06 </td><td> 2.59 </td><td> 4.06 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 3.18 </td><td> 2.41 </td><td> 4.02 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 2.95 </td><td> 2.35 </td><td> 4.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,934 </td><td> 0.909 </td><td> 0.9 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -12 </td><td> -15.5 </td><td></td></tr><tr><td> Nucleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr><tr><td> Volume di base (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabella 2. Tempo dati del corso per NH 4 + e NO x - dagli stessi campioni di sedimenti per la tavola 1. La durata del corso di regressione R 2 valori sono significativi per i valori&gt; 0,9025 (p &lt;0,05). Piste sono determinati mediante regressione lineare e piste corretti sono determinati sottraendo il tasso di variazione della colonna d&#39;acqua solo vuota. tassi positivi sono flussi nettidal sedimento, tassi negativi indicano flusso nel sedimento. Tutte le concentrazioni di NH 4 + e NO 2 - sono micromol L -1.

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The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

La Borsa bentonici di O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Environment

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

9.8K Views.  University of Maryland Center for Environmental Science. Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems. 

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Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) loading from lake sediments can account for a substantial portion of the total P load in eutrophic, and some mesotrophic, lakes. Laboratory determination of P release rates from sediment cores is one approach for determining the role of internal P loading and guiding management decisions. Two principal alternatives to experimental determination of sediment P release exist for estimating internal load: in situ measurements of changes in hypolimnetic P over time and P mass balance. The experimental approach using laboratory-based sediment incubations to quantify internal P load is a direct method, making it a valuable tool for lake management and restoration.
Laboratory incubations of sediment cores can help determine the relative importance of internal vs. external P loads, as well as be used to answer a variety of lake management and research questions. We illustrate the use of sediment core incubations to assess the effectiveness of an aluminum sulfate (alum) treatment for reducing sediment P release. Other research questions that can be investigated using this approach include the effects of sediment resuspension and bioturbation on P release.
The approach also has limitations. Assumptions must be made with respect to: extrapolating results from sediment cores to the entire lake; deciding over what time periods to measure nutrient release; and addressing possible core tube artifacts. A comprehensive dissolved oxygen monitoring strategy to assess temporal and spatial redox status in the lake provides greater confidence in annual P loads estimated from sediment core incubations.

Lake eutrophication is a water quality issue worldwide, making the need to identify and control nutrient sources critical. Laboratory determination of phosphorus release rates from sediment cores is a valuable approach for determining the role of internal phosphorus loading and guiding management decisions.

Laboratorio-determinato Fosforo Flux dal lago di sedimenti come misura di fosforo interno Loading

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Ricerca

Ambiente

Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is built and can be transported to a temporary work space close to field sampling site(s) to facilitate rapid analysis. Cores are extruded into a portable glove bag, where they are sectioned and each 1-3 cm thick section (depending on core diameter) is sealed into 50 ml centrifuge tubes. Pore waters are separated with centrifugation outside of the glove bag and then returned to the glove bag for separation from the sediment. These extracted pore water samples can be analyzed immediately. Immediate analyses of redox sensitive species, such as sulfide, iron speciation, and arsenic speciation indicate that oxidation of pore waters is minimal; some samples show approximately 100% of the reduced species, e.g. 100% Fe(II) with no detectable Fe(III). Both sediment and pore water samples can be preserved to maintain chemical species for further analysis upon return to the laboratory.

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Sedimenti Nucleo sezionamento ed estrazione di Pore acque sotto anossiche condizioni

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Laboratory Simulation of an Iron(II)-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria

A conventional concept for the deposition of some Precambrian Banded Iron Formations (BIF) proceeds on the assumption that ferrous iron [Fe(II)] upwelling from hydrothermal sources in the Precambrian ocean was oxidized by molecular oxygen [O2] produced by cyanobacteria. The oldest BIFs, deposited prior to the Great Oxidation Event (GOE) at about 2.4 billion years (Gy) ago, could have formed by direct oxidation of Fe(II) by anoxygenic photoferrotrophs under anoxic conditions. As a method for testing the geochemical and mineralogical patterns that develop under different biological scenarios, we designed a 40 cm long vertical flow-through column to simulate an anoxic Fe(II)-rich marine upwelling system representative of an ancient ocean on a lab scale. The cylinder was packed with a porous glass bead matrix to stabilize the geochemical gradients, and liquid samples for iron quantification could be taken throughout the water column. Dissolved oxygen was detected non-invasively via optodes from the outside. Results from biotic experiments that involved upwelling fluxes of Fe(II) from the bottom, a distinct light gradient from top, and cyanobacteria present in the water column, show clear evidence for the formation of Fe(III) mineral precipitates and development of a chemocline between Fe(II) and O2. This column allows us to test hypotheses for the formation of the BIFs by culturing cyanobacteria (and in the future photoferrotrophs) under simulated marine Precambrian conditions. Furthermore we hypothesize that our column concept allows for the simulation of various chemical and physical environments &#8212; including shallow marine or lacustrine sediments.

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We simulated a Precambrian ferruginous marine upwelling system in a lab-scale vertical flow-through column. The goal was to understand how geochemical profiles of O2 and Fe(II) evolve as cyanobacteria produce O2. The results show the establishment of a chemocline due to Fe(II) oxidation by photosynthetically produced O2.

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Resurrection of Dormant Daphnia magna: Protocol and Applications

Long-term studies enable the identification of eco-evolutionary processes that occur over extended time periods. In addition, they provide key empirical data that may be used in predictive modelling to forecast evolutionary responses of natural ecosystems to future environmental changes. However, excluding a few exceptional cases, long-term studies are scarce because of logistic difficulties associated with accessing temporal samples. Temporal dynamics are frequently studied in the laboratory or in controlled mesocosm experiments with exceptional studies that reconstruct the evolution of natural populations in the wild.
Here, a standard operating procedure (SOP) is provided to revive or resurrect dormant Daphnia magna, a widespread zooplankton keystone species in aquatic ecosystems, to dramatically advance the state-of-the-art longitudinal data collection in natural systems. The field of Resurrection Ecology was defined in 1999 by Kerfoot and co-workers, even though the first attempts at hatching diapausing zooplankton eggs date back to the late 1980s. Since Kerfoot&#39;s seminal paper, the methodology of resurrecting zooplankton species has been increasingly frequently applied, though propagated among laboratories only via direct knowledge transfer. Here, an SOP is described that provides a step-by-step protocol on the practice of resurrecting dormant Daphnia magna eggs.
Two key studies are provided in which the fitness response of resurrected Daphnia magna populations to warming is measured, capitalizing on the ability to study historical and modern populations in the same settings. Finally, the application of next generation sequencing technologies to revived or still dormant stages is discussed. These technologies provide unprecedented power in dissecting the processes and mechanisms of evolution if applied to populations that have experienced changes in selection pressure over time.

Resurrection of Dormant Daphnia magna: Protocol and Applications

Long-term studies are essential to understanding the process of evolution and the mechanisms of adaptation. Generally, these studies require commitments beyond the life-time of researchers. Here, a powerful method is described that dramatically advances state-of-the-art data collection to generate longitudinal data in natural systems.

Risurrezione di dormienti Daphnia magna: protocollo e applicazioni

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Estimating Sediment Denitrification Rates Using Cores and N2O Microsensors

Denitrification is the primary biogeochemical process removing reactive nitrogen from the biosphere. The quantitative evaluation of this process has become particularly relevant for assessing the anthropogenic-altered global nitrogen cycle and the emission of greenhouse gases (i.e., N2O). Several methods are available for measuring denitrification, but none of them are completely satisfactory. Problems with existing methods include their insufficient sensitivity, and the need to modify the substrate levels or alter the physical configuration of the process using disturbed samples.This work describes a method for estimating sediment denitrification rates that combines coring, acetylene inhibition, and microsensor measurements of the accumulated N2O. The main advantages of this method are a low disturbance of the sediment structure and the collection of a continuous record of N2O accumulation; these enable estimates of reliable denitrification rates with minimum values up to 0.4-1 &#181;mol N2O m-2 h-1. The ability to manipulate key factors is an additional advantage for obtaining experimental insights. The protocol describes procedures for collecting the cores, calibrating the sensors, performing the acetylene inhibition, measuring the N2O accumulation, and calculating the denitrification rate. The method is appropriate for estimating denitrification rates in any aquatic system with retrievable sediment cores. If the N2O concentration is above the detection limit of the sensor, the acetylene inhibition step can be omitted to estimate the N2O emission instead of denitrification. We show how to estimate both actual and potential denitrification rates by increasing nitrate availability as well as the temperature dependence of the process. We illustrate the procedure using mountain lake sediments and discuss the advantages and weaknesses of the technique compared to other methods. This method can be modified for particular purposes; for instance, it can be combined with 15N tracers to assess nitrification and denitrification or field in situ measurements of denitrification rates.

Estimating Sediment Denitrification Rates Using Cores and N2O Microsensors

This method estimates sediment denitrification rates in sediment cores using the acetylene inhibition technique and microsensor measurements of the accumulated N2O. The protocol describes procedures for collecting the cores, calibrating the sensors, performing the acetylene inhibition, measuring the N2O accumulation, and calculating the denitrification rate.

Stimare i tassi di denitrificazione sedimento utilizzando core e N2O microsensori

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A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

Un metodo a basso costo per misurare la produttività primaria in situ delle comunità periphyton delle acque leniche

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Metodo anaerobico simulato in situ per la coltura di microbi ambientali

A Set of In Situ Informed Simulated Medium Formats for Culturing Environmentally Acquired Anaerobic Microorganisms

Culture-dependent research of anaerobic microorganisms rests upon methodological competence. These methods must create and maintain suitable growth conditions (e.g., pH and carbon sources) for anaerobic microorganisms while also allowing samples to be extracted without compromising the artificial environment. To this end, methods that are informed by and simulate an in situ environment can be of great aid in culturing microorganisms from that environment. Here, we outline an in situ informed and simulated anaerobic method for culturing terrestrial surface and subsurface microorganisms, emphasizing anaerobic sample collection with minimal perturbation. This protocol details the production of a customizable anaerobic liquid medium, and the environmental&#160;acquisition and in vitro growth of anaerobic microorganisms. The protocol also covers critical components of an anaerobic bioreactor used for environmental simulations of sediment and anaerobic liquid media for environmentally acquired cultures. We have included preliminary Next Generation Sequencing data from a maintained microbiome over the lifespan of a bioreactor where the active culture dynamically adjusted in response to an experimental carbon source.

Autore in primo piano: Svelare i misteri dei microrganismi anaerobi terrestri in ambienti inesplorati mediante coltura in situ

The focus of this paper is to detail best practices for making media for fastidious anaerobic microorganisms acquired from an environment. These methods help manage anaerobic cultures and can be applied to support the growth of elusive uncultured microorganisms, the "microbial dark matter."

Un insieme di mezzi di comunicazione simulati informati in situ per la coltura di microrganismi anaerobici acquisiti nell'ambiente

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Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

Stabile Profiling isotopica di Flux Intermediario Metabolica in fase di sviluppo e per adulti Caenorhabditis elegans</em

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