Agradecemos a Inez Puttemans, Marc De Paep, Sara De Pril, Wouter Depuydt, Astrid Hermans, Piet Kayenbergh, Gerrit Meulemans, Christophe Ulens y Stijn Verstraeten para asistencia técnica y administrativa.

Todos los procedimientos técnicos se realizaron según guía del Instituto Nacional de salud para el cuidado y uso de animales de laboratorio y la Directiva 2010/63/UE y fueron aprobados por el Comité ético de KU Leuven.
1. general métodos para grabaciones extracelulares en despierto comportándose monos
<ol><li>Tren de los animales para realizar las tareas visuales y motoras necesarias para afrontar su pregunta de investigación específica. Asegúrese de que el animal es capaz de cambiar con flexibilidad entre las tareas durante la misma sesión de grabación con el fin de probar la neurona extensivamente y obtener una mejor comprensión de las características de conducción de la respuesta neural (figura 2-3).<ol>
<li>Tren animal Visually-Guided entender (VGG; apego 'en la luz") para evaluar los componentes de la respuesta de visuomotor. Nota: independientemente de la tarea elegida, gradualmente restringir la ingesta de líquidos por lo menos tres días antes del inicio de la fase de entrenamiento.<ol>
<li>Contener la cabeza de mono para toda la duración de la sesión experimental.</li>
			<li>En las primeras sesiones, mantenga la mano contralateral a la cámara de grabación en la posición de reposo y ayudar al animal a alcanzar y agarrar el objeto, dando recompensa manual después de cada intento.</li>
			<li>Poner nuevamente mano de mono en la posición de reposo al final de cada ensayo.</li>
			<li>Cada pocos ensayos, soltar la mano del mono y esperar unos segundos para observar si el animal inicia espontáneamente el movimiento.</li>
			<li>Aplicar manual recompensa cada vez que el mono llegue hacia el objeto.</li>
			<li>Cuando la fase alcance es adquirida correctamente, ayudar manualmente el animal para levantar (o tirar) el objeto y la recompensa.</li>
			<li>1.1.1.4 y 1.1.1.5, soltar la mano del mono y esperar unos segundos para observar si el animal inicia espontáneamente el movimiento. Dar recompensa cada vez que el movimiento se realiza correctamente.</li>
			<li>Alcanzar una correcta, mano posición y orientación de la muñeca tantas veces como sea necesario durante el procedimiento.</li>
			<li>Repita los pasos anteriores hasta que el animal realiza la secuencia automáticamente.</li>
			<li>La tarea automática de carga. El animal es recompensado automáticamente cuando realiza los movimientos de alcance y agarre durante un tiempo predeterminado.</li>
			<li>Aumentar gradualmente el tiempo de mantenimiento del objeto.</li>
			<li>Introducir el láser que se proyecta el punto de fijación en la base del objeto. Añadir a continuación el perseguidor del ojo para controlar la posición del ojo en el objeto-a-ser-entendido.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Tren animal en Memory-Guided agarrando (MGG) para investigar el componente motor de la respuesta, no afectado por el componente visual del estímulo.<ol>
<li>Contener la cabeza de mono.</li>
			<li>Siga los mismos pasos descritos para la VGG asegurándose de que el animal mantiene la fijación en el laser durante la tarea dentro de una ventana definida electrónicamente. Para esta versión de la tarea, se apaga la luz al final del período de fijación.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Tren el mono fijación pasiva receptividad visual y selectividad de forma.<ol>
<li>Contener la cabeza de mono.</li>
			<li>Presentar los estímulos visuales para el mono usando una CRT (fijación pasiva de estímulos 3D) o un monitor de LCD (fijación pasiva de estímulos 2D).</li>
			<li>Presentar un punto de fijación en el centro de la pantalla, superpuesta a los estímulos visuales.</li>
			<li>Recompensar al animal después de cada presentación del estímulo y aumente gradualmente el tiempo de fijación hasta llegar a los estándares de la tarea.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar la cirugía, usando herramientas estériles, cortinas y vestidos.<ol>
<li>Anestesiar los animales con ketamina (15 mg/kg, por vía intramuscular) y clorhidrato de medetomidina (0.01-0.04 mL/kg por vía intramuscular) y confirmar la anestesia regularmente comprobando la respuesta del animal a los estímulos, frecuencia cardíaca, ritmo respiratorio y la sangre presión.</li>
		<li>Mantener anestesia (propofol 10 mg/kg/h por vía intravenosa) y administrar oxígeno con un tubo traqueal. Use una pomada de lanolim para evitar la sequedad del ojo bajo anestesia.</li>
		<li>Proporcionar analgesia con 0.5 cc de buprenorfina (0,3 mg/ml por vía intravenosa). En caso de aumento de la frecuencia cardíaca durante la cirugía, puede administrarse una dosis adicional.</li>
		<li>Implante un post cabeza compatible con MRI con tornillos cerámica y acrílico dental. Realizar todas las cirugías de sobrevivencia bajo condiciones asépticas estrictas. Para un mantenimiento adecuado del campo estéril, usar guantes estériles desechables, máscaras e instrumentos estériles.</li>
		<li>Guiado por resonancia magnética anatómica (IRM; Coordenadas de Horsley-Clark), hacer una craneotomía por encima del área de interés y la cámara de grabación en el cráneo del mono del implante. Utilizar una cámara de grabación estándar para grabaciones extracelular sola unidad o un microdrive micropozo-microcanal, para la grabación simultánea de varias neuronas.</li>
		<li>Después de la cirugía, suspender la administración intravenosa de propofol hasta que se reanuda la respiración espontánea. No deje el animal hasta que ha recuperado la conciencia e introducir el animal en el grupo social solamente después de una recuperación completa.</li>
		<li>Proporcionar analgesia postoperatoria según lo recomendado por el veterinario institucional; por ejemplo usar Meloxicam (5mg/ml por vía intramuscular).</li>
		<li>Esperar 6 semanas después de la cirugía antes de comenzar el experimento. Esto permite un mejor anclaje del post principal a la calavera y garantiza que el animal ha recuperado de la intervención.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Localizar el área de grabación mediante resonancia magnética (para grabaciones extracelular de unidad) y la tomografía computada (CT, para grabaciones micropozo-microcanal).<ol>
<li>Capillares de vidrio se llenan de una solución de sulfato de cobre 2% e insertarlos en una red de grabación.</li>
		<li>Realizar MRI estructural (corte grueso: 0.6m m).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Seguimiento de actividad de los nervios.<ol>
<li>Uso de microelectrodos de tungsteno con una impedancia de 0.8 – 1 MΩ.</li>
		<li>Introducir el electrodo a través de la duramadre mediante un tubo de guía de acero inoxidable de 23G y un microdrive hidráulico.</li>
		<li>Para la discriminación de la espiga, amplificar y filtrar la actividad neuronal entre 300 y 5.000 Hz.</li>
		<li>Para las grabaciones de (LFP) potenciales de campo local, amplificar y filtrar la señal entre 1 y 170 Hz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monitorizar la señal de ojo<ol>
<li>Ajustar una cámara de infrarrojos frente a ojos del animal para obtener una imagen adecuada de la pupila y del reflejo corneal.</li>
		<li>Utilizar una cámara de infrarrojo que muestra la posición de la pupila a 500 Hz.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. investigar el objeto selectividad en áreas dorsales
<ol><li>Realizar el agarre guiados visualmente (VGG).<ol>
<li>Elegir el derecho sujetando la configuración según el objetivo de la investigación: carrusel setup o setup de robot (figura 3).</li>
		<li>Para la configuración del carrusel, ejecutar la tarea VGG:<ol>
<li>Que el mono Coloque la mano contralateral al hemisferio grabado en la posición de reposo en la oscuridad completa para iniciar la secuencia.</li>
			<li>Después de un tiempo variable (intervalo de diferenciarlo: ms de 2.000-3.000), aplicar un láser rojo (punto de fijación) en la base del objeto (distancia: 28 cm de los ojos de los monos). Si el animal mantiene a la mirada dentro de una ventana de fijación definidos electrónicamente (+/-2,5 °) de 500 ms, se ilumina el objeto desde arriba con una fuente de luz.</li>
			<li>Después de un retardo variable (300-1500 ms), programa de regulación del laser (visual ir cue) instruir al mono para levantar la mano desde la posición de reposo y el alcance, sujete y sostenga el objeto durante un tiempo variable (tiempo de retención: 300-900 ms).</li>
			<li>Cuando el animal realiza toda la secuencia correctamente, recompense con una gota de jugo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilice una secuencia de tareas similares para la configuración del robot.<ol>
<li>En cuanto a la configuración del carrusel, dejar que el mono Coloque la mano contralateral al hemisferio grabado en la posición de reposo en la oscuridad completa para iniciar la secuencia.</li>
			<li>Después de un tiempo variable (intervalo de diferenciarlo: ms de 2.000-3.000), iluminar el LED (punto de fijación) en el objeto (desde dentro; distancia: 28 cm de los ojos de los monos). Otra vez, si el animal mantiene a la mirada dentro de una ventana de fijación definidos electrónicamente (+/-2,5 °) de 500 ms, iluminar el objeto de dentro con una fuente de luz blanca.</li>
			<li>Después de un retardo variable (300-1500 ms), apagar el LED (visual ir cue), mandando al mono para levantar la mano desde la posición de reposo y el alcance, sujete y sostenga el objeto durante un tiempo variable (tiempo de retención: 300-900 ms).</li>
			<li>Cuando el animal realiza toda la secuencia correctamente, recompense con una gota de jugo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Durante la tarea, cuantificar el desempeño del mono, prestando especial atención a la sincronización. Medir que el tiempo transcurrido entre la señal de ir y el inicio del movimiento de la mano (tiempo de reacción) y entre el inicio del movimiento y la elevación del objeto (agarrando el tiempo).</li>
	</ol></li>
	<li>Realizar agarre memoria-dirigida (MGG; 'Agarrar en la oscuridad'). Utilice la tarea MGG para determinar si las neuronas están visuomotor o motor dominante. Nota: La secuencia es similar a la descrita para la VGG, pero el objeto es captado en la oscuridad total.<ol>
<li>Idéntica a la tarea VGG, dejó el mono Coloque la mano contralateral al hemisferio grabado en la posición de reposo en la oscuridad completa para iniciar la secuencia.</li>
		<li>Después de un tiempo variable (intervalo de diferenciarlo: ms de 2.000-3.000), aplicar un láser/LED rojo (punto de fijación) para indicar el punto de fijación (en la base del objeto para la configuración del carrusel, en el centro del objeto para la configuración del robot; distancia: 28 cm de los ojos de los monos) . Si el animal mantiene a la mirada dentro de una ventana de fijación definidos electrónicamente (+/-2,5 °) de 500 ms, se ilumina el objeto.</li>
		<li>Después de un tiempo fijo (400 ms), apagar la luz.</li>
		<li>Después de un retardo variable período (300-1500 ms) después de luz offset, dim/apague el punto de fijación (ir CUE) para instruir al mono para levantar la mano y alcance, agarre y mantener el objeto (tiempo de retención: 300-900 ms).</li>
		<li>Cuando el animal realiza toda la secuencia correctamente, dan una gota de zumo como recompensa.</li>
	</ol></li>
	<li>Realizar fijación pasiva. En cuanto a la tarea VGG, elegir la más adecuada configuración (carrusel o robot) dependiendo de la meta de la investigación. Nota: Se pueden realizar dos tareas diferentes de fijación pasiva: pasiva fijación de objetos del mundo real (usando los objetos-a-ser-entendido en las configuraciones de carrusel y robot) y la fijación pasiva de imágenes 3D/2D de objetos.<ol>
<li>Realizar la fijación pasiva de objetos del mundo real.<ol>
<li>Presentar el punto de fijación (láser rojo para la configuración del carrusel en la base del objeto y el LED rojo en la configuración del robot).</li>
			<li>Si el animal mantiene a la mirada dentro de una ventana de fijación definidos electrónicamente (+/-2,5 °) de 500 ms, iluminar el objeto de ms de 2.000.</li>
			<li>Si el animal mantiene a su mirada en la ventana de ms de 1.000, premiar con una gota de jugo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Realizar fijación pasiva de imágenes 3D/2D de objetos.<ol>
<li>Presentar todos los estímulos visuales sobre un fondo negro (luminancia de 8 cd/m2) utilizando un monitor (resolución de 1.280 x 1.024 píxeles) equipado con un rápido decaimiento P46-fósforo y funcionado en 120 Hz (distancia de visión: 86 cm).</li>
			<li>En las pruebas 3D, presentar los estímulos estereoscópicamente alternando las imágenes del ojo izquierdo y derecho en una pantalla (monitor CRT), en combinación con dos obturadores de cristal líquido ferroeléctrico. Localizar estas persianas frente a ojos de mono, operan a 60 Hz y sincronizar con el retrace vertical del monitor.</li>
			<li>Iniciar el juicio mediante la presentación de una pequeña plaza en el centro de la pantalla (punto de fijación; 0,2 × 0,2 º). Si la posición del ojo permanece dentro de una ventana cuadrada electrónicamente definido 1° (mucho menor que para los objetos del mundo real) para por lo menos 500 ms, presente el estímulo visual en la pantalla, para un tiempo total de ms de 500.</li>
			<li>Cuando el mono mantiene una fijación estable hasta el desplazamiento del estímulo, recompensa con una gota de jugo.</li>
			<li>Para un adecuado estudio de la selectividad de forma, ejecutar una batería completa de pruebas con imágenes 2D durante tarea de fijación pasiva, en la siguiente secuencia.</li>
			<li>Ejecute una prueba de búsqueda. Prueba de la selectividad visual de la celda utilizando un amplio conjunto de imágenes (imágenes de la superficie; Figura 4A), incluyendo las imágenes del objeto que es captado en la VGG. Por esta y todas las tareas visuales posteriores, comparar la imagen que evoca la respuesta más fuerte (llamada 'imagen preferida') a una segunda imagen al que la neurona responde débilmente (llamado ' preferidos '). Si la neurona en estudio responde también a las imágenes de objetos, búsqueda de componentes de estímulo específico conduce la sensibilidad de la célula (prueba de contorno, prueba de campo receptivo y la prueba de reducción).</li>
			<li>Ejecutar una prueba de contorno. A partir de las imágenes originales de la superficie de objetos reales (imágenes 2D o 3D con perspectiva, sombra y textura), obtener versiones progresivamente simplificadas de la misma forma del estímulo (siluetas y contornos; Figura 4B). Recoger al menos 10 ensayos por condición para determinar si la neurona prefiere la superficie original, la silueta o el contorno de la forma original.</li>
			<li>Ejecutar una prueba de campo receptivo (RF). Para asignar el RF de una neurona, presentamos las imágenes de objetos en diversas posiciones en una pantalla (en este experimento, 35 posiciones; tamaño estímulo de 3°), que abarca el campo visual central19,20. Para recolectar suficientes repeticiones del estímulo en todas las posiciones posibles en un tiempo razonable, reducir la duración del estímulo (estímulos flasheados; duración del estímulo: 300 ms, intervalo de diferenciarlo: 300 ms).</li>
			<li>Ejecutar una prueba de reducción. Ejecutar una prueba de reducción con contornos fragmentos presentados en el centro de la RF para identificar la función de forma eficaz mínimo (MESF). Generar el conjunto de estímulos en Photoshop por recortar el contorno de cada una de las formas originales de contorno a lo largo de los ejes principales (figura 3B). Diseñar el MESF como el fragmento más pequeño de forma que evocan una respuesta que al menos el 70% de la respuesta de contorno intacto y no significativamente menor que el de respuesta8.</li>
			<li>Para una mejor estimación de la dependencia de la posición (el efecto de la posición del estímulo en selectividad de fragmento), ejecutar dos pruebas diferentes. Ejecutar una prueba de reducción con los fragmentos situados en la posición ocupada en la forma de contorno original. Ejecutar una prueba de reducción con los fragmentos en el centro de la masa de la forma.</li>
			<li>En esta etapa, se ejecute una nueva asignación de RF usando el MESF.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Gallese, V., Fadiga, L., Fogassi, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Action+recognition+in+the+premotor+cortex.">Action recognition in the premotor cortex.</a> Brain. 119 (2), 593-609 (1996).</li><li>Fogassi, L., Gallese, V., Buccino, G., Craighero, L., Fadiga, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+mechanism+for+the+visual+guidance+of+hand+grasping+movements+in+the+monkey:+a+reversible+inactivation+study.">Cortical mechanism for the visual guidance of hand grasping movements in the monkey: a reversible inactivation study.</a> Brain. 124 (3), 571-586 (2001).</li><li>Rizzolatti, G., Camarda, R., Fogassi, L., Gentilucci, M., Luppino, G., Matelli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+organization+of+inferior+area+6+in+the+macaque+monkey.+II.+Area+F5+and+the+control+of+distal+movements.">Functional organization of inferior area 6 in the macaque monkey. II. Area F5 and the control of distal movements.</a> Exp. Brain Res. 71 (3), 491-507 (1988).</li><li>Mishkin, M., Ungerleider, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+striate+inputs+to+the+visuospatial+functions+of+parieto-preoccipital+cortex+in+monkeys.">Contribution of striate inputs to the visuospatial functions of parieto-preoccipital cortex in monkeys.</a> Behav. Brain Res. 6 (1), 57-77 (1982).</li><li>Goodale, M. A., Milner, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Separate+visual+pathways+for+perception+and+action.">Separate visual pathways for perception and action.</a> Trends Neurosci. 15 (1), 20-25 (1992).</li><li>Baumann, M. A., Fluet, M. C., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Context-specific+grasp+movement+representation+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Context-specific grasp movement representation in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 29 (20), 6436-6438 (2009).</li><li>Murata, A., Gallese, V., Luppino, G., Kaseda, M., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+for+the+shape,+size,+and+orientation+of+objects+for+grasping+neurons+of+monkey+parietal+area+AIP.">Selectivity for the shape, size, and orientation of objects for grasping neurons of monkey parietal area AIP.</a> J. Neurophysiol. 83 (5), 2580-2601 (2000).</li><li>Romero, M. C., Pani, P., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+shape+features+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Coding of shape features in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 34 (11), 4006-4021 (2014).</li><li>Sakata, H., Taira, M., Kusonoki, M., Murata, A., Tanaka, Y., Tsutsui, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+coding+of+3D+features+of+objects+for+hand+action+in+the+parietal+cortex+of+the+monkey.">Neural coding of 3D features of objects for hand action in the parietal cortex of the monkey.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 353 (1373), 1363-1373 (1998).</li><li>Taira, M., Mine, S., Georgopoulos, A. P., Murata, A., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parietal+cortex+neurons+of+the+monkey+related+to+the+visual+guidance+of+the+hand+movement.">Parietal cortex neurons of the monkey related to the visual guidance of the hand movement.</a> Exp Brain Res. 83 (1), 29-36 (1990).</li><li>Janssen, P., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+guidance+in+control+of+grasping.">Visual guidance in control of grasping.</a> Annu. Rev. 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A., Murata, A., Fogassi, L., Gallese, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+properties+of+grasping-related+neurons+in+the+ventral+premotor+area+F5+of+the+macaque+monkey.">Functional properties of grasping-related neurons in the ventral premotor area F5 of the macaque monkey.</a> J. Neurophysiol. 95 (2), 709-729 (2006).</li><li>Umilta, M. A., Brochier, T., Spinks, R. L., Lemon, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+recording+of+macaque+premotor+and+primary+motor+cortex+neuronal+populations+reveals+different+functional+contributions+to+visuomotor+grasp.">Simultaneous recording of macaque premotor and primary motor cortex neuronal populations reveals different functional contributions to visuomotor grasp.</a> J. 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Neurophysiol. 115 (3), 1542-1555 (2016).</li><li>Decramer, T., Premereur, E., Theys, T., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-electrode+recordings+in+the+macaque+frontal+cortex+reveal+common+processing+of+eye-,+arm-+and+hand+movements.+Program+No.+495.15/GG14.">Multi-electrode recordings in the macaque frontal cortex reveal common processing of eye-, arm- and hand movements. Program No. 495.15/GG14.</a> Neuroscience Meeting Planner. , (2017).</li><li>Pani, P., Theys, T., Romero, M. C., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grasping+execution+and+grasping+observation+activity+of+single+neurons+in+macaque+anterior+intraparietal+area.">Grasping execution and grasping observation activity of single neurons in macaque anterior intraparietal area.</a> J. Cogn. Neurosci. 26 (10), 2342-2355 (2014).</li><li>Turriziani, P., Smirni, D., Oliveri, M., Semenza, C., Cipolotti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+prefrontal+cortex+in+familiarity+and+recollection+processes+during+verbal+and+non-verbal+recognition+memory.">The role of the prefrontal cortex in familiarity and recollection processes during verbal and non-verbal recognition memory.</a> Neuroimage. 52 (1), 469-480 (2008).</li><li>Tsao, D. Y., Schweers, N., Moeller, S., Freiwald, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patches+of+faces-selective+cortex+in+the+macaque+frontal+lobe.">Patches of faces-selective cortex in the macaque frontal lobe.</a> Nat. Neurosci. 11 (8), 877-879 (2008).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Un enfoque integral al estudio de la corriente dorsal requiere una cuidadosa selección de las tareas conductuales y análisis visual: visuales y agarrar paradigmas pueden emplearse combinados o por separado dependiendo de las características de la región.
En este artículo, proporcionan los ejemplos de la actividad neuronal registrado en AIP y F5p en respuesta a un subconjunto de tareas visuales y motoras, pero respuestas muy similares pueden observarse en otras áreas frontales como zona 4...

Primates no humanos y comparten la capacidad de realizar acciones complejas de motor incluyendo aferramiento al objeto. Para realizar con éxito estas tareas, nuestro cerebro necesita completar la transformación de propiedades de objetos intrínsecos en comandos de motor. Esta transformación se basa en una sofisticada red de áreas corticales dorsales situados en la corteza premotora ventral y parietal1,2,3 (figura 1).
De los estudios de lesión en los monos y los humanos4,5, sabemos que la corriente visual dorsal - origina en la corteza visual primaria y dirigida hacia la corteza parietal posterior - participa en la visión espacial y la planificación del motor acciones. Sin embargo, la mayoría de las áreas de la corriente dorsal no se dedica a un tipo único de tratamiento. Por ejemplo, el área intraparietal anterior (AIP), una de las zonas de etapa final de la secuencia visual dorsal, contiene una gran variedad de neuronas que el fuego no sólo durante agarrar6,7,8, sino también en lo visual inspección del objeto7,8,9,10.
Similares a la AIP, las neuronas en el área F5, situado en la corteza premotora ventral (PMv), también responden durante la fijación visual y objeto agarrar, que es probable que sea importante para la transformación de la información visual en acciones motor11. La porción anterior de esta región (subsector F5a) contiene las neuronas responden selectivamente a tridimensional (3D, definida por disparidad) imágenes de12,13, mientras que el subsector localizado en la convexidad (F5c) contiene las neuronas caracteriza por espejo propiedades1,3, disparar tanto cuando un animal realiza u observa una acción. Finalmente, la región posterior del F5 (F5p) es un campo relacionado con la mano, con una alta proporción de visuomotor neuronas sensibles a la observación tanto y agarre de objetos 3D14,15. Junto a F5, zona 45B, situado en la rama inferior del surco arqueado, también pueden participar en forma procesamiento16,17 y18de agarre.
Pruebas de selectividad de objeto en la corteza parietal y frontal es un reto, porque es difícil determinar que características de estas neuronas responden a y cuáles son los campos receptivos de las neuronas. ¿Por ejemplo, si una neurona responde a un plato pero no a un cono, que característica de estos objetos está impulsando esta selectividad: el contorno 2D, la estructura 3D, la orientación en profundidad o una combinación de muchas características diferentes? Para determinar las características del objeto crítico de neuronas que responden durante la fijación del objeto y el aferramiento, es necesario emplear varias pruebas visuales con imágenes de objetos y versiones reducidas de las mismas imágenes.
Una fracción considerable de las neuronas en AIP y F5 no sólo se responde a la presentación visual de un objeto, sino también cuando el animal agarra este objeto en la oscuridad (es decir, en ausencia de información visual). Estas neuronas no pueden responder a una imagen de un objeto que no puede ser comprendido. Por lo tanto, componentes de la respuesta visuales y motor están íntimamente conectados, lo que hace difícil investigar la representación del objeto neuronal en estas regiones. Ya visuomotor neuronas sólo pueden ser probadas con objetos del mundo real, necesitamos un sistema flexible para la presentación de diferentes objetos en diferentes posiciones en el campo visual y en diferentes orientaciones si queremos determinar qué características son importantes para estos neuronas. Este último sólo se logra por medio de un robot capaz de presentar diferentes objetos en diversas localizaciones en espacio visual.
Este artículo pretende proporcionar a una guía experimental para los investigadores interesados en el estudio de las neuronas parieto-frontal. En las secciones siguientes, daremos el protocolo general utilizado en nuestro laboratorio para el análisis de las respuestas de objeto agarrar y visual en monos del macaque despierto (Macaca mulatta).

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Grasping robot</td>
			<td>GIBAS Universal Robots</td>
			<td>UR-6-85-5-A</td>
			<td>Robot arm equipped with a gripper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carousel motor</td>
			<td>Siboni</td>
			<td>RD066/&#8224;20 MV6, 35x23 F02</td>
			<td>Motor to be implemented in a custom-made vertical carousel. It allows the rotation of the carousel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye tracker</td>
			<td>SR Research</td>
			<td>EyeLink II</td>
			<td>Infrared camera system sampling at 500 Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Wavetek Rockland</td>
			<td>852</td>
			<td>Electronic filters perform a variety of signal-processing functions with the purpose of removing a signal&#39;s unwanted frequency components.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preamplifier</td>
			<td>BAK ELECTRONICS, INC.</td>
			<td>A-1</td>
			<td>The Model A-1 allows to reduce input capacity and noise pickup and allows to test impedance for metal micro-electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrodes</td>
			<td>FHC</td>
			<td>UEWLEESE*N4G</td>
			<td>Metal microelectrodes (* = Impedance, to be chosen by the researcher)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CRT monitor</td>
			<td>Vision Research Graphics</td>
			<td>M21L-67S01</td>
			<td>The CRT monitor is equipped with a fast-decay P46-phosphor operating at 120 Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferroelectric liquid crystal shutters</td>
			<td>Display Tech</td>
			<td>FLC Shutter Panel; LV2500P-OEM</td>
			<td>The shutters operate at 60 Hz in front of the monkeys and are synchronized to the vertical retrace of the monitor</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigating object representations in the macaque dorsal visual stream using single-unit recordings

Estudios previos han demostrado que las neuronas en las áreas parieto-frontal del cerebro de macacos pueden ser altamente selectivas para los objetos del mundo real, definido por la disparidad de superficies curvas e imágenes de objetos del mundo real (con y sin disparidad) de una manera similar como se describe en la corriente visual ventral. Además, las áreas parieto-frontal se creen que convertir la información del objeto visual en salidas motor apropiados, como la pre-formación de la mano durante el agarre. Para caracterizar mejor selectividad de objeto en la red cortical involucrada en las transformaciones visuomotor, ofrecemos una batería de pruebas destinada a analizar la selectividad del objeto visual de neuronas en las regiones parieto-frontal.

Figura 5 parcelas las respuestas de una neurona ejemplo registrado de zona F5p probado con cuatro objetos: dos diversas formas - una esfera y una placa de-mostrado en dos diferentes tamaños (6 y 3 cm). Esta neurona particular respondió no sólo a la esfera grande (estímulo óptimo; panel izquierdo superior), sino también a la placa grande (panel inferior izquierdo). En comparación, era más débil la respuesta a los objetos más pequeños (superior e inf...

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Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Se presenta un protocolo detallado para analizar selectividad objeto de parieto-frontal las neuronas implicadas en las transformaciones visuomotor.

Investigar las representaciones de objeto en la corriente Visual Dorsal de macacos usando grabaciones de una sola unidad

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

investigating-object-representations-macaque-dorsal-visual-stream

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K vistas.  Katholieke Universiteit Leuven. Se presenta un protocolo detallado para analizar selectividad objeto de parieto-frontal las neuronas implicadas en las transformaciones visuomotor.

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Una sola unidad En vivo Grabaciones de la quiasma óptico de la rata

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Investigación

Neurociencias

Transretinal ERG Recordings from Mouse Retina: Rod and Cone Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light whereas cones operate continuously under rapidly changing bright light conditions. Absorption of light by rod- and cone-specific visual pigments in the outer segments of photoreceptors triggers a phototransduction cascade that eventually leads to closure of cyclic nucleotide-gated channels on the plasma membrane and cell hyperpolarization. This light-induced change in membrane current and potential can be registered as a photoresponse, by either classical suction electrode recording technique1,2 or by transretinal electroretinogram recordings (ERG) from isolated retinas with pharmacologically blocked postsynaptic response components3-5. The latter method allows drug-accessible long-lasting recordings from mouse photoreceptors and is particularly useful for obtaining stable photoresponses from the scarce and fragile mouse cones. In the case of cones, such experiments can be performed both in dark-adapted conditions and following intense illumination that bleaches essentially all visual pigment, to monitor the process of cone photosensitivity recovery during dark adaptation6,7. In this video, we will show how to perform rod- and M/L-cone-driven transretinal recordings from dark-adapted mouse retina. Rod recordings will be carried out using retina of wild type (C57Bl/6) mice. For simplicity, cone recordings will be obtained from genetically modified rod transducin &alpha;-subunit knockout (T&alpha;-/-) mice which lack rod signaling8.

We describe a relatively simple method of transretinal electroretinogram (ERG) recordings for obtaining rod and cone photoresponses from intact mouse retina. This approach takes advantage of the block of synaptic transmission from photoreceptors to isolate their light responses and record them using field electrodes placed across the isolated flat-mounted retina.

Transretinal Grabaciones ERG de retina del ratón: Rod y el Cono Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

Simultáneas registros de células de fotorreceptores y las neuronas de segundo orden en una rebanada preparación retina Anfibios

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Una guía para<em&gt; En vivo</em&gt; Single-unidad de grabación de Optogenetically Identificado cortical inhibitorio interneuronas

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Simultáneo<em&gt; Ex vivo</em&gt; Pruebas funcionales de dos retinas por<em&gt; In vivo</em&gt; Sistema Electrorretinograma

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

Una Guía Visual de Ordenación de Registros electrofisiológicos El uso de &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Grabaciones de potenciales evocadas visuales en ratones usando un multicanal no invasivo seco del cuero cabelludo EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

Investigadora de axón mamífero de regeneración: En Vivo electroporación de ganglio de raíz Dorsal de ratón adulto

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

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