Este proyecto ha recibido financiación del programa de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea bajo el acuerdo de subvención nº 101017113, el Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), la Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) y el Vanderbilt Medical Scholars Program. Agradecemos a todo el personal de CMCiB, incluyendo a Jordi Grifols, María del Mar Arévalo, Juan Ricardo González, Sara Capdevila, Josep Puig y Gemma Cristina Monte Rubí). También damos las gracias a Abril Culell Camprubí y al Dr. Sergi César Díaz por su ayuda en los dibujos anatómicos.

El presente procedimiento fue aprobado por el Comité Ético de Experimentación Animal (CEEA) del Centro de Medicina Comparada y Bioimagen de Cataluña (CEEA-CMCiB). La Generalitat de Cataluña también autorizó el protocolo experimental (nº 11652), número de identificación de expediente FUE-2022-02381434 y DNI QBXQ3RY3J. Profesionales experimentados, incluidos veterinarios certificados que brindan supervisión y asistencia, realizaron toda la experimentación. Para el presente estudio se utilizaron lechones (Sus scrofa domestica), de 4 a 6 días de edad, con un peso de 2,5 a 3,5 kg. Se intentó equilibrar la distribución de género para evitar sesgos relacionados.
1. Sedación, intubación y acceso
<ol><li>Iniciar sedación y analgesia con ketamina intramuscular (20 mg/kg), dexmedetomidina (0,02 mg/kg) y midazolam (0,3 mg/kg). Una vez que el animal esté profundamente sedado (5 minutos después de la administración de la premedicación), oxigenar conO2 al 100% a través de una mascarilla de hocico (2 L/min). A continuación, inducir la anestesia con propofol intravenoso (0,5 mg/kg) (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Coloque el lechón en decúbito dorsal. Realizar la intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal con manguito de 2,5 mm (ver Tabla de Materiales), utilizando la visualización directa de la tráquea.<ol><li>Confirmar la colocación adecuada del tubo endotraqueal mediante auscultación directa de las bases pulmonares.</li>
	</ol></li>
	<li>Configure la ventilación mecánica para que proporcione una frecuencia respiratoria de 30 respiraciones por minuto, un volumen corriente de 8-12 mL/kg y una presión final de la espiración de 4 cmH2O.</li>
	<li>Controle continuamente la profundidad de la anestesia durante el protocolo a través de la frecuencia cardíaca (FC), la presión arterial (PA) y la saturación de oxígeno (spO2). Ajustar los parámetros ventilatorios y de sedación según sea necesario. NOTA: Los valores ideales para los signos vitales son una HR de 130-160 lpm, una PA de 75-95/60-70 y una spO2 > 85.</li>
	<li>Mantener la sedación con sevoflurano al 1,5% y fentanilo (25-200 μg/kg/min) (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Utilice la visualización directa para colocar catéteres en la arteria femoral (3 Fr) y en la vena (4 Fr) (consulte la tabla de materiales). NOTA: Estos catéteres se utilizarán para la administración de medicamentos y la adquisición de muestras. Como tal, es importante mantener el acceso.</li>
</ol>2. Configuración y cebado del circuito CPB
<ol><li>Personalice y configure el circuito CPB siguiendo los pasos a continuación (Figura 3):<ol><li>Acorte el tubo tanto como sea posible, dejando suficiente distancia para llegar al animal desde la máquina.</li>
		<li>Cree y conecte un puente de tubería que conecte el flujo de salida del oxigenador de membrana (consulte la Tabla de materiales) con el flujo de entrada a la bomba. NOTA: El puente es vital para permitir que la sangre continúe circulando a través de la máquina mientras se realizan las AC del animal.</li>
	</ol></li>
	<li>Una vez que todos los puntos de conexión estén sellados, cebe el circuito con 300 mL de una solución salina de heparina (1,000 UI de heparina mezclada en 1 L de solución salina) y 300 mL de sangre fresca de cerdo donante, seguidos de 3.5 mEq de bicarbonato de sodio, 350 UI de heparina y 450 mg de gluconato de calcio (ver Tabla de Materiales).<ol><li>"Barrer" el circuito haciendo pasar la mezcla de sangre, heparina-solución salina, bicarbonato de sodio y gluconato de calcio a través de todo el circuito durante 2 minutos a una velocidad de 0,3 L/min.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cirugía e iniciación a la CEC
NOTA: La Figura 1 complementaria muestra los materiales quirúrgicos necesarios para la colocación de cánulas.
<ol><li>Exponga la vena yugular interna izquierda y la arteria carótida derecha para prepararse para la canulación (Figura 4).</li>
	<li>Para la canulación, utilice la técnica de Seldinger o "over-the-wire"21.<ol><li>Primero, inserte un catéter de aguja en la vena yugular interna izquierda. Una vez que se visualice un destello de sangre, inserte con cuidado un alambre guía en el vaso y retire la aguja, asegurándose de que el alambre permanezca en su lugar.</li>
		<li>Pase un dilatador sobre el alambre y dentro del vaso, luego retire el dilatador.</li>
		<li>Con el alambre aún en su lugar, enrosque una cánula venosa de 8 Fr y avancela lentamente ~ 4 cm en el vaso. Retire con cuidado el alambre, asegurándose de que la cánula permanezca en su lugar.</li>
		<li>Repita la técnica de alambre de Seldinger con dilatación para colocar una cánula arterial pediátrica de 6 Fr (ver Tabla de materiales) en la arteria carótida derecha.</li>
		<li>En el momento de la canulación arterial, administrar un bolo de heparina intravenosa (50 UI/kg) a través de la cánula arterial recién colocada.</li>
	</ol></li>
	<li>Una vez logrado el acceso, fije firmemente ambas cánulas al animal utilizando suturas y cinta adhesiva 3-0 poly absorbibles para evitar que se retiren inadvertidamente (Figura 5).</li>
	<li>Conecte las cánulas al circuito CPB, asegurándose de que se agregue solución salina con heparina a los puntos de conexión para evitar que entre aire en el circuito.</li>
	<li>Ajuste el caudal inicial a 80-85 mL/kg/min y auméntelo lentamente hasta un caudal final de 150 mL/kg/min. NOTA: El animal puede permanecer en el CPB durante el tiempo que requieran los experimentos. En la Figura complementaria 2 se muestra un esquema de los pasos 1 a 3.</li>
</ol>4. Paro circulatorio y cardíaco (AC)
<ol><li>Para inducir la AC, administre 9 mEq de KCl. Utilice los signos vitales para evaluar el paro completo y confirme con ecocardiografía. Administre KCl adicional según sea necesario.</li>
	<li>Una vez que el corazón se detiene, aísle al animal del circuito para inducir un paro circulatorio.</li>
	<li>Mantenga el flujo del circuito CPB utilizando el puente descrito anteriormente (paso 3.5) circulando a 1,500 rpm.</li>
</ol>5. Reanimación cardiopulmonar extracorpórea (eCPR)
<ol><li>Una vez que se haya alcanzado la condición de CA adecuada (0 min, 30 min o 60 min), comience la reanimación con eCPR.</li>
	<li>Vuelva a conectar el lechón al circuito CPB.</li>
	<li>Administrar 3 mL de gluconato de calcio (2,25 mmol/10 mL, diluido 1:2) y 6 mL de bicarbonato de sodio (1 M, diluido 1:2) a través del acceso arterial periférico, añadiendo las dosis necesarias. NOTA: Se puede utilizar cardioversión o fármacos inotrópicos (adrenalina o dopamina) si es necesario.</li>
</ol>6. Cuidados postoperatorios
<ol><li>Una vez resucitado, controle los signos vitales durante 15 minutos para garantizar la estabilidad. NOTA: Los parámetros ideales en el período de la unidad de cuidados intensivos son: FC de 100-150 lpm, PA de 75-95/60-70 y spO2 > 85.</li>
	<li>Traslado de los animales para la resonancia magnética (RMN). NOTA: Después de las imágenes, los animales nunca se recuperaron y fueron sacrificados bajo anestesia mediante la administración intravenosa de pentobarbital sódico para obtener muestras de cerebro para el análisis histológico. En la Figura complementaria 3 se puede ver una línea de tiempo de la parte experimental del procedimiento, incluida la estrategia de recolección de muestras.</li>
</ol>

Reanimación cardiopulmonar extracorpórea en modelo animal tras un paro cardiaco

<ol>
	<li>vander Linde, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Birth+prevalence+of+congenital+heart+disease+worldwide:+A+systematic+review+and+meta-analysis.">Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).</li><li>Claessens, N. H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amplitude-integrated+electroencephalography+for+early+recognition+of+brain+injury+in+neonates+with+critical+congenital+heart+disease.">Amplitude-integrated electroencephalography for early recognition of brain injury in neonates with critical congenital heart disease.</a> Journal of Pediatrics. 202, 199-205 (2018).</li><li>Aly, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+tissue+oxygenation+index+and+lactate+at+24+hours+postoperative+predict+survival+and+neurodevelopmental+outcome+after+neonatal+cardiac+surgery.">Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery.</a> Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).</li><li>Bouma, B. J., Mulder, B. J. 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P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+brain+development+in+newborns+with+congenital+heart+disease.">Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease.</a> The New England Journal of Medicine. 357 (19), 1928-1938 (2007).</li><li>Fang, A., Allen, K. Y., Marino, B. S., Brady, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurologic+outcomes+after+heart+surgery.">Neurologic outcomes after heart surgery.</a> Paediatric Anaesthesia. 29 (11), 1086-1093 (2019).</li><li>Carr, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+effects+of+blood-air+interface+in+a+porcine+cardiopulmonary+bypass+model.">Inflammatory effects of blood-air interface in a porcine cardiopulmonary bypass model.</a> ASAIO Journal. 66 (1), 72-78 (2020).</li><li>Drabek, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emergency+preservation+and+delayed+resuscitation+allows+normal+recovery+after+exsanguination+cardiac+arrest+in+rats:+A+feasibility+trial.">Emergency preservation and delayed resuscitation allows normal recovery after exsanguination cardiac arrest in rats: A feasibility trial.</a> Critical Care Medicine. 35 (2), 532-537 (2007).</li><li>Sheikh, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomics+of+cerebral+injury+in+a+neonatal+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest.">Proteomics of cerebral injury in a neonatal model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 132 (4), 820-828 (2006).</li><li>Khailova, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+alkaline+phosphatase+activity+and+expression+in+an+experimental+infant+swine+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest.">Tissue alkaline phosphatase activity and expression in an experimental infant swine model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest.</a> Journal of Inflammation. 17, 27 (2020).</li><li>Mavroudis, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroencephalographic+response+to+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+neonatal+swine+and+humans.">Electroencephalographic response to deep hypothermic circulatory arrest in neonatal swine and humans.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 106 (6), 1841-1846 (2018).</li><li>Gabriel, G. 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M., Juhasz, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Long-term+stable+normothermic+cardiopulmonary+bypass+model+in+neonatal+swine.">A Long-term stable normothermic cardiopulmonary bypass model in neonatal swine.</a> The Journal of Surgery Research. 101 (2), 176-182 (2001).</li><li>Lodge, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+blood+flow+during+pulsatile+cardiopulmonary+bypass+and+after+circulatory+arrest+in+an+infant+model.">Regional blood flow during pulsatile cardiopulmonary bypass and after circulatory arrest in an infant model.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 63 (5), 1243-1250 (1997).</li><li>Davidson, J. 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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+of+acute+lung+injury+induced+by+cardiopulmonary+bypass.">A rat model of acute lung injury induced by cardiopulmonary bypass.</a> Shock. 16 (3), 223-226 (2001).</li><li>Liu, M. D., Luo, P., Wang, Z. J., Fei, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+of+serum+Tau,+GFAP,+TNF-&#945;+and+malonaldehyde+after+blast-related+traumatic+brain+injury.">Changes of serum Tau, GFAP, TNF-&#945; and malonaldehyde after blast-related traumatic brain injury.</a> Chinese Journal of Traumatology. 17 (6), 317-322 (2014).</li><li>Kim, W. G., Moon, H. J., Won, T. H., Chee, H. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+aortic+cannulation+for+cardiopulmonary+bypass+in+neonatal+piglet+model.">Modified aortic cannulation for cardiopulmonary bypass in neonatal piglet model.</a> Journal of Cardiac Surgery. 23 (5), 503-504 (2008).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La derivación cardiopulmonar se usa comúnmente durante la cirugía cardíaca para adultos, niños y recién nacidos. Se basa en un circuito extracorpóreo motorizado y un oxigenador de membrana que trabajan juntos para oxigenar la sangre y proporcionar estabilización pulmonar y cardíaca. Estudios previos han demostrado que la CEC puede afectar negativamente a muchos sistemas de órganos (renal, cerebral, pulmonar, cardíaco, gastrointestinal) tanto en pacientes enfermos como anteriormente sanos</sup...

La cardiopatía congénita (EC) es la malformación congénita más prevalente, con alrededor de un millón de nacimientos afectados en todo el mundo cada año1. A pesar de que los avances modernos en la cirugía cardiotorácica (STC) y el tratamiento de cuidados intensivos han mejorado las tasas de mortalidad, las comorbilidades siguen siendo extremadamente comunes 2,3,4,5. Las anomalías del desarrollo neurológico, incluidas las deficiencias cognitivas y motoras, así como los problemas de aprendizaje, se describen en alrededor del 25%-50% de estos pacientes6,7,8. Se ha demostrado que la cirugía durante los primeros días de vida, especialmente aquellos que requieren parada circulatoria y cardíaca (AC), aumenta la morbilidad9. Las alteraciones hemodinámicas durante la cirugía pueden tener un efecto importante en el vulnerable cerebro del recién nacido en desarrollo. Los modelos experimentales son esenciales para comprender mejor el origen de estas anomalías e investigar estrategias neuroprotectoras para mejorar el pronóstico de estos pacientes.
El uso de modelos animales para el estudio de esta población ha sido ampliamente documentado 5,10,11,12,13,14. En particular, los lechones ofrecen una excelente opción, dadas las aproximaciones cercanas en anatomía cardíaca (Figura 1), genoma y fisiología, así como su tamaño relativamente mayor en comparación con otros modelos animales15 (Figura 2). El uso de modelos de lechones para estudiar los efectos tanto de la derivación cardiopulmonar (CEC) como de la AC ha sido descrito previamente. Estos modelos animales experimentales son útiles para estudiar los cambios hemodinámicos y las complicaciones asociadas a los órganos terminales 14,16,17,18,19,20. Estos modelos se desarrollaron para permitir a los investigadores estudiar las condiciones humanas en un entorno controlado, con flexibilidad para una variedad de condiciones experimentales. La mayoría de los estudios informan sobre el uso de la canulación central, una técnica que exige habilidades quirúrgicas avanzadas, requiere una mayor utilización de recursos y dificulta la supervivencia a largo plazo. Aunque estudios previos han documentado el uso de lechones en el estudio de la CPB12,15, pocos han propuesto la técnica de canulación periférica.
Esta nueva técnica de canulación periférica es más fácil, menos agresiva y más factible en comparación con otros estudios publicados19. Además, la validación de esta técnica en recién nacidos y pequeños animales es novedosa y debe ser considerada para su uso por todos los investigadores interesados en utilizar un modelo animal para estudiar la cardiopatía coronaria y sus comorbilidades asociadas. Es particularmente apropiado para personas con acceso a un laboratorio equipado con suministros, recursos y personal con experiencia en la realización de experimentos con modelos animales.
En resumen, el objetivo principal de este estudio es describir y validar un modelo de lechón neonatal de BCC con CA. El protocolo tiene como objetivo estudiar el daño cerebral severo y otras posibles complicaciones de la cirugía de CEC en un entorno controlado con diversas condiciones experimentales. Este método proporciona un modelo generalizable, fiable y de alta calidad, que puede utilizarse para una amplia variedad de protocolos experimentales.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5% sevofluorane</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>20070289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.5 mm endotracheal tube</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-1782</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 Fr catheter for peripheral arterial access</td>
			<td>Prodimed</td>
			<td>3872.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 Fr catheter for peripheral venous access</td>
			<td>Prodimed</td>
			<td>3872.13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 French ECMO pediatric arterial cannula&#160;</td>
			<td>Medtronic&#160;</td>
			<td>77206</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 French ECMO pediatric venous cannula&#160;</td>
			<td>Medtronic&#160;</td>
			<td>68112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>B Braun</td>
			<td>469801-1119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson forceps</td>
			<td>Allgaier instruments</td>
			<td>08-030-130</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BP cuff&#160;</td>
			<td>Mindray</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorfine (0.01 mg/kg)</td>
			<td>Richter Pharma</td>
			<td>#9004114000537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL)</td>
			<td>B Braun</td>
			<td>570-12606194-1119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine (0.5-2.0 &#181;g/kg/min)</td>
			<td>Orion farma</td>
			<td>GTN 064321000017253</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dolethol</td>
			<td>vetoquinol</td>
			<td>#3605870004904</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dopamine</td>
			<td>hikma</td>
			<td>A044098010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (25-200 &#181;g/kg/min)</td>
			<td>Kern Pharma</td>
			<td>756650.2H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fresh donor pig blood Type O</td>
			<td>Any&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat Exchanger</td>
			<td>Maquet Gmbh &#38; Co</td>
			<td>MCP70107.2130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin (1350 UI)</td>
			<td>ROVI</td>
			<td>641641.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Irwin retractor</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BV104R</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (20 mg/kg)</td>
			<td>Richter Pharma</td>
			<td>#9004114000452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lubricant</td>
			<td>Any orotracheal lubricant</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam (0.3 mg/kg)</td>
			<td>Serra Pamies</td>
			<td>619627.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mosquito forceps</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BH109R</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle forceps</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BM016R</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal&#160;saline (0.9%)</td>
			<td>B Braun Fisiovet</td>
			<td>5/469827/0610</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic clamps for tubing</td>
			<td>Achim Schulz-Lauterbach</td>
			<td>DBGM</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride (9 mEq)</td>
			<td>B Braun</td>
			<td>3545156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol (0.5 mg/kg)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>579742.7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quadrox Membrane Oxygenator&#160;</td>
			<td>Maquet Gmbh &#38; Co</td>
			<td>BE-HMOSD 300000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal thermometer</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RotaFlow Console ECMO system&#160;</td>
			<td>Maquet Gmbh &#38; Co</td>
			<td>MCP00703177</td>
			<td>Neonatal ECMO System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BB074R</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate (1 M)</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>634477.4 OH</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Talmed Inox</td>
			<td>112</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture (3/0 poly absorbable)</td>
			<td>B Braun Novosyn (R)</td>
			<td>0068030N1</td>
			<td>Any brand may be substituted</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pediatric animal model of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation after prolonged circulatory arrest

La cardiopatía congénita (EC) es la malformación congénita más prevalente, con alrededor de un millón de nacimientos afectados en todo el mundo cada año. La investigación exhaustiva de esta enfermedad requiere modelos animales apropiados y validados. Los lechones se utilizan comúnmente para la investigación traslacional debido a su anatomía y fisiología análogas. Este trabajo tuvo como objetivo describir y validar un modelo de lechón neonatal de bypass cardiopulmonar (CEC) con paro circulatorio y cardíaco (AC) como herramienta para el estudio del daño cerebral severo y otras complicaciones de la cirugía cardíaca. Además de incluir una lista de materiales, este trabajo proporciona una hoja de ruta para que otros investigadores planifiquen y ejecuten este protocolo. Después de que profesionales experimentados realizaran varios ensayos, los resultados representativos del modelo demostraron una tasa de éxito del 92%, con fracasos atribuidos al pequeño tamaño de los lechones y a la variación de la anatomía de los vasos. Además, el modelo permitió a los profesionales seleccionar entre una amplia variedad de condiciones experimentales, incluidos los tiempos variables en la AC, las alteraciones de la temperatura y las intervenciones farmacológicas. En resumen, este método utiliza materiales fácilmente disponibles en la mayoría de los entornos hospitalarios, es confiable y reproducible, y puede emplearse ampliamente para mejorar la investigación traslacional en niños sometidos a cirugía cardíaca.

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted&#160;worldwide per year1. Though modern advances in cardiothoracic surgery (CTS) and intensive care treatment have improved mortality rates, comorbidities remain extremely common2,3,4,5. Neurodevelopmental abnormalities, including cognitive and motor impairments as well as learning disabilities, are reported in around 25%-50% of these patients6,7,8. Surgery during the first days of life, especially those that require circulatory and cardiac arrest (CA), has been demonstrated to increase morbidity9. Hemodynamic alterations during surgery may have an important effect on the vulnerable developing newborn brain. Experimental models are essential to better understand the origin of these abnormalities and investigate neuroprotective strategies to improve the prognoses of these patients.
The use of animal models to study this population has been widely documented5,10,11,12,13,14. Notably, piglets offer an excellent option, given close approximations in cardiac anatomy (Figure 1), genome, and physiology, as well as their relatively larger size in comparison to other animal models15 (Figure 2). The use of piglet models to study the effects of both cardiopulmonary bypass (CPB) and CA has been previously described. These experimental animal models are useful for studying hemodynamic changes and associated end-tissue organ complications14,16,17,18,19,20. These models were developed to allow researchers to study human conditions in a controlled setting, with flexibility for a variety of experimental conditions. Most studies report the use of central cannulation, a technique that demands advanced surgical skills, requires higher resource utilization, and makes it difficult to ensure long-term survival. Though previous studies have documented the use of piglets in studying CPB12,15, few have proposed the peripheral cannulation technique.
This new peripheral cannulation technique is easier, less aggressive, and more feasible when compared to other published studies19. Moreover, validating this technique in newborns and small animals is novel and should be considered for use by all researchers interested in using an animal model to study CHD and its associated comorbidities. It is particularly appropriate for individuals with access to a laboratory equipped with supplies, resources, and personnel experienced in conducting animal model experiments.
In summary, the main aim of this study is to describe and validate a neonatal piglet model of CPB with CA. The protocol aims to study severe brain damage and other possible complications of CPB surgery in a controlled setting with varying experimental conditions. This method provides a model that is generalizable, reliable, and of high quality, which can be used for a wide variety of experimental protocols.

Autor destacado: Simulación de cirugía cardíaca pediátrica mediante un modelo de lechones neonatos

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Mortality rates for children with congenital heart defects have improved significantly in recent years given improvements in cardiac surgery. However, comorbidities remain extremely common, and that's the goal of our lab. We aim to investigate these comorbidities, uncover underlying causes, and develop preventative measures.Right now, we are studying neuro abnormalities that develop after cardiac surgery. This protocol offers a feasible and reproducible animal model of simulating pediatric cardiac surgery. So with that, researchers can use it as a base to test many different experimental conditions and a wide variety of other hypotheses.The peripheral cannulation technique for porcine cardiopulmonary bypass in our model is both practical and cost effective. Furthermore, it does allow a more reliable way to assess postoperative outcomes than the traditional central cannulation technique. The flexibility of our model encourages future work in congenital heart disease and comorbidity studies.For example, our lab is currently planning to expand this model to study real-time monitoring of cerebral parameters such as oxygenation status and cerebral blood flow.

Durante un período de 6 meses, un equipo interdisciplinario de médicos de cuidados intensivos pediátricos, cardiólogos pediátricos, veterinarios y técnicos realizaron el protocolo completo 12 veces (Figura complementaria 2 y figura complementaria 3).
La Figura 1 y la Figura 2 muestran la anatomía esperada de los animales utilizados en este protocolo. Los lechones incluidos tenían una media de ...

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Este protocolo describe un modelo porcino neonatal de bypass cardiopulmonar (CEC), con paro circulatorio y cardíaco como herramienta para el estudio del daño cerebral severo y otras complicaciones secundarias a la CEC.

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Las tasas de mortalidad de los niños con cardiopatías congénitas han mejorado significativamente en los últimos años debido a las mejoras en la cirugía cardíaca. Sin embargo, las comorbilidades siguen siendo extremadamente comunes, y ese es el objetivo de nuestro laboratorio. Nuestro objetivo es investigar estas comorbilidades, descubrir las causas subyacentes y desarrollar medidas preventivas.En este momento, estamos estudiando las anomalías neurológicas que se desarrollan después de una cirugía cardíaca. Este protocolo ofrece un modelo animal factible y reproducible de simulación de cirugía cardíaca pediátrica. Entonces, con eso, los investigadores pueden usarlo como base para probar muchas condiciones experimentales diferentes y una amplia variedad de otras hipótesis.La técnica de canulación periférica para el bypass cardiopulmonar porcino en nuestro modelo es práctica y rentable. Además, permite una forma más fiable de evaluar los resultados postoperatorios que la técnica tradicional de canulación central. La flexibilidad de nuestro modelo fomenta el trabajo futuro en estudios de cardiopatías congénitas y comorbilidades.Por ejemplo, nuestro laboratorio está planeando expandir este modelo para estudiar el monitoreo en tiempo real de parámetros cerebrales como el estado de oxigenación y el flujo sanguíneo cerebral.

pediatric-animal-model-extracorporeal-cardiopulmonary-resuscitation

Research

JoVE Journal

Medicine

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

547 vistas.  Sant Joan de Déu Research Institute. Las tasas de mortalidad de los niños con cardiopatías congénitas han mejorado significativamente en los últimos años debido a las mejoras en la cirugía cardíaca. Sin embargo, las comorbilidades siguen siendo extremadamente comunes, y ese es el objetivo de nuestro laboratorio. Nuestro objetivo es investigar estas comorbilidades, descubrir las causas subyacentes y desarrollar medidas preventivas.En este momento, estamos estudiando las anomalías neurológicas que se desarrollan de...

Video: Autor destacado: Simulación de cirugía cardíaca pediátrica mediante un modelo de lechones neonatos

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Investigación

Medicina

Cardiopulmonary Bypass (CPB) Circuit Setup for Cardiac Arrest and Resuscitation in Pediatric Animal Model

To begin, place the four-to-six-days-old anesthetized piglet in the dorsal recumbent position. After performing orotracheal intubation using a cuffed tube, auscultate the lung bases to confirm appropriate endotracheal tube placement. Set up mechanical ventilation and continuously monitor the depth of anesthesia during surgery through heart rate, blood pressure, and oxygen saturation.Adjust ventilatory and sedation parameters as required. Then insert a 3 French catheter in the femoral artery, followed by a 4 French catheter in the vein. Next, initiate the cardiopulmonary bypass, or CPB, circuit set up by shortening the CPB tubing while maintaining enough distance between the animal and the machine.Create a tubing bridge to connect the membrane oxygenator outflow and pump inflow. Once all the connection points are sealed, sweep the circuit with 300 microliters of heparin saline solution and 300 milliliters of fresh donor pig blood, followed by sodium bicarbonate, heparin, and calcium gluconate. Once the CPB circuit is ready, expose the left internal jugular vein, and insert the needle catheter into it.Similarly, expose the right carotid artery to prepare for cannulation. Once a blood flash is visible, carefully insert a guide wire into the vessel. Thread a dilator over the wire and into the vessel.Then remove the dilator. Slowly thread an 8 French venous cannula approximately four centimeters into the vessel, and remove the wire, ensuring the cannula remains in place. Then place a 6 French pediatric arterial cannula into the right carotid artery as previously demonstrated with dilation.Finally, administer an intravenous heparin bolus through the newly placed arterial cannula. After achieving access, use 3-0 absorbable sutures to fix both cannulas to the animal, and tape to prevent inadvertent removal. Connect the cannulas to the CPB circuit, ensuring heparin saline is added to the connection points to prevent air in the circuit.Set the initial flow to 80 to 85 milliliters per kilogram per minute. To induce cardiac arrest, administer nine milliequivalents of potassium chloride. Once the heart is stopped, isolate the animal from the circuit.Then maintain the CPB circuit flow to circulate at 1, 500 RPM. After achieving appropriate cardiac arrest conditions, begin extracorporeal cardiopulmonary resuscitation by reconnecting the piglet to the CPB circuit. Administer three milliliters of calcium gluconate and six milliliters of sodium bicarbonate through peripheral arterial access, adding doses as necessary.The vessel cannulation and CPB with cardiac arrest achieved a 92%success rate in the experiments. MRIs demonstrated clear signs of early brain damage in the CPB with cardiac arrest animals compared to control. The acute diffusion tensor imaging modality better identified the signs of infarction than other conventional MRI sequences.