Analyse des modifications d'expression génique dans l'hippocampe de rat après stimulation cérébrale profonde de l'antérieur thalamique Nucleus

Résumé

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Résumé

La stimulation cérébrale profonde (DBS) chirurgie, en ciblant différentes régions du cerveau telles que les noyaux gris centraux, le thalamus, et les régions sous-thalamique, est un traitement efficace pour plusieurs troubles du mouvement qui ne ont pas répondu au médicament. Les progrès récents dans le domaine de la chirurgie DBS a commencé à étendre l'application de cette technique chirurgicale à d'autres conditions aussi diverses que l'obésité morbide, la dépression et le trouble obsessionnel compulsif. Malgré ces indications en expansion, on en sait peu sur les mécanismes physiologiques sous-jacents qui facilitent les effets bénéfiques de la chirurgie DBS. Une approche pour cette question consiste à effectuer une analyse de l'expression des gènes dans les neurones qui reçoivent la stimulation électrique. Des études antérieures ont montré que la neurogénèse dans le gyrus denté de rat est obtenue chez DBS ciblage du noyau antérieur du thalamus ^1. La chirurgie DBS ciblant l'ATN est largement utilisé pour le traitement de l'épilepsie réfractaire. Il est donc beaucoup interest pour nous d'explorer les changements de transcription induits par stimulation électrique du ATN. Dans ce manuscrit, nous décrivons nos méthodologies pour la chirurgie stéréotaxique DBS-guidée ciblant l'ATN chez des rats Wistar mâles adultes. On discute également les étapes suivantes pour la dissection de tissu, isolement de l'ARN, la préparation d'ADNc et RT-PCR quantitative pour mesurer les changements d'expression génique. Cette méthode peut être appliquée à jour et pour stimuler les noyaux gris centraux et d'autres régions du cerveau communément cliniquement ciblée. L'étude de l'expression du gène décrit ici suppose une approche de gène cible candidat pour découvrir acteurs moléculaires qui pourraient être diriger le mécanisme de DBS.

Introduction

L'histoire derrière le développement de la stimulation cérébrale profonde comme une technique neurochirurgicale remonte aux années 1870 lorsque la possibilité de stimuler électriquement les circuits du cerveau a été explorée ^2. L'utilisation de la stimulation chronique à haute fréquence pour le traitement de troubles neuronaux a commencé dans les années 1960 ^3. Plus tard dans les années 1990 avec l'avènement de l'implantation chronique DBS électrodes ^4-6, le nombre de troubles neuronaux qui ont été traités par DBS a continué d'augmenter. La stimulation cérébrale profonde a été utilisé pour la première aux États-Unis comme traitement pour le tremblement essentiel ^6. Aujourd'hui, la chirurgie est largement utilisé pour traiter les troubles neuronaux qui sont actuellement incurable par une intervention pharmacologique. DBS est actuellement utilisé pour traiter les troubles du mouvement de la maladie de Parkinson et la dystonie ^7-9. La démence de type Alzheimer, la maladie, l'épilepsie, la douleur et les maladies neuropsychiatriques tels dépression de Huntington, OCD, Tourette7; le syndrome et la dépendance de quelques-unes des conditions qui se prêtent à un traitement par DBS ^10-12. Alors que la chirurgie DBS est approuvé par la FDA pour le traitement de la maladie de Parkinson, la dystonie et le tremblement essentiel, l'utilisation de la SCP pour traiter d'autres conditions mentionnées ci-dessus sont à divers stades de laboratoire et des études cliniques qui offrent beaucoup de promesses aux patients ^13,14.

Cliniquement, la chirurgie DBS est effectuée en deux étapes. La première étape consiste à positionner les électrodes chirurgicalement DBS à la localisation anatomique ciblée utilisant une combinaison de positionnement radiologique, CT, IRM ainsi que des lectures de microélectrodes pour une précision accrue. La deuxième étape consiste à implanter un générateur d'impulsions en haut de la poitrine du patient et l'extension de l'installation conduit à partir du cuir chevelu du générateur d'impulsions. Sur la base de l'état neurologique, plusieurs régimes de programmation pour le générateur d'impulsions ont été normalisés et seront utilisés pour fournir la tension souhaitée. Le vol finaletage est atteint de manière progressive afin de recevoir la meilleure réponse clinique avec une tension minimale ^15. Cependant, dans nos études, contrairement aux implants DBS chroniques utilisé cliniquement, pour des raisons de simplicité, nous avons recours à l'étude d'une stimulation à haute fréquence unique (pendant 1 heure) dans nos modèles animaux.

Une partie de la recherche de notre groupe se concentre sur l'étude de l'utilisation de la chirurgie DBS pour le traitement de l'épilepsie réfractaire. Approches chirurgicales stéréotaxiques utilisant stimulation à haute fréquence a été exploré par beaucoup d'autres comme une option efficace pour traiter l'épilepsie médicalement réfractaire qui constitue environ 30% de tous les cas d'épilepsie ^10,16,17. Stimulation cérébelleuse ciblant la surface corticale ainsi que les noyaux cérébelleux profonds ont été utilisés dans le passé en tant que cibles pour traiter l'épilepsie ^10,18,19. En outre, la stimulation de l'hippocampe a également été essayé, mais avec des résultats mitigés ^20,21. Une partie de l'autre objet d'une enquêteDBS objectifs pour l'épilepsie comprennent le cortex cérébral, le thalamus, noyau sous-thalamique et nerf vague ^8. Cependant, les résultats suivants de plusieurs études au cours des dernières années, le noyau antérieur du thalamus (ATN) a émergé comme la cible la plus commune DBS pour le traitement de l'épilepsie ^10,22. Sur la base de connaissances sur les circuits et les résultats de modèles animaux neuroanatomiques, plusieurs études ont porté sur l'effet thérapeutique de la stimulation cérébrale profonde de l'ATN dans le traitement de l'épilepsie ^23-26. L'ATN est une partie du circuit limbique et est situé dans la région du cerveau qui affecte la fréquence des crises. Des études menées par Hamani et al., Ont testé l'efficacité de l'ATN-DBS dans un modèle de l'épilepsie de pilocarpine induit et constaté que la stimulation bilatérale ATN latences pour les convulsions induites par la pilocarpine et état ​​de mal épileptique ²⁴ prolongée. En outre, la stimulation à haute fréquence de l'ATN a été trouvé pour réduire la fréquence des crises dans un modèle pentylenetetrazol (PTZ) de epilepsy ^25,27-29. Lee et al., Ont rapporté une réduction moyenne de la fréquence des crises d'environ 75% lors de la stimulation cérébrale profonde chronique de l'ATN dans le traitement de l'épilepsie partielle réfractaire ^30.

Une étude clinique récente sur le traitement de l'épilepsie réfractaire a montré des résultats prometteurs après la chirurgie DBS ciblant le noyau antérieur du thalamus (ATN) ^22. Un essai clinique randomisé multicentrique de 110 patients subissant DBS bilatérale de l'ATN pour le traitement de l'épilepsie réfractaire (essai SANTE) a indiqué une baisse de la fréquence des crises d'environ 40% ^31. Les résultats de cette étude a également laissé entendre sur un effet anti-épileptique optimale retard observé à la chirurgie de poste 2-3 mois. D'autres études par Toda et al., Corroborés avec ces conclusions où ils ont démontré la neurogenèse se passe à un poste plus tard DBS (jours 3-5) dans des modèles animaux ^une. En outre, Encinas et al., Ont rapporté neurogène hippocampiquesis dans la souris adulte dentate gyrus après stimulation à haute fréquence de l'ATN ^32. Des études antérieures ont signalé la baisse ^{de 33 à 35} neurogenèse hippocampique dans certains cas d'épilepsie comme l'épilepsie du lobe temporal chronique et une association avec des déficits d'apprentissage, troubles de la mémoire et des crises spontanées automobiles récurrentes. En outre, il y avait une réduction des facteurs de neurales progénitrices de cellules souches tels que le FGF2 et d'IGF-1 dans l'hippocampe épilepsie chronique chez des modèles animaux ^33. Considérant cela, stratégies d'intervention tels que DBS qui montrent une augmentation de la neurogenèse dans le gyrus denté sont des avenues intéressantes pour la recherche. Ces résultats nous ont encouragés à explorer plus profondément dans le mécanisme sous-jacent de traitement neurogenèse post-DBS pour l'épilepsie. Nous avons ciblé l'ATN tant de manière unilatérale (données non communiquées) ainsi que bilatéralement (des résultats représentatifs) et vu neurotrophine élevé (BDNF) expression dans le gyrus denté de rat. Notre cdusyst hypothèse est que l'expression de BDNF initie une cascade expression génique qui culmine dans la neurogenèse qui se traduit par l'effet anti-épileptique de chirurgie DBS. Dans cet article, nous présentons nos méthodes pour la chirurgie DBS ciblant l'ATN chez les rats suivie d'une analyse de l'expression des gènes comme une approche intéressante pour étudier le mécanisme qui sous-tend les avantages de la DBS.

Protocole

NOTE: Éthique Déclaration: Tous les procédures décrites dans ce manuscrit sont conformes aux directives du NIH pour la recherche animale (Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire) et sont approuvés par l'École de médecine de Harvard Comité IACUC.

Préparation 1. Pré-chirurgicale

1. Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés par autoclavage soit ou en nettoyant avec une solution et / ou de l'éthanol antiseptique si nécessaire. Lorsque cela est possible, utiliser de l'équipement jetable stérile comme des scalpels, aiguilles et seringues.
2. Couvrir la table de travail avec draps chirurgicaux et se assurer qu'il ya une élimination des déchets à risque biologique disponible.
3. Peser le rat et calculer la dose d'anesthésie. Utiliser un kétamine / xylazine mélange (kétamine à 75 mg / kg de xylazine et 10 mg / kg) à des rats anesthésier.
   REMARQUE: Entre 200-250 g est le poids optimal pour la fixation correcte de l'animal dans le cadre stéréotaxique ainsi que pour un ciblage précis de l'ATN. Isoflurane peut également être utilisé comme agent anesthésiant.
4. Monter et fixer deux électrodes stériles (stérilisés par autoclave ou à l'oxyde d'éthylène) sur le porte-électrode (Figure 2) d'un cadre stéréotaxique chirurgicale et avec l'aide d'un microscope (10-40X agrandissement), inspecter les extrémités de l'électrode pour le bon alignement. Fixer les deux électrodes 3,0 mm.
   REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager la pointe de l'électrode en touchant sur des surfaces dures.

2. chirurgie DBS

1. Injecter la kétamine / xylazine mélanger par voie intrapéritonéale à l'animal et de confirmer que l'animal a atteint un plan chirurgical d'anesthésie (en vérifiant le réflexe toe-pincement, la fréquence respiratoire et de la profondeur et de la régularité de la respiration). Enlever les poils de la région du cuir chevelu qui sera incisé et désinfecter le cuir chevelu avec trois gommages chaque alternance de la bétadine et de l'alcool ou une solution saline stérile. Fixer et positionner l'animal sur le Fram stéréotaxiquee.
2. Utilisation plaquettes circulantes d'eau chaude pour maintenir la température du corps de l'animal à un niveau optimal. Appliquer du lubrifiant des yeux aux yeux de l'animal à l'abri de surséchage.
3. Utilisez les coordonnées stéréotaxiques suivantes pour cibler l'ATN (antérieure du noyau thalamique): anterioposterior -1,6 mm, 1,5 mm et médio-latérale dorsoventral 5,2 mm ^1.
   REMARQUE: Les coordonnées stéréotaxiques sont basés sur le Paxinos et Watson (6 ^ème édition) atlas de cerveau de rat ^36.
4. Faire une incision dans le cuir chevelu sagittalement de révéler le crâne. En utilisant une paire d'écarteurs sécuriser le cuir chevelu incisée pour exposer le crâne. Utilisez une solution saline stérile pour rincer l'incision. Si l'incision est trop humide, utiliser des cotons-tiges stériles à sécher. Localisez le bregma et marquer avec un marqueur noir. Pour guider la position des trous de bavures, faire deux points de plus d'environ 1,5 mm sur les deux côtés mediolaterally de la suture sagittale et 1,6 mm en arrière du Coronsuture al.
5. Utilisez une perceuse à main pour faire les trous de bavures. Assurez-vous que la pointe de l'trou de trépan est stérile en stérilisant avec de l'éthanol. Tenir la perceuse à environ un angle de 45 ° à la surface du crâne lors du forage. Foire basculer entre les deux trous de bavures pour éviter la chaleur excessive à l'endroit de tout trou de trépan.
6. Continuer à forer jusqu'à la dure est exposé. En utilisant une aiguille avec sa pointe courbée ressemblant à la forme d'un «L», retirez les morceaux d'os qui pourraient obstruer l'insertion de l'électrode. Prenez soin de ne pas endommager le tissu de la dure-mère et / ou du cerveau qui sous-tend tout en enlevant les fragments d'os en utilisant l'aiguille tordue.
   NOTE: En utilisant une aiguille émoussée ou pince fine Blunt est également une option.
7. Fixer l'ensemble d'électrode double de la poignée tournante du cadre stéréotaxique et fixer la poignée à un angle de 90 °. Utilisation des ajustements dans le cadre stéréotaxique, positionner l'électrode gauche exactement au dessus du bregma.
8. Utilisation de la stéréoajustements tactiques pour le positionnement médio-latérale, se déplacer précisément l'électrode de 1,5 mm à gauche sur le côté gauche du bregma de telle sorte que maintenant il ya deux électrodes parfaitement alignées le long de la suture coronale mais espacés à 1,5 mm à partir de la mediolaterally bregma.
9. En utilisant les ajustements stéréotaxiques anterioposterior, déplacer les électrodes 1,6 mm en arrière de la suture coronale.
10. Utilisez les ajustements dorsoventraux d'abaisser les électrodes d'abord vérifier si les trous de bavures ont été faites au bon endroit de sorte que les électrodes peuvent être insérés avec facilité, sans toucher les bords rugueux des trous de bavures. Dans l'affirmative, insérer les électrodes à une profondeur de 5,2 mm de la surface du crâne.
11. Connectez les électrodes par l'intermédiaire conduit à un stimulateur fixé à 130 Hz, 2,5 V et 90 microsecondes de largeur d'impulsion ^1.
12. Délivrer une stimulation à haute fréquence pendant une heure (ou pendant une période de temps souhaitée comme pour montage expérimental). Au cours de la stimulation, ne oubliez pas d'assurer pRoper profondeur de l'anesthésie régulièrement par vérification de l'absence de retrait de la patte en réponse à un pincement de l'orteil. Compléter l'anesthésie avec environ la moitié de la dose initiale utilisée pour induire une anesthésie. Éviter la contamination de vos gants stériles lors de la vérification profondeur de l'anesthésie et les modifier si nécessaire. Effectuer une stimulation unilatérale ou bilatérale fondée sur les besoins expérimentaux de une. Contrôles tels que la stimulation de basse fréquence (par ex., 10 Hz) et les animaux non stimulés (insertion électrodes sans stimulation ultérieure) Inclure.
13. Après stimulation est terminée, retirez les électrodes avec soin et suturer l'incision avec des sutures 3-0 ou avec des agrafes chirurgicales stériles.
14. Administrer la buprénorphine (0,05 mg / kg) par voie sous- cutanée comme analgésique. Surveiller l'animal jusqu'à ce qu'il revienne à une activité normale, puis le retourner à l'établissement d'hébergement.
15. Après une période de temps basée sur la conception expérimentale (par exemple, 0, 3, après la chirurgie DBS 6 ou 12 h), Euthanasier l'animal à un surdosage d'anesthésie. Après confirmation de l'absence de signes vitaux, de décapiter l'animal.
16. Disséquer le cerveau en enlevant d'abord la peau avec des ciseaux. Coupez à travers l'os le long de la suture sagittale aide de ciseaux de dissection. Faire deux incisions plus (environ un pouce chacun) à travers l'os sur les deux côtés latéraux. En utilisant des pinces, soulever la pièce partiellement coupé de l'os du haut du crâne afin d'exposer le cerveau.
17. Avec des ciseaux fins ou forceps, déloger le cerveau du crâne et de transférer à une boîte de Pétri avec du PBS froid sur la glace.
    REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager le cerveau en faisant les incisions à travers l'os.

3. Isolation Hippocampus

REMARQUE: Effectuez toutes les étapes ultérieures de cette section sur la glace.

1. Placer le cerveau sur une matrice de cerveau acrylique pré-refroidi sur de la glace. En utilisant une lame de rasoir, couper le cerveau coronaire à environ 7-8 mm à partir de la partie antérieure la plus edge du cerveau. Faire une deuxième coupe coronaire et postérieure à la première coupe de telle sorte qu'une tranche de cerveau d'environ 5 mm d'épaisseur pourrait être retiré.
2. Transférer la tranche de cerveau à une boîte de Pétri avec PBS glacé. Aide de la lame de rasoir, couper les deux sections hémisphériques et de prendre soin de noter quel hémisphère correspond aux côtés gauche et droit respectivement. Ceci est particulièrement important lors de l'exécution unilatérales stimulations.
3. En utilisant des pinces fines et ciseaux supprimer l'hippocampe attentivement.
4. Flash geler le tissu hippocampique sur glace sèche et le ranger dans -20 ° C au congélateur jusqu'au moment pour les étapes ultérieures d'extraction d'ARN.
   NOTE: Pour le stockage à long terme, il est souhaitable de stocker les tissus dans un congélateur à -80 ° C.

4. Extraction de l'ARN et PCR quantitative

1. Assurez-vous que le tissu reste figé sur glace sèche avant d'être prêt pour l'homogénéisation.
2. REMARQUE: Effectuez cette étape dans la hotte.
   1. Ajouter 1 ml de réactif Tri à hippocampal tissu dans un tube à centrifuger de 1,5 ml et on homogénéise d'abord pipetage plusieurs fois jusqu'à ce que le tissu est divisé en plus petits morceaux. En outre homogénéiser le tissu par passage dans une seringue avec une aiguille de 25 G jusqu'à ce que il n'y a pas de tissu ininterrompue visible. Suivez les étapes d'homogénéisation sur la glace.
   2. Après homogénéisation du tissu, laisser la suspension de cellules au repos à température ambiante pendant 5 min pour permettre la lyse cellulaire.
      NOTE: Après ce point la suspension cellulaire peut être rapide congelé et stocké dans -70 ° C jusqu'à leur traitement ultérieur.
3. Ajouter 0,2 ml de chloroforme et mélanger au vortex pendant 20 secondes et laisser la solution reposer à température ambiante pendant 15 min.
4. Centrifuger les échantillons à 12 000 xg pendant 15 min à 4 ° C. Après centrifugation, retirer soigneusement les tubes sans déranger les trois couches distinctes qui seront visibles.
   REMARQUE: Le fond (rouge) de phase contient des protéines, la phase trouble milieu contient de l'ADN et le haut phase limpide contient RN / A.
5. Transférer la phase supérieure claire (ARN) dans un nouveau tube de 1,5 ml de centrifugeuse (typiquement 500 ul de l'ARN contenant phase est obtenue). A cela se ajoute 0,5 ml d'isopropanol et mélanger au vortex. A cela se ajoute 2-3 pi de glycogène (20 mg / ml) en tant que support pour l'ARN. Laisser l'échantillon reposer sur la table à la température ambiante pendant 10 min.
6. Centrifuger l'échantillon à 12 000 x g pendant 1 heure à 4 ° C. Assurez-vous que le culot d'ARN est visible au fond du tube.
7. Jeter le surnageant et laver le culot d'ARN par addition de 1 ml d'éthanol à 75% (à base d'eau exempte de nuclease). Inverser les échantillons plusieurs fois jusqu'à ce que le culot déloge du fond du tube et flotte dans la solution. Centrifuger à 12 000 xg pendant 10 min à 4 ° C.
   REMARQUE: le culot dans 75% d'éthanol peut être conservé à -20 ° C jusqu'à ce que de nouvelles mesures.
8. Laisser le culot d'ARN sécher à l'air en laissant les tubes ouverte pendant 5 min à température ambiante. Prenez des précautions pour éviter over sécher le culot car cela pourrait affecter sa dissolution dans l'eau dans l'étape suivante.

5. Retrait de l'ADN de la Préparation ARN

1. Ajouter 9 ul d'eau sans nucléase au culot d'ARN et assurez-vous le culot est dissous avant de procéder au vortex doucement le tube. Pour cela, ajoutez 1 pl de 10x Dnase Je tampon et 1 ul DNase recombinante (de la trousse DNase I), mélanger en tapotant doucement les tubes, brièvement tourner les tubes et incuber à 37 ° C dans un bain d'eau pendant 30 min.
2. Ajouter 2 ul réactif DNase d'inactivation (de la trousse DNase I) à l'échantillon et incuber à température ambiante pendant 2 min et mélanger souvent en tapotant doucement le tube. Centrifuger à 12 000 g pendant 10 min et le transfert d'environ 10 pi du surnageant clair à un nouveau tube de 1,5 ml de la centrifugeuse.
3. Mesurer la concentration de l'ARN en utilisant un spectrophotomètre ou NanoDrop.

6. Faire ADNc à partir d'ARN

1. Ajouter ème volume nécessairecontient à 1 pg de l'ARN et de porter le volume total à 8 ul par addition d'eau exempte de nuclease. Pour cela ajouter mM dNTP 1 pi 10 mélanger et 1 pl de hexamères aléatoires du Kit Exposant First Strand Synthesis. Mélanger doucement et incuber à 65 ° C pendant 5 min dans une baignoire d'eau ou sur un thermocycleur pré-programmé.
2. Ajouter un prémélange contenant les réactifs suivants: 2 ul de 10 x tampon RT, 4 pi de 25 M de _MgCl2, 2 ul de DTT 0,1 M et 1 ul de RNase OUT (40 U / ul).
   NOTE: Les volumes sont donnés par réaction, l'utilisateur aurait besoin de faire évoluer en fonction des besoins expérimentaux de une.
3. Après avoir retiré l'ARN contenant l'échantillon à partir de 65 ° C, mettre le tube à la température ambiante pendant une minute. Ajouter la solution de prémélange 9 pi et incuber à température ambiante pendant 2 min. Ajouter 1 pi d'enzyme Superscript II de la transcriptase inverse (50 U / ul), puis incuber à température ambiante pendant 10 min.
4. Incuber les échantillons à 42 ° C pendant 50min pour la transcription inverse de se produire.
5. Incuber les échantillons à 70 ° C pendant 15 min pour achever la réaction.
6. Placer les échantillons sur la glace brièvement et ajouter 1 pl RNAseH (2 U / pl) et incuber à 37 ° C pendant 20 min.
7. Centrifuger brièvement les tubes à 3000 xg à centrifuger le liquide de condensation.
   REMARQUE: ce est l'ADNc qui sera utilisé pour la PCR quantitative. ADNc peut être stocké dans le congélateur à -20 ° C jusqu'à ce que la configuration PCR. ADNc peut également être dilué avec de l'eau sans nucléase avant de procéder à la PCR.

7. PCR quantitative

1. Faites un mélange maître contenant les réactifs suivants (les volumes sont donnés par réaction): 6,3 ul de 2x Sybr Green Mix, 0,6 pi de Forward Primer (10 de M), 0,6 pi de amorce inverse (10 M) et 0,5 pi de nucléase eau libre .
   REMARQUE: conception d'amorce a été effectuée en utilisant le choix dans la page de la séquence nucléotidique du NCBI 'amorces de prise en charge pour le gène d'intérêt.
2. Ajouter 10 ul mastermix à chaque puits d'une plaque PCR 96 bien. Ajouter 2,5 ul d'ADNc faites plus tôt pour le puits contenant l'mastermix. Assurez-vous de mettre en place des réactions de PCR en triple pour chaque échantillon.
3. Après avoir terminé l'addition du mélange maître et l'ADNc, couvrir la plaque PCR en utilisant une feuille adhésive optique pour sceller les puits. Faites tourner la plaque brièvement pendant 5 min à 500 g dans une centrifugeuse de table pour régler tout le liquide au fond du puits.
4. Charger la plaque sur une machine PCR RT-PCR pré-programmé. Utilisez les paramètres de la PCR fournis dans le tableau 1.
5. L'analyse des données: Utilisez les valeurs C _t de la sortie qPCR pour d'autres calculs. Avec le gène de test, mettre en place des réactions de PCR pour les gènes de contrôle interne, 18S (pour assurer entrée égale) et β-actine (contrôle négatif). Calculer fold changes basés sur la méthode ΔΔCt ^37.

Résultats

Les figures 1A et 1B montrent l'expression relative de BDNF et GABRD par rapport au gène de la β-actine de contrôle. BDNF, une neurotrophine est souvent associée à des effets neuroprotecteurs dans de nombreuses maladies neuronales ^38-41. Il est donc intéressant d'analyser le profil d'expression du BDNF en réponse à la stimulation de l'ATN qui donne un bénéfice thérapeutique aux patients épileptiques. Sur la figure 1A qui montre le ...

Discussion

Suite à l'ouvrage de référence par Benabid et al. Dans l'utilisation de la stimulation cérébrale profonde pour traiter la maladie de Parkinson et le tremblement essentiel, la technique chirurgicale DBS a été étudié avec beaucoup d'intérêt au cours de la dernière décennie pour traiter de nombreux troubles neurologiques ^6,10,43. DBS études ciblant différentes régions neuro-anatomique du circuit du cerveau sont actuellement effectuées par de nombreux groupes pour traiter les...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Deep Brain Stimulation Surgery
Stereotactic frame	Kopf Instruments	Model 900
Drill	Dremmel	7700, 7.2 V
Scalpel	BD	372610
Ketamine	Patterson Veterinary	07-803-6637	Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Xylazine	Patterson Veterinary	07-808-1947
Buprenorphine	Patterson Veterinary	07-850-2280	Schedule III Controlled Substance, procurement, use and storage according to institutional rules
Surgical staples	ConMed Corporation	8035
Sutures (3-0)	Harvard Apparatus	72-3333
Syringe (1 ml, 29 1/2 G)	BD	329464	Sterile, use for Anesthesia administration intraperitoneally
Syringe (3 ml, 25 G)	BD	309570	Sterile, use for Analgesia administration subcutaneously
Needles	BD	305761	Sterile, use for clearing broken bone pieces from the burr holes
Ethanol	Fisher Scientific	S25309B	Use for general sterilization
Eye Lubricant	Fisher Scientific	19-898-350
Stimulator	Medtronic	Model 3628
DBS electrodes	Rhodes Medical Instruments, CA	SNEX100x-100 mm	Electrodes are platinum, concentric and bipolar
Betadine (Povidone-Iodine)	PDI	S23125	Single use swabsticks, use for sterilizing the scalp before making incision
Brain Dissection and Hippocampal tissue isolation
Acrylic Rodent Brain Matrix	Electron Microscopy Sciences	175-300	www.emsdiasum.com
Razor Blade	V W R	55411-050
Guillotine Scissors	Clauss	18039	For decapitation, make sure these scissors are maintained in clean and working condition
Scissors	Codman Classic	34-4098	Use for removing the brain from the skull
Forceps	Electron Microscopy Sciences	72957-06	Use for removing the brain from the skull and for handling during dissection
Phosphate Buffered Saline	Boston Bioproducts	BM-220
RNA Extraction and cDNA Preparation
Tri Reagent	Sigma	T9424	Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Syringe (3 ml, 25 G)	BD	309570	Use for tissue homogenization
Chloroform	Fisher Scientific	BP1145-1	Always use in a fume hood and wear protective goggles while handling; avoid contact with skin
Isopropanol	Fisher Scientific	A416-1
Glycogen	Thermo Scientific	R0561
Dnase I Kit	Ambion	AM1906
Superscript First Strand Synthesis Kit	Invitrogen	11904-018
Tabletop Microcentrifuge	Eppendorf	5415D
Quantitative PCR
SYBR Green PCR Kit	Qiagen	204143
Custom Oligos	Invitrogen	10668051
PCR Plates (96 wells)	Denville Scientific	C18080-10
Optical Adhesive Sheets	Thermo Scientific	AB1170
Nuclease free Water	Thermo Scientific	SH30538-02
Real Time PCR Machine	Applied Biosystems	7500