Rongeur de travail Modèle de coeur pour l'étude de la performance myocardique et la consommation d'oxygène

Résumé

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

Résumé

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions.

In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Introduction

L'étude des organes isolés permet de contrôler les conditions physiologiques au - delà de ce qui est possible in vivo. Ex vivo des préparations cardiaques ont d' abord été décrits par Otto Langendorff, ¹ qui a décrit un modèle isolé avec une perfusion rétrograde. Par la suite, d' autres ont décrit le modèle «travailler cœur», dans lequel le myocarde effectue à la fois la pression et le volume de travail. ² Ces préparations ont joué un rôle dans les mécanismes d'action du myocarde, ³ métabolisme du myocarde, ^4-6 et les effets des médicaments cardiotoniques élucidant. ^{7- 9}

L'utilisation de médicaments qui améliorent la contractilité myocardique est fréquente chez les patients gravement malades. Cependant, peu de données sont disponibles pour comparer les effets relatifs de ces médicaments sur la contractilité et de la consommation en oxygène du myocarde, les données qui peuvent être utiles dans la prise en charge des patients présentant des signes cliniques d'insuffisance cardiaque de dans le cadre post-opératoire. ¹⁰ Cependant, parce que la plupart des médicaments cardiotoniques affectent non seulement le myocarde, mais aussi la résistance artériolaire, la capacité veineuse ^11, et le taux métabolique d'un patient, ¹² ex vivo modèles cardiaques isolés restent les meilleurs moyens par lesquels pour étudier les effets de ces médicaments sur le myocardique appropriée.

Nous décrivons l'utilisation d'un modèle ex vivo pour l'étude des médicaments inotropes sur la fonction cardiaque et la consommation d'oxygène indépendant de la charge. Coeurs de rats Sprague Dawley ont été canules en utilisant un modèle ventriculaire gauche travail cardiaque et perfusées en utilisant un perfusat Krebs Henseleit modifié. pressions auriculaires aortiques et gauche ont été contrôlés. Les cathéters pression-volume d'impédance ont été placés dans le ventricule gauche par ponction apicale pour la surveillance continue de la fonction systolique et diastolique. La consommation d'oxygène a été mesurée en continu comme la différence indexée de la teneur en oxygène entre perfus auriculaire gaucheate et l'effluent de l'artère pulmonaire. Les médicaments à tester ont été perfusé dans le bloc auriculaire gauche, et les variations du rendement et de l'oxygène métabolisme cardiaque ont été mesurés et comparés à une valeur de référence précédente.

Protocole

Ce protocole est effectué en vertu d'un protocole en vigueur dans les soins des animaux et l'utilisation du comité de l'institution.

1. Préparation à l'étude

1. Allumez le bain d'eau pour chauffer le réservoir tampon de Krebs-Henseleit (KHB) (réglé à 42 ° C).
2. Préparer 16 litres de KHB contenant (en mM) 128 NaCl, 5,7 KCl, 1,3 _MgSO4, 25 NaHCO _3, 2,7 _CaCl2, 0,53 EDTA 0,54 NaCl ₃ H ₃ O ₃ et 10,8 dextrose. ¹³ Les masses de substrat sont les suivantes : 27,584 g de NaCl, 1,58 g de KCl, 0,578 g de _MgSO4, 8,401 g de _NaHCO3, 1,47 g de _CaCl2, 0,744 g d' EDTA, 0,22 g NaCl ₃ H ₃ O ₃ et 7,208 g de dextrose.
   Note: ces composants peuvent être stockés dans des tubes coniques en forme de poudre pour une reconstitution au jour de l'expérimentation.
   1. Filtre 4 L d'eau déminéralisée à travers un filtre de 0,22 micron.
   2. Ajouter 3,7 L de cette eau à un 4 Lgobelet. Ajouter tous les composants à l' exception de _CaCl2 dans l'eau.
   3. Dissoudre le CaCl ₂ dans les 300 ml restants de l' eau en utilisant un bêcher séparé.
   4. Oxygéner la solution avec 95% O _2/5% CO ₂ à 1 L / min (LPM) pendant 5 min. Cela corrige le pH à 7,40 et améliore la dissolution de CaCl _2.
   5. Ajouter le CaCl ₂ au reste du KHB.
   6. Ajoutez le KHB rempli à un réservoir et circuler à travers tous les tubes pendant 30 min. Assurez-vous que le système est exempt de bulles macroscopiques. Oxygéné avec 95% O _2/5% de CO ₂ à 0,5 LPM.
      NOTE: KHB peut être stocké pendant une nuit dans le réfrigérateur pendant plus de 1 - 2 jours ramené à température ambiante et re-filtré pour l'utilisation. Ne pas réutiliser KHB entre les expériences.
   7. Préparez 2 x 50 ml béchers propres avec KHB de glace froide et les placer dans un seau de glace près de la station de dissection. Assurez-vous que le KHB est glacée (plutôt que réfrigéré) avant ex plantation du cœur.
   8. Placer le micro-pression-volume (PV) cathéter dans une seringue de 10 ml remplie de KHB filtrée pendant 30 minutes avant le calibrage, selon les instructions du fabricant.
      NOTE: La température de KHB utilisé pour imprégner le cathéter PV doit être aussi proche de 37 ° C que possible.
3. Préparer l'anesthésie et de la station de dissection pour l'animal.
   1. S'assurer isoflurane suffisante dans le réservoir. Dresser 500 U d'héparine dans une seringue de 1 ml; placer une aiguille de calibre 26 (1/2 ") sur cette seringue. Préparer un masque pour anesthésier l'animal.
4. Régler la pression bloc de perfusion aortique à 80 mmHg et l'oreillette gauche (LA) Pression bloc de perfusion à 10 mmHg. Ouvrir la fois le bloc aortique et le bloc LA pour permettre au chaud KHB à égoutter. Lorsque vous êtes prêt à disséquer l'animal, ouvrez le bloc aortique pour permettre une perfusion lente constante de KHB out.
5. Calibrer le cathéter de PV selon les instructions du fabricant.

"> 2. Préparation des animaux et Dissection

NOTE: Pour de meilleurs résultats, assurez-animal est comprise entre 300 et 500 g; nous avons constaté que le poids des animaux comprise entre 425 à 450 g est idéal pour notre système.

1. Anesthésier l'animal dans une chambre en utilisant de l'isoflurane (1-2%) jusqu'à ce que l'animal est inconscient. Transférer l'animal vers la station de dissection et de placer le masque d'anesthésie avec de l'isoflurane et de l'oxygène sur l'animal. Effectuer pincement de l'orteil pour évaluer le niveau de sédation. Appliquer vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
2. Injecter de l'héparine, 500 unités intrapéritonéale dans la cavité abdominale. Autoriser 10 min pour le Héparine d'être absorbé. Fixer les membres de l'animal avec du ruban adhésif pour améliorer la visualisation du thorax.
3. Dissection du cœur.
   1. Une fois assurant qu'il n'y a pas de réponse à un pincement de l'orteil, soulever la peau loin de la cavité abdominale avec une pince, puis utiliser des ciseaux pour inciser la cavité péritonéale, suivant la courbe de til diaphragme retour à l'angle postérieur des côtes.
   2. Une fois que le diaphragme est visible, à l'aide de petits ciseaux, coupés le long de la surface antérieure de la membrane suivant la direction des coupes antérieures pour permettre l'entrée dans le thorax. Étendre chaque coupe le long de la ligne axillaire bilatérale à l'aisselle.
      REMARQUE: Les étapes suivantes doivent être effectuées de manière efficace puisque la ventilation sera compromise lorsque le diaphragme est incisé.
   3. Rentrez la cage thoracique antérieure du processus xiphoïde en utilisant une pince. Inciser le péricarde et la plèvre.
   4. Identifier la veine cave inférieure (VCI) et de l' aorte juste au- dessus du diaphragme et se rétracter en bloc à l' aide antérieure pince émoussée.
   5. Utilisation de grands ciseaux, courbes, faire rapidement une incision dans la VCI et l'aorte, en tirant le cœur et les poumons de la poitrine en bloc. Couper l'œsophage, la trachée, les artères et les veines brachiocéphaliques céphalique pour enlever le cœur et les poumons du thorax. Exciser le tontissu micro avec ce bloc de tissu. Prenez soin de ne pas couper la partie proximale de l'aorte ascendante.
   6. immerger immédiatement le cœur et les poumons dans la glace froide KHB et passer à l'appareil de Langendorff, précédemment mis en place comme décrit à l'étape 1.

3. Aortic Cannulation

1. Placez le complexe cœur-poumon dans un plat et d'orienter le cœur avec le thymus et des gros vaisseaux face à l'expérimentateur et la face postérieure des poumons face à la table. Séparer les deux lobes du thymus et d'identifier le décollage des artères brachiocéphaliques de l'aorte.
   1. Draper l'aorte au-dessus de la bordure de la capsule et sectionner l'aorte à l'aide de petits ciseaux environ 5 mm au-dessus de la valve aortique, juste en amont de l'envol de l'artère sous-clavière droite.
      NOTE: L'incision doit donner un cercle autour propre - l'aorte en coupe. Si elle est hors-angle (ie, un large ovale)ou incomplète, répéter la coupe pour obtenir le résultat souhaité. Cela facilitera l'efficacité canulation aortique.
2. En utilisant 2 paires de pinces incurvées de chaque côté de l'aorte, l'aorte guider au-dessus de la canule aortique (qui doit être dégouline lentement avec du KHB). La valve aortique devrait rester 1 - 2 mm en dessous de la pointe de la canule.
   1. Après l'aorte cathétérisme, repositionner la pince perpendiculairement à l'aorte pour maintenir l'aorte en place. Sinon, placez une petite pince à travers l'aorte pour maintenir le complexe cœur-poumon en place, permettant à un seul expérimentateur de compléter ce modèle.
3. Demander à un assistant passer une suture de soie 4-0 juste en dessous de la pince et une cravate en place, en boucle autour de la canule et en attachant plusieurs fois à la fois devant et derrière le cœur. Ouvrez la canule complètement pour commencer à plein débit aortique rétrograde. Observer le coeur battre vigoureusement.
   NOTE: Si le cœur ne commence pas à battre rapidement (~ 200 BPM) et vigoureusement, laattacher ou d'une canule peut être occlure une ou l'autre des artères coronaires. Si cela est suspecté, enlever la cravate et le repositionner à l'écart des artères coronaires. Si le cœur distend et ne bat pas, la canule peut être à travers la valve aortique. Si les fuites de l'artère coronaire (sprays KHB de la racine de l'aorte), faire avancer la canule plus proche de la valve aortique (ce phénomène peut se produire si une artère brachiocéphalique est Cathétériser à la place de l'aorte ascendante).

4. Veine pulmonaire Occlusion et préparation de l'artère pulmonaire pour Cannulation

NOTE: Le but de cette étape est de créer un système auriculaire gauche fermée pour veiller à ce que tout le volume et la pression du bloc auriculaire gauche est transmis aux structures cardiaques gauches. Le non-obturer complètement les veines pulmonaires pourrait entraîner une carence en précharge et peut fausser les résultats ou créer une préparation instable de travail cardiaque.

1. Retirez le thymus pour améliorer l'exposition des ee artère pulmonaire (PA).
2. faire tourner manuellement la canule aortique de sorte que la face postérieure du coeur fait face à l'opérateur. Disséquer les navires menant au poumon droit. Suspendre le tissu pulmonaire droite à l'aide des pinces pour délimiter ces navires. En utilisant des pinces chirurgicales moyennes et grandes (ou suture), obturer l'artère pulmonaire droite et de la veine et des bronches avec un seul clip. Réséquer distale du poumon droit au clip.
   NOTE: En raison de la difficulté à disséquer l'artère pulmonaire libre, notre pratique est de boucher les veines pulmonaires pour distendre l'artère pulmonaire, ce qui rend plus facile à inciser sans blesser les structures à proximité dans un modèle de cœur battant.
3. Répétez l'étape 4.2 sur le poumon gauche.
   NOTE: les pièges potentiels et la résolution de problèmes: Une fois que les deux artères pulmonaires sont occlus, l'oreillette droite seront visiblement distendre et le cœur peuvent devenir bradycardie. En effet, le ventricule droit devient sous pression. Si cela ne se produit pas, il est probable que la pulmveines coronaire ne sont pas complètement occlus, et que la précontrainte sera insuffisante pour travailler en mode cardiaque. Si le cœur ne parvient pas à maintenir le débit cardiaque après l'oreillette gauche (LA) cathétérisme et de tentative de transition vers le cœur (voir ci-dessous) de travail, envisager de placer des clips supplémentaires ou une cravate autour des souches de la veine pulmonaire pour obturer toute fuite résiduelle. Une fois que les AP sont occlus, cependant, l'étape 5 doit être effectuée immédiatement pour minimiser l'ischémie myocardique. A noter que certains chercheurs incise l'artère pulmonaire avant la ligature des veines pulmonaires afin d'éviter la pressurisation du ventricule droit.
4. incision artérielle pulmonaire
   1. Faire tourner la canule aortique de sorte que la face antérieure du coeur fait face à l'opérateur. Identifier l'artère pulmonaire. Encore une fois, cette artère peut être distendu. Utilisation de petits ciseaux faire une incision transversale environ 3 mm au-dessus de la valve pulmonaire.
      NOTE: Ce sera immédiatement soulager la pression et la fréquence cardiaque peut augmenter. Êtreprovoquer cette canule est facile à déloger, cathétériser l'artère pulmonaire après cathétérisme auriculaire gauche est terminée.

5. Gauche Atrial Cannulation

1. Tourner la canule aortique de sorte que l'oreillette gauche fait face à l'opérateur. En utilisant les petits ciseaux, faire un 2 - mm incision 3 dans la partie supérieure du corps de l'oreillette gauche, environ 3 mm au-dessus de la rainure auriculo-ventriculaire.
   1. Positionner la canule auriculaire gauche perpendiculaire au plan de la valve mitrale et pointé vers le septum auriculaire.
   2. Ouvrez la canule LA jusqu'à ce que les flux KHB. Assurez-vous que le KHB est chaud au toucher (il fait froid rapidement lorsque vous êtes assis dans tous les tubes non chemisé) afin d'éviter la dysfonction myocardique due à l'hypothermie après la transition au mode de travail. Transition à un taux de goutte à goutte pendant cathétérisme.
2. En utilisant des pinces pour maintenir une contre-traction, insérer la canule auriculaire dans le corps de l'oreillette gauche, en prenant soin de ne pas utiliser excessive force, qui peut déchirer l'atrium.
   NOTE: La canule LA doit être positionné de telle sorte qu'il se trouve au milieu de l'atrium sans aucune tension sur la paroi de l'oreillette.
3. Passez une suture 4-0 de soie autour du corps de l'oreillette gauche et faites un noeud pour créer un joint de l'oreillette autour de la canule. Veiller à ce que la face postérieure de l'oreillette gauche est inclus dans le fil de suture. Ajouter sutures supplémentaires si nécessaire. Une fois scellé, tirez la canule arrière 1 - 2 mm de sorte qu'il se trouve au milieu de l'atrium plutôt que contre le septum auriculaire.
   NOTE: La raison la plus courante que le cœur devient malperfused lors de la transition vers le mode de travail du cœur est que la canule LA bute contre le septum interauriculaire, qui obture entrée auriculaire gauche. Le tracé LA change souvent de démontrer une bonne vague d'onde et v lorsque la canule est en bonne position (voir la figure 2F).
4. Ouvrez le robinet de la canule LA entièrement pour administrer la précharge complète à l'oreillette gauche. Surveiller letaux de goutte à goutte du coeur (qui provient de l'effluent coronaire). Assurez-vous que le taux d'égouttage ne change pas lorsque la canule LA est ouverte. Dans le cas contraire, retie l'oreillette autour de la canule, comme décrit à l'étape 6.4, car cela représente une fuite dans le système.

6. pulmonaire canulation de l'artère et la transition vers le mode de travail de coeur

1. Si la mesure de la consommation d'oxygène du myocarde (ou d'autres substances dans les effluents coronaires, tels que les niveaux de drogue ou cytokines), insérer 1/32 "tube flexible dans l'incision avant dans l'artère pulmonaire.
   NOTE: La consommation d'oxygène est mesurée par la différence de teneur en oxygène entre perfusat auriculaire gauche et de l' effluent de l' artère pulmonaire ^2.
   1. Pour la mesure continue de la consommation en oxygène du myocarde, en utilisant une électrode à oxygène en ligne pour comparer l'oreillette gauche et du sinus coronaire effluent.
   2. Recueillir l'effluent du sinus coronaire (à la fois l'artère pulmonaire et ruisselant du coeur) dans un cyl graduéinder pour la quantification chronométré du flux coronaire.
   3. Calculer la consommation d'oxygène myocardique comme décrit précédemment. ²
2. Transition à travailler en mode cardiaque en éteignant la pompe aortique rétrograde.
   REMARQUE: Lorsque cela est fait, la pression LA devient la pression de précharge et de la résistance qui a été fourni précédemment résistance à la pompe rétrograde en mode de Langendorff fournit maintenant une résistance à un débit cardiaque, la création d'une pression artérielle moyenne. Si la pression artérielle moyenne devient inférieure à ~ 80 mmHg, la cause est probablement liée à une ou l'autre précharge ou la fonction myocardique. Le problème le plus probable est la canule de l'oreillette gauche, qui doit être ajustée après le redémarrage de la pompe rétrograde.

7. L'insertion du cathéter de volume Pression ventriculaire gauche

NOTE: Le cathéter de PV peut être placé soit rétrograde (à travers la valve aortique) ou par ponction apical. L'avantage de rétrograde est que position est plus uniforme et il évite la nécessité d'une ponction apical et les risques concomitants de lésions coronaires ou une perte de la précharge. Toutefois, le placement rétrograde peut parfois être très difficile, donc nous décrire à la fois techniques ici.

1. Fixer un cathéter 1,4 pression-volume français au système de boucle de volume de pression. Calibrer le système chaud KHB selon les instructions du fabricant. Veiller à la forme d'onde est visible en temps réel. Amener le cathéter et les câbles à proximité de la surface du VG afin de ne pas déloger après le placement.
2. Pour le placement rétrograde, ouvrir la vanne réglable et nourrir le cathéter PV doucement à travers la valve aortique jusqu'à ce qu'une pression stable et le volume de forme d'onde sont identifiés. Évitez l'utilisation excessive de la force qui peut endommager la valve aortique ou de percer l'apex ventriculaire.
   REMARQUE: On a trouvé qu'il est important de réduire au minimum la longueur du tube et le nombre de spires que le cathéter PV doit traverser pour se rapprocher de l'AV. Ilpeut être utile pour réduire le tube qui est livré avec le système.
3. Pour le placement apical, utiliser un 24 G angio-cathéter pour créer une perforation apicale dans le LV. Assurez-vous d'éviter la partie antérieure gauche artère coronaire descendante. Dirigez l'aiguille vers la valve aortique de l'apex du ventricule. Faire avancer le cathéter pression-volume dans le corps de la LV. Cesser de faire avancer le cathéter dès que la pression et le volume de la forme d'onde LV est identifiée.
4. Une fois le cathéter pression-volume est en place, déplacer la chemise d'eau en position autour du cœur. Fixer le cathéter à la paroi de la chemise d'eau avec un petit morceau de ruban adhésif.
5. Veiller à au moins une période de 30 min de la stabilité avant le début des mesures ou interventions.

8. La perfusion de médicaments

1. (Facultatif) Infuser médicaments (par exemple, la dopamine) dans le bloc auriculaire gauche en utilisant une pompe de médicament standard.
   NOTE: Nous avons des médicaments dosés selon le groe corps animal poids depuis débit équivalent à un débit cardiaque entier passe à travers le bloc auriculaire; seule une petite partie de celle - ci passe par la circulation coronaire, comme il le fait in vivo. En variante, un second ensemble de perfusat peut être créé avec une concentration prédéfinie de médicament et utilisé pour perfuser le cœur.
   REMARQUE: Dans notre protocole, nous perfuser des médicaments sur une période de 12 min, la collecte des données physiologiques au cours de la dernière 10 min de chaque perfusion et en la comparant à une base de 10 minutes précédant immédiatement.

9. Physiologique Manipulations

1. Rythme cardiaque
   1. (Facultatif) suture deux fils de stimulation sur la paroi de l'oreillette droite et le joindre à un dispositif de stimulation temporaire.
      NOTE: Cela permet un contrôle précis de la fréquence cardiaque (au-dessus du taux de sinus natif) et une compréhension de la relation entre la fréquence cardiaque et de la contractilité indépendante d'un médicament cardiotonique.
2. Preload
   1. Varier lapré-charge (défini comme le volume d'extrémité gauche ventriculaire diastolique) en faisant varier la hauteur de la colonne d'alimentation du bloc auriculaire gauche.
3. Tension artérielle
   1. Manipuler la pression sanguine (le principal déterminant de la postcharge dans ce modèle) en utilisant les valves de pression sur le IH-51.
4. contenu coronaire d'oxygène
   1. Réaliser divers degrés d'hypoxie du myocarde en perfusant le coeur avec du KHB saturé dans divers mélanges de gaz. Pour ce faire, en utilisant des réservoirs gainés séparés (chacun avec son propre mélange de gaz) pour assurer l'équilibre entre le gaz et KHB.
   2. Accomplir ischémie coronarienne par suture ligaturer une artère coronaire distale.
      REMARQUE: La ligature des artères coronaires proximales dans le mode de travail cardiaque peut entraîner un dysfonctionnement du myocarde mortels.
   3. Provoquer ischémie coronarienne globale en interrompant ou en retardant une perfusion rétrograde pour une période de temps définie.

Résultats

Un schéma d'un cœur entièrement instrumenté en perfusion rétrograde (figure 1A) et du ventricule gauche cardiaque de travail (figure 1B). Aortique typique, auriculaire gauche et la pression ventriculaire gauche et le volume des tracés sont présentés dans la figure 2A -. D La pression typique diastolique final est d' environ 3 - 5 mmHg dans ce modèle, et la pression systolique maximale est d' environ 100 mmHg Figure 2F montre le changement. à gauche du traçage auriculaire lorsque la canule lA est éloignée de la cloison auriculaire lors de la pose et le positionnement de la canule. Dans ces expériences, la pression aortique a été réglée à 90 mm Hg et la pression LA a été réglée à 10 mm Hg.

Pour tester les effets des catécholamines, chaque paramètre physiologique (provenant principalement du cathéter pression-volume et le logiciel associé) a été comparé au précédent immédiatement période de référence. Dans l'exemple représenté, la dopamine a été infusée à 15 ug / kg / min dans le bloc de l'oreillette gauche. Bien que la pression en fin de diastole est identique dans les deux conditions (compte tenu de la pression auriculaire fixe dans ce modèle), le volume télédiastolique du ventricule gauche diminue de 2,5%, et le volume du ventricule gauche systolique diminue de 4,9%, ce qui donne un volume d'éjection systolique accru (figure 3A). Par rapport aux perfusions de placebo, le travail gauche de course ventriculaire, identifiée comme la zone à l' intérieur de la courbe pression-volume, a augmenté de 32% pendant le traitement par la dopamine (figure 3B, P <0,001, test t, n = 10 par groupe). Cela a été associé à une plus grande augmentation de la consommation d'oxygène du myocarde par rapport à perfusions de placebo (Figure 3C). De cette façon, la puissance et l'énergie coûts relatifs des différents médicaments et les doses cardiotoniques peuvent être comparés les uns aux autres indépendamment de leurs effets sur les conditions de chargement.

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Figure 1: Diagramme de flux dans un coeur entièrement instrumenté in Retrograde Perfusion et mode Coeur de travail (Groupe A: le mode Langendorff; Panel B:.. Le mode de travail cardiaque En mode rétrograde, KHB est infusé à une pression ensemble de perfusion dans la racine de l' aorte. ce mode est utilisé pour récupérer le myocarde suivant la période d' ischémie et pendant l' instrumentation. Dans le mode de travail du cœur, perfusat coule à travers le cœur gauche avant perfuser la circulation coronaire. Dans ce mode, le myocarde doit générer sa propre pression de perfusion. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2: pression représentant et volume Tracings obtenus lors de mesures de base. (A) de pression de la racine aortique, (B) a laissé la pression auriculaire, (C) la pression ventriculaire gauche et (D) ventriculaire gauche tracés de volume au cours d' une mesure de référence sont affichés. Le volume systolique, le travail de la course, le débit cardiaque, tau, et d'autres paramètres peuvent être automatiquement calculées et affichées en temps réel par le logiciel. Un tracé émoussée gauche auriculaire (E) associé à un débit cardiaque pauvre en travaillant en mode cardiaque peut être un indice que la canule est malposition dans l'oreillette gauche. Notez que l'onde v de premier plan dans la gauche le traçage de la pression auriculaire bien placée est commune, probablement due à une conformité auriculaire gauche diminué chez l'animal instrumenté. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

. Figure 3: Effet de la dopamine sur les résultats pression-volume Courbe de perfusion de la dopamine dans un virage à gauche dans la courbe PV (A), comprenant un volume d'éjection systolique accrue, une diminution de la fin du volume systolique, en comparaison avec des mesures de référence. Notez que la forme de certains composants de ces courbes PV diffèrent de celles habituellement mesurées in vivo (voir Figure 4) en raison de l'absence de artérielle et élastance veineuse. (B) Par rapport à une ligne de base qui précède immédiatement, le travail de l' AVC a augmenté beaucoup plus pendant les perfusions de la dopamine que le placebo (**, P = 0,0017, test t), de même que la consommation d'oxygène du myocarde (*, P = 0,013, test t, C). En utilisant ce modèle, la consommation d'oxygène myocardique moyenne au départ était de 0,22 ± 0,02 mmol O ₂ / gramme de tissu / minute, en utilisant un dissolv estiméed teneur en oxygène de 165 pmol / L dans du sérum physiologique à 40 ° C De telles mesures peuvent être utilisées pour comparer la consommation d'oxygène du myocarde de divers médicaments. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4: Analyse des boucles de volume de pression. La boucle théorique Pression-Volume Montré décrit le cycle normal cardiaque Après aortique fermeture valve (AV) (1), la contraction se produit isovolémique (1 - 2). Que la pression ventriculaire diminue en dessous de la pression auriculaire. La durée de cette phase est représentée par Tau. La valvule mitrale (MV) ouvre alors simultanément à la systole auriculaire, le remplissage du ventricule (2 - 3). Systole commence alors avec contracti isovolémiquele (3 - 4) jusqu'à ce que la pression ventriculaire est supérieure à la pression artérielle diastolique, au cours de laquelle débouche la prise AV. Le volume systolique est la différence entre les lignes 1 - 2 et 3 -. 4 travail de l' AVC est la zone dans le 1 - 2 - 3 -. Courbe 4 S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

Ce modèle de travail cardiaque évaluation de la performance ventriculaire permet un contrôle complet de la précharge ventriculaire et la postcharge, la tension d'oxygène du perfusat, ainsi que la fréquence cardiaque. Parmi d' autres facteurs, il permet d' évaluer les effets myocardiques intrinsèques des médicaments inotropes indépendants de précharge et la postcharge, qui moyens qui ne sont pas possibles en utilisant un modèle in vivo. Parce que ce modèle utilise un perfusat cristalloïde, il permet d' évaluer le myocarde sans interférence de l' hémoglobine, ce qui simplifie l' analyse spectroscopique des états d'énergie du myocarde, par exemple. ¹⁴ Dans ce modèle, l'oreillette droite est pas canulée dans le cadre de notre instrumentation, bien qu'il soit possible faire cela. Nous avons volontairement choisi de ne pas le faire dans le but de faciliter l'échantillonnage des flux de sinus coronaire pour l'évaluation de la consommation en oxygène du myocarde. Il est important, cependant, le cœur droit remplit toujours la pression et le volume de travail dans ce modèle comme il pompe le cosinus ronary se jettent dans la canule de l'artère pulmonaire. Fournir une certaine précharge ventriculaire droite améliore le positionnement du septum ventriculaire et améliore les performances du ventricule gauche, et est une composante importante de ce modèle. ¹⁵

Il y a plusieurs pièges expérimentaux à mentionner. Le premier est la canulation rétrograde initiale qui doit être effectuée de manière appropriée ( par exemple, en moins de 2 min) pour minimiser la période d'ischémie. La compétence la plus importante à maîtriser est l'isolement efficace, la préparation et la manipulation de l'aorte ascendante. Il est important que le moignon aortique pas être coupé trop court, en laissant suffisamment de place pour canulation au-dessus de la valve aortique. Cependant, il est également important que le moignon aortique ne soit pas trop long, ce qui peut provoquer radiculaire de l'aorte, autour de la canule. Il est également important que la canule de l'aorte et la racine aortique de façon appropriée être de taille adaptée. Une trop grande aorte sur une petite canule peut aussiconduire à radiculaire de la racine aortique sur la canule. L'artère sous-clavière droite prend généralement hors de l'aorte ascendante environ 7 mm au-dessus de la valve aortique. Identifier les vaisseaux brachiocéphaliques (environ 1 mm de diamètre) lors de la dissection et le rognage de l'aorte servent comme points de repère importants pour l'incision de l'aorte transverse. Découper l'aorte juste au-dessous du décollage de la première artère brachiocéphalique est conseillé. L'inclusion de ce navire dans la racine de l'aorte rognée conduit généralement à une fuite de KHB, et la perte de pression de la racine aortique lors de la transition vers le mode de travail du cœur.

Un autre aspect techniquement difficile de canulation est la canulation de l'oreillette gauche. Bien qu'il ne soit possible de cathétériser l'auricule cardiaque gauche, nous avons trouvé que la canule se coince fréquemment à l'intérieur de l'appendice, et ne passe pas facilement dans le corps de l'oreillette gauche. Ainsi, on préfère réaliser l'incision dans le corps de l'oreillette gauche, approximativement2 mm supérieure à la gorge. Auriculo-ventriculaire Il est important de positionner la canule auriculaire gauche dans le plan approprié avant l'insertion afin d'éviter de déchirer l'oreillette à paroi mince lors de la fixation de la canule.

Nous avons constaté que la taille idéale de l'incision de l'oreillette gauche était d'environ 3 mm. Création trop petite d'une incision peut également faire la mise en place de la canule auriculaire gauche plus difficile, et peut conduire à la déchirure de l'oreillette gauche. Nous utilisons une ligne droite, 8 mm, pièce biseautée de tube imperméable à l'oxygène (diamètre intérieur 2,9 mm) sur le bloc auriculaire gauche. Nous avons trouvé que l'utilisation de cela, plutôt que d'une canule avec un bord biseauté, conduit à canulation auriculaire la plus cohérente et facilite le processus de sécurisation du bloc auriculaire gauche. Quel que soit le tube utilisé, il est important de veiller à ce que l'extrémité du tube ne soit pas occulté par le septum auriculaire ou de la valve mitrale (comme décrit ci-dessus, nous avons trouvé que le tracé de l'oreillette gauche de la pression utile dans la présente regard), car même mouvement subtil de la canule auriculaire peut modifier de manière significative la précharge ventriculaire gauche et des mesures hémodynamiques résultantes. Pour la même raison, il est important de veiller à ce que l'oreillette gauche ne fuit pas, après l'ouverture du bloc auriculaire gauche. Il importe quel que soit le type de tube utilisé pour assurer que le tube à l'intérieur de ce système est imperméable à l'oxygène pour assurer l'apport d'oxygène adéquat vers le cœur.

Un autre aspect techniquement difficile de la procédure était la mise en place du cathéter de pression-volume (PV). Nous avons d'abord privilégié un placement rétrograde du cathéter à travers le bloc aortique. Bien que techniquement possible, nous avons trouvé qu'il est beaucoup plus simple et rapide pour placer le cathéter de PV par ponction transapical. Il faut prendre soin de surveiller la position du cathéter pendant la durée de l'expérience, au moment du cathéter peut se déplacer dans ou hors du ventricule gauche. Ceci peut être effectué en surveillant la PRESSUre et tracés de volume au fil du temps.

Enfin, il faut veiller à ce que la solution KHB est créé fraîche pour chaque expérience. Il est possible de peser sur les constituants de KHB et de les stocker dans des tubes coniques sous forme de poudre à l'avance. Le jour de l'expérimentation, ceux-ci peuvent être mélangés avec de l'eau stérilisée par filtration, le dioxyde de carbone / oxygène, puis calcium ajouté au mélange. Il est également important de se laver le système avec l'enzyme détergent en poudre actif tel que Tergazyme (ou similaire) et remplacer le filtre perfusat régulièrement.

Plusieurs limites de cette préparation expérimentale devraient être notés. En premier lieu, semblable à toutes les préparations de Langendorff cristalloïdes perfusé, KHB et d'autres perfusats asanguinous ont un oxygène diminué de manière significative la capacité de transport par rapport au sang. Bien que cela est partiellement compensée par la vasodilatation coronaire et le débit coronaire supraphysiologique, la préparation est pas tout à fait physiologic pour cette raison. En second lieu , en raison de la quasi infinie conformité de la chambre de Windkessel utilisée dans cet instrument, les pressions systoliques et diastoliques ne sont séparées au minimum (voir la figure 2A) et donc la pression de perfusion coronarienne est non physiologique. Cela peut être surmonté dans les futurs modèles en incorporant un composant élastance au bloc de post-charge. Troisièmement, comme avec toutes les préparations cardiaques isolées, le cœur subit une période définie (2 - 3 min) d'ischémie chaude qui est susceptible de créer une lésion du myocarde ou d'un dysfonctionnement. Minimiser cette blessure par la pratique de la technique est de la plus haute importance à des résultats représentatifs. En outre, bien que nécessaire pour le bien-être des animaux, les anesthésiques inhalés peuvent servir de coupe-infarctus précoce du processus de reperfusion, mais il est prévu que cet effet est rapidement supprimé comme le cœur est reperfusé avec KHB.

Le système de travail cardiaque décrit permet une grande variété de Physiolenquêtes ogic pertinents pour les soins aux patients, la recherche et l'enseignement. Avec quelques modifications supplémentaires, le système peut également être utilisé pour simuler la physiologie importants concernant les maladies cardiaques congénitales, y compris l'hypertension pulmonaire et seule la physiologie du ventricule. Limitations comprennent ce qu ' il est une préparation ex vivo, que le coeur est perfusé par un tampon au lieu d'une teneur plus élevée du sang en oxygène.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Sodium bicarbonate	Sigma-Aldrich	S5761	8.401 g/4 L
Ethylenediaminetetraacetic acid	Sigma-Aldrich	E6758	0.744 g/4 L
Potassium chloride	Sigma-Aldrich	P9333	1.580 g/4 L
Magnesium sulfate	Sigma-Aldrich	M7506	0.578 g/4 L
Sodium pyruvate	Sigma-Aldrich	P2256	0.220 g/ 4 L
Sodium chloride	Sigma-Aldrich	S3014	27.584 g/4 L
Dextrose	Sigma-Aldrich	D9434	7.208 g/4 L
Calcium chloride dihydrate	Sigma-Aldrich	C7902	1.470 g/4 L
Biventricular working heart model	Harvard Apparatus	IH-51
Pressure volume catheter	Millar, Inc	SPR-944-1	6 mm spacing catheter used
LabChart Pro 8	AD Instruments	Version 8.1